Plagas y enfermedades comunes a los frutos rojos en la provincia de Huelva

Plagas y enfermedades comunes a los frutos rojos en la provincia de Huelva Berta de los Santos, Miguel Talavera, Juan Jesús Medina y José Mª Molina IFAPA, CAPGDS, Junta de Andalucía

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Plagas y enfermedades comunes a los frutos rojos en la provincia de Huelva

Berta de los Santos1*, Miguel Talavera2, Juan Jesús Medina3 y José Mª Molina1 *berta.santos@juntadeandalucia.es 1

Centro IFAPA Las Torres (Alcalá del Río, Sevilla) 2

Centro IFAPA Alameda del Obispo (Córdoba) 3

Centro IFAPA Huelva

Índice INFORMACIÓN COMERCIAL................................................................... 46 CORTEVA AGRISCIENCE TM ...................................................................... 47 MASSÓ .................................................................................................... 53

Esta obra está bajo una licencia de Creative Commons Reconocimiento-NoComercial-SinObraDerivada 4.0 Internacional (CC BY-NC-ND 4.0)

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La tendencia a la diversificación en el sector fresero, los cambios en las técnicas y formas de aplicación de insecticidas y fumigantes, así como las restricciones, marcadas por las distintas legislaciones, en el uso de estos y otros fitosanitarios, afectan de forma clara a la situación sanitaria del cultivo de la fresa, y de otros frutos rojos que comparten su espacio en los campos de la provincia de Huelva.

El cultivo de la fresa en Huelva surgió de la unión de excelentes condiciones medioambientales, una demanda creciente de producción hortícola temprana en Europa y la visión innovadora de algunos empresarios agrarios. El boom de la fresa en Huelva se produjo en la década de los 80 del siglo pasado, cuando se consolidaron las técnicas de cultivo, transporte y comercialización, con la fundación de cooperativas y empresas de exportación (De Pablo et al., 2016).

Aunque la introducción de otros frutos rojos en Huelva se produjo durante la década de los 90 del siglo pasado, no es sino hasta la segunda década de este siglo cuando se extiende y afianza su cultivo, con un aumento significativo de la superficie cultivada de arándano y frambuesa.

Arándano, frambuesa y mora, comienzan a considerarse entonces como alternativas rentables al cultivo de la fresa, que, durante algunos años, mostró una tendencia a la disminución de superficie (Figura 1). En 2019/20, la superficie plantada de fresa ocupa 6.839 ha, el arándano 3.646 ha, la frambuesa 2.525 ha, y la mora 181 ha (según datos estimados provisionales del Servicio de Estudios y Estadísticas de la Consejería de Agricultura, Ganadería, Pesca y Desarrollo Sostenible, CAGPDS).

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Figura 1. Evolución de la superficie plantada de fresa, frambuesa y arándano (CAPGDS, Anuario de estadísticas agrarias y pesqueras de 2012-2016; Avances de superficie y producciones Diciembre 2017. Datos estimados de la Delegación Territorial de Agricultura, Pesca y Desarrollo Rural en Huelva)

Según el Observatorio de Precios y Mercados (CAPGDS), estimando la producción media de fruto de forma porcentual a lo largo del año, la fresa alcanza el 98% de la producción en la semana 20 (mediados de mayo), la frambuesa alcanza su pico sobre la semana 17 (finales de abril), y el arándano en la semana 22 (finales de mayo). Entre las semanas 26 y 35 la producción de fruto es prácticamente nula, correspondientes al período veraniego, de finales de junio a principios de septiembre (Figura 2).

Hasta la campaña 2001/02, la variedad de fresa ‘Camarosa’ fue mayoritaria (aprox. 97% de la superficie dedicada a fresa) en la zona de cultivo de Huelva. A partir de entonces, esta tendencia comienza a cambiar y diez años después, esta variedad, sólo suponía el 16% de la superficie. En la actualidad, podemos encontrar cerca de 40 variedades distintas de fresa en nuestra provincia. En la campaña 2019/20, ‘Florida

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Fortuna’ (Universidad de Florida), continúa siendo la variedad mayoritariamente cultivada en los campos onubenses, con un 36,2 % de presencia. En segundo lugar, se encuentra la variedad ‘Rociera’ (Fresas Nuevos Materiales S.A.), con un 25,6% (Figura 3) (Medina et al., 2020).

Figura 2. Distribución porcentual de la producción comercial semanal en frutos rojos

Figura 3. Fresa. Distribución varietal en la campaña 2019/20.

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En la campaña actual, y en el caso de la frambuesa, aproximadamente el 70% de la superficie está ocupado por variedades remontantes, entre las que destacan ‘Adelita’ (30% de la superficie total), ‘Daimon Julie’ (10%), ‘Chanel’ (8,4%) y ‘Bella’ (7,9%). De las variedades no remontantes, son ‘Glen Lyon’ y ‘Lagory’ las que ocupan mayor superficie, 16,9% y 8,4%, respectivamente. En arándano, destacan las variedades: ‘Star’ (49,8% de la superficie total), ‘Ventura’ (11,4%), ‘Snowchaser’ (8%) y ‘Windsor’ (5%) (L. Hernández, comunicación personal).

Los cultivos de frutos rojos son altamente dependientes de la desinfestación de suelo para su correcto desarrollo. Son sistemas de monocultivo intensivo, propensos a la aparición de fenómenos de fatiga de suelo. Los patógenos edáficos de estos cultivos (bacterias, hongos y nematodos), en determinadas áreas y épocas del año, llegan a ser factores limitantes para el desarrollo de los mismos, por lo que sus niveles poblacionales deben ser reducidos en el suelo por tratamientos de desinfestación apropiados.

La desinfestación del suelo consiste, básicamente, en la aplicación al suelo, antes de la instalación del cultivo, de algún agente biocida de naturaleza física o química. La situación normativa actual de los fumigantes químicos ha dejado a los agricultores sin alternativas de este tipo para la desinfestación de suelos. Las autorizaciones de uso de los formulados de las sustancias activas metam sodio, metam potasio y dazomet, fumigantes de suelo hasta ahora autorizados en los Reglamentos de Producción Integrada de Andalucía (RPIA) para fresa, frambuesa, y mora, han sido cancelados en 2020 en aplicación de los principios establecidos por el Reglamento (CE) n.º 1107/2009. El uso de 1,3 dicloropropeno (1,3D) y cloropicrina (Pic), o sus mezclas, están sujetos a la concesión de usos excepcionales por cultivo, zona y problema,

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concesión que se encuentra sometida a varios recursos. Otros compuestos químicos estudiados, como yoduro de metilo o la azida sódica, no han alcanzado el mercado, mientras que el dimetil disulfuro (DMDS) que está en desarrollo en varios países (Gullino et al., 2007), se ha registrado como Paladin™ en Israel y Florida (USA) (Qin et al., 2011; López-Aranda, 2014), y está aún pendiente de registro en la Unión Europea. Caso excepcional es el del cultivo de arándano, en el que el RPIA no permite desinfestación química.

