Pastoreo de sorgo por vacas de cría: intoxicación subaguda y crónica asociada a su consumo

Facultad de Ciencias Veterinarias -UNCPBA-

Pastoreo de sorgo por vacas de cría: intoxicación subaguda y crónica asociada a su consumo

Fanti, Sofía; Cantón, Germán; Machado, Claudio Octubre, 2019

Tandil

Pastoreo de sorgo por vacas de cría: intoxicación subaguda y crónica asociada a su consumo

Tesina de la orientación Sanidad Animal, presentada como parte de los requisitos para obtener el grado de Veterinario del estudiante: Fanti Sofía

Tutor: Dr. German José Cantón Director: Dr. Claudio Machado

Evaluador: Ing. María del Carmen Ferragine

Dedicatoria A mis abuelos, mis grandes compañeros.

Agradecimientos A mi familia, que fueron un apoyo incondicional desde el primer día de ingreso a la carrera.

A mis amigos, que hicieron de momentos difíciles alegrías infinitas.

A taba, mi fiel compañera.

A los docentes de la facultad, que gracias a ellos pude formarme en los conocimientos de esta hermosa profesión.

A los residentes del INTA Balcarce, que cerraron mi etapa de formación de la mejor manera.

Resumen El sorgo es un recurso forrajero cada vez más difundido en los sistemas de producción de carne bovina ya que aporta un gran volumen de alimento por superficie utilizada, de mayor rusticidad y capacidad de rebrote, a diferencia de otros cultivos. En ese sentido, es considerado un excelente recurso para cubrir la demanda de pastoreo durante el periodo estivo-otoñal u otoño-invernal de forma diferida. Como contraparte indeseable, se menciona su capacidad de acumular compuestos que ante ciertas circunstancias, son potencialmente tóxicos para los rumiantes: ácido cianhídrico y nitratos. Durante marzo del 2018 se registró un episodio clínico agudo de intoxicación en un rodeo de cría bovina consumiendo un sorgo en un establecimiento agrícola-ganadero del partido de Tres Arroyos.

Posteriormente, en el mes de julio del mismo año se registraron otros abortos, natimortos, nacimiento de terneros con malformaciones que morían en los primeros días de vida, afectando al 83.2% de los terneros nacidos. En este trabajo se describe este cuadro de intoxicación asociado al consumo de sorgo, se enumeran las condiciones que podrían haber predispuesto su presentación y se realizan recomendaciones para evitar nuevas pérdidas Palabras claves: intoxicación con sorgo, nitratos, malformaciones, bovinos, abortos.

ácido.

cianhídrico,

Índice 1. Introducción................................................................................................................................... 1 2. Revisión bibliográfica................................................................................................................... 2 2.1. Cultivo de sorgo .................................................................................................................... 2 2.2.Ácido cianhídrico .................................................................................................................... 4 2.2.a. Etiología .......................................................................................................................... 4 2.2.b Factores predisponentes ............................................................................................... 5 2.2.c Patogenia ......................................................................................................................... 5 2.2.d Signología ........................................................................................................................ 6 2.2.e Diagnóstico ...................................................................................................................... 7 2.2.f Tratamiento....................................................................................................................... 8 2.2.g Medidas preventivas ...................................................................................................... 8 2.3. Nitratos ................................................................................................................................... 9 2.3.a Principales factores que contribuyen a la acumulación del NO3 en la planta ..... 10 2.3.b Metabolismo .................................................................................................................. 11 2.3.c Toxicidad ........................................................................................................................ 12 2.3.d Cuadro clínico ............................................................................................................... 12 2.3.e Diagnóstico .................................................................................................................... 13 2.3.f Tratamiento..................................................................................................................... 14 2.3.g Medidas preventivas .................................................................................................... 15 3. Descripción de los casos .......................................................................................................... 16 3.1. Descripción general del establecimiento ........................................................................ 16 3.2. Presentación subaguda ..................................................................................................... 17 3.2.a Antecedentes ................................................................................................................ 17 3.2.b Signología ...................................................................................................................... 17 3.2.c Muestras y análisis solicitados ................................................................................... 18 3.2.d Resultados ..................................................................................................................... 18 3.2.e Diagnóstico .................................................................................................................... 19 3.3. Presentación crónica .......................................................................................................... 19

3.3.a Antecedentes ................................................................................................................ 19 3.3.b Problema ........................................................................................................................ 20 3.3.c Análisis realizados ........................................................................................................ 20 3.3.d Resultados ..................................................................................................................... 20 4. Discusión ..................................................................................................................................... 23 5. Conclusión................................................................................................................................... 25 6. Referencias bibliográficas........................................................................................................ 27

1. Introducción El sorgo es un recurso forrajero cada vez más difundido en los sistemas de producción de carne bovina ya que aporta un gran volumen de alimento por superficie utilizada, de mayor rusticidad y capacidad de rebrote, a diferencia de otros cultivos. En ese sentido, es considerado un excelente recurso para cubrir la demanda de pastoreo durante el periodo estivo-otoñal (Carrasco y col., 2011), y en muchos casos, este recurso es utilizado como diferido en

otoño-invierno

(Recavarren, 2011).

Entre algunas de sus características indeseables, se menciona su capacidad de acumular compuestos que ante ciertas circunstancias, son potencialmente tóxicos para los rumiantes: ácido cianhídrico y nitratos. Cuando la planta está en estado vegetativo, durante los primeros 40 cm de crecimiento, puede sintetizar y acumular ácido cianhídrico también llamado ácido prúsico. Este compuesto secundario (Ramos y col., 1998) bloquea la utilización del oxígeno inhibiendo la cadena respiratoria a nivel celular en los animales que la consumen. Clínicamente, esta intoxicación suele tener un curso agudo/hiperagudo, y se manifiesta con signos nerviosos (excitación, convulsiones, ptialismo), disnea y muerte (Bretschneider, 2011).

Por otro lado, los nitratos se acumulan en el sorgo y otros forrajes, cuando la velocidad de absorción desde el suelo supera la capacidad de la planta para utilizarlos en la síntesis proteica. Esto es predispuesto por condiciones climáticas como sequias prolongadas seguidas de lluvias copiosas, días nublados y temperaturas extremas. Los nitratos ingeridos son transformados a nitritos en el rumen y al entrar al torrente sanguíneo, transforman la hemoglobina en metahemoglobina, disminuyendo su capacidad de transporte de oxígeno, provocando anoxia tisular. (Radostits y col., 2002). Aunque la patogenia es diferente, la signología clínica de la intoxicación con nitratos es similar a la producida en una intoxicación con ácido cianhídrico; además, los animales afectados pueden manifestar diarrea y vómitos. Ante consumo de dosis no letales

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de nitratos, se menciona la ocurrencia de abortos y nacimiento de terneros prematuros (Perusia y Rodríguez Armesto, 2017).

