A CULTURA DA SERINGUEIRA PARA O ESTADO DE SÃO PAULO

Manual Técnico

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Governador do Estado Alberto Goldman Secretário de Agricultura e Abastecimento João Sampaio Secretário-Adjunto Antônio Junqueira Chefe de Gabinete Antônio Vagner Pereira Coordenador/Assistência Técnica Integral José Luiz Fontes Diretor/Departamento de Comunicação e Treinamento Ypujucan Caramuru Pinto Diretor/Departamento de Sementes, Mudas e Matrizes Armando Azevedo Portas Diretor/Divisão de Extensão Rural João Brunelli Júnior Coordenador/Defesa Agropecuária Cláudio Alvarenga de Melo Coordenador/Agência Paulista de Tecnologia dos Agronegócios Orlando Melo de Castro Diretor/Departamento de Descentralização e Desenvolvimento Alceu de Arruda Veiga Filho

GOVERNO DO ESTADO DE SÃO PAULO

SECRETARIA DE AGRICULTURA E ABASTECIMENTO COORDENADORIA DE ASSISTÊNCIA TÉCNICA INTEGRAL - CATI

A CULTURA DA

SERINGUEIRA

PARA O ESTADO DE SÃO PAULO Coordenadora: Elaine Cristine Piffer Gonçalves

AUTORES COMISSÃO TÉCNICA DA SERINGUEIRA Afonso Pedro Brioschi – CATI Regional Presidente Prudente Altino Aldo Ortolani – IAC (Campinas) Antonio de Noronha Bacchiega – CATI Regional São José do Rio Preto Antonio Lúcio Mello Martins – APTA (Centro-Leste) Carlos Alberto de Luca – CATI Regional Fernandópolis Corali Maria do Amaral Pacheco Franchin – CDA (Marília) Elaine Cristine Piffer Gonçalves – APTA (Alta Mogiana) Harley Carlos de Araújo – Casa da Agricultura de Poloni João Belato – Codeagro José Fernando Canuto Benesi – APTA (Alta Mogiana) Maria Argentina Nunes de Mattos – CDA (São José do Rio Preto) Norberto L. Oliveira Filho – CATI Regional Marília Paulo de Souza Gonçalves – IAC (Campinas) Edson Luiz Furtado – Professor FCA/Unesp – Botucatu Francisco José do Nascimento Kronka – Instituto Florestal/SMA Marineide Rosa Vieira – Professora FEIS/Unesp – Ilha Solteira

Manual Técnico CATI

Campinas (SP)

n.o 72

setembro 2010

EDIÇÃO E PUBLICAÇÃO

Departamento de Comunicação e Treinamento - DCT

Diretor: Ypujucan Caramuru Pinto

Centro de Comunicação Rural - CECOR Diretora: Maria Rita Pizol G. Godoy Editora-chefe: Maria Rita Pizol G. Godoy Editora Responsável: Graça D’ Auria Revisora: Marlene M. Almeida Rabello Revisão Bibliográfica: Nadir Umbelina da Silva Designer gráfico: Paulo Santiago Ilustração: Antônio José Ribeiro Fotografias: Bancos de Imagens: APTA, CATI, CDA, IAC, Instituto Florestal/SMA, Unesp e colaboradores Distribuição: Carmen Ivani Garcez

Esta publicação é dirigida aos técnicos da CATI, produtores e/ou interessados. É permitida a reprodução parcial, desde que citada a fonte.

A reprodução total depende de autorização expressa da CATI

SAA. Comissão Técnica da Seringueira e outros.

A Cultura da Seringueira para o Estado de São Paulo. 2 ed. Coordenado por Elaine Cristine Piffer Gonçalves. Campinas, CATI 2010.

163p. ilus. 28cm (Manual Técnico, 72) CDD 634.9865

PREFÁCIO Produzir borracha natural é acreditar no futuro. Com esta certeza é que estamos reeditando o Manual Técnico A Cultura da Seringueira para o Estado de São Paulo, apostando na qualificação do produtor, no seu preparo e na instrução como forma de produzir e adaptar tecnologia à cadeia produtiva.

O potencial de crescimento do setor de borracha natural vislumbra um horizonte de rentabilidade para o produtor, baseado num quadro atual de demanda maior que oferta além de uma tendência de mercado para os produtos ambientalmente sustentáveis.

Para colaborar com os nossos produtores de borracha natural e, orgulhosamente, incluo-me como um entusiasmado participante dessa atividade, este manual congrega pesquisa e assistência técnica, que foram, no passado, responsáveis pelo desenvolvimento da heveicultura no Estado de São Paulo.

Hoje, correspondemos a mais de 60% da produção brasileira; a terra, a tecnologia e os produtores paulistas devem garantir que continuemos produzindo e com qualidade.

No Estado de São Paulo, também reativamos a comissão de seringueira dentro da Secretaria de Agricultura e Abastecimento. No âmbito dos institutos de pesquisa, tornamos prioritárias as ações de pesquisa e desenvolvimento para novas variedades, que só foi possível graças à admissão de novos pesquisadores dedicados à atividade. Isso reflete também no acesso dos produtores à tecnologia e consequente aumento da área de plantio.

Além disso, a criação de uma linha de financiamento específica aos produtores paulistas pelo Banco do Brasil, considerando todas as particularidades do cultivo da seringueira, também foi uma vitória do setor. De olho no contexto econômico e ambiental da atividade, acreditamos que este manual venha contribuir ainda mais para o desenvolvimento da heveicultura paulista.

João Sampaio Produtor de borracha natural e Secretário de Agricultura e Abastecimento

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APRESENTAÇÃO

A seringueira [Hevea brasiliensis (Willd. ex Adr. de Juss.) Muell.-Arg.] foi introduzida em São Paulo em 1917, com sementes fornecidas pelo Marechal Rondon ao Coronel Procópio Ferraz, proprietário da Fazenda Santa Sofia, município de Boa Esperança do Sul, que obteve um primeiro lote de 30 plantas. Em 1941, o Instituto Agronômico de Campinas (IAC) instalou as primeiras plantações nas antigas Estações Experimentais de Campinas, Ribeirão Preto e Pindorama, constatando, por meio de balanços hídrico e climático, a viabilidade da heveicultura no Estado de São Paulo. Tal comprovação permitiu ao Governo do Estado, por meio da Secretaria da Agricultura e Abastecimento, traçar, em 1948, as diretrizes para o desenvolvimento da cultura da seringueira em São Paulo.

Em 1990, a produção no Estado era de 5 mil toneladas. Ao longo de 20 anos (1990 a 2010) houve um aumento significativo da produção, atingindo, em 2010, um total de aproximadamente 65 mil toneladas de borracha natural produzidas no Estado de São Paulo, que representam mais de 50% da produção nacional, seguida por Mato Grosso e Bahia com 25% e 14%, respectivamente.

Atualmente, o Estado de São Paulo conta com mais de 40 milhões de pés de seringueira em 85 mil hectares distribuídos por 4.500 produtores que empregam cerca de 15 mil trabalhadores. Destes plantios, 60% estão em produção e, quando todas os seringais paulistas vierem a produzir plenamente, isto é, atingirem a meta de 1.500kg de borracha seca por hectare, a safra estadual será de aproximadamente 125 mil toneladas. Entretanto, esse montante representa ainda muito pouco se levarmos em consideração que em 2009 o Brasil importou mais de 200 mil toneladas do produto. Há, portanto, um mercado pronto a absorver toda a produção e São Paulo tem se destacado nessa oferta.

Ainda em 2008, considerando que mudas de seringueira são de peculiar interesse para o Estado, a Comissão Técnica da Seringueira começou a estudar a elaboração de uma legislação com a finalidade de orientar e fiscalizar a produção de mudas. Na ocasião, as Casas da Agricultura da Coordenadoria de Assistência Técnica Integral (CATI) fizeram um levantamento dos viveiros de mudas de seringueira existentes em todo o Estado de São Paulo e o resultado mostrou a existência de, aproximadamente, 12 milhões de mudas em formação, que estão sendo produzidas sem nenhum controle dos órgãos oficiais.

Estabeleceram-se, então, as Normas de Produção de Mudas de Seringueira para, posteriormente, serem oficializados o Programa de Cadastro de Plantas Matrizes e Jardim Clonal e o Cadastro de Viveiros e Depósitos de Mudas de seringueira, que serão fiscalizados pelos técnicos da Coordenadoria de Defesa Agropecuária (CDA/SAA).

No início de 2009, foi elaborada a Minuta da Resolução que estabelece as Normas e as Medidas de Defesa Sanitária Vegetal e a Certificação de Conformidade Fitossanitária de Mudas de Seringueira no iii

Estado de São Paulo. Após a emissão dessa Resolução pela Secretaria de Agricultura e Abastecimento do Estado de São Paulo, os viveiristas passarão a ser orientados e fiscalizados sobre as exigências para a planta fornecedora de material de propagação assexuada e as exigências fitossanitárias para a produção de mudas. Dessa forma, o heveicultor paulista poderá adquirir mudas fiscalizadas e com Certificação de Conformidade Sanitária e estará garantido quanto à sanidade e à cultivar eleita, tanto para porta-enxerto como para copa. A Resolução estabelece, também, as normas de comercialização e trânsito das mudas de seringueira.

Concluindo, verifica-se que ao longo desses anos o Estado de São Paulo vem se aprimorando na produção de pesquisas e informações que contribuíram significativamente para a expansão da cultura e o aumento de produção do Estado. Esta publicação, elaborada pela Comissão Técnica da Seringueira da Secretaria de Agricultura e Abastecimento do Estado de São Paulo, com a colaboração de autores convidados, retrata todos esses avanços e traz recomendações técnicas confiáveis e esclarecedoras para que se possa realizar uma heveicultura de sucesso.

Comissão Técnica da Seringueira do Estado de São Paulo

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SUMÁRIO PREFÁCIO............................................................................................................................................. i APRESENTAÇÃO.................................................................................................................................. iii A CULTURA DA SERINGUEIRA PARA O ESTADO DE SÃO PAULO................................................. 1 1. INTRODUÇÃO................................................................................................................................... 1 2. CLIMA E ZONEAMENTO................................................................................................................... 1 2.1. Zoneamento agroclimático.............................................................................................................. 1 2.2. Geadas e meios de prevenção e proteção do seringal................................................................... 3 2.2.1. Localização geográfica................................................................................................................. 3 2.2.2. Altitude......................................................................................................................................... 3 2.2.3. Relevo local.................................................................................................................................. 3 2.2.4. Topografia e planejamento na propriedade................................................................................. 3 2.2.5. Efeitos de lagos e represas.......................................................................................................... 4 2.2.6. Aproveitamento do calor do solo.................................................................................................. 4 2.2.7. Proteção do caule........................................................................................................................ 5 2.2.8. Cobertura direta de plantas jovens.............................................................................................. 5 2.2.9. Outros métodos diretos de controle de geada ............................................................................ 5 3. PRODUÇÃO DE MUDAS................................................................................................................... 5 3.1. Viveiro............................................................................................................................................. 5 3.2. Germinador ou sementeira.............................................................................................................. 6 3.3. Tipos de viveiros............................................................................................................................. 9 3.4. Preparo do solo............................................................................................................................. 10 3.4.1. Viveiro no campo........................................................................................................................ 10 3.4.2. Viveiro ensacolado..................................................................................................................... 10 3.5. Espaçamento ............................................................................................................................... 11 3.5.1 Viveiro no campo......................................................................................................................... 11 3.5.2. Viveiro ensacolado..................................................................................................................... 11 3.6. Repicagem.................................................................................................................................... 12 3.7. Condução do viveiro...................................................................................................................... 13 3.8. Tipos de mudas............................................................................................................................. 14 3.8.1. Mudas de raiz-nua...................................................................................................................... 14 3.8.2. Mudas em saco plástico............................................................................................................. 15 3.8.3. Porta-enxertos formados em sacos plásticos ........................................................................... 17 3.9. Enxertia......................................................................................................................................... 17 3.10. Jardim clonal............................................................................................................................... 18 3.10.1. Diversificação do material ....................................................................................................... 20 3.10.2. Tratos culturais......................................................................................................................... 20 3.10.3. Qualidade de borbulhas produzidas......................................................................................... 21 3.10.4. Coleta de hastes...................................................................................................................... 21 3.10.5. Embalagens e transporte de hastes......................................................................................... 23 3.10.6. Cuidados na escolha de mudas............................................................................................... 24 4. CLONES RECOMENDADOS.......................................................................................................... 25 v