En esta situación, la aparición de nuevas enfermedades o la emergencia de enfermedades que venían siendo controladas por la desinfestación química del suelo suponen una amenaza para los cultivos de frutos rojos, fundamentalmente fresa y arándano.

Entre estas nuevas enfermedades se encuentra la podredumbre carbonosa, cuyo agente causal Macrophomina phaseolina, es un hongo patógeno propio de climas muy cálidos (temperaturas del suelo 33-47 °C), que ha ido avanzando hasta introducirse en zonas de clima templado (temperaturas de suelo 8-27 °C) (Zveibil et al., 2012). El desarrollo de esta enfermedad se ve favorecido por la combinación de los siguientes factores: estrés térmico (incremento de la temperatura del suelo), déficit de agua en el suelo, suelos de textura ligera, y estrés asociado con la reproducción del huésped. En la zona de Huelva, la aparición de síntomas se asocia con incrementos de temperatura y disminución de precipitaciones, viéndose especialmente afectadas plantas en situación de estrés hídrico.

En Huelva, la podredumbre carbonosa se detectó por primera vez en fresa entre mayo y junio de 2006 (Avilés et al., 2008), ocasionando un colapso súbito de las plantas. En corte de corona, se observan áreas

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necróticas de color marrón oscuro en los márgenes y a lo largo del tejido vascular (Figura 4). Los síntomas incluyen necrosis de raíces y clorosis en las hojas.

Figura 4. Síntomas de podredumbre carbonosa en plantas de fresa.

M. phaseolina sobrevive como microsclerocios en el suelo o en restos de plantas infectados. Los esclerocios son estructuras de resistencia que permiten al hongo persistir en el suelo durante largos periodos de tiempo. En su inicio, los campos afectados muestran pequeñas zonas con plantas sintomáticas y en localizaciones donde la enfermedad se desarrolla más de una campaña, los rodales se extienden desde la zona inicial. El sistema de cultivo intensivo unido a las altas temperaturas crea las condiciones óptimas para el desarrollo y multiplicación de M. phaseolina, resultando en pérdidas de plantas y reducción de la producción.

En mayo de 2015 y septiembre de 2017, se detectaron plantas marchitas de arándano en fincas localizadas en Moguer y Gibraleón (De los Santos et al., 2019). Las plantas mostraban hojas secas y decoloraciones marrones en tallos y raíces (Figura 5), siendo identificado el agente causal de esta síntomatología como M. phaseolina.

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Figura 5. Síntomas de podredumbre carbonosa en arándanos

La tendencia a la diversificación hace que suelos en los que se ha cultivado fresa, se utilicen para cultivar arándano. Hemos confirmado que, M. phaseolina aislado de suelos donde se cultiva fresa ocasiona la muerte de plantas de arándano, mientras que, a la inversa, los aislados de arándano sólo producen síntomas en raíces de plantas de fresa. Esto indica que, cuando cultivamos arándano en campos con una historia previa de producción de fresa, y en los que se hayan detectado síntomas de podredumbre carbonosa, esta enfermedad puede impactar de forma significativa en el nuevo cultivo, máxime cuando los microesclerocios, las estructuras de resistencia, pueden sobrevivir en el suelo y ser viables durante largos periodos de tiempo (De los Santos et al., 2019).

No sólo los hongos habitantes de suelo son comunes a estos cultivos, también hongos de dispersión aérea pueden ocasionar síntomas en dos o más de estos frutos rojos. En ese caso estarían: Botrytis cinerea,

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Podosphaera aphanis, Colletotrichum acutatum y Pestalotiopsis clavispora.

La podredumbre gris, ocasionada por B. cinerea, es una de las enfermedades del fruto más importantes que afectan a los cultivos de frutos rojos (fresa, frambuesa, mora y arándano), por las pérdidas económicas que origina. En ocasiones la enfermedad aparece en campo antes de la cosecha, pero se desarrolla principalmente en frutos recolectados. Las pérdidas pueden ser severas en campo y durante el proceso de comercialización. En fresa, infecta hojas, flores, y tallos. El hongo produce un velo gris sobre la superficie del fruto, indicando que se están produciendo numerosas esporas del patógeno (Figura 6 A). En condiciones de alta humedad, se observa un crecimiento blanco y algodonoso, con baja producción de esporas. La principal fuente de inóculo son las hojas muertas infectadas y los frutos momificados (Figura 6 B). Las esporas se dispersan a través del viento y la lluvia, e incluso por la manipulación de los recolectores (De los Santos et al., 2004).

Figura 6. A) Síntomas de podredumbre gris en fresa. B) Fruto momificado y conidios de B. cinerea

En frutos de frambuesa o mora se produce una pudrición blanda, acompañada de ligeros cambios de color en los drupeolos infectados, liberándose pequeñas gotas de líquido sobre la superficie. Los frutos

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enfermos se deshidratan y terminan por cubrirse con una masa de micelio y conidios de color gris oscuro, al igual que sucede en arándano y fresa.

En frambuesa y arándano, se pueden observar síntomas en yemas y ramas. En ramas y cañas se detectan manchas de color negro, que se corresponden con la formación de esclerocios del hongo (France, 2017).

Los factores ambientales que afectan al desarrollo de esta enfermedad son: humedad, temperatura, precipitaciones e intensidad lumínica, incrementándose el riesgo de infección con el aumento de las temperaturas nocturnas y en entornos con alta fluctuación de temperatura. La incidencia de podredumbres de fruto se correlaciona con largos periodos de alta humedad relativa (90%) y temperaturas entre 1525 °C durante la floración. No suelen ocurrir infecciones a 4 °C, siendo necesarias más de 16 horas de alta humedad relativa para que ocurran infecciones importantes a temperaturas entre 10 y 30 °C. De otra parte, lluvias frecuentes inducen máximos en la incidencia de la enfermedad, de forma que a más cantidad de lluvia y más días lluviosos, mayor será la severidad de la podredumbre gris (Blanco et al., 2006).

En el caso de la fresa, no existe ningún cultivar que combine caracteres agronómicos atractivos con resistencia a B. cinerea. En cuanto al control químico, los RPIAs recomiendan el uso de diversos productos fitosanitarios, pero B. cinerea se adapta rápidamente a los nuevos productos, desarrollando razas tolerantes y resistentes. En Estados Unidos y España, se ha observado un incremento de la frecuencia de cepas del hongo resistentes a metil tiophanato y piraclostrobina, así como una resistencia elevada a fenhexamida, ciprodonil y boscalida; detectándose una resistencia relativamente baja a iprodiona y fludioxonil (Fernández-Ortuño et al., 2014). La incidencia de podredumbre de fruto puede ser minimizada con adecuadas prácticas culturales: mayor marco

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de plantación, riego por goteo, eliminación de frutos afectados y hojas senescentes, evitando que los recolectores puedan ser agentes inoculantes, sobre todo cuando el desarrollo epidemiológico es importante.