Además de los cuadros clínicos de presentación aguda descriptos tanto por el consumo de ácido cianhídrico como de nitratos, se han reportado cuadros ante un consumo crónico, aproximadamente 2 meses después del consumo de sorgos.

Estos cuadros clínicos “retardados”, se manifiestan con incoordinación, ataxia e incontinencia urinaria en bovinos, ovinos y equinos (Bretschneider, 2011).Durante marzo del 2018, se registró un episodio clínico agudo de intoxicación en un rodeo de cría bovina consumiendo un sorgo en un establecimiento agrícola-ganadero del partido de Tres Arroyos. Posteriormente, en el mes de julio del mismo año se registraron otros abortos, natimortos, nacimiento de terneros con malformaciones que morían en los primeros días de vida, afectando al 83.2% de los terneros nacidos. En este trabajo se describe este cuadro de intoxicación asociado al consumo de sorgo, se enumeran las condiciones que podrían haber predispuesto su presentación y se realizan recomendaciones para evitar nuevas pérdidas.

2. Revisión bibliográfica 2.1. Cultivo de sorgo El sorgo (Sorghum spp.) es una gramínea originaria de África Central (Etiopía, Sudán) utilizada en gran parte del mundo para consumo humano y animal. Se adapta muy bien a zonas áridas o semiáridas y es capaz de soportar sequías prolongadas y retomar su crecimiento cuando reanudan las lluvias. Es moderadamente tolerante a suelos alcalinos y/o salinos y se desarrolla bien en terrenos preferentemente profundos. (Carrasco y col., 2011) Este cultivo se ha utilizado localmente para la alimentación animal, pero en el mundo alrededor de 500 millones de personas en más de 30 países utilizan este cultivo como base de su alimentación. El sorgo tiene la particularidad de no contener en su composición prolaminas (proteínas que componen el gluten) por lo 2

que lo hace un alimento ideal para el consumo de personas celiacas (Gruttaroti, 2017).

Los tipos de sorgo son “sorgo forrajero”, “sorgo granifero”, “sorgo azucarado” y “los híbridos doble propósito” (Carrasco y col., 2011). El sorgo forrajero se consume en su totalidad (tallo, hojas y granos) y el granifero se utiliza para aportar energía en la ración. Una gran ventaja del sorgo es que puede utilizarse tanto verde (pastoreo, silaje, etc.) como seco (diferido, rastrojo) y es versátil a las diferentes formas de almacenaje (Carrasco y col., 2011).

El sorgo forrajero puede consumirse como verdeo o diferido, o conservarse (ensilaje). El

ensilaje se realiza generalmente con variedades de nervadura

marrón (BMR de su sigla en inglés brown middle rib), azucarados y/o doble propósito (Carrasco y col., 2011). Esta alternativa de conservación es una gran herramienta para cubrir déficits forrajeros. La principal desventaja de este método de conservación es que si bien aporta gran volumen de forraje el aporte de proteína y en muchos casos de energía suele ser escaso. Acorde a recomendaciones de su uso (Carrasco y col., 2011), si el objetivo de su utilización es la recría se recomienda suplementar con una fuente de proteína como por ejemplo urea o expeller de soja, si se quiere alimentar a animales mayores de 260 kg se necesita proporcionar energía lo que podría suplirse con grano de maíz. En el caso de alimentar con este recurso a vacas de cría, no es necesaria la utilización de suplemento, si solo se quiere mantener el estado corporal.

El sorgo diferido suele realizarse con sorgo azucarado y es muy utilizado para el pastoreo con vacas en el periodo preparto (invierno). El volumen de producción si bien depende del tipo de suelo y de las precipitaciones en general podemos decir que una hectárea de sorgo diferido produce lo suficiente como para alimentar 100 vacas durante 7 días (Basla y Sosa, 2012).

El empleo del sorgo como verdeo tiene como ventaja una mayor producción (kg MS/ha) que otros verdeos de verano como la moha y el mijo y suele tener una buena eficiencia de cosecha gracias a su favorable relación tallo/hoja. Además, 3

tiene una buena capacidad de rebrote lo que lo diferencia del maíz (Carrasco y col., 2011). Si el sorgo va a ser utilizado como verdeo se sugiere el empleo de cultivares forrajeros como los del tipo fotosensitivo, azucaradas, sudan o sudan BMR ya que presentan una digestibilidad de la materia seca en torno a 5-10% mayor con respecto a otros híbridos forrajeros (Carrasco y col., 2011).

2.2.Ácido cianhídrico El ácido cianhídrico (HCN) es una potente sustancia que se sintetiza en alrededor de 120 especies de plantas como lo son el lino (Linum usitatissimum), el gramón (Cynodon dactylon) y el trébol blanco (Trifolium repens), pero se acumula particularmente en el sorgo (Sorghum spp) (Radostist y col., 2002). Los glucósidos son productos de desechos del metabolismo vegetal y es probable que formen parte de un sistema de defensa frente a herbívoros tales como insectos y moluscos (Radostist y col.,2002).

2.2.a. Etiología El HCN se genera al interaccionar el glucósido cianógeno (no tóxico) y la enzima hidrolítica (glucosidasa) ubicadas en compartimientos distintos en la célula vegetal en diferentes partes de la planta, en un proceso conocido como cianogénesis (Radostist y col., 2002). La toxicidad es mayor en los sorgos jóvenes ya que tienen mayor proporción de ambos componentes. Los microorganismos ruminales también poseen beta-glucosidasa. (Radostist y col., 2002).

Químicamente ocurre en la planta que: CN ß.glucosidasa ON enzima glucosa-O-C--- + H2O + maceración--> glucosa +HO---C---------> ----->HCN + C (Perusia y Rodriguez Armesto, 2017).

