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ANÁLISIS CLÍNICOS LABORATORIO DE HEMATOLOGÍA I ÁREA ESPECÍFICA DE ANÁLISIS CLÍNICOS MANUAL DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO ASIGNATURA DE: HEMATOLOGÍA I FECHA DE ELABORACIÓ: AGOSTO 2011

LABORATORIO DE HEMATOLOGÍA I

PRÁCTICA 1 TOMA DE MUESTRAS SANGUÍNEAS PRÁCTICA 2 TOMA DE MUESTRA CON SISTEMA VACUTAINER (ver video) PRÁCTICA 3 CONTROL DE CALIDAD EN HEMATOLOGÍA PRACTICA 4 EXTENDIDO SANGUÍNEO TINCIÓN DE WRIGHT PRÁCTICA 5 CUENTA DE LEUCOCITOS PRACTICA 6 EXAMEN GENERAL DE ORINA (EGO) PRACTICA 7


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COPROPARASITOSCOPICO PRACTICA 8 EOSINOFILOS EN MOCO NASAL PRACTICA 9 TECNICA DE VDRL PRACTICA 10 GRUPO SANGUINEO

INTRODUCCIÓN Siglos atrás la sangre fue considerada como el líquido esencial para la vida y se le atribuía ser la fuente que mantenía el equilibrio en el organismo, sin embargo la composición celular de la sangre no se reconoció hasta la invención del microscopio, siendo Leeuwenhoek el primero en observar los glóbulos rojos, no fue hasta años después cuando se logró realizar exploraciones de los elementos que constituyen a la sangre, definiéndose ésta como un órgano poli sistemático constituido por eritrocitos, leucocitos, plaquetas y plasma. La complicada composición de la sangre provocó el interés para realizar estudios sobre las células que la constituían, siendo K. Vierordt quién realizó los primeros análisis cuantitativos de éstas, pero fue hasta los años treinta que se intentó relacionar el número de células sanguíneas con algunas patologías, métodos cada vez mejores y conocimientos más profundos sobre la fisiología sanguínea permitió una relación estrecha con el cuadro clínico presentado por diferentes pacientes. En la actualidad se han desarrollado técnicas cualitativas y cuantitativas de los componentes celulares, que en conjunto constituyen la CITOMETRÍA HEMÁTICA: Determinación de hemoglobina y hematocrito, cuenta de eritrocitos, leucocitos, plaquetas, observación del frotis sanguíneo y cálculos de los índices eritrocitarios.


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La Citometría hemática es sin lugar a dudas el primer paso para el diagnóstico, dado que numerosos trastornos se acompañan de alteraciones en las células por lo cual es importante hacer la diferenciación. Las células pueden sufrir alteraciones no sólo en su forma sino también en su cantidad y su función, que pueden ser secundarias a algunas alteraciones fisiopatológicas, enfermedades crónicas, terapias con medicamentos, déficit de algún componente, neoplasias(proliferación anormal de células), etc., lo cual lleva a alterar las funciones que desempeñan como es: defensa contra infecciones, aporte de oxígeno. etc. Actualmente se cuenta con aparatos automatizados para la determinación de la citometría hemática, día a día han sustituido a la forma manual, ya que los valores son más precisos; sin embargo un Químico Farmacobiólogo debe estar preparado para realizar esta prueba por ambos métodos. OBJETIVOS. 1. El alumno conocerá el funcionamiento de un laboratorio de hematología, así como las medidas de precaución para su protección personal en cuanto al manejo de las muestras de sangre, al ser considerarlas potencialmente infecto-contagiosas. 2. El alumno conocerá y aprenderá a manejar el material y equipo más común que se utiliza en la realización de la citometría hemática. 3. El alumno aprenderá a analizar y correlacionar el resultado de la citometría hemática con las manifestaciones clínicas que presente el paciente. 4. El alumno conocerá las alteraciones morfológicas más frecuentes que se presentan en las anemias.

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PRÁCTICA No. 1 TOMA DE MUESTRA SANGUÍNEA OBJETIVO: El alumno conocerá y aprenderá a realizar una punción venosa para obtener muestra de sangre. 1. MÉTODOS DE EXTRACCIÓN SANGUÍNEA.