Podosphaera aphanis (antes Sphaerotheca macularis), agente causal de oídio, afecta a fresa y frambuesa. Los síntomas y la incidencia de la enfermedad suelen ser especialmente severos en plantas cultivadas bajo plástico, como es el caso de la mayoría de las producciones de frutos rojos en Huelva, detectándose hasta un 30% de plantas afectadas, si las condiciones medioambientales son favorables (Tello et al., 1991). En el caso de la fresa, la enfermedad reduce los rendimientos de cosecha al producir síntomas en hojas, necrosis y defoliación (Nelson et al., 1996) (Figura 7 A). En el suroeste de España, los primeros síntomas en hoja suelen ser el desarrollo de micelio blanco en el envés de las hojas, que más tarde se curvan hacia arriba, apareciendo el envés enrojecido. En casos muy severos se desarrollan zonas quemadas en los márgenes. Estos síntomas en hoja son muy característicos, pero su expresión es variable y depende del cultivar.

Cuando se desarrolla sobre fruto maduro, la presencia de micelio blanco hace que estos sean inviables para su comercialización (McNicol y Gooding, 1979). Los frutos afectados, en cualquier estado de maduración, se caracterizan por presentar una capa pulverulenta de color blanco que se corresponde con el micelio, conidios y conidioforos del hongo (Figura 7 B, C). Cuando los frutos verdes se ven afectados no maduran correctamente, adquiriendo en el proceso un color marrón rojizo y una apariencia seca.

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Figura 7. Fresa: A) Síntomas de oídio en hoja. B) Síntomas en fruto. C) Conidios de P. aphanis

Según describe France (2017), los síntomas de oídio en frambuesa son muy similares a los que observamos en fresa. Primero aparecen en las hojas basales y senescentes de la planta, que se tornan cloróticas, apareciendo en el envés masas de conidios blanquecinas, con aspecto de tiza. A medida que la enfermedad progresa, esta masa pulverulenta cubre las hojas y brotes superiores, comenzando desde la inserción del pecíolo con las hojas. Los frutos inmaduros también pueden ser cubiertos por estas masas de conidios, adquiriendo un aspecto blanquecino. En condiciones favorables para el desarrollo de la enfermedad, tanto brotes como frutos afectados dejan de crecer y permanecen inmaduros. Los frutos inmaduros infectados se momifican, mientras que los que son infectados en la madurez, presentan grietas en la epidermis, con pérdida

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de líquido celular y deshidratación, lo que favorece que otros hongos patógenos y saprofitos se desarrollen sobre las heridas y terminen por pudrir el fruto.

Al igual que en el caso de la podredumbre gris, hay cuatro factores medioambientales que van a influir decisivamente en la germinación de los conidios y en el desarrollo de los síntomas de oídio: humedad, temperatura, precipitaciones e intensidad lumínica, existiendo factores culturales que pueden favorecer una mayor incidencia y/o severidad.

Blanco et al. (2004), llevaron a cabo estudios epidemiológicos que detectaron la presencia de conidios de P. aphanis en el aire antes de la plantación, lo que podría indicar la existencia de una fuente de inóculo primario externa al cultivo de la fresa, aunque el incremento en la concentración de conidios en el aire inmediatamente después de la plantación indica que la planta de fresa puede ser, también, una importante fuente de inóculo. Aunque P. aphanis necesita alta humedad relativa para la germinación de los conidios, y fluctuaciones de este parámetro para la liberación de los mismos, la presencia de agua libre inhibe el crecimiento del micelio y la formación y germinación de las esporas. En resumen, el desarrollo de esta enfermedad se ve favorecido por baja intensidad lumínica, de moderada a alta humedad y temperaturas sobre 15ºC (durante siete días antes de la aparición de los síntomas). France (2007), señala que el oídio en frambuesa aparece, normalmente, a mediados de verano del hemisferio sur, lo que coincidiría con nuestro invierno, momento con condiciones climáticas similares a las referidas para fresa. Según este autor, el ciclo del patógeno en frambuesa, es relativamente corto, por lo que los síntomas iniciales se pueden transformar en ataques masivos que resultan difíciles de controlar. En cualquier caso, una alta concentración de conidios en el aire

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va a suponer un incremento en la incidencia de la enfermedad, siempre y cuando las condiciones ambientales permitan el establecimiento del patógeno en el tejido susceptible. Cuando uno de los factores ambientales citados anteriormente, no es óptimo para la germinación de los conidios y el desarrollo del micelio, la incidencia de la enfermedad disminuye, y cuando las condiciones ambientales son muy favorables para el desarrollo de la enfermedad, la incidencia de oídio en fruto es alta sin una alta concentración de conidios, lo que puede deberse ocasionalmente al efecto de lavado de conidios en el aire producido por las lluvias (Blanco et al., 2004).

La incidencia de oídio y podredumbre gris está relacionada en mayor medida con las condiciones ambientales que con la concentración de inóculo en el aire y, de otra parte, las condiciones meteorológicas que facilitan el desarrollo de oídio (práctica ausencia de precipitaciones) no coinciden con las adecuadas para el establecimiento de podredumbre gris (precipitaciones persistentes) (Blanco, 2005).

Para el control de oídio en frambuesa el RPIA recomienda el uso de boscalida + piraclostrobina, dicofenaconazol, carbonato de hidróxido de potasio y aceite de naranja, este último sólo para este cultivo. En el caso de la fresa, el listado de productos autorizados es bastante más amplio, incluyendo una cepa de Ampelomices quisqualis para el control biológico.

Las aplicaciones de azufre suelen ser muy efectivas en el control de esta enfermedad. Se recomiendan medidas culturales como: ventilación de túneles y tunelillos, disminución de la densidad de plantación, reducción de abonos nitrogenados y, en el caso de la frambuesa, la poda de renuevos en variedades vigorosas.

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En arándano, el oídio está ocasionado por Erysiphe penicillata, y sus síntomas se caracterizan por el desarrollo de micelio blanquecino sobre el haz y el envés de la hoja (Figura 8). Para su control se recomiendan aplicaciones de miclobutanil, boscalida + piraclostrobina y Bacillus subtilis, así como las medidas culturales citadas para el control de P. aphanis.

Figura 8. Síntomas de oídio en arándano.