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2.2.b Factores predisponentes Los factores que pueden ocasionar ruptura de los compartimientos donde se alojan los glucósidos cianógenos son el clima (helada o granizo), el manejo (corte, picado o pisoteo del forraje), la masticación y la degradación del forraje por los microorganismos del rumen (Bretschneider, 2011). La mayoría de los casos de intoxicación están asociados a estrés hídrico ya que al limitarse el crecimiento de la planta, se concentran los componentes que forman el HCN (Plorutti, 2014) Las heladas no aumentan el contenido de glucósidos en la planta, pero tienden a acrecentar la cantidad de HCN libre por ruptura de los compartimientos celulares, provocando por lo tanto, un aumento temporal de su toxicidad. La aspersión con herbicidas también aumentan el peligro tóxico (Merck, 1970).

Dos factores inherentes a la planta son de suma importancia en los casos de intoxicación, el tipo de sorgo y su estado vegetativo. Con respecto al tipo, en orden de toxicidad se encuentran en primer lugar los materiales graníferos y al final de la lista, con menor toxicidad, los forrajeros. Los glucósidos se concentran en plantas de poco desarrollo o rebrotes y se diluyen en las plantas adultas (Plorutti, 2014).

Además del HCN proveniente del sorgo, los microorganismos ruminales tienen la capacidad de formar este compuesto a partir del glucósido no tóxico. Estos, por acción de la beta glicosidasa de origen ruminal, liberan la aglicona (alfahidroxinitrilo), la cual se transforma vía enzimática o no, en HCN que es rápidamente absorbido (Everist, 1981). Aproximadamente el 50% de las bacterias ruminales poseen beta glicosidasa que participa también en la degradación de la celulosa (Majak y Cheng, 1984).

2.2.c Patogenia La posibilidad de intoxicación con HCN se relaciona con la capacidad de detoxificación que tenga el animal. Mediante enzimas ubicadas en el tejido del animal (rodanasa) pueden disminuir la toxicidad transformando el HCN en tiocianato que se excreta fácilmente por orina (Radostist y col., 2002). La resistencia relativa que adquieren los animales que pastan continuamente glucósidos cianogenéticos posiblemente se deba a una perfección del sistema 5

enzimático de liberación del tóxico (Perusia y Rodriguez Armesto, 2017). El HCN es absorbido rápidamente a sangre desde el rumen y llega a los tejidos inhibiendo la cadena respiratoria a nivel celular (Bretschneider, 2011). Bloquea una variedad de metaloenzimas, entre ellas la oxidasa terminal (oxidasa del citocromo-c) del transporte oxidativo. La alta afinidad del cianuro por el ion férrico en el citocromo evita la transferencia de electrones (Smith, 2010).

En cuanto a la exposición crónica a pequeñas cantidades de cianuro puede producir efecto bociogeno. Las crías también pueden desarrollar bocio y malformaciones esqueléticas (Radostist y col., 2002). La mielomalacia (síndrome cistitis-ataxia) de los rumiantes y caballos se atribuye asimismo a la ingestión crónica con cianuro. En raras ocasiones, las yeguas y vacas que comen sorgo tienen crías con artogriposis, probablemente debida a una lesión del sistema nervioso central causada por el cianuro (Radostist y col., 2002).

2.2.d Signología Teniendo en cuenta esta patogenia, la signología característica de la intoxicación con HCN incluye excitación, dificultad respiratoria, presencia de espuma en la boca, salivación, convulsiones y, finalmente, muerte por asfixia (Perusiay Rodriguez Armesto, 2017). En general el cuadro es agudo y la muerte ocurre dentro de los 15 minutos de iniciado el consumo.

Se debe tener en cuenta también que los glucósidos ingeridos en pequeñas dosis por períodos prolongados pueden actuar como factores bociógenos (Perusia y Rodriguez Armesto, 2017).

Han sido reportados en USA, Australia y Argentina casos de intoxicación crónica, donde los signos clínicos comenzaron 2 meses después de iniciado el consumo de sorgos (Bretschneider, 2011). Se caracterizaron clínicamente con signos de ataxia de los miembros posteriores e incontinencia urinaria. Estos signos se 6

correlacionaron con lesiones degenerativas en las neuronas a nivel del sistema nervioso central. Estos cuadros se han asociado a concentraciones bajas de HCN si bien no se descarta la acción de otros compuestos aún no identificados como causante de esta presentación clínica retardada (Bretschneider, 2011).

2.2.e Diagnóstico El diagnostico puede llevarse a cabo a partir de los datos epidemiológicos, signología clínica, datos de necropsia y pruebas analíticas tanto a campo como en el laboratorio.

En el establecimiento se puede utilizar el test del papel picrosódico o reacción de Guignard (Cesar y Cóppola, 2016), que es rápido, sencillo y permite detectar la presencia de HCN en muestras del cultivo sospechoso, liquido ruminal, hígado o musculo de un animal intoxicado que haya muerto recientemente. El método consiste en dejar actuar los gases cianhídricos, que se desprenden de la muestra de forraje triturado, sobre una banda de papel absorbente impregnada de ácido pícrico y carbonato de sodio. Estos gases provienen de los glucósidos cianógenos que se encuentran acumulados en las plantas. (Castro y Rodríguez, 2012). Previo a realizar esta técnica el material vegetal debe triturarse y machacarse simulando la masticación de forma tal que haya ruptura de paredes celulares. Otra herramienta diagnóstica es la respuesta al tratamiento específico (ver item 2.2.f).

El muestreo de la planta se realiza en el potrero tomando 10 a 12 muestras al azar y en zig-zag (de manera que sean representativas), se corta la planta a la altura de pastoreo (10 cm de altura aprox.), se coloca en bolsas de nylon (aprox. 1 kg), se cierra herméticamente, se refrigera y se envía en una conservadora (Cesar y Cóppola, 2016). En el caso de que el animal tenga la posibilidad de seleccionar partes de la planta, se recomienda muestrear hojas inferiores y macollos secundarios, ya que suelen tener mayor proporción de glucósidos cianógenos (Castro y Rodríguez, 2012). Lo más recomendable para evitar que el HCN se volatilice es sumergirlas en una solución de cloruro de mercurio al 1%. También se las puede congelar rápidamente (Perusia y Rodriguez Armesto, 2017). La sangre

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debe ser tomada de vena yugular y enviar inmediatamente al laboratorio refrigerada (Cesar y Cóppola, 2016).