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Las determinaciones de la Citometría Hemática, de preferencia se realizan con sangre venosa, ya que la extracción es más fácil, se obtiene una cantidad adecuada como para repetir cuantas veces sea necesario, la manipulación y el pipeteo es mucho más fácil, sin embargo también se puede utilizar sangre capilar o arterial. 1.1. OBTENCIÓN DE SANGRE CON JERINGA. La extracción se realiza con jeringa de plástico y aguja desechable. En las tomas de muestra el operador debe adoptar una actitud de confianza y seguridad para que el paciente pueda ser tranquilizado y colabore de forma eficaz. 1.1.1 MATERIAL A UTILIZAR POR EQUIPO. 1 Torniquete por equipo 1 Frasco con torundas con alcohol etílico al 70 %, como antiséptico. 2 Tubos de ensayo de 13x75 mm con tapón de color lila. 1 Frasco con 10 ml con solución de etilen-diamino-tetra-acetato de sodio al 10 % (EDTA). 1.1.2 PROCEDIMIENTO. 1) En un tubo de ensayo de 13x75 mm se coloca una gota del anticoagulante, en la etiqueta se escribe en el nombre del paciente, fecha y análisis deseado. 2) El paciente cómodamente sentado, coloca el brazo en posición horizontal, se palpan las venas, (venas cefálica media y basílica) al mismo tiempo se le solicita que abra y cierre el puño con la finalidad de hacerlas más evidentes. 3) Una vez seleccionada la vena en la que se efectuará la punción, se sujeta el brazo del paciente tensando la piel, se limpia la zona en forma circular y de dentro hacia afuera, con el antiséptico, se deja secar, sin soplar. 4) Se aplica el torniquete a 7 cm. aproximadamente por arriba del pliegue del codo, no apretándolo demasiado y sólo el tiempo necesario, para evitar la hemoconcentración. 5) Se toma la jeringa de manera que el bisel de la aguja se encuentre hacia arriba, se coloca paralela al trayecto de la vena, se introduce a la piel y vena con una punción directa y única. 6) Cuando la aguja ha penetrado en la vena, se ve el flujo de la sangre en la jeringa.


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7) Jalar suavemente el émbolo de la jeringa para obtener la cantidad de sangre deseada, hacer esta operación despacio para evitar la hemólisis. 8) Se suelta el torniquete y se retira la aguja suavemente aplicando la torunda sobre el sitio de la punción, indicándole al paciente que flexione el codo suavemente con el puño abierto, con la finalidad de evitar hemorragias o hematomas. 9) Se quita con mucho cuidado la aguja de la jeringa con la ayuda de su funda, con movimiento de torsión, y la sangre se vacía lentamente por las paredes del tubo que contiene el anticoagulante, se tapa y se mezcla suavemente, durante un minuto LABORATORIO DE HEMATOLOGÍA I

PRACTICA 2 1.2 OBTENCIÓN DE SANGRE CON SISTEMA VACUTAINER. El fundamento es la aspiración directa de la sangre en tubos al vacío que contienen el tipo y cantidad apropiada de anticoagulante. 1.2.1 MATERIAL A UTILIZAR POR EQUIPO. 1 Torniquete 1 Soporte Vacuntainer 2 Agujas Vacuntainer de calibre 20x25mm (Bisel corto) y/o 20x32mm (bisel largo) 2 Tubos al vacío con EDTA (Tapón color lila) 1 frasco con Torundas con alcohol al 70 % por sección 1 par de guantes de látex desechables por persona 1.2.2 PROCEDIMIENTO (Presentación de video) 1) Preparar el sistema: La aguja se gira para romper el sello de esterilidad, se atornilla al soporte, se quita la capucha, quedando lista para la punción, el tubo debe estar rotulado con el nombre del paciente, estudio y fecha de realización.


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2) El paciente cómodamente sentado coloca el brazo en posición horizontal, se palpan las venas, (venas cefálica media y basílica) al mismo tiempo se le solicita que abra y cierre el puño con la finalidad de hacerlas más evidentes. 3) Una vez seleccionada la vena en la que se efectuará la punción, se sujeta el brazo del paciente tensando la piel, se limpia la zona en forma circular y de dentro hacia afuera, con el antiséptico, se deja secar, sin soplar. 4) Se aplica el torniquete a 7 cm. aproximadamente por arriba del pliegue del codo, no apretándolo demasiado y sólo el tiempo necesario, para evitar la hemoconcentración. 5) Sujetar firmemente el soporte con la mano derecha e introducir la aguja con el bisel hacia arriba en la vena elegida, se sujetará el brazo del paciente con la mano izquierda, y con el pulgar se sostendrá el soporte vacuntainer para evitar que se mueva la aguja. 6) Empuje el tubo vacutainer hasta el final del soporte, perforando completamente el tapón. 7) Dejar fluir libremente la sangre hasta que se acabe el vacío. 8) Retire el torniquete suavemente. 9) Jalar el tubo vacuntainer hacia afuera del soporte y sin quitar el tapón mezcle suavemente la sangre con el anticoagulante lentamente sin sacudir. (aprox. 60 veces) 10) A continuación retire la aguja colocando la torunda en el sitio de la punción, indicándole al paciente que flexione el brazo suavemente. 1.2.3 PRECAUCIONES: 1. Verificar que el material sea estéril, para evitar la transmisión de VIH y HEPATITIS, entre otras, se debe utilizar guantes durante la extracción sanguínea para protección personal. 2. Debe evitarse una mala punción o exceso de presión ya que puede provocar hemorragias, hematomas y dolor en la zona de punción. 3. Evitar la permanencia prolongada de agujas dentro de las venas, ya que en ocasiones puede provocar “flebitis”. 4. En el momento de la punción asegurarse que la aguja penetre en la luz del vaso, para evitar la formación de hematomas.