La antracnosis es una enfermedad de las plantas caracterizada por ocasionar lesiones oscuras y ligeramente hundidas. Son varias las especies del género Colletotrichum que ocasionan síntomas de antracnosis en frutos rojos. En la provincia de Huelva, se han detectado: C. acutatum en fresa (De los Santos y Romero, 1999), y en arándano esta especie (Barrau et al., 2001) y C. gloeosporioides (Barrau y Romero, 1998; Barrau et al., 2006). En nuestra zona de cultivo, la enfermedad no está reportada en frambuesa ni en mora.

En fresa, afecta a toda la parte aérea, ocasionando: necrosis en estolones y peciolos, podredumbre de corona y muerte de la planta, podredumbre de frutos, marchitez de las flores, manchas en las hojas, e incluso necrosis en raíces (De los Santos y Romero, 1999). En los tejidos internos de la

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corona de plantas sintomáticas se observa una podredumbre seca de color marrón rojizo, que induce el decaimiento y muerte de la planta (Figura 9). La penetración del hongo puede ocurrir a nivel de suelo (punto de inserción del estolón) o desde lesiones en peciolos (esporas arrastradas por el agua).

Figura 9. Síntomas de antracnosis en fresa: corona necrosada, mostrando oquedades en el tejido, y planta muerta.

En estolones y pecíolos aparecen manchas hundidas, de color marrón oscuro a negro y perfectamente delimitadas respecto al tejido sano circundante (Figura 10). En las condiciones de cultivo de la provincia de Huelva no es habitual detectar este tipo de síntoma. Sin embargo, en viveros, las lesiones que se forman en los estolones pueden estrangularlos, de forma que las plantas hijas, no enraizadas, decaen y mueren. Los hemos podido reproducir mediante inoculaciones artificiales en laboratorio, observándose los primeros síntomas a las 72h de la inoculación.

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Figura 10. Síntomas de antracnosis en estolones y pecíolos de fresa

En hojas de fresa se detectan tres tipos de lesiones diferentes: la mancha negra (o black spot) (Figura 11 A), la mancha irregular y la mancha púrpura (Figura 11 B). Esta última se detectó, en la zona de Huelva, en la primavera de 1996, en plantas que presentaban lesiones en hojas de entre 5 y 10 mm de diámetro, de color marrón-claro y borde rojizo, de las que se aisló C. acutatum (De los Santos y Romero, 1999). La mancha negra suele presentarse en viveros asociada a antracnosis en peciolos y estolones, o como un signo posterior a la aparición de estos. Aparecen necrosis circulares de color negro, ocasionalmente gris claro, de 0,5 a 2 mm de diámetro, que no provocan la muerte de la planta, aunque se encuentren en número elevado.

Figura 11. Síntomas de antracnosis en hoja de fresa, A) mancha negra y B) mancha púrpura

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En campo, se observa como las primeras podredumbres de frutos maduros aparecen en el mes de febrero, manteniéndose su presencia, con mayor o menor incidencia, durante todo el período de cosecha, cuando las condiciones son favorables. Las lesiones aparecen como manchas hundidas, firmes y circulares. En principio no son perceptibles por observación directa, comienzan a tomar una coloración marrón clara, y con el tiempo se oscurecen y aumentan de tamaño (Figura 12). Sobre las manchas se aprecia una coloración anaranjada que corresponde a la esporulación del hongo y los aquenios en la zona afectada se tornan de color negro. La infección se inicia en cualquier punto del fruto, apareciendo frecuentemente más de una mancha, las cuales pueden crecer hasta afectar al fruto en su totalidad, provocando que, finalmente, se sequen y momifiquen, tomando una apariencia acorchada. La presencia de podredumbres en frutos verdes es esporádica, apareciendo como lesiones oscuras y duras, presentando esporulación anaranjada.

Figura 12. Síntomas de antracnosis en fruto maduro de fresa

En arándano, los síntomas ocasionados en fruto por C. acutatum y C. gloeosporioides son similares, y se observan principalmente en poscosecha. Sobre los frutos aparecen manchas de color anaranjado que corresponden a la esporulación del hongo (Figura 13), y en condiciones

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de alta humedad el fruto llega a momificarse (Barrau et al., 2001; France, 2013).

Figura 13. Síntomas de antracnosis en frutos de arándano (Imagen: France, 2013)

Según Barrau et al. (2002), en plantaciones ubicadas en Almonte (Huelva) se detectaron, a final de primavera y de forma esporádica, síntomas que podrían estar asociados a antracnosis en hojas de arándano tipo ‘southern highbush’. Ocasionadas por C. acutatum, se observaron lesiones que, inicialmente, eran circulares de color rojo a salmón (Figura 14 A), y que cuando se desarrollaban presentaban un halo de color rojo intenso y la zona central de color salmón, muy similar a la mancha púrpura detectada en fresa (Figura 11 B). En invernaderos ubicados en Moguer (Huelva), se detectaron lesiones de color marrón oscuro a negro en el ápice de las hojas, estas lesiones crecían hacía la base de la hoja, y de ellas se aisló C. gloeosporioides (Figura 14 B). Aunque, C. gloeosporioides ocasiona síntomas de antracnosis en frutos de arándano tipo highbush y rabbiteye, no se ha detectado en fruto en la provincia de Huelva (Barrau et al., 2002).

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Figura 14. Síntomas de antracnosis en hojas de arándano: A) Lesión inicial ocasionada por C. acutatum. B) Lesión ocasionada por C. gloeosporioides (Imagen: Barrau et al., 2002)

Al igual que comprobamos en el caso de M. phaseolina, C. acutatum aislado de hojas de arándano e inoculado en plantas de fresa reproduce los síntomas de antracnosis y viceversa. C. gloeosporioides no se ha detectado en plantas de fresa, pero cepas aisladas de arándano también reproducen síntomas en fresa (Barrau et al., 2002).

Existe controversia sobre si C. acutatum puede sobrevivir en suelo. En campos de fresa de la provincia de Huelva no se ha detectado en muestras de suelo tomadas durante todo el ciclo de cultivo, sólo se aisló en muestras de suelo correspondientes al entorno radicular de plantas muertas por podredumbre de corona. En ensayos de laboratorio, se demostró que en suelo autoclavado, inoculado artificialmente, el número de unidades formadoras de colonias se reduce al 50% en 6 semanas (De los Santos, 1998). Según Norman y Strandberg (1997), las especies de Colletotrichum no son, estrictamente, habitantes de suelo, tienen débil actividad saprofítica pero, pueden sobrevivir en suelo o sobre restos de plantas en periodos variables según las condiciones de humedad y temperatura, con mayor supervivencia en suelo seco. En el caso de la

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fresa, el inóculo primario de C. acutatum se mantiene en las plantas infectadas que provienen de viveros, donde la enfermedad se ha desarrollado sobre estolones y peciolos. En campos de producción de fruto sólo desarrollan síntomas de podredumbre de corona, aquellas plantas que estaban previamente infectadas. En el campo, las esporas se dispersan principalmente por gotas de agua, pero también por insectos, animales, viento y los propios trabajadores, siendo estas esporas las que van a provocar la infección de los frutos (De los Santos, 1998), la mayoría de las re-infecciones en fruto ocurren en un radio de 25cm desde la fuente de inóculo, un fruto infectado (Smith, 2008).