4.1. Identificação.................................................................................................................................. 25 4.2. Clones de importância comercial.................................................................................................. 26 4.3. Porta-enxertos............................................................................................................................... 31 4.4.Recomendações para plantio......................................................................................................... 33 4.5. Escala de recomendações............................................................................................................ 37 5. IMPLANTAÇÃO................................................................................................................................ 38 5.1. Escolha e localização da área....................................................................................................... 38 5.2. Preparo da área............................................................................................................................ 38 5.3.Densidade e locação do seringal................................................................................................... 38 5.4.Preparo da cova de plantio............................................................................................................ 39 5.5.Seleção e transporte de mudas..................................................................................................... 39 5.6. Plantio........................................................................................................................................... 40 5.7. Replantio....................................................................................................................................... 42 5.8.Controle de plantas invasoras........................................................................................................ 43 5.9.Desbrotas....................................................................................................................................... 44 6. CONDUÇÃO DO SERINGAL........................................................................................................... 44 6.1. Manejo químico e cultural de plantas invasoras........................................................................... 44 6.2. Desbrotas...................................................................................................................................... 46 7. NUTRIÇÃO MINERAL E ADUBAÇÃO DA SERINGUEIRA............................................................. 46 7.1. Nutrição mineral............................................................................................................................ 46 7.1.1. Funções dos nutrientes.............................................................................................................. 47 7.1.2. Absorção e movimento de nutrientes na planta......................................................................... 48 7.1.3. Exigências nutricionais .............................................................................................................. 49 7.1.4. Sintomas de deficiências de nutrientes...................................................................................... 51 7.1.5. Estado nutricional ...................................................................................................................... 55 7.2. Adubação da seringueira.............................................................................................................. 57 7.2.1. Adubação para a formação de mudas....................................................................................... 58 7.2.2. Adubação de plantio................................................................................................................... 59 7.2.3. Adubação de pós-plantio (primeiro ano).................................................................................... 59 7.2.4. Adubação de formação e produção........................................................................................... 59 8. DOENÇAS ....................................................................................................................................... 60 8.1. Doenças – viveiros........................................................................................................................ 60 8.1.1. Patógenos associados às sementes.......................................................................................... 60 8.1.2. Morte de plântulas...................................................................................................................... 61 8.1.3. Doenças foliares......................................................................................................................... 61 8.2. Doenças - formação das plantas até a sangria............................................................................. 68 8.2.1. Mal-das-folhas da seringueira.................................................................................................... 68 8.2.2. Antracnose de folhas.................................................................................................................. 69 8.2.3. Oídio........................................................................................................................................... 69 8.2.4. Doenças do tronco..................................................................................................................... 69 8.2.5. Nematoides associados à cultura da seringueira....................................................................... 72 8.3. Doenças no seringal adulto (em sangria)...................................................................................... 74 8.3.1. Oídio........................................................................................................................................... 74 8.3.2. Mal-das-folhas............................................................................................................................ 75 8.3.3. Doenças do painel de sangria.................................................................................................... 75 9. PRAGAS E SEU CONTROLE.......................................................................................................... 83 9.1.Ácaros............................................................................................................................................ 83 9.1.1. Calacarus heveae – microácaro-da-face-superior-da-folha-de-seringueira............................... 83 9.1.2. Tenuipalpus heveae – ácaro-plano-vermelho-da-seringueira.................................................... 86 9.1.3. Prejuízos dos ácaros C. heveae e T. heveae............................................................................ 88 9.2.Outras espécies de ácaros............................................................................................................. 88 vi

9.2.1. Ácaros fitófagos.......................................................................................................................... 88 9.2.2. Ácaros predadores..................................................................................................................... 89 9.3. Manejo para controle de ácaros.................................................................................................... 90 9.3.1. Clones........................................................................................................................................ 90 9.3.2. Controle químico........................................................................................................................ 92 9.3.3. Controle biológico....................................................................................................................... 95 9.3.4. Culturas consorciadas................................................................................................................ 96 9.4. Leptopharsa heveae – percevejo-de-renda ................................................................................. 97 9.4.1. Manejo........................................................................................................................................ 99 9.4.2. Controle químico........................................................................................................................ 99 9.4.3. Controle biológico....................................................................................................................... 100 9.5. Mandarová.................................................................................................................................... 101 9.6. Formigas....................................................................................................................................... 102 9.7. Cochonilhas................................................................................................................................... 103 9.8. Moscas-brancas e tripes............................................................................................................... 103 9.9. Coleópteros................................................................................................................................... 103 9.10. Pragas sazonais.......................................................................................................................... 104 10. NOTAÇÃO DE SANGRIA.............................................................................................................. 105 10.1. Símbolo de corte......................................................................................................................... 106 10.2. Comprimento do corte da sangria............................................................................................... 106 10.3. Quantidade de cortes.................................................................................................................. 107 10.4. Direção da sangria...................................................................................................................... 107 10.5. Frequência da sangria................................................................................................................. 108 10.6. Periodicidade............................................................................................................................... 109 10.7. Número de dias de sangria realizada.......................................................................................... 109 10.8. Mudança de sistema................................................................................................................... 110 10.9. Sangria combinada..................................................................................................................... 111 10.10. Protetor contra chuva................................................................................................................ 112 10.11. Notação sobre painel................................................................................................................ 112 10.12. Notações sobre estimulação..................................................................................................... 113 10.12.1. Estimulante............................................................................................................................. 113 10.12.2. Aplicação................................................................................................................................ 114 10.12.3. Periodicidade.......................................................................................................................... 115 10.12.4. Notações completas sobre estimulação................................................................................. 115 10.12.5. Intensidade da sangria........................................................................................................... 115 10.12.6. Exemplos de Notações completas......................................................................................... 116 11.EXPLOTAÇÃO DO SERINGAL...................................................................................................... 117 11.1. Parâmetros técnicos e socioeconômicos para início da explotação........................................... 117 11.2. Fatores relacionados ao clima.................................................................................................... 117 11.3. Preparo do seringal..................................................................................................................... 118 11.3.1. Operações para abertura do painel ......................................................................................... 119 11.3.2. Equipamentos necessários...................................................................................................... 122 11.3.3. Equipagem das árvores para a sangria................................................................................... 122 11.4. Sangria........................................................................................................................................ 123 11.4.1. Consumo de casca................................................................................................................... 123 11.4.2. Estimulação.............................................................................................................................. 124 11.4.3. Balanceamento do painel......................................................................................................... 125 11.5. Coleta e armazenamento do látex.............................................................................................. 125 11.6. Centro de coleta.......................................................................................................................... 126 vii

12. DETERMINAÇÃO DO CONTEÚDO DE BORRACHA SECA NO LÁTEX (DRC) E DA QUANTIDADE DE BORRACHA SECA EM COÁGULOS DE BORRACHA NATURAL....................... 127 13. RECOMPOSIÇÃO DA RESERVA LEGAL COM USO DO SISTEMA AGROFLORESTAL (SAF) COM SERINGUEIRA........................................................................................................................... 128 13.1. Exemplos de arranjos de SAF com seringueira.......................................................................... 129 14. USO POTENCIAL DA MADEIRA DA SERINGUEIRA .................................................................. 130 14.1. A demanda por produtos da madeira no Brasil: a situação peculiar da seringueira................... 130 14.2. O segmento moveleiro................................................................................................................ 132 14.3. Perspectivas de utilização da madeira da seringueira: o caso específico do Estado de São Paulo............................................................................................................................................. 133 14.4. Consumo de madeira tropical na região dos polos moveleiros................................................... 134 14.5. Principais características da madeira da seringueira.................................................................. 135 14.6. Aproveitamento dos plantios para uso múltiplo........................................................................... 135 14.7. Rendimentos na conversão da tora para madeira serrada......................................................... 137 14.8. Tratamento preservativo e secagem da madeira da seringueira................................................ 138 14.9 Indicações iniciais para usos da madeira da seringueira............................................................. 138 14.10. Utilização da madeira da seringueira para laminação na produção de compensados............. 139 14.11. Biomassa para energia (lenha, cavaco, pellet)......................................................................... 140 15. PRODUTOS COMPLEMENTARES NA EXPLORAÇÃO DO SERINGAL..................................... 140 15.1. Produção de óleo das sementes................................................................................................. 140 15.1.1. Uso do óleo.............................................................................................................................. 141 15.2. Produção de torta........................................................................................................................ 141 15.3. Produção de mel......................................................................................................................... 141 16. ESTUDO ECONÔMICO DA CULTURA DA SERINGUEIRA......................................................... 141 16.1. Operação “preparo do solo”........................................................................................................ 142 ANEXO – Cálculos para levantamento de custos de implantação de seringal................................... 144 1. OPERAÇÕES HM/ha (Horas-máquina/hectare) e HH/ha (Horas-homens/hectare)........................ 144 2. MATERIAL CONSUMIDO................................................................................................................ 148 3. OUTRAS DESPESAS (modelo)....................................................................................................... 149 4. ENCARGOS FINANCEIROS (Juros sobre capital utilizado)........................................................... 149 5. DEPRECIAÇÃO DE MÁQUINAS E IMPLEMENTOS...................................................................... 150 6. DEPRECIAÇÃO DE BENFEITORIAS EM INSTALAÇÕES............................................................. 151 7. ADMINISTRAÇÃO E DESPESAS GERAIS..................................................................................... 151 8. CÁLCULO DO CUSTO DE HORA/MÁQUINA................................................................................. 152 9. CÁLCULO DO CUSTO DA MÃO-DE-OBRA.................................................................................... 152 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS..................................................................................................... 153

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LISTA DE FIGURAS Figura 1 – Carta da aptidão climática da heveicultura no Estado de São Paulo................................... 2 Figura 2 – Representação esquemática dos efeitos micro e topoclimático sobre a temperatura do ar em noite de geada............................................................................................................................. 4 Figura 3 – Germinador........................................................................................................................... 6 Figura 4 – Germinador com umidade ideal............................................................................................ 6 Figura 5 – Estádios de germinação da semente, da esquerda para a direita: semente, ‘ponto branco’, ‘pata-de-aranha’ e ‘palito’.............................................................................................. 7 Figura 6 – Estádio de ‘palito’ – Ideal para repicagem............................................................................ 7 Figura 7– Acondicionamento de plântulas para repicagem................................................................... 8 Figura 8 – Endosperma ruim (à esquerda) e endosperma bom (semente túrgida)............................... 9 Figura 9 – Viveiro no campo após repicagem........................................................................................ 10 Figura 10 – Viveiro no campo (antes da enxertia)................................................................................. 10 Figura 11 – Viveiro ensacolado.............................................................................................................. 11 Figura 12 – Repicagem em viveiro no campo........................................................................................ 12 Figura 13 – Etapas da repicagem em viveiros ensacolados.................................................................. 13 Figura 14 - Muda de raiz-nua................................................................................................................. 14 Figura 15 - Muda de raiz-nua – efeito do hormônio alfanaftaleno acetato de sódio (enraizamento)..... 14 Figura 16 – Mudas ensacoladas............................................................................................................ 16 Figura 17 – Toco parafinado em saco plástico...................................................................................... 17 Figura 18 – Etapas da enxertia (retirada da borbulha, abertura da janela, colocação da borbulha e amarrio).................................................................................................................................................. 18 Figura 19 – Jardim clonal – hastes maduras......................................................................................... 19 Figura 20 – Jardim clonal – hastes verdes............................................................................................. 19 Figura 21 – Etapas da retirada de hastes (corte da haste, toalete e aplicação de fungicida)................ 22 Figura 22 – Etapas para embalagem e transporte das hastes.............................................................. 23 Figura 23 – Gema de catáfilo. ............................................................................................................... 24 Figura 24 – Muda com folhas encarquilhadas pela deriva de herbicida................................................ 24 Figura 25 – Manchas características sobre a casca externa (testa) da semente que poderão contribuir para a identificação do clone.................................................................................................. 26 Figura 26 – Visão geral do clone IAC 35, com três anos de idade, na região noroeste do Estado de São Paulo. Observa-se nas entrelinhas a Pueraria phaseoloides......................................................... 29 Figura 27 – Desempenho do vigor de seis clones de seringueira nos períodos: pré (vermelho) e pós-sangria (azul) de seis diferentes porta-enxertos em 18 anos de avaliação. .................................. 31 Figura 28 – Desempenho produtivo de seis clones de seringueira em função de seis diferentes porta-enxertos, em nove anos de avaliação.......................................................................................... 32 Figura 29 – Abertura de cova mecanicamente...................................................................................... 39 Figura 30 – Coveta com lama................................................................................................................ 40 Figura 31 – Introdução da muda na coveta............................................................................................ 40 Figura 32 – Muda em desenvolvimento: “esporinha”, lançamento novo e lançamento maduro, repectivamente....................................................................................................................................... 41 Figura 33 – Plantio................................................................................................................................. 41 ix

Figura 34 – Plantio de muda ensacolada............................................................................................... 42 Figura 35 – Replantio de mudas............................................................................................................ 42 Figura 36 – Linha de plantio isenta de plantas invasoras por método químico..................................... 43 Figura 37 – Faixa de plantio mantida livre de plantas daninhas (seringal com 3 meses após o plantio)........................................................................................................................................ 43 Figura 38 – Aumento da faixa livre de plantas daninhas (seringal irrigado: 1 ano)............................... 45 Figura 39 – Seringal livre de plantas daninhas (com 2 anos e meio).................................................... 45 Figura 40 – Acúmulo dos macronutrientes (A) e dos micronutrientes (B) da seringueira em função da idade. ................................................................................................................................................ 50 Figura 41 – Sintomas de deficiência de N.............................................................................................. 52 Figura 42 – Sintomas de deficiência de P.............................................................................................. 52 Figura 43 – Sintomas de deficiência de K.............................................................................................. 53 Figura 44 – Sintomas de deficiência de Mg........................................................................................... 53 Figura 45 – Sintomas de deficiência de Ca............................................................................................ 53 Figura 46 – Sintomas de deficiência de S.............................................................................................. 53 Figura 47 – Sintomas de deficiência de B.............................................................................................. 53 Figura 48 – Sintomas de deficiência de Cu............................................................................................ 54 Figura 49 – Sintomas de deficiência de Fe............................................................................................ 54 Figura 50 – Sintomas de deficiência de Mn........................................................................................... 54 Figura 51 – Folíolos com lesões do mal-das-folhas nas fases conidial (A) e ascógena (B).................. 61 Figura 52 – Lesões de antracnose em: hastes (A); desfolha de ponteiros em árvores adultas (B); frutos colonizados por antracnose (C)................................................................................................... 63 Figura 53 – Sintomas de antracnose..................................................................................................... 64 Figura 54 – Sintomas de antracnose causados pelo Colletotrichum gloeosporioides em placa de enxerto................................................................................................................................................... 64 Figura 55 – Sintomas do ataque do oídio: desfolhas causadas por oídio (A); clone resistente e suscetível a oídio nas folhas maduras (B)............................................................................................. 65 Figura 56 – Sintomas de mancha-concêntrica em folíolos de seringueira............................................. 66 Figura 57 – Folíolos com lesões (A) e plantas com desfolha de ponteiros (B)...................................... 67 Figura 58 – Folíolos com lesões de Cercospora sp............................................................................... 67 Figura 59 – Lesão em “V” invertido, causada por Lasiodiplodia theobromae ....................................... 69 Figura 60 – Podridão na base da planta................................................................................................ 70 Figura 61 – Aspecto da parte aérea das árvores lesionadas................................................................. 70 Figura 62 – Tratamento com pasta fungicida......................................................................................... 70 Figura 63 – Aspecto das plantas após tratamento ................................................................................ 70 Figura 64 – Sintomas de rubelose: planta jovem (A), galhos (B), tronco (C)......................................... 71 Figura 65 – Raízes de seringueira com galhas provocadas por Meloidogyne exigua........................... 72 Figura 66 – Raízes de seringueira sem sintoma (à esquerda) e com sintoma de ataque de Meloidogyne incognita (à direita); reparar na deformação das radicelas e presença de massas de ovos................................................................................................................................................... 72 Figura 67 – Plantas adultas de seringueira com desgalhamento provocado pela alta infestação de M. exigua................................................................................................................................................ 74 Figura 68 – Sintomas do mal-das-folhas................................................................................................ 75 Figura 69 – Sintomas de antracnose em painéis de sangria: fase inicial (A); estrias longitudinais no lenho (B/C); estádio avançado da doença (D)....................................................................................... 76 Figura 70 – Sintomas de mofo-cinzento (A/B); nodulosidades provocadas pelo patógeno (C)............. 77 Figura 71 - Cancro-estriado do painel sem exsudação (A); com exsudação do látex (B)..................... 78 Figura 72 – Painel de sangria com sintomas de seca-do-painel............................................................ 81 Figura 73 – Seca de causa fisiológica.................................................................................................... 83 x