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5. Si por algún motivo la extracción de sangre se realiza en vena femoral, se debe tener la precaución que la aguja no penetre demasiado para evitar lesión vascular. 1.2.4 VENTAJAS Y DESVENTAJAS DE AMBOS MÉTODOS. •

El método de extracción por sistema Vacutainer no requiere tanta preparación.

Se pueden obtener varias muestras en una sola punción, en cambio con jeringa sólo se -obtiene el volumen indicando en ésta.

En el sistema Vacutainer existe una gran variedad de tubos tanto en volumen como en el tipo de anticoagulante que contienen, además sólo se extrae la cantidad exacta de sangre con relación a la cantidad de anticoagulante. TIPO DE TUBO ANTICUAGULANTE Tapón morado EDTA Tapón verde Heparina Tapón gris Oxalato de litio, de potasio y sodio. Tapón azul Citrato de sodio. Tapón rojo Sin anticoagulante.

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PRÁCTICA No. 3 CONTROL DE CALIDAD EN HEMATOLOGÍA OBJETIVO: El alumno conocerá los sistemas de control de calidad interno y externo que se utilizan en el laboratorio hematológico para garantizar al paciente resultados precisos y exactos. La citometría hemática, es sin duda uno de los estudios de laboratorio más solicitados y la interpretación correcta supone el análisis exacto, preciso y confiable de cada uno de los parámetros que se informan. Sin embargo, a pesar de realizar cuidadosamente las


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determinaciones analíticas, es habitual que se produzcan pequeños errores durante el desarrollo de las técnicas, siendo imposible reproducir exactamente mediciones sucesivas de una misma muestra aun contando con tecnología de punta. De ahí que sea necesario contar con sistemas de control de calidad interno y externo que garantice a su vez el control de las variables que pueden ser causa de error durante el trabajo diario de laboratorio. Si consideramos el trabajo de laboratorio como un proceso continuo desde la recepción del paciente hasta la emisión de resultados, podemos dividir el trabajo de laboratorio en tres grandes fases: 1. Pre-analítica, 2.Analítica y 3. Post-analítica, en las cuales se pueden estar introduciendo errores que deben ser detectados por nuestro sistema de control de calidad para realizar las acciones correctivas necesarias. Los errores que se pueden presentar en el trabajo diario de laboratorio son: Burdos.- este tipo de error solo se presenta por descuido del personal de laboratorio, ya que como su nombre lo dice son errores muy graves que no se pueden detectar por ningún sistema de control de calidad. Por ejemplo cambio de una muestra por otra, de un reactivo por otro, de una cantidad por otra, etc. Sistemáticos.- este tipo de error es el que produce dentro del sistema o método de prueba, afectando gravemente la precisión de nuestros resultados y se presentan como consecuencia procedimientos de calibración incorrecta, funcionamiento defectuoso o falta de precisión de alguna parte del proceso. Éstos a su vez pueden ser constantes o proporcionales. Aleatorios.- este tipo de error se produce como su nombre lo indica sin predicción ni regularidad, afectando gravemente la exactitud de nuestros resultados Así pues, el control estadístico de calidad tiene como finalidad monitorear en forma continua mediante técnicas estadísticas, la estabilidad del proceso, y mediante los gráficos de control de este análisis detectar en forma visual la variabilidad de nuestras mediciones, las cuales probablemente se pueden atribuir a alguna causa específica que se podrá investigar y corregir. CONTROL DE CALIDAD INTERNO Los programas de control de calidad interno comprende el análisis de muestras de control junto con las muestras de pacientes y la evaluación estadística de los resultados para determinar la aceptabilidad de la corrida analítica. Con éste trabajo se evalúa y controlan la precisión y el sesgo debido al análisis de un método de prueba, pero no la exactitud. Una muestra control es una muestra especial insertada en el proceso de comprobación y tratada como si fuera la de un paciente. Debe tener concentraciones apropiadas en niveles significativos, para que el médico pueda utilizarlos para tomar decisiones acerca del tratamiento. Debe hacerse una distinción entre


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los controles y los calibradores o los estándares, los dos últimos se utilizan para ajustar la instrumentación o definir una curva estándar para el análisis. Además de tener un valor asignado con precisión que ya se probó según un método de referencia, el calibrador debe tener las mismas características que el método control. Los materiales de calibración y control no son intercambiables. El control debe ser independiente por completo del proceso de calibración para poder detectar errores sistemáticos causados por el deterioro del calibrador o un cambio en el proceso analítico. Las propiedades de un material de control ideal para hematología, según Bachner son las siguientes: •

Económica

Estabilidad prolongada

Probados directamente

Que se suspenda con facilidad y no se aglutine

Características de flujo similar a la de la sangre

Proporciones ópticas y eléctricas similares a las de la sangre

Tamaño y forma de las partículas similares a los de la sangre

Evaluable por métodos independientes

Sin embargo, la mayoría de los productos de control para hematología disponibles en el comercio no son muy buenos, pero tienen varias ventajas sobre las muestras de pacientes conservadas. CONTROL DE CALIDAD EXTERNO. Con un programa de control de calidad externo puede evaluarse la exactitud de un procedimiento, así como el rendimiento de cada laboratorio o participante sobre una muestra idéntica o compararlo con el rendimiento de laboratorios con métodos iguales o similares. Estos programas de control obligatorios pueden ser inspecciones estatales o nacionales. Se considera que la media del grupo o el resultado consensuado del grupo es el“valor verdadero” o exacto. Así, el rendimiento del laboratorio se evalúa por la proximidad de sus resultados en comparación con los de la opinión promedio del grupo. LABORATORIO DE HEMATOLOGÍA I