2.2.f Tratamiento El tratamiento de la intoxicación con HCN debe instaurarse con nitrito sódico e hiposulfito de sodio, ambos actúan para restablecer la respiración celular (Cesar y Coppola, 2016). El tratamiento consiste en administrar el nitrito sódico de forma endovenosa a razón de 10

cm3 de forma lenta, se esperan 5 minutos y se

administra el hiposulfito de sodio también por vía endovenosa 10

cm3. La

medicación completa puede repetirse a las 6 u 8 horas (Cesar y Coppola, 2016).

2.2.g Medidas preventivas A continuación se lista una serie de recomendaciones preventivas (Bretschneider, 2011). 

Pastorear el sorgo cuando la altura supere los 60 cm, aunque bajo condiciones de daño celular las concentraciones elevadas pueden persistir.



Contactar al veterinario en caso de sospecha de potencial toxico.



No pastorear potreros sospechosos con animales hambreados.



Se recomienda la administración de rollos antes y durante el pastoreo de sorgo potencialmente tóxico para producir un efecto de dilución.



Se aconseja administrar grano no solo para ejercer efecto de dilución sino también porque al modificarse el pH ruminal (acidificarse) la liberación de HCN disminuye. Otra ventaja de la administración de grano es que los carbohidratos tienden a inhibir la acción de la enzima que hidroliza los glucósidos.



Administrar suplemento de Azufre que puede darse como sales para lamer o como suplemento energético previo al ingreso al lote (maíz, cebada, etc).

Este elemento es esencial para la detoxificacion del HCN tanto en el rumen como en los tejidos.



El corte y el oreo son otra alternativa de manejo cuando, ante condiciones de sequía, se tiene que alimentar al ganado con plantas potencialmente 8

tóxicas. El oreo se realizará con una semana de anticipación en casos de elevada concentración de HCN. 

En los casos en que tenemos sospecha de acumulación de HCN se recomienda ingresar a pastorear el potrero con un animal testigo de bajo valor económico durante 2 o 3 horas. Si luego de este período no se observan signos de intoxicación puede ingresarse al resto de la tropa.



Finalmente, se recomienda tomar muestras representativas del forraje en cuestión, para su posterior análisis en el laboratorio.

2.3. Nitratos El nitrato (NO3) y el nitrito (NO2) son compuestos nitrogenados inorgánicos. Las principales fuentes de NO3 para los bovinos están contenidas en el alimento o el agua de bebida (Merk, 1970). Las especies forrajeras asociadas a la acumulación de NO3 consumidas en pastoreo o en forma de heno, que se suelen incluir son sorgo forrajero y tipo Sudan, avena (Avena sativa), trigo (Triticum spp.), cebada (Hordeum vulgare), maíz (Zea mays), arroz (Oryza sativa) y raigrás (Lolium spp,).

Dentro de las malezas acumuladoras de NO3 y asociadas con casos de toxicidad, aparecen el sorgo de Alepo (Sorghum halepense), yuyo colorado (Amaranthus quitensis) y cardo asnal (Silybum marianum) (Merk1970).

Bajo condiciones normales las plantas incorporan el NO3 del suelo y lo transforman a proteína vegetal a medida que es absorbido (Merk, 1970).

No

obstante, ante ciertas circunstancias que alteran el balance entre absorción y transformación, el NO3 se acumula en la planta. El pasaje de NO3 a NO2 es favorecido por la humedad en el caso del heno. El nitrito potásico es de 3 a 5 veces más toxico que el nitrato (Merk, 1970) por lo que, en el caso que el animal consuma NO2 podría aumentar el riesgo de intoxicación. El lugar principal donde se localizan estos compuestos nitrogenados dentro de la planta es el tercio inferior del tallo, donde la fotosíntesis es menor (Radostist y col., 2002).

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2.3.a Principales factores que contribuyen a la acumulación del NO3 en la planta 

Sequía: es de suma importancia la presencia de humedad en el sistema radicular de la planta para que se produzca la absorción de NO3. Ante una sequía prolongada la planta tendrá dificultades para absorberlos. El problema radica que, al momento de finalizado el periodo de sequía y se produzcan precipitaciones, la planta absorberá elevadas cantidades de NO3 que pueden llegar a acumularse en el tejido vegetal (Martinez Marin y Sanchez Cardenas, 2007).



Luz solar: necesaria para la fotosíntesis, se produce la metabolización de los NO3 en la planta, y por consiguiente, días de escasa luminosidad y temperaturas bajas contribuyen a la acumulación de NO3 en las plantas. De manera similar,

durante las primeras horas del día las plantas

naturalmente tienen más concentración de NO3 (Martinez Marin y Sanchez Cardenas, 2007). 

Herbicidas: su aplicación interrumpe el normal crecimiento de la planta y puede ocasionar una acumulación temporal de NO3 (Martinez Marin y Sanchez Cardenas, 2007). Entre estos, el más peligroso es el 2-4-D (Ácido diclorofenoxiacético) ya que tiene la particularidad de modificar el metabolismo vegetal favoreciendo la concentración de NO3 (Perusia y Rodríguez Armesto, 2017).



Fitopatologías: actúan del mismo modo que los herbicidas enlenteciendo el crecimiento de la planta y por consiguiente, logrando una mayor acumulación de NO3 (Martinez Marin y Sanchez Cardenas, 2007).



Estado fenológico de las plantas: las plantas jóvenes contienen más NO3 mientras que su contenido disminuye al avanzar el ciclo fenológico (Martinez Marin y Sanchez Cardenas, 2007).



Fertilización nitrogenada: una elevada concentración de nitrógeno en el suelo puede aumentar la absorción del mismo y por ende la acumulación de NO3 (Martinez Marin y Sanchez Cardenas, 2007).

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

Desequilibrio de nutrientes en el suelo: el exceso de potasio y la falta de fósforo se han asociado con la acumulación de NO3 en la planta debido a que son elementos que participan en el metabolismo del nitrógeno (Martinez Marin y Sanchez Cardenas, 2007).



Método de conservación del forraje: el ensilaje reduce la concentración de NO3 original existente en el forraje entre un 10-60 %. Sin embargo, cuando la concentración es muy elevada en el momento del corte, esta reducción no siempre llega a los valores seguros para su consumo (Martinez Marin y Sanchez Cardenas, 2007). La reducción de la concentración de NO3 se debe a que la fermentación anaeróbica provoca una reducción de los NO3 a óxido de nitrógeno que se volatiliza (Perusia y Rodríguez Armesto, 2017).