Figura 74 – Seca de causa patológica................................................................................................... 83 Figura 75 – Ovos, ácaros e exúvias de Calacarus heveae.................................................................... 85 Figura 76 – Sintoma típico de Calacarus heveae em folha de seringueira............................................ 85 Figura 77 – Sintoma do ataque de Calacarus heveae em folhas de seringueira................................... 85 Figura 78 – Escurecimento do limbo foliar provocado pelo ataque de Calacarus heveae.................... 85 Figura 79 – Desfolhamento observado em seringueiras devido ao ataque de ácaros (A); área testemunha sem pulverização (B).......................................................................................................... 85 Figura 80 – Padrão sazonal da produção da seringueira no Estado de São Paulo, 1991-1995 (adaptado de Cortez e Martin, 1996) e curva de desenvolvimento populacional de C. heveae e T. heveae em Reginópolis, SP, 2002/2003............................................................................................ 86 Figura 81 - Adultos de T. heveae........................................................................................................... 87 Figura 82 – Sintomas iniciais do ataque de T.heveae. ......................................................................... 87 Figura 83 – Sintomas avançados do ataque de T. heveae.................................................................... 87 Figura 84 – Deposição de exúvias de T. heveae ao longo das nervuras.............................................. 87 Figura 85 – Adulto do ácaro E. banksi................................................................................................... 89 Figura 86 – Ovos, ácaros e exúvias de L. formosa................................................................................ 89 Figura 87 – Adulto do ácaro L. formosa................................................................................................. 89 Figura 88 – Adulto de Euseius citrifolius predando T. heveae. Observar a coloração avermelhada do predador devido à ingestão do conteúdo interno do ácaro-vermelho. Ácaro fitófago....................... 89 Figura 89 – Efeito da aplicação do fungicida fenarimol em diferentes épocas, sobre a flutuação populacional de Calacarus heveae. CPA = controle padrão de ácaros com acaricidas.

Reginópolis (SP), 1999/2000................................................................................................................. 94 Figura 90 – Calacarus heveae contaminado com o fungo Hirsutella thompsonii. O fungo sai do ácaro pelas regiões anterior e posterior e se espalha pela folha constituindo fonte de inóculo para outros ácaros.......................................................................................................................................... 95 Figura 91 – Tenuipalpus heveae contaminado com Beauveria bassiana.............................................. 95 Figura 92 – Porcentagens de mortalidade de Calacarus heveae mediante o tratamento com diferentes isolados de fungos entomopatogênicos................................................................................ 96 Figura 93 – Porcentagens de mortalidade de Tenuipalpus heveae mediante o tratamento com diferentes isolados de fungos entomopatogênicos................................................................................ 96 Figura 94 – Ninfas de Leptopharsa heveae........................................................................................... 97 Figura 95 – Adulto de Leptopharsa heveae........................................................................................... 97 Figura 96 – Sintoma de Leptopharsa heveae em folíolo de seringueira................................................ 98 Figura 97 – Excrementos de Leptopharsa heveae em folíolo de seringueira........................................ 98 Figura 98 – Flutuação populacional de ninfas e adultos de L. heveae em seringueira. Pindorama (SP) – 1998/1999 (Cividanes et al., 2004a)........................................................................................... 98 Figura 99 – Mandarová – variação da cor em função da densidade populacional............................. 102 Figura 100 – Ataque em seringal adulto............................................................................................. 102 Figura 101 – Ataque em muda nova no campo.................................................................................. 102 Figura 102 – Árvore derrubada por formigueiro.................................................................................. 102 Figura 103 – Ataque de besouro......................................................................................................... 104 Figura 104 – T. felisbertoi.................................................................................................................... 104 Figura 105 – Ataque de T. felisbertoi.................................................................................................. 104 Figura 106 – Lagarta-dos-capinzais.................................................................................................... 104 Figura 107 – Danos causados por antas............................................................................................ 105 Figura 108 – Ataque de roedores: rato (A); capivara (B).................................................................... 105 Figura 109 – Medição do perímetro para início de sangria................................................................. 119 Figura 110 – Demarcação das linhas geratrizes................................................................................. 119 Figura 111 – Demarcação do ângulo de corte usando bandeira (37o)................................................ 120 Figura 112 – Ângulo de corte marcado............................................................................................... 120 xi

Figura 113 – Notação internacional de “sistema de sangria”: A) Tipos de cortes; B) Comprimento de corte; C) Número de cortes; D) Direção do corte. ......................................................................... 121 Figura 114 – Painel aberto ................................................................................................................. 122 Figura 115 – Equipagem das árvores: distância para colocação da bica (A); árvore equipada (B); painel aberto e árvore pronta para sangria (C)................................................................................... 122 Figura 116 - Sangria............................................................................................................................ 123 Figura 117 – Balanceamento de painel............................................................................................... 125 Figura 118 – Centro de coleta............................................................................................................. 126 Figura 119 - Consumo de madeira amazônica, 1997......................................................................... 131 Figura 120 – Receitas geradas pelas exportações brasileiras de móveis (US$ milhões).................. 132 Figura 121 – Distribuição anual dos plantios de seringueira no Estado de São Paulo....................... 133 Figura 122 – Localização dos plantios de seringueira no chamado Polo da Borracha e dos principais Polos Moveleiros no Estado de São Paulo......................................................................... 134 Figura 123 – Projeção da produção de madeira de seringueira considerando-se as atuais áreas e perspectivas futuras de plantios....................................................................................................... 134 Figura 124 – Aspecto de seringal com aproximadamente 40 anos, com desenvolvimento desuniforme e má formação silvicultural: bifurcações, galhos grossos e ausência de um fuste definido (Município de Bálsamo, SP)......................................................................................... 136 Figura 125 – Espaçamentos adotados na implantação de antigos seringais (8m x 2,5m).

Observar inclinação das árvores motivada pela competição das copas pela luz............................... 136 Figura 126 – Aspecto de um seringal com aproximadamente 15 anos. Observar ramos laterais grossos e excessivos provocados pela não-execução de desrama................................................... 136 Figura 127 – Secagem de madeira em barracão coberto.................................................................. 138 Figura 128 – Diferentes peças de móveis........................................................................................... 139 Figura 129 – Processo para confecção de laminados........................................................................ 139

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LISTA DE TABELAS Tabela 1 – Produção média anual de borracha de 37 clones de seringueiras obtida dos seringais paulistas recomendados para plantio em grande e pequena escalas para a região Sudeste do Brasil................................................................................................................................. 34 Tabela 2 – Clones recomendados para a região Sudeste do Brasil e o Planalto do Estado de São Paulo............................................................................................................................ 37 Tabela 3 – Herbicidas registrados para a cultura da seringueira – SAA/CDA/Centro de Fiscalização de Insumos e Conservação de Solo e Agrofit (2010)...................................................... 46 Tabela 4 – Principais funções dos macronutrientes............................................................................. 47 Tabela 5 – Principais funções dos micronutrientes.............................................................................. 48 Tabela 6 – Formas de nutrientes absorvidas pelas plantas................................................................. 48 Tabela 7 – Participação relativa da interceptação radicular, do fluxo de massa e da difusão no contato nutriente-raiz............................................................................................................................ 49 Tabela 8 – Mobilidade comparada dos nutrientes aplicados nas folhas – em cada grupo, os elementos aparecem em ordem decrescente...................................................................................... 49 Tabela 9 – Conteúdo de alguns macronutrientes nos produtos colhidos de seringueira com produção média de 1-1,5 t ha-1............................................................................................................. 51 Tabela 10 - Sequência de eventos biológicos que conduzem aos sintomas visíveis de deficiência de zinco e toxidez de alumínio............................................................................................................. 51 Tabela 11 – Princípios gerais para a diagnose visual de desordens nutricionais................................ 52 Tabela 12 – Faixa de teores adequados de macronutrientes e de micronutrientes em seringueira em produção........................................................................................................................................ 57 Tabela 13 – Adubação de cobertura em mudas de seringueira.......................................................... 59 Tabela 14 – Recomendação da adubação de produção em função da análise química do solo, das folhas e de produtividade.............................................................................................................. 59 Tabela 15 – Relação entre fungos presentes nas sementes e doenças causadas nas mudas de seringueira............................................................................................................................................ 60 Tabela 16 – Controle químico dos principais patógenos em viveiros e jardim clonal.......................... 66 Tabela 17 – Ocorrência de patógenos foliares de seringueira, observados nas principais regiões de cultivo do Estado de São Paulo...................................................................................................... 68 Tabela 18 – Reação de alguns porta-enxertos a Meloidogyne spp..................................................... 73 Tabela 19 – Fungicidas eficientes no controle das doenças do painel da seringueira........................ 80 Tabela 20 – Parâmetros biológicos de Calacarus heveae e Tenuipalpus heveae em folhas de seringueira, com fotoperíodo de 12 horas, à temperatura de 28°C na fotofase e 25°C na escotofase............................................................................................................................................ 84 Tabela 21 – Comparação de clones de seringueira quanto ao desenvolvimento populacional de Calacarus heveae e Tenuipalpus heveae............................................................................................ 91 Tabela 22 – Ingredientes ativos testados para controle de C. heveae e T. heveae em seringueira... 93 Tabela 23 – Número de ovos de Leptopharsa heveae, número de ovos parasitados por E. tingitiphagus e porcentagem de parasitismo em clones de seringueira. Itiquira (MT), agosto de 2005 a fevereiro de 2006............................................................................................................... 101 Tabela 24 – Localização dos polos moveleiros, empresas, empregados e principais mercados....... 132 xiii

Tabela 25 – Consumo da madeira amazônica nas regiões de Votuporanga, Mirassol, Itatiba e São Bernardo (Ano 2001)................................................................................................................... 135 Tabela 26 – Cubagem das toras: cálculo do volume verde e cálculo do volume das peças desdobradas........................................................................................................................................ 137 Tabela 27 – Orçamento de formação de seringal............................................................................... 143 Tabela 28 – Orçamento de formação de seringal ano a ano (em R$)................................................ 143 ANEXO – Cálculos para levantamento de custos de implantação de seringal................................... 144 1. OPERAÇÕES HM/ha (Horas-máquina/hectare) e HH/ha (Horas-Homens/hectare)...................... 144 2. MATERIAL CONSUMIDO............................................................................................................... 148 3. OUTRAS DESPESAS..................................................................................................................... 149 4. ENCARGOS FINANCEIROS (Juros sobre capital utilizado).......................................................... 149 5. DEPRECIAÇÃO DE MÁQUINAS E IMPLEMENTOS..................................................................... 150 6. DEPRECIAÇÃO DE BENFEITORIAS E INSTALAÇÕES............................................................... 151 7. ADMINISTRAÇÃO E DESPESAS GERAIS.................................................................................... 151 8. CÁLCULO DO CUSTO DE HORA/MÁQUINA................................................................................ 152 9. CÁLCULO DO CUSTO DA MÃO-DE-OBRA................................................................................... 152

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A CULTURA DA SERINGUEIRA PARA O ESTADO DE SÃO PAULO 1. INTRODUÇÃO

Desde 1916, com a introdução das primeiras sementes de seringueira no Estado de São Paulo e o plantio comercial da cultura a partir de 1950 até os dias atuais, a heveicultura vem solidificando suas bases no território paulista.

Nas avaliações de 1978 a1980 já existiam áreas implantadas superiores a 2 mil hectares de seringais, e as estatísticas divulgadas pela antiga Superintendência do Desenvolvimento da Heveicultura (Sudhevea) mencionavam as produções paulistas. Aos poucos, os agricultores e o poder público foram verificando que a heveicultura, além de rentável, apresentava-se como uma das importantes opções de cultivo permanente para a sustentação do desenvolvimento de várias regiões do Estado. Entre as vantagens, constitui uma forma de reflorestamento, com benefícios ao meio ambiente; seu produto final, o látex, substitui a matéria-prima importada e, no campo social, desenvolve mão-de-obra especializada no meio rural e propicia investimentos industriais, envolvendo pequenos, médios e grandes produtores.

Com a intensificação do plantio, que na última década atingiu uma área de 77.400ha, distribuídos entre mais de 4.400 produtores (Lupa 2009), o Estado de São Paulo responde por mais de 60% da produção brasileira. Com esse crescimento, apesar dos esforços institucionais e dos próprios heveicultores, tem sido difícil manter um equilíbrio entre a disponibilidade de conhecimentos e recursos técnicos e a expansão da demanda de informações para soluções de problemas técnicos e operacionais.

2. CLIMA E ZONEAMENTO

Os fatores relacionados ao clima são determinantes em heveicultura. Temperatura, radiação solar, precipitação pluvial, umidade do ar e vento são decisivos em todas as etapas do cultivo da seringueira e na qualidade e produtividade do seringal e abrangem a seleção das áreas para a implantação de viveiro, o jardim clonal, o plantio definitivo, o tipo de muda, a taxa de crescimento e o período de imaturidade, o florescimento e a viabilidade da semente, o controle de doenças e pragas, e os sistemas de sangria.