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CAPACITACIÓN CONTINUA. Un laboratorio de hematología que pretenda tener un nivel elevado constante, deberá contar con un programa activo de capacitación continua para su personal. Es de suma importancia programar talleres sobre identificación celular en sangre periférica, lecturas y seminarios de citogramas e histogramas de recuento diferencial automatizado y su correlación con las anormalidades que puedan hallarse en los extendidos de sangre periférica, solo así podrá detectarse variables espurias relacionadas con la muestra que pueden producir resultados inexactos en los valores obtenidos en hematología automatizada. ���El contar con profesionales clínicos bien capacitados y consientes son la mejor forma de prevenir errores en el laboratorio de hematología.” Debe diseñarse un plan que identifique los aspectos necesarios para garantizar la calidad, junto con los mecanismos y las personas que los evalúen e informen. Las características generales de cualquier plan deben incluir las metas, los objetivos, las fuentes de autoridad, la definición del alcance de servicios, la selección de temas, un calendario de actividades supervisado, las acciones correctivas, la evaluación periódica y los métodos de comunicación. El objetivo de la garantía de calidad del laboratorio es verificar que la calidad de los servicios contribuya con resultados confiables, exactos y precisos que coadyuven a la prestación global de atención médica de excelencia. Esto implica, que el laboratorio deberá supervisar todos los aspectos de la atención, desde la solicitud de las pruebas hasta el uso de los resultados de la prueba. PRACTICA 4 TINCIONES HEMATOLÓGICAS TINCION DE WRIGHT. El recuento diferencial es una parte importante de la valoración hematológica y consiste en reconocer las distintas variedades de glóbulos blancos y las posibles anormalidades celulares en un frotis de sangre teñido con el colorante de Wright. Debido a que el colorante de Wright se trata de una solución de eosina y una mezcla de tiacinas que incluyen el azul de metileno, el citoplasma de las células se tiñen con el colorante ácido (eosina) ya que en él, se encuentran los componentes básicos de la célula, por otro lado, el núcleo de la célula se tiñe con los colorantes básicos (azul de metileno) ya que en él se encuentran los componentes ácidos de la célula. MATERIAL. 1Puente de tinción por sección


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2 Portaobjetos por equipo 1 Microscopio por equipo 1 Contador de células por sección Agua destilada. Aceite de inmersión. REACTIVOS. Colorante de Wright Buffer pH = 7.0 Para el recuento diferencial el frotis no deberá ser tan fino no tan grueso de tal manera que las células estén juntas pero no apiladas. La extensión que se prepare deberá secarse inmediatamente. MÉTODOS PARA PREPARAR EXTENDIONES SANGUINEAS 1.- Método de los dos portaobjetos o de la cuña. a) Colocar la gota de sangre de un tamaño regular (2 a 3 mm de diámetro) aproximadamente a un centímetro del extremo de un portaobjetos. b) Tomar otro portaobjetos con el dedo índice y pulgar de la mano derecha. c) Colocar el borde libre sobre la gota de sangre y dejar que esta se extienda a lo largo del borde libre. El segundo portaobjetos deberá hacer un ángulo de 30 a 45 º con el primer portaobjetos. Con movimiento suave pero firme y a velocidad constante desplazar el segundo portaobjetos a lo largo del primer portaobjetos.

Es una buena extensión, los leucocitos no están demasiado juntos y los eritrocitos no están apilados. El secado de la extensión debe de hacerse con movimientos laterales y verticales repetidos al aire o con un ventilador. Marcar los frotis con lápiz graso o de plomo para su correcta identificación. 2.- Método de los dos cubreobjetos. Es un método que requiere mayor práctica y no es tan usual. 3.- Método de centrifugación. Es un método casi automatizado, brinda mejores resultados pero debido a lo anterior no es tan utilizado comúnmente. 4.- Método transversal. Es el más empleado en la actualidad y su técnica es la siguiente:


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Se coloca una gota de sangre en el borde del portaobjetos colocado horizontalmente, y se llena por capilaridad en su borde inferior el otro portaobjetos colocado a 45 º, la sangre se extiende en forma transversal hacia el otro extremo del portaobjetos, en el paso siguiente se unen ambos para que la sangre se extienda homogéneamente a lo ancho de la superficie del fondo, después se desliza el portaobjetos de arriba para retirar el exceso de sangre, quedando una película delgada que se secará con movimientos vigorosos de arriba hacia abajo quedando la preparación lista para ser teñida; se contarán de 100 a 200 células si el número de leucocitos es de 2 000 - 10 000 leucocitos/mm3 , y de 200 - 400 células si la cifra de leucocitos/ mm3 es superior a 10 000. La lectura se hará con un microscopio de luz, realizando una observación primera a 40x para tener una panorámica de la distribución de las células, después a 100x para estudiar fondo la morfología de las células.