Si bien los NO3 en el agua de bebida difícilmente causen toxicidad por si solos, contribuyen a potenciar la toxicidad de altas concentraciones en el alimento (Bretschneider et al., 2009). En ese sentido, las aguas de perforaciones más profundas, aguas con desechos industriales, provenientes de criaderos de cerdos y aves e industria lácteas pueden contener concentraciones peligrosas de NO3 de más de 1500 ppm (Perusia y Rodríguez Armesto, 2017).

2.3.b Metabolismo La microbiota ruminal tiene la capacidad de utilizar diferentes fuentes de nitrógeno no proteico (NNP) para la síntesis de proteína verdadera, utilizable por el organismo animal (Merck, 1979). Los NO3 son una fuente importante de este NNP, son trasformados en NO2 y luego en amoníaco para su utilización por las bacterias ruminales. Este proceso de síntesis proteica requiere del aporte de energía, por ende los animales suplementados con granos tienen menor riesgo de intoxicación (Merck, 1970). Por el contrario, en los casos donde exista un desbalance energético/proteico y la energía no sea suficiente o existe un exceso de NO3 en el organismo, estos se acumulan como NO2, de gran toxicidad, como se mencionó previamente.

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2.3.c Toxicidad El NO2 una vez absorbido a nivel ruminal pasa a sangre donde se une a la hemoglobina en su grupo heme y la oxida, pasando este de estado ferroso (Fe2+) a férrico (Fe3+) (Radostist y col., 2002). La hemoglobina en estado férrico recibe el nombre de metahemoglobina y no tiene la capacidad de ceder oxígeno a los tejidos lo que se denomina compuesto metahemoglobinizante (Merck, 1970).

Además, debido a su efecto vasodilatador como consecuencia de la relajación del músculo liso vascular, produce caída de la presión arterial y choque circulatorio.

Ambos mecanismos generan hipoxia tisular. Esta hipoxia se acentúa cuanto mayor sea la concentración de NO2 en sangre: a 50 mg/L la proporción de metahemoglobina es del 24%, mientras que cuando la concentración de NO2 alcanza los 250 mg/ L, la proporción de metahemoglobina es próxima al 100%. Si la concentración de metahemoglobina supera el 80% el animal generalmente muere por hipoxia tisular (Martinez Marin y Sanchez Cardenas, 2007). La dosis mínima letal de NO2 en una sola dosis para el bovino y ovino es de 67 a 110 mg/kg de peso vivo. Esto equivale a una dosis de 40-66 g para una vaca de 600 kg (Martinez Marin y Sanchez Cardenas, 2007). La concentración límite de NO3 en los forrajes a partir de la cual se consideran peligrosos es cerca de 2% de la materia seca (Perusia y Rodríguez Armesto, 2017). Aunque el principal proceso patológico asociado al consumo de NO3 involucra su conversión a NO2 en rumen y su paso a la sangre, el NO3 per se puede provocar lesiones renales y es erosivo de tracto gastrointestinal, pudiendo ocasionar diarrea (Martinez Marin y Sanchez Cardenas, 2007).

2.3.d Cuadro clínico La evolución de la enfermedad y el curso clínico van a depender de la concentración de NO2 en sangre y de la proporción de metahemoglobina generada (Martinez Marin y Sanchez Cardenas, 2007): 

Hiperaguda: los niveles de metahemoglobina están por encima del 90%.

Los animales aparecen muertos sin signología previa. A la necropsia podemos observar sangre de color achocolatada o hiperemia en los tejidos.

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

Aguda: corresponde a niveles de metahemoglobina entre el 80-90%. Las mucosas aparecen cianóticas, se registra taquipnea, taquicardia con pulsaciones débiles, debilidad y postración, ceguera, orina incolora y sangre color achocolatada. Finalmente sobrevienen convulsiones, coma y muerte por fallo cardiocirculatorio.



Subaguda: la concentración de metahemoglobina es del 50%. Los signos clínicos

preponderantes

son

ptialismo,

epífora,

bruxismo,

cólicos

abdominales y diarrea. También puede observarse debilidad, ataxia, temblores musculares, convulsiones, taquicardia y disnea. Suelen ocurrir abortos por hipoxia fetal y el nacimiento de terneros débiles. 

Crónica: la hemoglobina se encuentra entre el 10-20% afectada. Los signos son principalmente letargia, menor consumo de alimento, reducción de la fertilidad y menor producción láctea.

Los signos clínicos pueden aparecer a partir de media hora de iniciado el consumo de alimento que contenga concentraciones elevadas de NO3 y la muerte puede ocurrir hasta las 24hs post consumo (Martinez Marin y Sanchez Cardenas, 2007).

2.3.e Diagnóstico Para confirmar que los alimentos consumidos tienen concentraciones elevadas de NO3 se pueden utilizar diferentes métodos de laboratorio. El método de diagnóstico más difundido y utilizado es una técnica cualitativa denominada prueba de la difenilamina que puede ser aplicada sobre diferentes matrices (Perusia y Rodríguez Armesto, 2017): alimento, agua, líquido ruminal, orina, líquido cefalorraquídeo, humor acuoso, suero o sangre de animales afectados. Se emplea una solución de difenilamina al 1% en ácido sulfúrico concentrado. El contacto entre esta solución y el material a analizar, genera un color azul lo que indica la presencia de concentraciones potencialmente tóxicas de NO3. Sin embargo, la técnica cuantitativa es la más confiable ya que determina exactamente la concentración de NO3 en el forraje, aunque es más costosa y laboriosa.

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En el caso de muestreo de forraje, es importante lograr representatividad en la muestra, para esto es fundamental caminar el potrero a muestrear en zig-zag, seleccionando cortes al azar (Bedwell et al., 1995).

Al ser la vida media de los NO3 de aproximadamente 9 hs, podrían encontrarse valores elevados por al menos 24-36 hs posteriores a una exposición antes de que disminuyan a la normalidad en el caso de analizar el forraje. Es indispensable que todas las muestras (forraje, agua, tejidos, fluidos) sean remitidas en envases rotulados de plástico o vidrio, limpios y refrigeradas, ya que puede ocurrir contaminación bacteriana secundaria la cual puede llevar a una interpretación errónea de los resultados (Merck, 2000).