2.1. Zoneamento agroclimático Para estudo dos agroclimas da heveicultura no Brasil, foram consideradas variáveis climáticas e índices resultantes de balanço hídrico, com armazenamento de 300mm de água no solo para árvores adultas, com os seguintes limites: 1

• evapotranspiração real (ER) de 900mm; • deficiência hídrica anual (Da) de 0 a 300mm; • isoterma anual (Ta) de 18°C; • isoterma do mês mais frio (Ef) de 20°C; • frequência de geadas; • média da umidade relativa do ar do mês mais seco (URs); • excedente hídrico anual (Exca) e índice hídrico (Im), utilizados como auxiliares no estudo.

Embora existam testemunhas de seringueiras em várias regiões do Estado de São Paulo, os maiores polos de desenvolvimento da cultura concentram-se em climas tropicais ao norte, como São José do Rio Preto e Barretos. As características gerais do meio físico correspondem a altitudes entre 350 e 500 metros, chuvas anuais entre 1.200 e 1.300mm, com duas estações bem diferenciadas (úmida de outubro a março e subúmida ou seca de abril a setembro). Nessas regiões, são registrados os maiores índices de temperatura do ar e de radiação solar, os menores valores de velocidade média do vento, menor probabilidade de geadas e excedentes hídricos mais reduzidos em relação às regiões centro, sul e sudoeste do Estado.

No zoneamento climático da heveicultura para o Estado de São Paulo (Figura 1) são apresentadas faixas de aptidão climática, semelhantes às relatadas no trabalho de Camargo e Camargo (2008).

Figura 1 – Carta da aptidão climática da heveicultura no Estado de São Paulo.

(Fonte: ilustração adaptada da Embrapa)

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2.2. Geadas e meios de prevenção e proteção do seringal

As geadas ocorridas em 1975, 1979, 1981 e 1994 evidenciaram que o sucesso dos empreendimentos depende de uma série de fatores que podem reduzir os efeitos de temperaturas baixas, entre eles a localização geográfica, o relevo da região, a topografia da propriedade, a proximidade de lagos e represas, os clones, os sistemas de plantio, os tratos culturais, o estado nutricional, a idade e a altura da planta. No Estado de São Paulo, a frequência de geadas é evidenciada por esses fatores.

2.2.1. Localização geográfica

As regiões continentais estão mais sujeitas a geadas que as áreas de influência oceânica (litoral e Vale do Ribeira). Maiores frequências são observadas no sul e no sudoeste e em regiões de elevada altitude, limítrofes com Minas Gerais.

Como medida de prevenção devem-se evitar regiões com alta incidência de geadas, a exemplo do sul e sudoeste do Estado, ou aquelas de altitude acima de 1.000 metros, onde prevalece maior resfriamento noturno. Os agricultores precisam basear-se em trabalhos de zoneamento agroclimático, elaborado pelo Instituto Agronômico de Campinas (IAC).

2.2.2. Altitude

De modo geral, a atmosfera é mais fria em regiões de altitudes elevadas. Dessa forma, não considerando outros fatores, a geada é mais frequente nas regiões mais altas. Por exemplo, em Campos do Jordão, a 1.600m de altitude, a frequência de geada é maior que em Atibaia, a 900m. Nesta, por sua vez, é maior que em São José do Rio Preto, a 500 metros.

2.2.3. Relevo local

A geada de irradiação ocorre quando a superfície do solo atinge 0°C ou menos, devido ao calor irradiado ao espaço durante a noite (normalmente com ausência de vento e nuvens). O ar frio, sendo mais pesado que o quente, tende sempre a se acamar ou fluir lentamente pelas encostas, acumulando-se ante os obstáculos e, principalmente, nas baixadas (Figura 2). Nota-se que em baixadas e em terrenos planos as geadas são mais severas e sua incidência em espigões e encostas é reduzida e de fraca intensidade.

Mesmo os agricultores conhecendo bem a sua propriedade e os espigões ou relevos onde, normalmente, a geada não se manifesta, recomenda-se que se baseiem em trabalhos de zoneamento agroclimáticos, como o elaborado pelo Instituto Agronômico de Campinas (IAC).

2.2.4. Topografia e planejamento na propriedade

A Figura 2 (página 4) ilustra como deve ser feito o planejamento de instalação do seringal de acordo com a topografia. Qualquer barreira, como um renque de árvores, pode reter o fluxo de ar frio para a baixada. A Figura 2, linha B, ilustra uma encosta com duas barreiras de renques retendo o fluxo de ar frio. A montante de cada renque, acumula-se massa, “lago”, de ar frio. A Figura 2, linha C, mostra uma configuração correta, com cultura de seringueira no espigão e na meia-encosta. Abaixo da plantação não existe nenhum obstáculo, apenas vegetação de porte baixo.

Renques compactos, acima da cultura a proteger, são úteis, pois funcionam como quebra-ventos e dificultam a descida do ar frio na cultura (Figura 2, linha D).

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Figura 2 – Representação esquemática dos efeitos micro e topoclimático sobre a temperatura do ar em noite de geada.

2.2.5. Efeitos de lagos e represas

Em noite de geada, quando a superfície do solo e a vegetação rasteira estão a 0°C, a temperatura da água de um lago existente nas proximidades estará entre 5 e 10°C. A propriedade da água em armazenar calor altera o microclima das áreas próximas, estabelecendo pequena circulação entre o ar frio e o mais aquecido. Culturas de seringueira e mesmo viveiros instalados próximo a grandes superfícies livres de água podem ser protegidos por esse efeito microclimático.

2.2.6. Aproveitamento do calor do solo

Durante a geada, a superfície do solo tem intenso resfriamento, mas na profundidade de 30 a 60cm o solo permanece mais aquecido. Esse calor armazenado pode ser conduzido à superfície para promover aquecimento do ar e das plantas.

Para facilitar esse aproveitamento de calor, o solo deve-se apresentar:

• compacto; • úmido, se possível; • limpo, sem vegetação rasteira; • sem cobertura morta.

Não é aconselhável nenhum tipo de prática que aumente a aeração do solo. A gradagem, ou aração, reduz o armazenamento de calor durante o dia e impede o aproveitamento dessa energia à noite.

A cobertura morta (palha de arroz, capim seco etc.) é totalmente contraindicada, pois impede o aquecimento do solo e agrava os efeitos da geada.

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A alta umidade é favorável, pois propicia o armazenamento de calor durante o dia e facilita a condução para a superfície, à noite.

2.2.7. Proteção do caule

Mudas de seringueira têm sido muito afetadas próximo ao ponto de enxertia. Nessa altura, as temperaturas são muito baixas e, normalmente, o enxerto (tecido mais novo) sofre danos totais. Eventuais brotações serão observadas no cavalo, abaixo do enxerto, quase ao nível do solo. Dependendo da disponibilidade de material e da extensão do seringal, duas práticas podem ser recomendadas:

• cobertura parcial com terra, removendo-a passado o perigo das geadas; o “chegamento” de terra pode

ser feito até uma altura que proteja o ponto de enxertia e se aplica, principalmente, para plantas jovens;

• proteção do caule com materiais isolantes, ou seja, jornal, sacaria, palha de milho ou folhas de coqueiro.

Em regiões superúmidas, no caso de cobertura do caule por períodos longos, é recomendável tratamento com fungicidas cúpricos.

2.2.8. Cobertura direta de plantas jovens

É um processo caro e viável apenas em pequenas extensões. Em viveiro é eficiente a cobertura com sombrite, ripados, folhas de palmeiras ou material semelhante. No campo, em plantios recentes, as gemas e brotações novas podem ser cobertas, porém sem contato, com jornal, papelão e outros materiais isolantes. A maioria dos plásticos usados em casas de vegetação não impede o resfriamento noturno, sendo, contudo, eficaz para proteção contra ventos frios.

2.2.9. Outros métodos diretos de controle de geada

Os métodos mais eficientes de controle de geada são caros e de difícil execução, normalmente viáveis para culturas intensivas, de alto valor econômico. Sua viabilidade depende de outros fatores, principalmente da frequência de geadas e do número de anos de utilização dos equipamentos e materiais. Incluem processos de irrigação, ventilação, aquecimento e combinações desses processos.

Para culturas extensivas, como café, tem sido recomendada, no Brasil, a nebulização atmosférica.

Embora aparentemente simples, é um método complexo e de reduzida ou nula capacidade de proteção.

3. PRODUÇÃO DE MUDAS

No estabelecimento de um seringal, a muda deve ser considerada como insumo básico, do qual dependerá o sucesso do empreendimento.

Dada a alta variabilidade genética da espécie quando propagada por via sexual, a muda deve ser produzida por via assexuada, utilizando, nesse caso, a enxertia por borbulhia. Os principais passos para a produção de mudas de boa qualidade estão descritos a seguir.

3.1. Viveiro

É o local físico destinado à produção de mudas. Suas características dependem fundamentalmente do tipo de muda a ser produzido e compreende uma área própria à germinação de sementes (germinador ou sementeira) e outra destinada ao desenvolvimento dos porta-enxertos.

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• Localização

O viveiro deve estar localizado em área privilegiada, de fácil acesso, topografia regular, levemente inclinada, livre de ocorrências de geadas ou ventos frios e de ervas daninhas de difícil controle, e estar próximo à tomada de água, de modo a facilitar as irrigações necessárias, o pegamento e o desenvolvimento dos porta-enxertos. O solo deve ser rico, bem drenado, profundo e sem impedimentos, como cascalhos e pedras. Para a seringueira, solos leves propiciam condições ideais para a obtenção de melhores porta-enxertos.

3.2. Germinador ou sementeira

Deve ser instalado no viveiro em local de fácil acesso, em solo bem drenado e próximo à tomada de água. Os canteiros não devem ter largura superior a 1,30m, para favorecer os trabalhos em seu interior e o comprimento dependerá da quantidade de sementes a ser utilizada. Como base de cálculo, são utilizados 6kg de sementes por metro quadrado de canteiro.

Os canteiros com carreadores de 0,6 metro devem ser separados para facilitar o trânsito de pessoas que neles irão trabalhar.

A terra do germinador precisa ser bem afofada, utilizando, para isso, máquinas ou enxadas. Depois de nivelados os canteiros, coloca-se substrato de germinação no seu leito, que pode ser areia grossa ou serragem curtida, em camadas de 20cm. No caso de utilizar areia grossa, haverá necessidade de maior número de regas. Pode-se, ainda, empregar areia grossa como base do canteiro e serragem curtida como cobertura das sementes.

A semeadura pode ser feita sem necessidade de arrumação criteriosa, desde que a micrópila fique enterrada e as sementes ligeiramente cobertas.

Após a semeadura, fazer a cobertura dos canteiros (girau) a uma altura conveniente, mantendo o germinador à meia-sombra. As regas devem ser suficientes para conservar o substrato úmido, sem, contudo, encharcá-lo. Se necessário, fazer até duas regas por dia, sempre nas primeiras horas da manhã e no final da tarde.

Figura 3 – Germinador.

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Figura 4 – Germinador com umidade ideal.

Em condições normais, as sementes iniciam o processo de germinação ao redor do décimo dia da semeadura. Baixas temperaturas ocasionam atraso na germinação. As sementes que germinarem após a terceira semana (21 dias) deverão ser descartadas, pois apresentam baixo vigor.

A repicagem (transplante) das plântulas da sementeira, tanto para o viveiro no campo como para os sacos plásticos, pode ser feita nos estádios de ‘ponto branco’, ‘pata-de-aranha’ ou ‘palito’. O mais utilizado é o ‘palito’. Nesse estádio, realiza-se o descarte de plantas albinas, com raízes tortas, e demais anomalias, visando a uma pré-seleção no próprio germinador, para maior uniformização do viveiro.

Figura 5 – Estádios de germinação da semente, da esquerda para a direita: semente, ‘ponto branco’, ‘pata-de-aranha’ e ‘palito’.

No caso de utilização do ‘palito’, irrigar abundantemente o germinador antes do arranquio das plântulas, evitando traumatismos no sistema radicular. Para essa operação, preferir os dias nublados ou as horas mais frescas do dia.

Figura 6 – Estádio de ‘palito’ – Ideal para repicagem.

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As plântulas devem ser arrancadas uma a uma, acondicionadas em feixes, recobertas com serragem curtida e, a seguir, bem umedecidas, ou acondicionadas em baldes plásticos com água para uso imediato. Plântulas que apresentarem defeitos, como se destacar da semente, ter duas ou mais raízes pivotantes ou raízes pivotantes malformadas, dois caules ou qualquer outro defeito, devem ser descartadas.

Figura 7 – Acondicionamento de plântulas para repicagem.

As melhores sementes para obtenção de porta-enxertos são as obtidas de polinização cruzada, enquanto que as originadas de blocos monoclonais revelam redução drástica de vigor, em virtude da autopolinização (endogamia). Na prática, tem-se observado que sementes coletadas em blocos de clone RRIM 600 possuem baixo vigor e altas taxas de albinismo, em função da endogamia, resultando plântulas desuniformes e perdas exageradas no viveiro. Sugere-se que as sementes de blocos monoclonais sejam coletadas nas periferias dos blocos, onde a possibilidade de ocorrência de sementes de polinização cruzada é maior. Porta-enxertos vigorosos podem ser obtidos de plantas adultas de blocos policlonais ou de populações de pés-francos.

No Estado de São Paulo, os meses de maior produção de sementes são os de fevereiro e março, com alternância de produção, variando a quantidade média de sementes de 1,5 a 2,0kg por árvore/ano.

Cada quilograma de semente possui, em média, 250 sementes e, considerando as perdas normais, propicia a formação de 100 mudas aptas para o campo.

Brilho e peso são características de boa semente. A semente da seringueira, ao contrário de outras espécies vegetais, necessita de alta umidade para a manutenção da viabilidade do embrião durante o armazenamento. Na realidade, verifica-se que sementes coletadas adequadamente apresentam taxas de germinação entre 60 e 80%, quando postas a germinar imediatamente após a queda. Quanto maior o tempo decorrido entre a queda e a semeadura, menor será essa taxa.