FIJACIÓN.

Es necesaria una fijación de la extensión sanguínea para evitar la pérdida de muestra en el portaobjetos. Existen dos tipos de fijación.  Química.- Ésta se hace cubriendo la extensión sanguínea por uno a dos minutos con metanol puro o alcohol absoluto, o bien, quince minutos en alcohol absoluto-éter 1:1, también se puede usar una solución de HgCl2 al 1 % o solución al 1 % de formalina en alcohol.  Calor.- Casi no se usa debido a las alteraciones que causa en la muestra. Algunos colorantes fijan y tiñen a la vez como por ejemplo el colorante de Wright que contiene metanol como fijador, y existen así mismo otras soluciones fijadoras especiales.

PROCEDIMIENTO

a) Realice un frotis sanguíneo por el método de la cuña y se deja secar al aire sobre el puente de tinción. b) Cubra la extensión con un exceso de colorante de Wright durante 2 minutos, esto tiene como finalidad evitar la evaporación del colorante y la formación de precipitados. c) Transcurrido el tiempo, añada una cantidad igual de solución amortiguadora.


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d) Soplar suavemente sobre la superficie de la mezcla con la finalidad de homogenizar. e) Se deja reposar exactamente 4 minutos. f) Sin tirar la mezcla, lave con agua destilada hasta que el agua que escurra no lleve colorante. g) Secar al aire y añadir una gota de aceite de inmersión para observar en el microscopio a inmersión. h) Para la fórmula diferencial debe de contarse 100 células y deberá hacerse la diferenciación entre monocitos, linfocitos, basófilos, eosinófilos, neutrófilos, y simultáneamente, ver el número de mielocitos, bandas, meta mielocitos, y segmentados que existen entre neutrófilos, si hay otro tipo de células como por ejemplo balastos, deberán incluirse en el total.

CONCLUSIONES:  Se deben obtener extensiones de sangre bien niveladas para un trabajo exacto.  Los portaobjetos deben estar perfectamente limpios y sin grasa para que no se deformen las células.  Si el frotis se realiza del pulpejo del dedo, su elaboración debe ser rápida antes de que inicie la coagulación y sin exprimir el dedo para evitar la hemodilución.  En casos graves de anemia hay que preparar extensiones delgadas y secarlas al momento.  El borde del portaobjetos extensor debe de ser liso para evitar zonas con abundantes leucocitos.

METODO DE CONTEO: El recuento diferencial se realiza recorriendo el largo de la preparación de izquierda a derecha hasta contar 100 células, identificando cada una de ellas, si no basta un solo recorrido, se elige un nuevo campo y se hace completar el número de células. (Fig. 12)

2. 5 FORMA DE REPORTAR.


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Esta práctica se entregara incluyendo el dibujo de las distintas células vistas al microscopio y el nombre de cada una de ellas.


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PRÁCTICA No. 5 CUENTA DE LEUCOCITOS OBJETIVO: El alumno aprenderá el método de cámara de Neubauer o hemacitometro. 1. CUENTA DE LEUCOCITOS

INTRODUCCIÓN. El recuento de glóbulos en la sangre es una práctica habitual en el laboratorio clínico, en el cual se determina el número de eritrocitos, leucocitos y plaquetas por mm3 de sangre, con la ayuda de la cámara de Neubauer o hemacitómetro. La cámara de Neubauer o hemacitómetro es un grueso portaobjetos de vidrio, en el centro de su superficie se encuentra un cuadrado de 3 mm de lado dividido en 9 cuadros grandes cada uno de 1 mm, los cuadros marcados con la letra L son utilizados para el recuento de leucocitos y se encuentran divididos por 16 cuadros más pequeños. El cuadro central está dividido en 25 cuadros los marcados con la letra E son utilizados para el recuento de eritrocitos y los marcados con P para plaquetas. Fig. (1) Cada uno de estos cuadros se divide en 16 cuadros más pequeños dando un total de 400 en el cuadro central. Fig.(2) Área total = 9 mm2. Área de cada cuadro marcado como L = 1 mm2. Área de cada cuadro marcado como e y P = 0.04 mm2 Área total de los cinco cuadros centrales E= 0.2 mm2. Área de cada cuadrito marcado como “e” 0 0.0025 mm2.


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CUIDADOS DE LA CÁMARA. 2.1. Deberán utilizarse cubreobjetos especiales ya que los convencionales poseen superficie irregular. 2.2 Se debe lavar la cámara con agua tibia o un paño suave empapado en alcohol. 2.3 No se deberá tocar el rayado de la cámara con los dedos ya que manchan la cámara y puede provocar errores de apreciación 2.4 Evitar usar lienzos rígidos que puedan arañar el rayado sensible de la cámara. Tomarla únicamente por sus bordes.