La producción y germinación de esporas, y la infección de plantas de fresa se ven favorecidos por tiempo húmedo y cálido. La temperatura óptima para el desarrollo de la enfermedad es sobre 27 °C, pero puede infectar los frutos a temperaturas más bajas y permanecer como infección latente hasta que la llegada de temperaturas más cálidas y tiempo más húmedo induzca el desarrollo de la enfermedad. En las lesiones se van a desarrollar esporas que continúan el proceso de infección durante toda la campaña. En campos de fructificación el desarrollo de podredumbre de corona, está estrechamente relacionado con los factores medioambientales que se producen después de la infección (en el momento de la plantación), y sólo desarrollan estos síntomas, aquellas plantas que estaban previamente infectadas, no existiendo contagio. La mortalidad de plantas se asocia a precipitaciones y altas temperaturas.

Con temperaturas de 30 °C y precipitaciones, hasta el 80% de los frutos muestran podredumbres debidas a la antracnosis (De los Santos y Romero, 2002; De los Santos et al., 2004).

En campos de producción de fruto, la utilización de material vegetal sano es una de las formas más adecuadas para controlar el desarrollo de esta

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enfermedad, ya que en este caso la incidencia de podredumbre de corona es nula y la de podredumbre de fruto significativamente menor. Por tanto, las medidas de control deben comenzar en viveros y durante la plantación. Según Poling (2008), las medidas preventivas a aplicar en viveros son: uso de material vegetal sano (ej. material micro- propagado) y variedades resistentes; aplicación de tratamientos térmicos a las plantas, previo a la plantación; buenas prácticas culturales (ej. limitar los riegos por aspersión, eliminar partes de la planta afectadas); desinfestación de suelo para prevenir la aparición de hierbas que pudieran servir como reservorio del patógeno; y la aplicación de fungicidas, con precaución, ya que químicos como las estrobilurinas pueden ser efectivas en el control de antracnosis, pero un uso excesivo en viveros podría conllevar el desarrollo de resistencias en campos de producción de fruto (Mertely et al., 2017).

En ensayos de invernadero, la inmersión de plantas a 50 °C durante 10 minutos controló la podredumbre de corona, pero se observó un descenso significativo de los rendimientos. Para obtener trasplantes de buena calidad, se pueden recomendar tratamientos a 48,8ºC durante 5 minutos o a 49,4 °C durante 7 minutos. Como las observaciones realizadas indicaron que estos tratamientos reducen el vigor de las plantas y retardan su crecimiento en dos o tres semanas, este tipo de tratamiento sería recomendable en viveros, pero no en campos de producción de frutos (De los Santos, 1998).

El desarrollo de cultivares resistentes debería ser uno de los principales objetivos de los programas de mejora de fresa, pero estos programas suelen estar enfocados en la mejora de caracteres agronómicos. Los resultados de los ensayos llevados a cabo por nuestro grupo, nos indican que las variedades ‘Florida Fortuna’, ’Splendor’ y ‘Nazaret’ son

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moderadamente resistentes a antracnosis, así como las especies Fragaria virginiana y F. moschata.

La antracnosis en fruto puede ser parcialmente controlada mediante la aplicación de fungicidas desde el inicio de floración hasta la cosecha, aunque a menudo el control químico no es satisfactorio. En campo, tratamientos por inmersión de plantas en solución de fungicidas en preplantación fueron efectivos en el control de podredumbre de corona, obteniendo los mejores resultados las aplicaciones con tiabendazol, carbendazima y bitertanol, reduciendo este último las infecciones latentes de forma significativa. El tratamiento con propiconazol disminuyó la incidencia de la enfermedad, pero resultó fitotóxico a las dosis utilizadas (De los Santos y Romero, 2002). La “California Strawberry Comission” recomienda la inmersión de plantas en pre-plantación en solución de azoxystrobin o cyprodinil + fludioxonil, ya que pueden reducir la incidencia y severidad de la antracnosis, no conociéndose casos de resistencia a esta última mezcla. Según esta recomendación el tiempo de inmersión no debe superar los 5 minutos y las plantas no deben almacenarse por más de 12h tras el tratamiento. Aplicaciones de pyraclostrobin + boscalid, cyprodinil + fludioxonil, azoxystrobin, pyraclostrobin, captan + fenhexamid, y captan, reducen la incidencia de podredumbres de fruto. El RPIA de fresa sólo autoriza el uso de captan y ciflufenamid + difenoconazol, para el control de podredumbre de corona y mancha negra, respectivamente. En el caso del arándano, esta enfermedad no se incluye en el RPIA. En la provincia de Huelva, Pestalotiopsis clavispora (Neopestalotiopsis clavispora) ha sido identificada recientemente ocasionando síntomas en fresa (Chamorro et al., 2015) y arándano (Borrero et al., 2017). A principios de la campaña 2013/14, se detectaron plantas muertas,

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aunque con una baja incidencia (sobre 1%), en algunas zonas productoras de fresa de la provincia de Huelva. Los síntomas consistían en zonas necróticas de color marrón en los tejidos internos de la corona y en raíces (Figura 15 A) (Chamorro et al., 2015). Ara et al. (2017), describen que los síntomas típicos en fresa consisten en la presencia de necrosis en el filo de las hojas, y que desde estas lesiones se produciría la dispersión hacia los tejidos de corona. En algunos casos los estolones y las hojas pueden adquirir una coloración magenta, y cuando la incidencia es severa las hojas y flores se secan, volviéndose de color oscuro.

En septiembre de 2015, y en tres zonas de la provincia de Huelva, se detectaron plantas de arándano del tipo ‘southern highbush’ que mostraban chancros de color marrón rojizo y decaimiento de ramas (Borrero et al., 2017), posteriormente se observaron necrosis en hojas (Figura 15 B). De estas lesiones, en fresa y arándano, se aisló un hongo cuyas características morfológicas coincidían con las del género Pestalotiopsis (Figura 15 C y D).