Sementes colhidas e deixadas ao ar livre perdem 50% do poder germinativo depois de 30 dias.

Aos 50 dias, a germinação cai para 10%, chegando a ser nula em alguns casos. Um teste prático 8

para verificação da sua viabilidade consiste em coletar 100 sementes ao acaso e analisar a coloração do endosperma. Endosperma branco e leitoso significa sementes viáveis, e endosperma amarelado, ressecado ou com outros danos representa sementes inviáveis (morte do embrião). Separando-se as sementes viáveis, obtém-se a porcentagem aproximada de sementes que irão germinar.

Figura 8 – Endosperma ruim (à esquerda) e endosperma bom (semente túrgida).

A perda do poder germinativo restringe a época de início de formação do viveiro ao período de queda de sementes. Visando contornar esse problema e permitir que o viveiro seja instalado na época de temperaturas mais altas e início da estação chuvosa, efetuaram-se tentativas de conservação, chegando a uma técnica simples e de fácil execução que consiste em coletar as sementes recém-caídas e colocá-las em sacos plásticos com capacidade para 8kg, enchendo-os até a metade. Veda-se a boca dos sacos com selagem a quente, ou grampeia-se, fazendo-se quatro ou cinco dobras. Fazem-se de oito a dez furos nos sacos com prego, agulha grossa ou outro objeto de ponta fina para conservar a umidade elevada em seu interior, mantendo-se, assim, a respiração das sementes em nível reduzido.

O método possibilita a manutenção do poder germinativo até 40% após um ano. A principal vantagem de conservar as sementes reside no fato de poder instalar o viveiro em qualquer época do ano.

De fato, os clones mais utilizados para formação de porta-enxertos são Tjir 1, Tjir 16, GT1, PB 235, IAN 873, dos quais o GT1 e o IAN 873 produzem porta-enxertos mais vigorosos.

3.3. Tipos de viveiros Em função do sistema de formação de mudas adotado, podem-se ter, basicamente, três tipos de viveiros: • viveiro no campo – as mudas se desenvolvem exclusivamente no campo; • viveiro ensacolado – as mudas se desenvolvem exclusivamente em sacos plásticos; • viveiro misto – onde as mudas permanecem no campo até serem enxertadas e posteriormente transplantadas para sacos plásticos.

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3.4. Preparo do solo

De acordo com o tipo de viveiro, duas situações podem ser adotadas.

3.4.1. Viveiro no campo

O preparo do solo para a instalação do viveiro no campo é fundamental. Primeiramente, devem-se fazer as correções de fertilidade necessárias mediante a análise de solo. O solo deve ser arado o mais profundamente possível e gradeado para ficar bem destorroado, de modo a facilitar um vigoroso desenvolvimento do sistema radicular. A seguir, passa-se uma grade niveladora e procede-se à demarcação do terreno, obedecendo ao espaçamento previamente estabelecido.

Figura 9 – Viveiro no campo após repicagem.

Figura 10 – Viveiro no campo (antes da enxertia).

3.4.2. Viveiro ensacolado

Para o enchimento dos sacos plásticos, deve-se dar preferência à terra de barranco, pois, normalmente, não contém plantas invasoras, restos de culturas e raízes, que poderiam garantir a sobrevivência de patógenos.

Quanto à fertilidade do solo, é recomendável que seja feita uma análise química e, a seguir as correções necessárias. Solos excessivamente arenosos não servem para o enchimento dos sacos plásticos, pois, quando levados ao campo para plantio, haverá maior possibilidade de quebra do torrão e consequente perda da muda. Se por qualquer motivo não for possível fazer a análise, usar a seguinte adubação: 1,4kg de superfosfato triplo ou 2,5kg de superfosfato simples ou 3,1kg de termofosfato magnesiano; 0,5kg de cloreto de potássio e 300 litros de esterco de curral bem-curtido, para cada metro cúbico de terra.

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3.5. Espaçamento

O espaçamento dependerá do tipo de viveiro adotado e das práticas culturais a serem realizadas.

3.5.1. Viveiro no campo

O espaçamento mais utilizado é de 0,80m entre os sulcos e 0,20m entre as plantas na linha, propiciando 62.500 plantas por hectare, aproximadamente.

Outros espaçamentos utilizados com quantidades aproximadas de plantas: • 1,0m x 0,5m x 0,5m (linhas duplas) – 26 mil plantas/hectare; • 1,0m x 0,5m x 0,3m (linhas duplas) – 44 mil plantas/hectare; • 1,5m x 0,5m x 0,3m (linhas duplas) – 33 mil plantas/hectare; • 0,5m x 0,5m x 0,3m (linhas duplas) – 66 mil plantas/hectare.

Geralmente, espaçamentos maiores possibilitam melhores taxas de aproveitamento. Nos menores, há menor incidência de plantas daninhas em razão do fechamento precoce, porém a enxertia é dificultada por não haver espaço suficiente para o enxertador trabalhar e, como o sombreamento é maior, o pegamento poderá ser menor.

3.5.2. Viveiro ensacolado

O espaçamento pode ser de 0,80 a 1,5m entre as fileiras, sendo cada fileira composta por duas linhas de sacos plásticos. Fileiras com mais de duas linhas comprometem o pegamento da enxertia.

Atualmente, têm-se usado os seguintes espaçamentos com quantidades aproximadas de plantas: • 1,30m x 0,2m x 0,20m (linhas duplas) – 66 mil plantas/hectare; • 1,00m x 0,2m x 0,20m (linhas duplas) – 83 mil plantas/hectare.

Utilizando-se espaçamentos maiores entrelinhas, apesar de haver um menor número de plantas por área, o pegamento da enxertia é maior, além de reduzir o sombreamento.

Os sacos plásticos devem ser de material virgem, com 35 a 40cm de altura, 20 a 25cm de largura e 0,2mm de espessura. Após o enchimento, são encanteirados enterrando-se até quase a borda, evitando-se com isso: • o ressecamento do plástico, garantindo sua integridade quando do arranquio; • a quebra de radículas por movimentos dos sacos plásticos.

Figura 11 – Viveiro ensacolado.

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As mudas ensacoladas, por explorarem menor quantidade de terra, não se desenvolvem tão bem quanto as produzidas em viveiro no campo, porém, quando prontas, oferecem vantagens, pois apresentam o sistema radicular já desenvolvido, garantindo maior pegamento, melhor desenvolvimento inicial e uniformidade do plantio.

3.6. Repicagem

A repicagem no viveiro envolve cinco operações básicas: – o germinador deve ser irrigado em abundância, para facilitar o arranquio, fazendo-se, em seguida, rigorosa seleção, descartando-se as plântulas defeituosas; • abertura das covetas – uma vez preparado o terreno do viveiro, se for o caso, ou os sacos plásticos, procede-se à abertura das covetas até a profundidade de 15cm com auxílio de um chuço. No caso de viveiro no campo, pode-se utilizar um furador duplo de três hastes cada, demarcando e perfurando numa única operação; • distribuição das mudas no campo – consiste em colocar as plântulas dentro das covetas; • plantio (repicagem) – essa operação consiste em ajeitar a planta dentro da coveta, atentando-se à profundidade do colo, ao posicionamento da raiz e, finalmente, comprimir a terra ao redor da raiz, tendo-se o cuidado de não deixar bolsões de ar, que comprometem o pegamento e provocam a morte das plântulas; • irrigação pós-plantio – essa operação é vital, pois, além do suprimento de água oferecido, ajuda na sedimentação da terra e na expulsão de bolsas de ar.

• arranquio e seleção

Figura 12 – Repicagem em viveiro no campo.

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Figura 13 – Etapas da repicagem em viveiros ensacolados.

3.7. Condução do viveiro

• Capinas

O viveiro deve ser mantido livre de ervas daninhas. No início, a erradicação das ervas mais próximas das plântulas deve ser feita com as mãos (mondas), para não ferir a região do coleto. Com o sombreamento do viveiro pelo crescimento das plantas, as capinas serão em menor número e realizadas com auxílio de enxadas ou herbicidas específicos. No caso de viveiros ensacolados, recomenda-se que a retirada de ervas daninhas seja feita manualmente, pois o uso de enxadas pode ocasionar danos nas sacolas plásticas e o uso de herbicidas pode prejudicar a enxertia.

• Seleções (desbaste)

Devem ser feitas duas seleções: a primeira quando a muda apresentar dois lançamentos maduros e a outra pouco antes da enxertia. Eliminar as plantas raquíticas e aquelas com defeitos na parte aérea.

• Adubação e calagem

A calagem deve ser feita a partir dos resultados da análise do solo, sempre que se constatar índice de saturação por bases inferior a 50%. No cálculo da dosagem de calcário, procurar elevar o índice para 50% a 55%, respeitando-se o limite de 2 toneladas/ha/ano.

Na adubação, incorporar ao solo 40 toneladas/ha de esterco de curral bem-curtido, ou 10 toneladas de esterco de galinha, ou 5 toneladas de torta de mamona, acrescidas de 250kg da fórmula 10-20-20.

Suplementar com duas aplicações de 200kg/ha da fórmula 20-10-10 em cobertura.

• Irrigação

Após a repicagem, os porta-enxertos necessitam de grande quantidade de água. Quando bem “pegos” e com lançamento maduro, a irrigação não é tão necessária, embora respondam bem a ela, 13

antecipando a enxertia. Em viveiros ensacolados, em virtude da pequena porção de terra explorada pelas raízes, a irrigação é essencial e garantirá a homogeneidade e a precocidade das mudas.

3.8. Tipos de mudas 3.8.1. Mudas de raiz-nua

É toda muda de seringueira enxertada, originária de porta-enxerto conduzido em viveiro no campo, na forma de toco e com a gema dormente ou intumescida.

• Toco parafinado

É uma muda obtida do porta-enxerto desenvolvido em viveiro no campo sobre o qual é feita a enxertia marrom ou verde.

Constatado o pegamento do enxerto e havendo condições de plantio, o porta-enxerto é decepado a 60cm de altura e arrancado do solo com o auxílio de uma ferramenta apropriada, o “quiau”. Em seguida, é realizada a toalete no sistema radicular, cortando-se a raiz pivotante com 60cm e as raízes laterais com 1cm e, depois, aparar com uma serra a parte superior do toco em bisel, logo acima do enxerto. A muda, assim preparada, é submetida a uma parafinagem da parte superior, até 2cm abaixo da placa do enxerto. Para essa operação, a parafina é derretida e mantida em banho-maria a uma temperatura de 80°C, fazendo-se uma imersão ultrarrápida da muda.

Após a parafinagem, efetua-se a indução de enraizamento, pelo hormônio alfanaftaleno acetato de sódio a 100g do produto comercial por 10 litros de água, adicionando-se talco inerte ou caulim, até a formação de uma calda densa, para maior aderência do produto. Após pequeno período de secagem à sombra, a muda encontra-se em condições de plantio.

Figura 14 – Muda de raiz-nua.

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Figura 15 – Muda de raíz-nua – efeito do hormônio alfanaftaleno acetato de sódio (enraizamento).

Recomenda-se arrancar apenas as mudas que serão plantadas no dia, pois elas não podem ficar muito tempo armazenadas ou estocadas após os tratamentos mencionados. Em caso de necessidade de manter as mudas por mais tempo, armazená-las em serragem úmida.

• Minitoco ou minimuda

É formada de uma muda de viveiro no campo. Decepado o cavalo a 10cm acima do enxerto, aguarda-se o crescimento até apresentar tecido maduro, a uma altura de 0,70 a 1,0 metro, onde a haste será decepada, quando houver condições de plantio, esperando-se o intumescimento das gemas. Após essas operações, é feito o arranquio manual e o plantio; essa muda é considerada avançada, ou material avançado de plantio.

A indução de enraizamento é idêntica à descrita para toco parafinado (página 14).

• Toco alto

A condução do viveiro para obtenção desse tipo de muda segue os mesmos passos da minimuda, diferindo apenas no espaçamento, que será de 1 x 1 metro. Conduz-se a haste do enxerto até a altura de 2,50m, livre de brotações laterais, sendo a época de arranquio determinada pela apresentação de tecido maduro à altura de 2,50 metros. Satisfeita essa condição, a raiz pivotante deve ser cortada com o auxílio de uma “vanga”, a uma profundidade de, no mínimo, 60cm, por meio de uma valeta lateral que, posteriormente, deve ser tampada com terra.

Trinta dias após o corte da raiz pivotante, deve-se pincelar o tronco com uma tinta branca para evitar escaldadura e, depois, realizar o corte da copa a 2,50m. Dez dias após, quando as gemas abaixo do corte iniciarem o processo de intumescimento ou, mesmo, com a brotação inicial, a planta é arrancada, fazendo-se a toalete das raízes laterais a 1cm e levadas para o plantio. Tanto as mudas de minitoco como as de toco alto são consideradas mudas avançadas ou material avançado de plantio e recomendadas para o replantio e/ou adensamento de seringais de idade compatível com a idade delas.

O tratamento do sistema radicular para indução do enraizamento deve ser feito como para a produção de tocos parafinados.

3.8.2. Mudas em saco plástico São aquelas formadas no próprio saco plástico ou por meio de toco parafinado transplantado para o saco plástico.

• Mudas ensacoladas

Podem ser obtidas pela semeadura direta no recipiente, ou repicagem de “plântulas” provenientes de germinadores, recebendo enxertia verde ou marrom.

Recomenda-se o uso de embalagens com as seguintes dimensões: 35 a 40cm de comprimento, 20 a 25cm de largura e 0,2mm de espessura. O recipiente precisa ter orifícios laterais para drenagem do excesso de água e orifício no fundo para saída da raiz pivotante.

Para o enchimento dos sacos plásticos, utilizar solo com boas características físicas, as quais propiciem a formação de torrão. Ainda, devem ser adicionados os substratos químicos e orgânicos, quando necessários e/ou disponíveis (previamente curtidos), nas dosagens convencionais, seguindo-se as recomendações do item 3.7. Condução do viveiro – Adubação e calagem (página 13).