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MÉTODO DE CONTEO. El conteo se inicia por la parte superior de izquierda a derecha y luego de derecha a izquierda sucesivamente, teniendo la precaución de contar las células que tocan una de cualquiera de las tres líneas como si estuvieran en los cuadros y teniendo la precaución de no contar una célula dos veces. Figura

MATERIAL: 1 Pipeta de Thoma para glóbulos blancos por equipo 1 Cámara de Neubauer o hemacitómetro por equipo 1 Boquilla o micropipeteador por equipo 1 Microscopio por equipo Reactivos: Diluyente para leucocitos (TURK) PROCEDIMIENTO. a) Llenar de sangre homogenizada la pipeta de leucocitos hasta la marca 0.5 aforando exactamente. b) Limpiar con papel absorbente el exterior de la pipeta. c) Aspirar líquido diluyente de leucocitos hasta la marca 11. d) Tapar los extremos de la pipeta y agitar manualmente. La agitación podrá hacerse con el agitador mecánico de pipetas si se cuenta con él. e) Limpiar la cámara, el cubreobjetos y colocar éste sobre aquella. f) Eliminar las cinco gotas de la pipeta y con la siguiente llenar por capilaridad la cámara. g) Después de dos minutos observar a seco débil, 1/10x) localizar el área correspondiente para contar leucocitos (cuadros L ) , y proceder a contarlos. h) El número de leucocitos contados en los cuadros grandes se multiplican por el factor 50, donde el número de leucocitos por milímetro cúbico de sangre. i) Si existe leucopenia es decir un número de leucocitos inferior a 2000, repetir la cuenta de acuerdo con las siguientes indicaciones. Llenar la pipeta con sangre hasta la marca 1 y aforar hasta 11 con el diluyente, llenar la cámara y contar nueve cuadros, el resultado se multiplica por 11.1; si las cifras son de 2000 a 4000 se hace una dilución 1:20, se cuentan nueve cuadros y se multiplica por


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22.2 Si hay leucocitosis (más de 50000 leucocitos/ mm3 ) se emplean pipetas de Thoma para eritrocitos, las diluciones son de 1/100 a 1:200. Con dilución 1:100, los factores de multiplicación serían 1000, 500, 333, 250 y 111, si se cuentan 1,2,3,4,y 9 cuadros de la cámara. Con dilución 1:200, los factores de multiplicación serán 2000, 1000,500, 222 si se cuentan 1,2,4, y 9 cuadros.

CÁLCULOS.

Las diluciones para leucocitos son 1:10, 1:20 La profundidad de la cámara es de 1/10 mm El área contada en leucocitos es: 4 mm2 ( 4 cuadrados contados ) Por ejemplo: Leucocitos contados 500 Cuadros L utilizados 4 Dilución 1:20 Sustituyendo la fórmula: V = ( 1/20 ) ( 1:10 ) ( 4 ) = 4/200 = 1/50 mm3

En leucocitosis: Dilución realizada 1/100 Profundidad de la cámara 1/10 Cuadros utilizados 2 Leucocitos contados 80 Volumen = Dilución x profundidad x área contada. Volumen = ( 1/100 ) ( 1/10) ( 2 ) = 2/1000


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CONSIDERACIONES. El líquido diluyente de leucocitos lisa eritrocitos y es isotónica para los leucocitos. VALORES DE REFERENCIA. EN HOMBRES Y MUJERES: 4000 - 12000 Leucocitos/ mm3

EN EL SISTEMA INTERNACIONAL: 4 - 12 X 109 leucocitos/L. En esta práctica el alumno investigara las patologías referentes a los leucocitos e incluirá imagen de la célula o dibujo de la misma.

PRACTICA 6 EXAMEN GENERAL DE ORINA (EGO) INTRODUCCION El examen de orina es uno de los más solicitados en la práctica médica, porque no solo permite evaluar el propio aparato urinario desde el riñón hasta la uretra, sino que con una muestra fácil de obtener podemos tener información sobre patologías metabólicas, como la diabetes, cetosis y de tejidos u órganos específicos como las hepatopatías, etc. OBJETIVO: Que el alumno aprenda a realizar un EGO y a diferenciar células al microscopio.


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MATERIAL Muestra de orina en frasco estéril Tubo de ensaye Tiras reactivas Porta objetos Cubre objetos Microscopio Centrifuga.

PROCEDIMIENTO. a) Se utiliza la primer orina de la mañana. Instruyendo al paciente para que se practique un aseo aséptico con agua y jabón, los varones deben desinfectarse el meato urinario con cloruro de benzalconio diluido 1:1000 y en la mujer por irrigación valvular o vagina con la misma solución. b) El método de chorro medio consiste en que el paciente deseche la primer Proción de orina (25ml aprox.) y reciba el resto en un fresco estéril de boca ancha hasta una cantidad de 75 a 100ml. c) Se procede a análisis macroscópico que incluye:

Volumen : _____________________ Color:__________________________ Olor:___________________________ Aspecto:_______________________ Sedimento:_____________________ d) Se vacía a un tubo de ensaye y se le introduce la tira reactiva. En la tira reactiva reportamos: Albumina(proteínas) Glucosa Hemoglobina Cetona Nitratos Densidad PH Urobilinogenos e) Se procede a colocar el tubo de ensaye para ser centrifugada a 5000rpm durante 5 minutos. f) Se decanta el líquido quedando en el tubo el sedimento. g) Se observa la sedimentación y se procede a poner la muestra en un portaobjetos. h) Posteriormente se tapa con cubreobjetos y se procede a observar al microscopio Al microscopio reportaremos.