En cuanto a la toma de muestra se detalla a continuación el tipo de muestra a tomar, que elemento se determina y las consideraciones a tener en cuenta para realizarlo de forma adecuada: (Boermans, 1990) 

Sangre: se determina la presencia y cantidad de metahemoglobina. Se recomienda extraerla de un animal vivo con signología clínica y en caso que esté muerto deberá ser dentro de la primera hora,

porque la

metahemoglobina pasado este periodo pasa nuevamente a hemoglobina por lo que el diagnostico no es válido. Remitir las muestras refrigeradas. 

Orina, LCR, humor acuoso: en estas muestras se determina la presencia de nitratos donde sus concentraciones se mantienen estables por 24 horas a 23º C, durante una semana a 4º C, y un mes a -20º C.



Forraje sospechoso, alimento ingerido: se busca determinar la presencia de nitratos. A las muestras de alimento se les puede agregar unas gotas de formol para inactivar las bacterias. No agregar este compuesto en caso de determinación de cianhídrico (Boermans, 1990).

2.3.f Tratamiento Si se logran observar signos clínicos previos, puede intentarse un tratamiento con azul de metileno a razón de 5-20 mg/kg de PV en solución acuosa de 1-4 % por vía endovenosa. Este compuesto tiene la capacidad de trasformar la 14

metahemoglobina nuevamente en hemoglobina (Martinez Marin y Sanchez Cardenas, 2007).

2.3.g Medidas preventivas La mejor medida preventiva es evitar administrar a los animales alimentos que contengan elevadas concentraciones de nitratos y suministrar agua potable de red pública. Generalmente estas medidas no son aplicables en la mayoría de los establecimientos productivos de nuestro país, por lo que se pueden implementar una serie de pautas para mitigar los daños del nitrato y así evitar cuadros clínicos de intoxicación (Martinez Marin y Sanchez Cardenas, 2007): 

Analizar el agua periódicamente sobre todo después de abundantes lluvias o si se realizan fertilizaciones nitrogenadas.



Analizar

los

forrajes

sospechosos

de

haber

acumulado

nitratos

principalmente después de sequias o heladas. 

Combinar forrajes y alimentos para producir un efecto de dilución y así evitar niveles peligrosos de nitratos.



En cultivos sospechosos, evitar el sobrepastoreo para

impedir que los

animales consuman partes de la planta donde se concentran en mayor medida los nitratos (tallos y hojas, rebrotes, etc). 

Administrar a los animales alimentos ricos en energía y pobres en nitratos antes de comenzar a pastorear el cultivo problema.



Ante un cultivo peligroso una buena medida de manejo podría ser realizar ensilaje, ya que dicha práctica tiende a disminuir la concentración de nitrato.



La introducción de monensina, a niveles recomendados, en raciones ricas en nitrato puede precipitar la intoxicación debido a que la flora microbiana ruminal cambia bruscamente favoreciendo a las bacterias productoras de nitrito.

15

3. Descripción de los casos 3.1. Descripción general del establecimiento El establecimiento donde acontecieron los episodios (intoxicación subaguda y crónica) se encuentra ubicado en el partido de Tres Arroyos, en la provincia de Buenos Aires denominado “San Juan” (38°16'40.8"S 60°23'49.2"W). Cuenta con 1100 has propias destinando un 60% a agricultura y el 40% restante a ganadería.

Se realiza ciclo completo, el rodeo es cerrado (reposición propia) con un total de 500 bovinos. Los recursos forrajeros utilizados fueron: 251 has de pasturas, 280 has de avena y 100 has de sorgo. Las vacas recibieron servicio natural en el periodo comprendido entre el 15 de septiembre y el 29 de diciembre de 2017. El tacto se realizó en el mes de abril con un porcentaje de preñez de 80%.

En cuanto al sorgo, en el establecimiento se sembraron dos variedades. La variedad en la que se suscitó el caso corresponde a un sorgo hibrido BMR (Brown middle rib o “sorgos nervadura marrón”) variedad Nuseed 800. El potrero en el que se encontraba este sorgo provenía de una pastura y fue el primer cultivo sembrado en directa luego del barbecho químico. La segunda variedad corresponde a un sorgo Nuseed 600 el cual se sembró sobre un potrero que provenía de muchos años de agricultura lo que supone una menor fertilización del suelo. Ambos cultivos fueron sembrados el 17 de Noviembre, con escasa humedad disponible. No llovió hasta mediados de Diciembre, donde se registraron moderadas precipitaciones.

El caso se presenta en forma de dos episodios, uno agudo y otro subagudo. El veterinario actuante solicita la presencia del Servicio de Diagnostico Veterinario Especializado (SDVE) de la EEA INTA Balcarce.

16

3.2. Presentación subaguda 3.2.a Antecedentes Esta presentación ocurre en el mes de marzo en un rodeo de vacas de cría conformado por 280 animales los cuales se encontraban pastoreando el sorgo variedad Nuseed 800 en parcelas de 10 has. En el otro extremo del potrero hubo 100 novillos y vaquillonas pastoreando el mismo sorgo y no presentaron signología alguna, a los que se les suministraba además un silo de autoconsumo con grano de avena. Los animales ingresaron al sorgo “hambreados, durante 2 meses permanecieron con un alimento de muy mala calidad debido a la importante sequía que se registraba en la zona.

Los novillos ingresaron a pastorear el sorgo el 15/01 y las vacas

el 10/03. Una

semana después, el 18/03 se realizó el cambio de parcela, coincidiendo ese día con precipitaciones en torno de 20 mm.

En el lote donde se encontraba el sorgo variedad Nuseed 600 los animales ingresaron cuando el cultivo tenía mayor proporción de hojas y no se detectaron problemas de ningún tipo.

Finalmente murieron 4 vacas y hubo un total de 26 abortos.

3.2.b Signología El 19 de Marzo observan vacas con debilidad del tren posterior, incoordinación, y una vaca ciega. Deciden sacar las vacas del sorgo y pasarlas a un rastrojo de trigo; en el movimiento observaron vacas con el periné sucio y con la placenta retenida, evidenciando que sufrieron episodios de aborto. Los novillos no presentaron signología.

Al recurrir el SDVE (INTA) al establecimiento se observó el lote de vacas, la mayoría con debilidad del tren posterior y caída al apurarlas, y aproximadamente 5 animales abortados (con trabajo de parto, placenta visible y loquios).