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Os sacos plásticos devem ser encanteirados em linhas duplas, de acordo com o que foi descrito no item 3.5. Espaçamento (página 11) e enterrados, deixando-se apenas o terço superior para fora. Não há necessidade de cobertura sobre os sacos.

As regas devem ser periódicas evitando-se, entretanto, o encharcamento do terreno. O local deve ser mantido isento de ervas daninhas.

Depois do pegamento do enxerto, a muda deverá ser decepada e, após o intumescimento da gema, removida e reencanteirada, aguardando-se o primeiro lançamento maduro, quando estará apta para o plantio.

Figura 16 – Mudas ensacoladas.

Caso haja condições favoráveis ao plantio, em vez do reencanteiramento pode-se levar a muda diretamente para o campo, desde que o broto tenha, no máximo, 2cm de comprimento (este estádio é denominado “esporinha”).

• Toco parafinado transplantado para o saco plástico

É um sistema misto, uma vez que, após sua produção, o toco parafinado, devidamente enxertado, é transplantado para um saco plástico, previamente irrigado e encanteirado sob ripado ou tela. Nesse caso, ao fazer a toalete das raízes do toco parafinado, observar o comprimento destas, de modo a ficar compatível com as dimensões da embalagem utilizada.

Para ser plantada, essa muda necessita apresentar o primeiro lançamento maduro, observando-se, ainda, a formação do sistema radicular.

As mudas formadas em saco plástico apresentam vantagens em relação aos outros tipos, especialmente em relação às de raiz-nua, como: • maior flexibilidade de tempo para o plantio no campo e minimização de riscos de investimentos por condições climáticas adversas; 16

• sobrevivência de alto percentual de mudas após o plantio no campo, evitando gastos com o replantio; • maior uniformidade do estante inicial do seringal.

Figura 17 – Toco parafinado em saco plástico.

3.8.3. Porta-enxertos formados em sacos plásticos

Esse sistema se destina à formação de porta-enxertos para o plantio no campo e posterior enxertia.

Consiste em plantar direto no saco plástico sementes ou “plântulas” provenientes de germinadores.

Os sacos plásticos, com as dimensões de 35cm a 40cm de altura, 20cm a 25cm de largura e 0,20mm de espessura de parede, devem ser preenchidos com o substrato já descrito. O encanteiramento, o controle de ervas daninhas e os tratamentos fitossanitários são os mesmos recomendados para os demais tipos de mudas.

3.9. Enxertia A enxertia é realizada abrindo-se uma janela na parte inferior do caule do porta-enxerto (o mais próximo possível do solo), de dimensões que podem variar de 5cm de comprimento por 1,5cm de largura até 10cm de comprimento por 4cm de largura, dependendo da grossura do caule e da espessura da casca do porta-enxerto. Quanto mais grosso o caule e mais espessa sua casca, maior é o tamanho da janela. Uma vez riscada a janela, é necessário esperar a drenagem do látex. Para não perder tempo, o sangrador risca janelas em uma série de plantas, umas 20 ou 30, e plantas onde as janelas já estavam riscadas, e assim sucessivamente. Após a colocação da placa, previamente retirada de uma haste oriunda do jardim clonal e contendo uma gema, é feita a amarração do enxerto com fita plástica apropriada (fitilho), no sentindo ascendente.

A época ideal para a operação de enxertia é o período chuvoso, ou no seu final, quando tanto o porta-enxerto quanto a haste de borbulha estão em pleno desenvolvimento vegetativo, e soltando casca.

Isso pode ser observado pelo aspecto geral da planta (vigor, sanidade, nutrição etc.), pela facilidade com que se consegue destacar a casca e, ainda, pela coloração esbranquiçada do câmbio no local de sua retirada. Borbulhas de galhos de árvores em formação ou adultas não devem ser utilizadas.

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Figura 18 – Etapas da enxertia (retirada da borbulha, abertura da janela, colocação da borbulha e amarrio).

As plantas do jardim clonal, que fornecerão as hastes de onde serão retiradas as borbulhas, deverão apresentar as mesmas condições do porta-enxerto. O jardim clonal que fornecerá as borbulhas deverá ter origem genética comprovada, ser certificado e registrado. Dependendo do estado fenológico da haste clonal e do porta-enxerto, duas são as alternativas para realização da enxertia: • Enxertia verde – consiste na enxertia em porta-enxertos com 1cm de diâmetro, a 5cm do solo, e na utilização de borbulhas verdes (tenras) originárias de brotações laterais com 6 a 8 semanas de idade, sendo, para isso, necessário um manejo adequado do jardim clonal para fornecimento de hastes com as características desejadas; • Enxertia marrom ou convencional – consiste na retirada de gema dormente (madura) de hastes de plantas originadas do jardim clonal, transferidas para janelas abertas a 5cm do solo em porta-enxerto com 2cm a 2,5cm de diâmetro. A placa de enxertia é fixada ao porta-enxerto por fitilho plástico apropriado, cuja amarração deve ser feita de baixo para cima, vedando totalmente a abertura da janela.

Após três semanas, retira-se o fitilho, permanecendo por um período de 7 a 10 dias para aclimatação do enxerto, quando é feita a verificação do pegamento. Constatada a morte do enxerto numa planta, efetuar nova enxertia do lado oposto, utilizando a mesma técnica. Evitar o corte do fitilho na parte oposta ao enxerto para não injuriar o local da reenxertia.

3.10. Jardim clonal

Denomina-se jardim clonal a área destinada à multiplicação de matrizes de plantas geneticamente superiores, visando à produção para o fornecimento de hastes com borbulhas para enxertia dos porta18

-enxertos. A instalação do jardim clonal deve estar associada ao período que antecede o plantio do viveiro, de maneira que a disponibilidade de borbulhas coincida com o período da enxertia. Após o seu estabelecimento obtém-se, anualmente, a produção de hastes clonais até o oitavo ano no máximo.

Esse tempo deve ser respeitado, em vista de poder ocorrer problemas de variação somática. Essas hastes, quando bem-conduzidas, podem atingir 1,50m aos 8-10 meses, em adequadas condições para a enxertia. Em média, existem 12 borbulhas por metro de haste, quantidade essa variável em função do clone utilizado.

Existem dois tipos de jardim clonal:

• Jardim clonal para produção de hastes maduras – nesse tipo de jardim, as plantas devem apre-

sentar somente uma haste no primeiro ano de vida. No segundo ano, após a primeira coleta, devem desenvolver duas hastes por planta e, a partir do terceiro ano, cada planta pode produzir até quatro hastes. Para tanto, o espaçamento deve ser de 1,50m x 0,50m, se o controle das invasoras for feito na enxada; se feito com tratores e implementos, respeitar as dimensões dos mesmos.

Figura 19 – Jardim clonal – hastes maduras.

• Jardim clonal para produzir hastes verdes – é estabelecido no espaçamento de 1m x 1m entre

plantas, a fim de que, ao ser feita a primeira decapitação e coleta, com idade de 10 a 12 meses, desenvolvam de quatro a cinco brotações laterais a uma altura de 50cm a 60cm, entre a terceira e a quarta roseta de lançamento (tufo foliar), que serão usadas a intervalos regulares de 10 semanas.

A haste verde acima da primeira decapitação é utilizada imediatamente para enxertia, enquanto as brotações desenvolvidas abaixo da decepagem são utilizadas a cada 10 semanas para enxertia verde.

Figura 20 – Jardim clonal – hastes verdes.

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• Localização

Na instalação do jardim clonal, deve-se escolher uma área próxima ao viveiro, com boa topografia, ligeiramente inclinada, com solo de textura média, profundo e permeável.

• Alinhamento e Piqueteamento

Recomenda-se realizar balizamentos por etapas, seguidos de aberturas de covas. Entre outros espaçamentos utilizados, pode-se citar o de 1,5m x 1m para jardim clonal destinado a fornecer borbulhas marrons. Em alguns casos, pode-se aproveitar um viveiro convenientemente explorado para a formação de um jardim clonal, desde que o espaçamento entre as plantas se aproxime do recomendado.

• Coveamento

Abrir covas nas dimensões de 0,4m x 0,5m, com cavadeira comum ou broca mecânica acoplada ao trator e proceder à adubação conforme recomendação.

3.10.1. Diversificação do material

A diversificação do material botânico no plantio é um princípio que deve ser perseguido em todas as áreas da exploração agrícola, especialmente envolvendo cultivos perenes, como o da seringueira, em que as chances de incidência de doenças, como a antracnose, são elevadas. Nos plantios policlonais, os riscos de insucesso do projeto, no seu todo, são reduzidos.

Para o estabelecimento do jardim clonal, deve-se obter material de procedência idônea e de origem genética conhecida, o que pode ser feito adquirindo-se borbulhas de locais certificados.

A descrição e recomendação de clones de seringueira para o Estado de São Paulo encontram-se no capítulo 4. CLONES RECOMENDADOS (página 25).

3.10.2. Tratos culturais • Controle de plantas invasoras

Realizar o controle de plantas invasoras por meio de capinas ou herbicidas específicos recomendados para a cultura, que sejam cadastrados e registrados no Ministério da Agricultura, Pesca e Abastecimento (MAPA).

• Adubação e calagem

A calagem deve ser feita a partir dos resultados da análise do solo, sempre que se constatar índice de saturação por bases inferior a 50%. No cálculo da dosagem de calcário, procurar elevar o índice para 50% a 55%, respeitando-se o limite de 2 toneladas/ha, por ano.

No caso da adubação, incorporar ao solo 40 toneladas/ha de esterco de curral bem-curtido, ou 10 toneladas de esterco de galinha ou 5 toneladas de torta de mamona acrescidas de 250kg da fórmula 1020-20. Suplementar com duas aplicações de 200kg/ha da fórmula 20-10-10 em cobertura. Com relação às adubações foliares (micronutrientes), estas devem ser feitas sempre que constatadas deficiências.

A constatação pode ser visual ou por intermédio de análises foliares.

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• Desbrotas

Desbrotar, frequentemente, de maneira a eliminar os brotos ladrões do porta-enxerto e os brotos laterais que atrasam o desenvolvimento do enxerto.

3.10.3. Qualidade de borbulhas produzidas

Dependendo do manejo, um ano após o plantio, o jardim clonal proporcionará a primeira produção de borbulhas (hastes com 1,5m a 2m de comprimento, contendo em média 12 borbulhas por metro).

Podada a haste que fornece borbulhas, o toco permanece no viveiro e, em cada haste podada, são conduzidas duas outras para aproveitamento.

É necessário podar todos os brotos laterais para que toda a energia produzida se direcione para o crescimento de uma única haste ou, no máximo, duas, fazendo as desbrotas necessárias no ano seguinte.

Um jardim clonal pode fornecer material de enxertia anualmente, mas deve ser renovado a cada oito anos.

A haste em condições de fornecer borbulhas tem a casca de cor castanha ou verde bem escura; as gemas estão localizadas na axila de cada folha; é fácil observar a cicatrização em forma de coração, acima da qual se localiza a gema em dormência.

3.10.4. Coleta de hastes • Hastes marrons (maduras)

Para a enxertia marrom, utilizar hastes com casca parda ou verde-escura. Proceder à poda em forma de bisel a 15cm da base da haste, deixando três ou quatro gemas para posterior rebrota, e aplicar tinta a óleo no local do corte ou tinta látex com cobre ou fungicida. Hastes não utilizadas de imediato devem ser parafinadas nas extremidades.

Plantas clonais com sintomas de doenças não devem fornecer hastes, em face do baixo pegamento na enxertia.

• Hastes verdes (tenras)

Para a primeira coleta de hastes, basta decepar aquelas com idade entre 10 e 12 meses, a uma altura de 50cm a 60cm. A partir dessa poda, quatro ou cinco novas brotações são conduzidas por seis a oito semanas, para coleta posterior. Após essa coleta, poda-se a haste principal abaixo do ponto da poda anterior, e assim sucessivamente, o que permite a obtenção de duas ou três safras de hastes anualmente. Colher somente as brotações que apresentarem o último lançamento com as folhas completamente maduras. Brotações com apenas um lançamento possuem de três a cinco gemas aproveitáveis, enquanto aquelas com dois, normalmente, apresentam de seis a dez gemas.

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Figura 21 – Etapas da retirada de hastes (corte da haste, toalete e aplicação de fungicida).

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3.10.5. Embalagens e transporte de hastes

As hastes que fornecerão as placas ou escudos, contendo gemas ou borbulhas, devem ser obtidas em jardim clonal previamente estabelecido para esse fim. A seleção de hastes deve ser feita em função do clone selecionado e do tipo de enxertia a ser utilizado. O preparo das hastes é feito pela poda do pecíolo das folhas com um canivete (ou uma tesoura de poda pequena) afiado, cortando-se bem rente à haste. Essa operação tem a finalidade de eliminar a base do pecíolo da folha em cujas axilas encontram-se as gemas vegetativas.

No caso de haver necessidade de transportar as hastes a longas distâncias, tomar alguns cuidados com a finalidade de preservar a integridade das gemas. Isso pode ocorrer quando o viveirista não dispõe de jardim clonal e adquire as hastes de outro viveirista. Assim, esses cuidados deverão ser tanto maiores quanto maiores forem as distâncias entre os dois locais.

As hastes devem ser coletadas em quantidade suficiente para o trabalho de até quatro dias de enxertia, tempo máximo de seu armazenamento. Tão logo sejam coletadas, acondicioná-las em caixas, ou outro recipiente, em camadas intercaladas com serragem umedecida para evitar danos físicos, como pancadas e fricção entre elas, que poderão danificar os vasos laticíferos presentes na casca, o que provocaria exsudação de látex e consequente morte de tecidos, incluindo as gemas vegetativas. Sugere-se parafinagem de suas extremidades e pulverização com fungicida, para evitar entrada de fungos.

As hastes verdes devem ser coletadas e, de preferência, usadas imediatamente para enxertia.

Para transporte a pequenas distâncias, embalá-las em caixas de isopor, tendo a extremidade inferior impermeabilizada com parafina derretida.