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Eritrocitos:__________________ Cilindros:____________________ Leucocitos:__________________ Cristales._______________ Celdillas:_______________ Bacterias:______________ Levaduras:_____________ VALORES DE REFERENCIA

PRACTICA 7 COPROLOGICO


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INTRODUCCION: Las infecciones del aparato gastrointestinal representan una de las principales causas de mortalidad y morbilidad infantil por la diarrea aguda de niños menores de 5 años. En el tercer mundo es un serio problema y está relacionado con desnutrición en donde se crea un círculo vicioso para el niño enfermo, así las cifras por diarreas y/ o sus complicaciones se calculan en varios de millones de muertes al año. La patogénesis de la diarrea involucra a varios microorganismos como agentes causales, en su mayoría pertenecientes a la familia de las enterobacterias entre los más destacados están Salmonella, Sjigella, Yersinia, E. coli. OBJETIVO: Realiza un examen Coproparasitoscópico (cps), a una muestra de heces con el fin de buscar e identificar formas parasitarias. El alumno reconozca las bacterias más comunes en un coproparasitoscopico. MATERIAL: Aplicadores de madera Papel de estraza Portaobjetos Cubreobjetos Solución de lugol tubos de ensaye de 13x100 Microscopio Solución Salina fisiológica Guantes de látex

PROCEDIMIENTO.

1. En un portaobjetos se colocan, separadamente (en cada extremo), una gota de solución salina fisiológica y otra de lugol. 2. Con uno o dos aplicadores de madera, se toma una muestra de 1 a 4 mg de heces y se mezcla con la solución salina, haciendo una suspensión homogénea. 57 3. Con el mismo aplicador se retiran las fibras y otros fragmentos gruesos. 4. Se coloca el cubreobjetos. 5. Se efectúa la misma operación en la gota de lugol. 6. Se observa al microscopio, primero con objetivo seco débil y después con el seco fuerte. 7. La preparación con solución salina, sirve para identificar y reportar el hallazgo de trofozoítos. La preparación con lugol sirve para reportar el hallazgo de quistes, huevos y larvas. 8. Realiza el dibujo de lo observado. 9. RECUERDA: la materia fecal es potencialmente infectante, por lo que se tendrán los cuidados necesarios para su manejo que garanticen la correspondiente bioseguridad.


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CUESTIONARIO 1. Explica que son los protozoarios, estadios que presentan y cuáles son las especies patógenas más comunes para el hombre ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ 2. Indica la clasificación de los helmintos, sus características principales y los que parasitan con más frecuencia al hombre ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ 3. ¿Por qué se dice que la preparación con solución salina fisiológica sirve para identificar trofozoítos de los parásitos? ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ 4. ¿Además del intestino, donde más pueden los parásitos infectar al hombre? Da algunos ejemplos ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ 5. ¿A qué se refiere cuando decimos que el inconveniente de esta técnica es que es poco representativa? Explica e indica cómo podemos disminuirla ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ 62 Conclusiones. ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ ________________________________________________________________ Nombre del alumno:___________________________________


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Fecha de realización:__________________________________ PRACTICA 8 EOSINOFILOS EN MUESTRA NASAL INTRODUCCION: El moco constituye una barrera permeable entre la mucosa y el aire inspirado y es el centro de todos sus intercambios metabólicos. Es importantísimo en fisiología nasal por sus propiedades físico-químicas y biológicas: La mucosa es un tipo de tejido que reviste la cavidad nasal. Las membranas mucosas son generalmente tejido húmedo, bañado por secreciones tal como ocurre en la nariz. OBJETIVO: Que el alumno sea capaz de identificar células sanguíneas en el moco nasal para identificar si el paciente tiene una alergia o una infección de cualquier tipo. MATERIAL Portaobjetos Hisopó Colorante Wright Buffer Microscopio PROCEDIMIENTO A) Con un hisopó le realizamos un exudado nasal metiendo el hisopó en la nariz hasta donde soporte el paciente y se mueve untando en toda la mucosa nasal para obtener la muestra del moco, se debe realizar este procedimiento en las dos fosas nasales. B) Ya obtenida la muestra rotulamos el portaobjetos donde se va a colocar la muestra, como recomendación en el lado izquierdo del portaobjetos ponemos la muestra nasal de la fosa izquierda y así igual la de la derecha del lado derecho. C) Ya teniendo el moco en la placa se procede a fijar con calor. D) Se proceda a teñir la muestra con colorante Wright, recuerda que deben estar bien niveladas las placas para que cuando agregues el Buffer no derrames el colorante E) Después de 3 minutos agrega el Buffer y se deja 8 minutos más. F) Después de este tiempo se enjuaga con agua de la llave y se limpia por la parte de atrás para evitar que quede colorante en el portaobjetos por la parte de atrás y se deja secar. G) Ya seco se prosigue a ver al microscopio con un aumento de 100x y aceite de inmersión, para la búsqueda de células sanguíneas como eosinófilos, linfocitos y neutrófilos, se deben leer ambas muestras izquierda y derecha.