17

3.2.c Muestras y análisis solicitados Se recorrió el lote con sorgo, se recolectaron muestras de plantasy se tomaron muestras de agua. Posteriormente

se recibieron muestras de mucus

cervicovaginal que fueron ingresados a los laboratorios de bacteriología, enfermedades venéreas y virología de la EEA integrada INTA Balcarce, junto con 5 sueros que se ingresaron para neosporosis y Leptospira.

3.2.d Resultados  Laboratorio de bacteriología: Muestra: mucus cérvico vaginal.

Método: aislamiento Resultado: NEGATIVO a gérmenes aerobios o microaerófilos.  Laboratorio de virología: Muestra: mucus cérvico vaginal Método: aislamiento e identificación viral.

Resultados: NEGATIVO a Herpesvirus bovino (HVB) y al virus de la Diarrea Viral Bovina (DVB).  Laboratorio de enfermedades venéreas: Muestra: mucus cérvico vaginal.

Cultivo de Trichomona: NEGATIVO I.F. de Campylobacter spp.: NEGATIVO I.F. enriquecida de Campylobacter spp.: NEGATIVO  Laboratorio de neosporosis: Muestra: suero Método: ELISA Resultado: NEGATIVO  Laboratorio de Patobiologia: Leptospirosis:

18

# tarassovi

* tarassovi

# hardjo

* sejroe

# wolffi

* sejroe

# Pomona

# grippotyphosa * icterohaemorrhag iae # Copenhageni * pomona

* grippotyphosa

# canicola

* canicola

# castellonis

* ballum

Suero Nº

Antígenos de Leptospira spp (* serogrupo # serovar)

100

-

-

-

-

1/200

1/200

-

-

114

-

-

-

-

-

-

-

-

283

-

-

-

-

-

-

-

-

559

-

-

-

-

1/400

1/400

-

-

B601

-

-

-

-

-

-

-

-

 Laboratorio de toxicología: Muestra: sorgo Método: prueba de difenilamina Resultado: POSITIVO

3.2.e Diagnóstico Teniendo en cuenta las condiciones climáticas particulares, la prueba positiva de Difenilamina; y descartado las causas infecciosas; se atribuye la signología clínica y los abortos a una intoxicación con nitratos.

3.3. Presentación crónica 3.3.a Antecedentes En el mes de junio comenzó la parición de los animales que habían sufrido intoxicación aguda por nitratos en el mes de marzo.

19

3.3.b Problema El día 3 de julio se recibe un feto bovino proveniente del establecimiento “San Juan”. A su vez se informó que 100 terneros nacieron con deformación en las extremidades y pobre desarrollo muscular. Una gran proporción de terneros (de un total de 254 vacas preñadas) presentaron problemas durante el parto teniendo que realizarse doce cesáreas. La mayoría de los animales

nacieron muertos o

murieron a las pocas horas por no poder incorporarse para mamar. Los que sobrevivieron presentaron importantes dificultades para desplazarse

en forma

correcta.

3.3.c Análisis realizados Se procedió a realizar la necropsia del feto recibido y a extraer muestras para analizar en los laboratorios de bacteriología, neosporosis, patología y toxicología.

3.3.d Resultados  Informe de necropsia: Inspección externa: el ternero evaluado presentó los miembros contraídos con desviación lateral, rigidez y columna vertebral desviada en sentido dorso-ventral y lateral (Figura 1). También manifestó prognatismo, cráneo deformado con torsión a la izquierda y perfil frontonasal recto (Figura 2).

Inspección de órganos internos: se observó abundante contenido de líquido de color ámbar en cavidad abdominal. Hígado: impresiones costales, bordes redondeados y presencia de focos congestivos intercalados con áreas pálidas. Bazo: presentó leve incremento de tamaño. Riñón: coloración rojo oscura, friable al tacto. Pulmón: presencia de áreas congestivas. Corazón: abundante cantidad de líquido serosanguinolento en pericardio y aspecto redondeado por agrandamiento de ventrículo derecho.

Timo: aparentemente agrandado.

20

Figura

1: Ternero con atrofia muscular generalizada, desviación de columna vertebral (puntas de flecha) y extremidades hiperflexionadas y desviadas (flechas).

Figura 2: Malformación craneana con perfil fronto-nasal recto y prognatismo.

 Laboratorio de bacteriología: Muestras: Pulmón y líquido de abomaso.

Análisis

realizado:

cultivo

y

aislamiento

de

bacterias

aerobias

y

microaerófilas.

Resultado: NEGATIVO a gérmenes de importancia clínica.  Laboratorio de neosporosis: Muestras: líquido de cavidad.

Método: Inmunofluorescencia Indirecta (IFI) para detección de anticuerpos contra N. caninum.

Resultado: NEGATIVO  Laboratorio de toxicología: Muestras: Humor acuoso, líquido cefalorraquídeo Método utilizado: determinación de nitratos.

Resultado:  Muestra

 Mayor a 2 %

 Humor acuoso

 Detectado

 Líquido cefalorraquídeo

 No detectado

Técnica cualitativa. Resultados mayor al límite permitido para ganado bovino.

Valor de referencia: Mayor a 2 % 21

 Laboratorio de patología: Muestras: Improntas de tejidos.

Método utilizado: Inmunofluorescencia Directa (IFD) para detectar Leptospira spp.

Resultado: Se observan estructuras fluorescentes morfológicamente compatibles con Leptospira spp.

Interpretación: POSITIVO

Muestras: tejidos en formol.

Método: histopatología Informe de histopatología: Sistema nervioso central: en médula espinal se observaron múltiples focos de hemorragia en meninge. En meninges de base encefálica se observan ocasionalmente linfocitos, monocitos y macrófagos, y algunos focos de hemorragia perivascular en sustancia blanca. En la corteza cerebral se observa congestión moderada. En cerebelo, en la región granular de la corteza se observan axones hinchados, de coloración eosinófila y neuronas de Purkinje contraídas, hipercromaticas y con núcleos picnóticos. Pulmón: congestión y hemorragia multifocal generalizada severa. Corazón: Se observan de forma ocasional linfocitos en el intersticio fibrilar y separación de fibras. Hígado: vacuolización ocasional y desorganización de cordones de hepatocitos.

Adrenales: Congestión difusa en corteza adrenal. Musculo esquelético: presencia de focos de infiltrado inflamatorio mononuclear y hemorragia interfibrilar. Intestino delgado: vacuolización de enterocitos del tercio superior de las vellosidades intestinales. No se observaron lesiones de relevancia patológica en otros tejidos.