Figura 22 – Etapas para embalagem e transporte das hastes.

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3.10.6. Cuidados na escolha de mudas

Algumas mudas em viveiros apresentam certas anomalias difíceis de serem detectadas. Cuidados devem ser tomados na escolha das mudas para formação do seringal. Gemas de catáfilo e deriva de herbicida são alguns exemplos.

Figura 23 – Gema de catáfilo.

Figura 24 – Muda com folhas encarquilhadas pela deriva de herbicida.

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4. CLONES RECOMENDADOS

A necessidade de novas variedades clonais de seringueira, adaptáveis a variadas regiões ecológicas, constitui um ponto muito importante para o sucesso da heveicultura. Cultivares consideradas produtivas em algumas regiões do Brasil podem se comportar de forma diversa em outras áreas da mesma região, principalmente aquelas sujeitas a diferentes características edafoclimáticas. Vários elementos agroclimáticos, tais como déficits hídricos, temperatura e pluviosidade que afetam vários componentes de crescimento e produção, contribuem com uma grande soma de variabilidade no comportamento das variedades clonais.

Por muito tempo, as recomendações de clones para plantio em várias regiões do Brasil foram baseadas no potencial de desempenho de produção dos clones e no grau de confiança demonstrado em plantios comerciais. Atualmente, caracteres secundários, como suscetibilidade à quebra pelo vento e pelas doenças, são parâmetros utilizados para restringir a escolha de clones, uma vez que, em condições climáticas que lhe favoreçam a expressão, esses caracteres se comportam de maneira diferenciada, em função dos defeitos clonais próprios.

Os clones, como material para a implantação de um seringal, apresentam várias vantagens, sendo a mais importante a uniformidade exibida pelos seus indivíduos. Todas as árvores de um mesmo clone, sob as mesmas condições ambientais, apresentam baixa variabilidade com relação a diferentes caracteres, como vigor, espessura de casca, produção, propriedades do látex, senescência anual das folhas, nutrição e tolerância às doenças. De certa forma, isso possibilita ao heveicultor adotar um manejo fácil e econômico. Com crescimento uniforme, o número de árvores de um seringal que necessita ser descartado é sempre menor em relação aos seringais de pés-francos. Assim, o estande inicial de árvores de um clone é menor do que o necessário para um estande de árvores constituído de pés-francos, cujo custo de plantio e manutenção por hectare é maior.

Outro ponto importante a considerar no clone é a uniformidade das propriedades do látex. Para propósitos industriais específicos, ele é melhor apreciado, considerando essa uniformidade essencial.

Por meio de clones possuidores de caracteres específicos diferenciados, é possível a seleção de material para as mais diversas situações exigidas.

4.1. Identificação

Os clones diferem entre si por caracteres de importância econômica, como nível de produção, vigor antes e durante a sangria, espessura de casca, cor do látex, conteúdo de borracha seca do látex, resistência ao vento e às doenças foliares e de painel. Entretanto, esses caracteres são de pouco valor para propósitos de identificação de clones. Cada clone tem um fenótipo, apresentando manchas características sobre a casca externa (testa) da semente, que poderão contribuir para sua identificação.

Entretanto, a melhor identificação consiste na comparação de suas sementes com aquelas de uma coleção de referência.

A semente de seringueira possui uma testa dura e brilhante, marrom, com numerosos matizes escuros na parte dorsal e com pouco, ou quase nenhum, na parte ventral. Além do clone, é possível identificar o parental feminino de uma semente por meio de seus matizes (manchas escuras) e da sua forma. A testa da semente é constituída de tecido maternal e tem forma determinada pela pressão exercida pela cápsula do fruto durante seu desenvolvimento. Caracteres como este proporcionam os meios reais de identificação de clones e do parental feminino em sementes clonais de polinização aberta. Sementes de clones RRIM 600 e GT 1 são pequenas quando comparadas as do RRIM 605 e RRIM 623. Obviamente, isso só é possível se a semente do clone em questão estiver incluída em um estande de coleção e se as árvores forem suficientemente idosas para produzir frutos.

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A identificação de plantas jovens enxertadas baseia-se em caracteres botânicos, podendo ser realizada por técnicos especializados, com experiência em reconhecer diferenças nos detalhes entre clones de seringueira. Em árvores adultas, a forma do caule na maior parte dos clones é cilíndrica, porém existem caules tortuosos, como no PB 6/9, e inclinados, como no Tjir 16.

A textura da superfície da casca é outra característica. A forma de esgalhamento, o modelo de crescimento e o ângulo de união entre o caule e o galho também variam em diferentes clones. A forma de copa é outra característica de identificação. A copa do clone GT 1 é globular ou levemente cônica enquanto a do RRIM 600 tem forma de vassoura.

Figura 25 – Manchas características sobre a casca externa (testa) da semente que poderão contribuir para a identificação do clone.

4.2. Clones de importância comercial

• RRIM 600

Clone secundário desenvolvido pelo Rubber Research Institute of Malaysia, cujos parentais são os clones primários Tjir 1 e PB 86. Suas árvores são altas, com caule vertical e de rápido crescimento quando jovem. Os ramos aparecem tardiamente e formam grossas bifurcações que acarretam grande peso para a base das plantas e, em caso de problemas ocasionados pelo vento, provocam a quebra e, consequentemente, o aparecimento de clareiras no seringal. Na China, esse clone é considerado suscetível ao vento.

A copa é estreita e a folhagem, esparsa, apresentando folhas pequenas de coloração verde-clara.

O vigor, se comparado antes e após a entrada em sangria, é considerado médio. A casca, por ser fina, torna esse clone um pouco delicado à prática da sangria; em compensação, a renovação é boa.

A alta produção é seu ponto de destaque. Em plantios comerciais da Malásia, sua média de produção nos primeiros cinco anos de sangria foi de 1.540kg ha-1 ano-1 no sistema 1/2S d/2 e, na Costa do Marfim, de 1.732kg ha-1 ano-1 no sistema 1/2S d/3 6d/7 com quatro estimulações/ano à base de ethefon, enquanto, na Índia, a produção foi de 1.815kg ha-1 ano-1, também no sistema 1/2S d/2.

O clone exibe uma tendência de produção crescente. Em geral, a produção inicial é média, mas as subsequentes são muito altas. A produção durante o verão (período de senescência ) também é alta.

Foi conduzida a análise econômica dos diferentes sistemas de sangria com base na medida de cinco anos de produção e observado que o sistema 1/2S d/3. ET 2,5% 8y foi superior em 47% em relação ao sistema 1/2S d/2.

26

O látex é branco e impróprio para concentração, em virtude da baixa estabilidade mecânica. Esse clone demonstra tolerância à seca do painel, salvo quando é submetido à sangria intensiva. É altamente suscetível à Phytophthora spp. na Costa do Marfim e considerado pouco tolerante ao frio na China.

• GT 1

Clone primário desenvolvido no seringal Gondang Tapen, na Indonésia. A árvore, de caule bem vertical, pode apresentar irregularidades, como estrias ou torções na região do enxerto, isto é, incompatibilidade. A abertura da copa é bastante tardia e de hábito variável, pois algumas árvores não apresentam galhos líderes, enquanto outras possuem vários. As árvores jovens são altas e tendem a entortar quando a formação dos galhos é tardia. As folhas, durante o período de imaturidade, são grandes, verde-escuras e brilhantes, e menores quando a árvore atinge a fase adulta. A casca virgem é média, bastante tenra e se renova imediatamente, não apresentando problemas à sangria. O vigor, expresso pelo crescimento do perímetro do caule até a abertura do painel de sangria, na Costa do Marfim, é razoável, tornando-se lento após a sangria normal, mas, em compensação, é um clone muito homogêneo. No município de Guararapes, São Paulo, foi o clone com maior perímetro na abertura do painel de sangria, seguido do RRIM 600 e PR 255.

É considerado de excelente produção, tanto que na Malásia sua média de produção, nos primeiros oito anos, no sistema 1/2S d/2, foi de 1.635kg ha-1 ano-1 e, na Costa do Marfim, de 1.895kg ha-1 ano-1 no sistema 1/2S d/3 6d/7 com quatro estimulações/ano. Observou-se que a maior rentabilidade do clone GT 1 foi alcançada no sistema 1/2S d/7. ET 2,5% 8y em que se observou superioridade de 61% em relação ao sistema 1/2S d/2 (testemunha). A produção tem um pequeno declínio durante a senescência.

Apresenta caracteres secundários desejáveis, pois a resistência à quebra pelo vento é de média para boa e a ocorrência de seca do painel, pouco notada, assim como a incidência da Phytophthora spp.

Esses clones demonstram uma tendência de aumentar a produção de látex com o passar do tempo.

O látex é branco e adequado para todos os processos de produtos manufaturados. Na China, revelou-se tolerante às geadas de radiação e de vento. O DRC (Dry Rubber Content) é abaixo da média na Costa do Marfim. Pela precocidade, rusticidade e pelas qualidades agronômicas, é recomendado para pequenos heveicultores do Planalto Paulista.

• PB 235

Híbrido resultante do cruzamento dos clones primários PB 5/51 x PBS/72 de Prang Besar, Malásia.

A árvore possui caule muito reto, regular, e boa compatibilidade em relação ao enxerto e porta-enxerto.

Quando jovem possui, na base, muitos galhos pequenos, dispostos horizontalmente; as árvores adultas revelam uma formação de galhos bastante homogênea, mas entre os seis e os dez anos ocorre um desbaste natural, proporcionando o aparecimento de novos ramos mestres situados muito altos e com ângulo bem definido. As folhas são de coloração verde bem acentuada. Na Costa do Marfim, apresenta senescência parcial, pois não ocorre praticamente o desfolhamento total e a queda das folhas é muito lenta dentro da própria estação. A casca virgem é lisa, muito profunda, tenra, sem problemas nas sangrias, pois sua regeneração é boa.

Na região do Planalto Paulista, esse clone é considerado vigoroso (precoce), pois, em condições experimentais no município de Tabapuã, a sangria teve início aos cinco anos e meio de idade e, comercialmente, aos seis anos. Em Marília, também no Planalto Paulista, tem demonstrado copa tolerante ao vento. O PB 235 caracteriza-se, principalmente, por entrar em produção muito precocemente, favorecida por sua grande homogeneidade. Observou-se que o clone não responde à estimulação e que o sistema 27

1/2S d/2 mostrou superioridade em relação à média de produtividade. Esse resultado corrobora com outras pesquisas, que explicam a fraca resposta desse clone aos sistemas de explotação com estimulação. Por não responder à estimulação, não é indicado para regiões onde a mão-de-obra é fator limitante.

Os caracteres secundários, de modo geral, são bons excetuando-se a seca do painel, problema que se tornou de grande importância na Costa do Marfim. Em algumas regiões do Estado de São Paulo, o clone apresenta alta suscetibilidade ao oídio e, também, a ácaros e ao percevejo-de-renda.

• PR 255

Clone de alta produção e possuidor de bons caracteres secundários. Os parentais são o Tjir 1 x PR 107. O vigor no período de imaturidade e o incremento médio do caule na fase adulta são bons. Nesse contexto, observou-se que ao final de cinco anos de sangria o clone PR 255 foi aquele que apresentou o maior incremento do perímetro do caule, característica importante porque as árvores continuaram a crescer após a sangria, o que diminuiu a probabilidade de quebra por ventos.

Possui caule alto e reto e a copa é densa e balanceada. A produção obtida de ensaios experimentais na Malásia, por 15 anos de sangria, foi em torno de 2.020kg ha-1 ano-1. No Estado de São Paulo, a média de produção em cinco anos de sangria foi 1.806kg ha-1 ano-1. Na análise econômica, recentemente conduzida, dos diferentes sistemas de sangria com base na média de produção de borracha nos cinco anos, observou-se que o sistema 1/2S d/3. ET 2,5% 8y foi superior em 43% em relação à testemunha 1/2S d/2.

A incidência de queda de folhas causada por antracnose, bem como a ocorrência de seca do painel, são moderadas.

• PR 261 Os parentais do clone PR 261 são Tjir 1 e PR 107. Possui vigor e espessura de casca, médios e copa balanceada, com densa folhagem. A produção média dos experimentos na Malásia por 15 anos foi 2.100kg ha-1 ano-1. No Estado de São Paulo, a média de produção de cinco anos de sangria foi 46,87g/ árvores/sangria. O clone mostra boa resposta à estimulação. A quebra pelo vento é baixa, assim como a ocorrência de seca do painel.

• IAN 873 Desenvolvido pelo antigo Instituto Agronômico do Norte (IAN), é um clone secundário, cujos parentais são os clones primários PB 86 e FB 1717. Suas árvores são altas e moderadamente vigorosas, com caule vertical e de rápido crescimento quando jovens. A casca é de espessura regular e com boa regeneração.

A produção é satisfatória nos primeiros dois anos de sangria e, a partir do terceiro ano, exibe tendência de produção crescente, sendo a alta produção seu ponto de destaque. Em plantios comerciais da Malásia, a produção nos primeiros cinco anos de sangria foi de 1.505kg ha-1 ano-1 de borracha seca e, no Brasil, de 1.441kg ha-1 ano-1, ambos no sistema 1/2S d/2.

A casca é de espessura regular e boa regeneração. Apresenta baixo índice de seca do painel e alta incidência à quebra pelo vento. Em regiões com déficit hídrico, demonstrou considerável sensibilidade, com queda de produção de 20 a 30% num veranico de 40 dias.

Observação: Nas áreas tradicionais de cultivo da Bahia, esse clone é altamente suscetível ao M. ulei, portanto já não faz mais parte das listas de recomendações.

28

• Fx 3864

Clone secundário desenvolvido pela Companhia Ford Industrial do Brasil, resultante do cruzamento dos clones primários PB 86 x FB 38. A árvore, de caule reto, mostrou-se moderadamente vigorosa antes e depois do início da exploração no sul da Bahia. A espessura da casca virgem é moderada, com regeneração acima da média. A produção nos primeiros dois anos é moderada, tornando-se elevada ao final de nove anos de avaliação, embora com mediana redução na senescência. Seus principais caracteres secundários são o baixo índice de quebra pelo vento e a seca do painel, além de boa tolerância ao mal-das-folhas, nas áreas de expansão da heveicultura na região do extremo sul da Bahia.