Figura 15. Pestalotiopsis clavispora: A) Síntomas en corona de fresa. B) Síntomas en arándano. C) Morfología de la colonia. D) Conidios de Pestalotiopsis clavispora

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Poco se conoce sobre el ciclo y desarrollo epidemiológico de este hongo ascomiceto en fresa y arándano. Según algunos autores las especies de Pestalotiopsis podrían considerarse patógenos débiles, que sólo atacan a plantas ya afectadas por otros factores de estrés. La dispersión del patógeno se produciría por las labores de cultivo, herramientas, salpicaduras debidas a lluvias o riego, y posiblemente por el viento. El rango de temperaturas óptimas para el desarrollo de la enfermedad se encontraría entre los 19-23 °C, siendo necesaria la presencia de agua libre para su dispersión y desarrollo, como sucede en el caso de oidio, así se observa que el riego por aspersión puede promover el desarrollo de esta enfermedad en arándanos (Marshall y Wilson, 2016).

En Huelva, hemos detectado P. clavispora, ocasionalmente, en plantas de fresa antes de la plantación, y los síntomas aparecen en cualquier momento de la campaña. Van Hemelrijck et al. (2017), también lo aislaron de plantas de fresa no inoculadas artificialmente, por lo que podríamos estar en el mismo caso que la antracnosis, es decir, que la principal fuente de inóculo sea la propia planta, de tal forma que el control habría de iniciarse en viveros y en el momento de la plantación.

De otra parte, LI Xing-yue et al. (2018), en un estudio sobre el efecto del cultivo continuado de fresa en la estructura de la población fúngica del suelo, indican que la densidad de este patógeno se incrementa en muestras de suelo de la rizosfera de la planta de forma significativa.

En ensayos in vitro, los fungicidas que mostraron mayor efectividad en la inhibición del crecimiento del patógeno fueron: cyprodynil + fludioxonil (80,1%), boscalida + pyraclostrobina (77,69%), y azoxistrobina + difenoconazol (75,67%) (Obregón et al., 2018). Según Ara et al. (2017), el extracto de Neem (100 ppm) y carbendazima redujeron el crecimiento

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del patógeno, y en condiciones de campo carbendazima (1000 ppm) mostró mejores resultados que otros fungicidas botáncos o químicos.

No se han detectado diferencias de susceptibilidad entre los cultivares de fresa y arándano en los que se ha estudiado el desarrollo de la enfermedad (Borrero et al., 2017; Chamorro et al., 2015; Van Hemelrijck et al., 2017).

Los nematodos fitoparásitos son patógenos de suelo presentes en la mayoría de cultivos hortícolas intensivos. Los síntomas de las enfermedades causadas por nematodos son inespecíficos y suelen confundirse con los de otras enfermedades o carencias nutricionales, rodales irregulares de crecimiento pobre, de forma circular o elipsoidal, atrofia vegetal, pérdida de vigor, clorosis foliar (Figura 16A), marchitamiento, caída prematura de las hojas y senescencia. En las raíces, los nematodos pueden producir síntomas específicos como las agallas causadas por Meloidogyne spp. u otros más inespecíficos, como lesiones necróticas y pobre crecimiento radical (Figura 16 B, C) mientras que manchas necróticas en las hojas pueden aparecer también como resultados de infecciones por nematodos foliares, como Ditylenchus dipsaci (Figura 16 D).

Figura 16. Síntomas de nematodos en fresa

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En los cultivos de fresa de Huelva, los nematodos fitoparásitos se encuentran ampliamente extendidos, aproximadamente en un 63% de las parcelas dedicadas al cultivo de fresa. Las principales especies causantes de enfermedad son Meloidogyne hapla, Pratylenchus penetrans y Hemicyclipohora sp., y ocasionalmente Ditylenchus dispsaci.

Esta alta prevalencia de las poblaciones de nematodos fitoparásitos en la zona de cultivo es causa de preocupación en caso de que no se pueda limitar el crecimiento de sus poblaciones con medidas fitosanitaria suficientemente efectivas, ya que actualmente la mayoría de las parcelas infestadas por nematodos fitoparásitos se tratan anualmente con desinfestaciones químicas del suelo. No se conoce la distribución de nematodos fitoparásitos en otros cultivos de frutos rojos, pero tanto el arándano como la frambuesa están citados como buenos hospedadores de Meloidogyne hapla y Pratylenchus penetrans, actualmente ampliamente distribuidos por la zona de cultivo, por lo que se pueden prever posibles problemas en parcelas donde no se hayan llevado a cabo medidas preventivas de desinfestación del suelo.

Son variadas las especies de artrópodos que pueden afectar a los frutos rojos en Huelva, aunque no existe aún una relación completa, ni una categorización definitiva de las especies que pueden causar daños. Por lo común, se trata de especies “importadas” de otros cultivos o especies autóctonas generalistas, desplazadas desde sus hospedadores habituales. En pocas ocasiones causan daños directos a la producción y sus poblaciones suelen estar bajo control de forma natural.

La mayoría de las especies que causan plagas se encuentran entre los insectos, siendo el orden Hemiptera (pulgones, cochinillas, etc.) el mejor representado. Este orden reúne 18 especies, 11 de ellas (61%) especies de pulgón. En número total de especies, el cultivo del arándano acumula

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el mayor porcentaje sobre el total, 24 (63%). La mayor parte de las especies causan daños al follaje (brotes y hojas), incidiendo de forma indirecta sobre las pérdidas de producción. Cinco especies son de particular interés pues producen un daño directo al alimentarse de o en los frutos, pudiendo, según las situaciones, limitar la cantidad y/o calidad de la producción (Figura 17 A, B; Tablas 1, 2).

El aumento de la superficie cultivada, la limitación de materias activas y el uso continuado, a falta de alternativas, de unos pocos productos autorizados está provocando la emergencia, persistencia o resurgencia de los problemas por artrópodos en frutos rojos. A ello hay que sumar el incremento de la movilidad de material vegetal, tanto de plantas, como de producciones, que influye en la colonización de los distintos cultivos por especies autóctonas, o la invasión por especies no conocidas traídas desde otras zonas de cultivo. De ahí la necesidad de asegurar una buena procedencia de las plantas (certificación) antes del inicio del cultivo, la realización de seguimientos durante la campaña, y un conveniente tratamiento de los excedentes de producción.

Tabla 1. Distribución por cultivos de especies de artrópodos que causan plagas en frutos rojos en Huelva

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Figura 17. Artropodos que causan plagas en el cultivo de frutos rojos en la provincia de Huelva. A) Incidencia, como porcentaje de parcelas infestadas. B) Importancia econĂłmica, como porcentaje de pĂŠrdidas.

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Tabla 2. Especies de artrópodos que causan plagas en frutos rojos en Huelva y localización de daños (Calvo y Molina, 2011; CAPMA, 2013; CAPDR, 2017). Las especies señaladas con * se relacionan en la normativa andaluza actual que regula el cultivo de frutos rojos en producción integrada, junto con las indicaciones para su seguimiento y control

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En la última década, una especie de mosca, nativa de Asia, Drosophila suzukii, la drosófila de alas manchadas (Figura 18), se ha convertido en un problema recurrente e importante, común al cultivo de todos los frutos rojos. Su presencia preocupa especialmente en Huelva donde se concentra la producción española de arándano, frambuesa, fresa y mora.