22

Figura 3. Cerebelo: Presencia de células de Purkinje en

Figura 4. Células de Purkinje ectópicas con ausencia

degeneración con cromatolisis y retracción citoplasmática (flechas blancas), otras se encuentran cromatolíticas, hinchadas y vacuoladas (flechas amarillas). También se observan algunos axones hinchados degenerados (puntas de flecha).

de núcleos, cromatólisis completa de sustancia de nissl, citoplasma hinchado y en algunos casos con presencia de grandes vacuolas.

4. Discusión Mediante las pruebas de laboratorio (resultados negativos en bacteriología, neosporosis y leptospirosis) realizadas y los hallazgos de necropsia podemos determinar que el aborto fue producido por causas no infecciosas.

Como posibles diagnósticos diferenciales de este tipo de malformaciones congénitas

podemos

encontrar

mutaciones

genéticas

o

desviaciones

cromosómicas que provocan anomalías que pueden o no ser compatibles con la vida (Campero y col., 2017). Las causas iatrogénicas y farmacológicas se encuentran descriptas por ejemplo en el caso de la palpación de la vesícula amniótica como causante de atresia intestinal antes del día 40 de gestación (Ness y col., 1982) y la administración de benzimidazoles donde las principales malformaciones suelen ser esqueléticas, renales y vasculares (Navarro y col., 1998). En cuanto a los minerales, la deficiencia de cobre puede producir hidranencefalia en corderos y desmielinización de medula espinal (sway back congénito, ataxia enzootica) (Campero y col., 2017). Una de las causas más importantes de alteraciones congénitas son las infecciones producidas por virus como lo son el Virus de la Diarrea Viral Bovina (vDVB), los Orbivirus, el Virus de 23

Akabane y virus Aino. La infección intrauterina con el virus de diarrea viral bovina genera entre las principales lesiones hipoplasia o degeneración cerebelar, microencefalia, deformidades esqueléticas, retraso general del crecimiento, desmielinización espinal, entre otras. (Ridpath, 2005). Los Orbivirus, Virus de la Lengua Azul y enfermedad hemorrágica epizoótica, son transmitidos por artrópodos del grupo Culicoide spp. (mosquitos) y producen en ovejas durante los 50 y 75 días de gestación y en vacas entre los 80 y 135 días anomalías teratogénicas en sus fetos. El principal efecto se produce en el tejido nervioso indiferenciado. Ambos son exóticos en Argentina aunque debido al clima y las amplias zonas fronterizas existe gran riesgo de ingreso. Por otra parte el virus de Akabane y virus Aino pertenecientes a la familia Bunyaviridae también están asociados a la transmicion por Culicoide spp. la enfermedad cursa de forma subclínica en adultos pero en hembras preñadas en el periodo embrionario y fetal temprano puede producir múltiples malformaciones entre las cuales se describen artogriposis e hidranencefalia como las principales (Hahn y col., 2013). Hasta el momento no se ha comprobado la presencia de estos virus en Argentina. Un importante diagnóstico diferencial ante un caso de artogriposis es el de consumo de plantas teratogenicas por la madre entre los 50 y 75 días de gestación, las principales especies que producen este tipo de patología son la Cicuta (Conium maculatum), Lupinus, Astragalus, Senecio, Oxytropis y Veratrum (Campero y col., 2017).

Abalado por la bibliografía antes mencionada se presume que la causa de las lesiones congénitas en los terneros se debió al consumo de sorgo. No se conoce a ciencia cierta el compuesto de este cultivo que genera este tipo de malformaciones pero se supone que genera una inhibición de los movimientos del feto dentro del útero y una consecuente atrofia y degeneración del mismo tal como se observó en este caso (Bradley y col., 1995).

Tanto el aborto como las malformaciones están asociadas a la deficiencia de oxigeno fetal o la interferencia con el traspaso de nutrientes a través de la placenta ya que el nitrito ingerido y absorbido también disminuye la presión arterial debido a 24

una severa vasodilatación lo que altera el flujo sanguíneo a la placenta (Yaremcio, 1991). Esto sumado a la proporción de metahemoglobina contribuyen a una importante deficiencia de oxígeno en el feto. Es importante destacar que los niveles de metahemoglobina que son aceptables para la vaca pueden ser nocivos para el feto (Yaremcio, 1991).

Se encuentran descriptos también cuadros de ataxia, cistitis e incontinencia urinaria en ganado bovino pastoreando por períodos prolongados sorgo cianogénico (Macadam, 1967; McKenzie y McMicking, 1977) En estos casos se producen

lesiones en

el

sistema

nervioso

central

de

tipo Walleriano,

principalmente a nivel de la medula espinal (Seaman y col., 1981). También se han descripto casos en ovejas que pastoreaban sorgo, las cuales desarrollaron un síndrome atáxico, y en casos de preñez, algunas parían corderos muertos, débiles o artrogripósicos. En el ovino esto se produce por una axonopatía con presencia de esferoides proximales en los núcleos del tronco encefálico y los cuernos ventrales de la médula espinal. (Bradley y col., 1995).

5. Conclusión El sorgo es un recurso forrajero muy utilizado en los sistemas de producción bovina porque aporta un gran volumen de forraje por superficie utilizada, de mayor rusticidad y capacidad de rebrote, a diferencia de otros cultivos. Dadas estas condiciones es un recurso muy utilizado para cubrir los déficits estivootoñales.

La principal desventaja que tiene este cultivo es la capacidad de acumular sustancias nocivas para los bovinos como son el ácido cianhídrico y los nitratos.

Estas sustancias se acumulan principalmente luego de periodos de sequía prolongados seguidas de lluvias, la utilización de herbicidas que detienen el metabolismo de la planta al igual que patologías que produzcan el mismo efecto, en el caso de los nitratos fertilización nitrogenada, entre otras.

25

En el caso presentado a partir de una intervención del SDVE de la EEA integrada INTA Balcarce, se puede determinar como causa de la intoxicación aguda los nitratos acumulados, pero en el caso de la intoxicación subaguda a crónica se carece de exactitud en el compuesto implicado debido a que la evidencia de esta patología se produjo mucho tiempo después que los animales se retiraran del sorgo por lo que resultó imposible medir este u otros compuestos.

26

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