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CONCLUSIONES. ¿Por qué se genera aumento de eosinófilos en una muestra de moco nasal? _________________________________________________________________________________________________________ ______________________________________________________________________________________________________ ¿Qué es rinitis alérgica? ____________________________________________________________________________________________________________ ____________________________________________________________________________________________________________ _____________________________________________________________________________________________________ ¿Por qué es importante un exudado nasal? ____________________________________________________________________________________________________________ ____________________________________________________________________________________________________________ __________________________________________________________________________________________________________ Reporta tus conclusiones de esta práctica ____________________________________________________________________________________________________________ ____________________________________________________________________________________________________________ __________________________________________________________________________________________________________


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PRACTICA 9 METODO VDRL PARA DETECTAR SIFILIS

INTRODUCCION La sífilis es una enfermedad venérea causada por Treponema pallidum, espiroqueta estrechamente enrollada, de unos 8 a 15um de largo. La enfermedad sin tratar pasa por tres etapas que se pueden prolongar durante muchos años.

La sífilis pocas veces se diagnostica mediante la demostración de organismos en una lesión primaria o secundaria. La fase terciaria que sobreviene después, es el resultado de la hipersensibilidad tisular de los antígenos treponémicos, no de la presencia de importantes microorganismos viables. Las pruebas serológicas son importantes para la demostración del Treponema pallidum, cuyo diagnóstico bacteriológico es muy difícil.

OBJETIVO. El alumno tendrá las bases teórico - prácticas de inmunología y la capacidad de manejar el método diagnóstico de V.D.R.L. MATERIAL Porta objetos Suero o plasma PROCEDIMIENTO


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En un porta, depositar una gota (50uL) de suero del paciente, añadir una gota de reactivo y mezclar con un palillo de madera extendiendo por todo el círculo. Observar el resultado. RESULTADO VDRL____________________ CONCLUSION: ____________________________________________________________________________________________________________ PRACTICA 10 COMPATIBILIDAD SANGUINEA INTRODUCCION Los grupos sanguíneos son agrupaciones de la sangre según características dependientes de los antígenos presentes en la superficie de los glóbulos y en la sangre. Las dos clasificaciones más importantes para describir grupos sanguíneos en humanos son ABO y el factor Rh. Esta clasificación de grupos sanguíneos es importante ya que la transfusión de sangre entre grupos sanguíneos incompatibles puede provocar una reacción inmunológica que puede desembocar en hemolisis, anemia, fallo renal o la muerte. MATERIAL Solución anti-A Solución anti-B Solución anti-D(anti Rh) Porta objetos Lanceta estéril Algodón Alcoholo Una gota de sangre ARTERIAL PROCEDIMIENTO


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a)Pinchar la yema del dedo, previa desinfección con alcohol o agua oxigenada. Depositar una gotita de sangre en cada casilla y mezclar con los sueros. En caso de no tener la placa de vidrio en 3 portaobjetos. b) Colocar en la tarjeta una gota se suero anti-A, una de anti-B, una mezcla de anti-A y anti-B, y una gota de anti-D, cada una en su casilla correspondiente o en cada uno de los portaobjetos. Siempre acomodar en orden los antígenos para evitar errores. Y mezclar con palo de madera. c) El grupo sanguíneo del individuo corresponderá con el de la casilla en la que la sangre haya coagulado. Si el individuo es del grupo AB, la sangre coagulará en las tres primeras casillas. Además, si la sangre coagula en la casilla "anti-D", el individuo será Rh positivo, de lo contrario será Rh negativo.

LOS INDIVIDUOS A TENDRÁN ANTICUERPOS ANTI-B LOS INDIVIDUOS B TENDRÁN ANTICUERPOS ANTI-A LOS INDIVIDUOS AB NO TENDRÁN ANTICUERPOS DE ESTE TIPO LOS INDIVIDUOS O TIENEN LOS DOS TIPOS DE ANTICUERPOS Entonces: Grupo

donan a:

recibe de:

A

A/AB

AyO

AB

AB

Todos

B

B/AB

ByO

O

donador universal a todos los grupos

O

En esta practica el alumno reportara su grupo sanguíneo con su Rh , así como lo aprendido en esta práctica e investigara acerca de la transfusión sanguínea, las pruebas cruzadas.


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DESEO DE TODO CORAZON QUE ESTAS PRACTICAS LES SIRVAN EN SU FUTURO PROXIMO Y LES

DESEO LA MEJOR DE LAS SUERTES IBQ. CLAUDIA CASILLAS.

NOTAS:


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