Figura 18. Adultos de Drosophila suzukii (Matsumura, 1931), la drosófila de alas manchadas.

a la izquierda, y

a la derecha del lector

D. suzukii se registró en Andalucía en noviembre de 2012, cuatro años después de su introducción en Europa (Calabria et al., 2012), y se encuentra actualmente por toda Europa y América, donde se comporta como plaga, dañando numerosas especies de frutales. Los frutos rojos se encuentran entre los mejores hospedadores para el desarrollo de las poblaciones de este insecto (Bolda et al., 2010; Deprá et al. 2014).

Habitualmente, cuando el daño se hace evidente la pérdida es irreversible, existiendo un alto riesgo de que pasen desapercibidos en su fase inicial, pudiendo producirse rechazos de mercancía en destino (Figura 19; Molina y Pérez, 2015).

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Figura 19. Daños en campo causados por la alimentación de D. suzukii en frambuesa, y modelo de trampa empleado en el seguimiento de los adultos

Aparte de su impacto económico en la producción, en D. suzukii convergen varios factores que hacen su manejo prioritario, y un ejemplo de los problemas de plagas emergentes en frutos rojos. Se trata de una especie introducida, con alto potencial reproductor y capacidad de dispersión, lo que le confiere un carácter invasor que conlleva consecuencias ecológicas aún por analizar. Su carácter alóctono limita el control natural por parte de parasitoides y depredadores autóctonos. Su polifagia le permite el uso de un gran número de hospedadores en las zonas invadidas, que funcionan como refugio de las poblaciones y, cuyo solapamiento en periodos de fructificación, facilita que la especie se instale y disperse, dificultando su manejo (Wang et al., 2016). No obstante, D. suzukii muestra preferencias en diferentes cultivos y circunstancias. Como en el caso de otros insectos, podemos considerar a esta especie como una oportunista, “plaga de borde”. Sus poblaciones se mantienen habitualmente en las zonas naturales del exterior de los

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cultivos durante las épocas desfavorables, en nuestra región, serían invierno, verano y épocas del año en la que no existen cultivos o sus hospedadores cultivados carecen de frutos (Molina- Rodríguez y PérezGuerrero, 2017). Se ha demostrado que la incidencia en cultivos depende, en gran parte del paisaje circundante a las fincas y de la abundancia y distribución de sus hospedadores no cultivados (Briem et al., 2018).

Como en muchos otros cultivos, el seguimiento de la actividad de los adultos es un componente clave para el manejo de la drosófila de alas manchadas. Identificar los cambios de abundancia en parcelas de cultivo y zonas naturales, permite comprender sus necesidades ecológicas (alimento, puesta y refugio), detectar momentos de riesgo de infestación, y en los que es vulnerable, facilitando la aplicación de medidas fitosanitarias. En Huelva, el clima mediterráneo de influencia oceánica, que tanto beneficia a los cultivos de frutos rojos, también favorece la actividad de ésta, y otras especies de artrópodos que pueden presentarse como plagas de los frutos rojos durante todo el año. Las poblaciones de D. suzukii suelen incrementarse rápidamente a final de invierno (marzo), decayendo sustancialmente en verano, en particular durante julioagosto. Las capturas suben en las primeras semanas de otoño (octubre), continuando durante invierno. En los seguimientos realizados durante 3 años consecutivos (2013- 2016), en los meses de invierno se capturó el 45,3% de adultos, el 28,3% en primavera, 24.4% en otoño, y sólo el 2,0% durante verano (Figura 20).

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Figura 20. Capturas acumuladas de adultos de D. suzukii en trampas cebadas en parcelas de frutos rojos en la Finca Experimental IFAPA El Cebollar (Moguer, Huelva), excepto en frambuesa donde las capturas, en la campaña 2016/17, se realizaron en El Rocio (Almonte, Huelva). Se toma como semana de inicio referente la segunda octubre, fechas habituales de la plantación de fresas en Huelva.

En las explotaciones de frutos rojos es habitual encontrar parcelas, a veces en relativamente poco espacio, con diversas variedades creciendo en proximidad, o varios cultivos anejos unos a otros; en ocasiones por causas comerciales, otras veces como medidas de mejora de la producción (p.e. fomento de la polinización cruzada). Estas condiciones

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de policultivo pueden fomentar la explosión de las poblaciones de artrópodos, debido a la extensión espacio-temporal de recursos alimenticios y para la reproducción provocada por la maduración secuencial de las distintas variedades y/o especies cultivadas.

De otra parte, el cultivo multivarietal y el policultivo pueden suponer una oportunidad para el control de plagas de artrópodos, ayudando a reducir el impacto de las técnicas de control actuales, basadas casi exclusivamente en el control mediante insecticidas. Para ello es necesario disponer de datos precisos sobre la dinámica de los cultivos, la fenología de la plaga en la zona afectada, y de las relaciones hospedador-huésped que determinan el ciclo de desarrollo, condicionado por las características físicas y organolépticas de plantas y frutos (tamaño, color, forma, contenido en azúcares, firmeza, pH, fenoles totales, etc.), y que en último término explican la incidencia y preferencia por hospedadores o variedades. La estrategia de control más evidente en situaciones de policultivo es disminuir la infestación y daños mediante el cultivo de variedades resistentes, adaptadas a la zona. Sin embargo, los estudios de susceptibilidad/resistencia a plagas de artrópodos no son frecuentes durante el desarrollo, evaluación agronómica y recomendación de variedades o cultivos, aspectos en los que priman criterios de producción (p.e. características organolépticas, tamaño y apariencia de frutos, etc.) y comercialización (p.e. hueco de mercado, canales de distribución, etc.).

El empleo de hospedadores preferentes, secundarios y especies vegetales repelentes, en conjunción con trampas cebadas, se está empleando para el desarrollo de técnicas “push & pull”. Se trata de hacer que el cultivo a proteger sea difícil de localizar, poco atractivo o inadecuado para el desarrollo del insecto mediante el uso de estímulos que afectan negativamente a los mecanismos de defensa ante enemigos

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naturales y a los procesos de localización y uso (alimentación y reproducción) de la planta hospedadora. Estos estímulos pueden actuar a largo o corto alcance y en última instancia conducen a que la plaga ni siquiera acceda al cultivo, sea disuadida, o repelida hacia zonas de concentración donde aplicar tratamientos fitosanitarios pertinentes (Cook et al., 2007). Las estrategias “push & “pull”, han sido probadas en condiciones experimentales con cierto éxito en frambuesa (Rubus idaeus) para el control de D. suzukii (Wallingford et al., 2018).

La preferencia por ciertas variedades o cultivos puede ayudar al control de plagas de artrópodos mediante el empleo de cultivos o variedades “trampa”. Con D. suzukii, en condiciones experimentales, se ha utilizado la resistencia ecológica, temporal o pseudoresistencia, para controlar la infestación empleado variedades tempranas de arándano americano (Vaccinium corymbosum), como cultivos trampa en la protección de las variedades de mayor interés económico (Hampton et al., 2014). Parcelas cultivadas con especies vegetales, sus variedades, o incluso condiciones medioambientales de cultivo (p.e. humedad, densidad de plantación, etc.) particularmente atractivas para el insecto donde concentrar la infestación minimizándola o liberando de ella el resto del cultivo (Sarkar et al., 2018). Las rotaciones de cultivo se emplean con frecuencia en otros cultivos para el control de plagas de insectos, sin embargo, esta práctica no es frecuente en las explotaciones dedicadas al cultivo de frutos rojos, aunque la rotación anual o el cultivo desfasado a lo largo de la campaña de las variedades o especies vegetales menos susceptibles podría ayudar a combatir la incidencia de plagas.

Por último, conviene recordar que el policultivo puede aumentar la diversidad biológica en las explotaciones agrarias facilitando y permitiendo la aplicación y el fomento de técnicas de control biológico,

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que junto con la adopción de políticas amplias de eliminación de restos de cosecha y excedentes de producción, dentro de una estrategia de manejo integrado adaptada a cada cultivo, es la única opción viable para el control de las plagas causadas por los artrópodos que se asocian al cultivo de frutos rojos.

Agradecimientos Este trabajo ha sido co-financiado al 80% con Fondos FEDER a través de los proyectos IFAPA: PP.AVA2016.01.10 y PP.AVA2019.034.

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INFORMACIÓN COMERCIAL

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CORTEVA AGRISCIENCE TM Investigación de vanguardia para un catálogo amplio y completo

CORTEVA AGRISCIENCE TM pone a disposición de los agricultores españoles un catálogo con más de 70 productos que abarca la protección de la mayoría de los cultivos, así como muchos otros usos menores, estando incluidos en las listas de IPM de los cultivos registrados.

Esta oferta tan amplia y diversificada es resultado de un ambicioso programa de investigación, centrado en ofrecer soluciones cada vez más eficaces y sostenibles, de acuerdo con las demandas de la sociedad, cada vez más sensibilizada con el respeto y la protección del medioambiente.

Eficacia y sostenibilidad son conceptos cuya conciliación, hablando de protección de cultivos, requiere de grandes inversiones y amplios equipos profesionales. Desarrollar una nueva molécula supone una inversión superior a 250 millones de dólares y diez años de trabajo, razón por la cual el número de compañías investigadoras en el ámbito de los fitosanitarios se ha ido reduciendo sensiblemente con el paso de los años.

Hoy Corteva se sitúa entre las tres compañías líderes en el mundo por desarrollo de nuevas materias activas. Solo en el período 2018-2021 se completará el lanzamiento de seis nuevas moléculas, lo que supone un hito en la industria.

La gama de insecticidas de Corteva se caracteriza por tratarse de productos modernos y muy específicos, con bajos niveles de residuos y, en algunos casos, con certificación Eco/Bio. Corteva está enfocada a la sostenibilidad, gracias al esfuerzo de nuestros equipos científicos por reforzar nuestro catálogo con soluciones insecticidas biológicas que

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recojan todos los requerimientos de las autoridades sanitarias en cuanto a protecciĂłn medioambiental y de la salud de los consumidores, sin comprometer la eficacia que se espera por parte del agricultor en el comportamiento de este tipo de productos.

Puede consultar la gama completa de insecticidas de Corteva en: https://www.corteva.es/productos-y-soluciones/proteccion-decultivos/insecticidas.html

CORTEVA AGRISCIENCE TM Ctra. Sevilla-Cazalla (C-433), Km 4,6 41309 LA RINCONADA, SEVILLA ESPAĂ‘A Telf.: +34 977 551 577 www.corteva.es

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Exalt ® 25 SC, nuevo insecticida para el control de orugas trips y Drosophila

Exalt ® es un nuevo insecticida con potente efecto de choque para el control de oruga, Tuta absoluta, trips y Drosopila suzukii. Actúa por ingestión y contacto y tiene acción translaminar. Formulación especialmente diseñada para su uso en cultivos hortícolas, presenta un modo de acción único característico de la familia de los spinosines.

Exalt ® puede ser usado contra orugas (Spodoptera spp, Heliothis, Mamestra brassicae, Pieris brassicae, Plutella xylostella), Trips (Frankliniella occidentalis, Thrips tabaci) y Drosophia suzukii en cultivos de tomate, berenjena, pimiento, calabacín, calabaza, melón, pepino, sandía, lechuga, espinaca, fresas, arándanos, frambuesa, brécol, coliflor, coles de Bruselas, repollos, florales (sólo cultivo de flores comestibles), hierbas aromáticas (perifollo, cebollino. hojas de apio, perejil, salvia real, tomillo, albahaca, hojas de laurel y estragón).

Lea atentamente la etiqueta y siga las instrucciones de uso del producto.

Más información en: https://www.corteva.es/productos-y-soluciones/proteccion-decultivos/exalt.html

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Spintor® 480 SC, insecticida de origen natural para el máximo control de trips y orugas

Spintor ® 480 SC es insecticida de origen natural, certificado en cultivo ecológico. Controla orugas, trips y Drosophila suzukii presentando actividad por ingestión y contacto y activad translaminar. Su modo de acción es único, característico de la familia de los spinosines. Tiene autorizado su uso en más de 70 cultivos y usos menores.

Spintor ® 480 SC puede usarse para el control de orugas, trips, Drosophila suzukii y coleópteros (escarabajo de la patata, picudo de la platanera, escarabajo del sudario, Lixus spp., …) en multitud de cultivos como acelga, canónigo, espinaca, apio, albaricoquero, melocotonero, nectarino, alcachofa, brotes tiernos, berenjena, calabacín, brécol, coliflor, calabaza, fresal, etc. Además, puede usarse en cultivos para la producción de semillas y en los siguientes usos menores: arbustos frutales (incluye zarzamoras, frambuesas -rojas y amarillas-, mirtilos gigantes, arándanos, grosellas (rojas, negras y blancas), grosellas espinosas (verdes, rojas y amarillas), moras (blancas y negras), acerolas (solo en invernadero).

Lea atentamente la etiqueta y siga las instrucciones de uso del producto.

Más información en: https://www.corteva.es/productos-y-soluciones/proteccion-decultivos/spintor-480-sc.html

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