• IAC 35 Clone terciário desenvolvido pelo Instituto Agronômico de Campinas (IAC), é resultante do cruzamento entre os clones secundários Fx 25 x RRIM 600 (Figura 26). Apresenta caule reto vigoroso, casca espessa e tenra, sem problemas de sangria, sendo o inconveniente a abertura de copa tardia, havendo necessidade de indução da copa. As ramificações secundárias apresentam ângulo fechado com formato de copa tipo vassoura, favorecendo maior número de árvores por hectare e resistência ao vento.

Figura 26 – Visão geral do clone IAC 35, com três anos de idade, na região noroeste do Estado de São Paulo. Observa-se nas entrelinhas a Pueraria phaseoloides.

Em experimentos de Avaliação em Grande Escala, a produção nos primeiros anos foi excelente.

A média de produção dos quatro primeiros anos, em Jaú, foi de 1.415kg ha-1 ano-1 e, em Ubatuba, de 1.948kg ha-1 ano-1, ambos no Estado de São Paulo e no sistema 1/2S d/3 6d/7 ET 2,5%.

Apresenta tolerância ao mal-das-folhas, tanto no litoral como no Vale do Ribeira, bem como resistência à quebra pelo vento. No Planalto, apresenta suscetibilidade aos fungos causadores de oídio e antracnose.

29

• IAC 40

Clone de alta produção, desenvolvido pelo Instituto Agronômico de Campinas (IAC); é resultante do cruzamento entre o RRIM 608 com o AVROS 1279 e apresenta excelente vigor no período de imaturidade. O clone possui caule reto, regular e boa compatibilidade com relação ao enxerto x porta-enxerto.

A copa é ampla e a folhagem esparsa, apresentando folhas de tamanhos médios e de coloração verde-escura. A casca é lisa, espessa e tenra, sem problemas na sangria. A média de produção do clone, nos seis primeiros anos de avaliação, foi de 2.316kg ha-1 ano-1 de borracha seca, 55% a mais em relação ao clone RRIM 600. Apresenta taxa de crescimento do tronco acima da média em 13 anos de avaliação, com um incremento médio anual de 6,90cm. Esse clone ainda mostra alta resistência à antracnose do painel.

• IAC 300

Clone desenvolvido pelo Instituto Agronômico de Campinas (IAC); é resultante do cruzamento entre os clones orientais RRIM 605 x AVROS 363. O clone possui caule muito reto e regular, os ramos aparecem tardiamente e formam grossas bifurcações que acarretam grande peso na base das plantas.

A copa é estreita e a folhagem esparsa, apresentando folhas pequenas e de coloração verde-clara.

A casca virgem é lisa, espessa e tenra, sem causar problemas na sangria.

Apresenta certa tolerância ao Microcyclus ulei e possui fenologia regular no Vale do Ribeira. Tem baixa tolerância à antracnose foliar causada por Coletotrichum gloeosporioides.

A produção média de borracha seca, em Votuporanga, no Planalto, foi superior em 27% (1.945 kg ha-1 ano-1) quando comparada ao RRIM 600 que, no mesmo período, produziu 1.539kg ha-1 ano-1. Já no Vale do Ribeira, em Pariquera-Açu, a produção foi de 1.068kg ha-1 ano-1, 15% a menos quando comparado ao IAN 873, que produziu 1.252kg ha-1 ano-1 de borracha seca. Pela alta produção e pelas qualidades agronômicas, como tolerância ao vento, o clone pode ser recomendado para plantio em pequena escala nas regiões do Planalto e litoral do Estado de São Paulo.

• IAC 301

Clone desenvolvido pelo Instituto Agronômico de Campinas (IAC); é resultante do cruzamento entre os clones RRIM 605 e AVROS 1518. A árvore possui caule muito reto, regular e boa compatibilidade em relação ao enxerto x porta-enxerto. Os ramos aparecem tardiamente e formam grossas bifurcações que acarretam grande peso nas bases das plantas. A copa é estreita e a folhagem esparsa, apresentando folhas pequenas de coloração verde-escura. A produção média de borracha seca obtida em Votuporanga, no planalto, foi superior a 27% (1.945 kg ha-1 ano-1.) quando comparada ao RRIM 600 que produziu 1.539kg ha-1 ano-1. Já, no Vale do Ribeira, em Pariquera-Açu, a produção foi de 1.068kg ha-1 ano-1, 15% a menos quando comparada à testemunha IAN 873, que produziu 1.252kg ha-1 ano-1. Pela alta produção e pelas qualidades agronômicas, como a tolerância ao vento, o clone pode ser recomendado para plantio em pequena escala.

• IAC 302

Desenvolvido pelo Instituto Agronômico de Campinas (IAC), a árvore possui caule muito reto, regular e boa compatibilidade em relação ao enxerto x porta-enxerto. Os ramos aparecem tardiamente e formam grossas bifurcações que acarretam grande peso na base das plantas. A copa é estreita e a folhagem esparsa, apresentando folhas pequenas de coloração verde-clara. A casca virgem é lisa, espessa e tenra, sem problemas na sangria.

30

4.3. Porta-enxertos

A maioria dos viveiros instalados no Estado de São Paulo forma porta-enxertos a partir de sementes coletadas em plantios comerciais (blocos policlonais). Esse fato é responsável pela grande variação observada entre plantas em plantios monoclonais, levando à falta de uniformidade nos plantios. Para reduzir os efeitos da incompatibilidade fisiológica nas combinações de enxertos x porta-enxertos, sugere-se como porta-enxertos a utilização de progênies geneticamente aparentadas ao clone que será multiplicado. Para tal, a coleta dessas sementes deve ser feita nas bordaduras de um talhão contíguo a outro, com clone conhecido. Desse modo, aumentam-se as chances de esse último clone ser a fonte fornecedora de pólen para as plantas das bordaduras. Mas isso só é possível quando há sincronismo no período de florescimento dos clones parentais (mãe e pai).

Os seringais, assim formados, desenvolvem-se mais rapidamente e entram mais precocemente em sangria, por terem um maior número de plantas com dimensões mínimas de perímetro de tronco exigidas.

Os resultados experimentais do Instituto Agronômico de Campinas (IAC) apontam para ganhos em vigor quando o clone RRIM 600 foi enxertado sobre porta-enxertos resultantes de progênies de polinização aberta dos clones IAN 873 e GT 1.

Porta-enxerto Figura 27 – Desempenho do vigor de seis clones de seringueira nos períodos: pré (vermelho) e pós-sangria (azul) de seis diferentes porta-enxertos em 18 anos de avaliação.

31

Porta-enxerto Figura 28 – Desempenho produtivo de seis clones de seringueira em função de seis diferentes porta-enxertos, em nove anos de avaliação.

Sementes ilegítimas provenientes de talhões monoclonais de GT 1 produzem porta-enxertos de alta qualidade, por ser um clone macho-estéril. Esse fato é importante, pois, quando o clone GT 1 é plantado ao lado de outro talhão de clone comercial, é possível a obtenção de sementes de pai conhecido. Assim, uma maior quantidade de porta-enxertos pode ser obtida mais rapidamente.

Recentemente, o IAC estudou os efeitos de seis porta-enxertos (IAN 873, GT 1, PB 235, RRIM 600, RRIM 701 e SNS) sobre vigor e produção de borracha seca em cinco clones (GT 1, PB 235, PR 107, RRIM 600 e RRIM 701), em um período de 18 anos (vigor) e 9 anos (produção) de avaliação, respectivamente. Observou-se que, em relação ao perímetro do caule (vigor), os porta-enxertos não diferiram entre si, ou seja, mostraram que todos tiveram o mesmo desempenho no que se refere ao crescimento, nos períodos de pré e pós-sangria. Por outro lado, o melhor desempenho produtivo foi alcançado pelo uso do porta-enxerto PB 235, que produziu uma média de 1.764kg ha-1 ano-1, bem superior ao porta-enxerto obtido de sementes não selecionadas (SNS), que produziu uma média de 1.082kg ha-1 ano-1 nos seis clones enxertados. Os autores recomendam a utilização de sementes de GT 1 e IAN 873 para formação de porta-enxertos em relação ao rendimento (maior número de porta-enxertos, aptos à enxertia) e porta-enxertos de PB 235 para aumento de produção do seringal na fase de pós-sangria para a região Sudeste do Brasil.

32

4.4. Recomendações para plantio

A seleção de clones para plantio em pequenas propriedades apresenta problemas diferentes dos enfrentados pelos grandes heveicultores. A escolha geralmente deve basear-se em clones disponíveis e com maior produtividade, que apresentem rápido crescimento, resistência às principais doenças e aos ventos fortes, casca com boa espessura e que permita uma adequada regeneração e câmbio não facilmente afetado na sangria.

O período de descanso dado às árvores durante a troca de folhas deve estar relacionado com o período em que o produtor esteja se dedicando a outras atividades na propriedade. Se esse determinado clone possuir a maioria desses atributos, poderá ser recomendado ao pequeno heveicultor. Por outro lado, dada a limitação de opções clonais para a formação de grandes áreas, sugere-se que sejam também implantados pequenos blocos para testar experimentalmente outros clones promissores, como uma forma acelerada de avaliação em larga escala, permitindo conhecer sua adaptabilidade e estabilidade em um maior número de localidades, com economia de tempo, espaço e recursos financeiros.

Esse procedimento, que está sendo colocado em prática no IAC, tem como objetivos a exploração mais adequada da resposta à interação genótipo x ambiente e a uma maior oferta de clones para futuros plantios.

Nas áreas consideradas como de escape, especialmente no Sudeste do Brasil e Planalto do Estado de São Paulo, há certa preferência pelo uso de clones orientais que, a despeito da alta suscetibilidade ao mal-das-folhas, apresentam grande chance de exteriorizar todo seu potencial de produção. Isso porque, nesses locais, as condições ambientais não são favoráveis ao desenvolvimento dessa doença, principalmente durante o período de reenfolhamento das plantas.

Na Tabela 1 estão relacionados os clones potencialmente produtivos para as regiões Sudeste do Brasil e Planalto do Estado de São Paulo. Ênfase deve ser dada ao ano 2000, quando foi introduzida uma nova coleção de cerca de 40 clones constituída dos melhores clones malaios e africanos, de terceira geração. Esses clones estão sendo avaliados em experimentos em grande escala, em Estrutura Analítica de Projetos (EAPs) nos diferentes estados da região Sudeste do Brasil. É interessante observar que, em função da carência de informações no Brasil, foram estimadas as produções de borracha seca de boa parte desses clones, mostrando grande potencial para serem recomendados em níveis experimentais em diferentes regiões do País. Com base em dados de produção em gramas de borracha seca por sangria obtida nos ensaios da Malásia e Costa do Marfim, foram estimadas as produções para a realidade brasileira. Para os cálculos da produção anual do primeiro ano de avaliação, foi utilizado um estande de 240 árvores (60%) aptas para sangria; no segundo ano, 340 árvores (85%); no terceiro ano, 380 árvores (95%) e, a partir do quarto, 400 árvores (100%), considerando 100 sangrias, no sistema 1/2S d/3 6d/7, com estimulação a 2,5%.

33

34

PB 314

PB 312

PB 311

PB 254

PB 235

PB 217

IRCA 35

IRCA 27

IRCA 22

IRCA 18

IRCA 111

IAC 40

IAC 301

IAC 300

GT 1

Clone

continua...

1.640

(47,29)

797

(32,56 )

1.512

(43,60)

634

(25,90 )

1.576

(45,44)

752

(35,73)

(27,78 )

(30,72 )

1.239

(36,20)

(26,50)

680

1.723

(50,20)

(45,00)

890

1.229

(53,96)

(49,00)

778

1.320

(30,97)

(25,49)

846

1.074

(54,58)

(46,08)

624

1.893

1.128

1.755

(50,61)

854

(34,89)

1.295

(52,93)

803

(46,48)

2.605

(76,62)

1.066

(31,72)

1.969

(57,92)

718

(21,27)

1.970

(57,94)

794

(23,62)

(23,99)

(20,50)

2 1.544

1 3

770

2

3

(45,82)

1.776

(48,89)

1.895

(61,84)

2.397

(47,55)

1.843

(44,10)

2.346

(55,10)

1.547

(55,48)

1.517

(43,70)

1.694

(59,21)

2.295

(53,02)

2.055

(57,88)

1.625

(81,82)

2.239

(93,42)

2.567

(74,43)

2.036

(25,04)

1.573

4

4

(56,32)

2.298

(69,04)

2.817

(63,75)

2.601

(47,65)

1.944

(44,50)

2.492

(60,00)

1.728

(60,00)

1.728

(44,51)

1.816

(60,29)

2.460

(52,94)

2.160

(60,00)

1.728

(94,47)

2.807

(80,48)

2.318

(88,31)

2.543

(28,54)

1.544

5

5

(52,28)

2.133

(52,06)

2.124

(54,12)

2.208

(43,68)

1.782

(44,70)

2.167

(70,00)

2.016

(72,00)

2.074

-

-

-

-

-

-

(68,00)

1.958

(96,76)

2.787

(56,82)

1.636

(66,87)

1.926

(32,18)

1.545

5

6

(59,63)

2.433

(39,19)

1.599

(83,90)

3.423

(59,56)

2.430

(39,9)

2.234

(75,00)

2.160

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

(100,57)

2.896

(59,00)

1.690

(71,36)

2.055

(53,60)

2.144

5

7

(55,00)

2.244

(45,88)

1.872

(79,41)

3.240

-

-

(62,50)

3.500

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

(61,57)

1.818

-

-

(52,10)

2.084

5

8

(52,65)

2.148

(51,18)

2.088

(80,15)

3.270

(49,00)

2.744

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

(60,40)

2.416

5

Produção anual em kg/ha/ano e grama/árvore/corte de borracha seca1 9

(50,07)

2.043

(57,13)

2.331

(83,09)

3.390

(49,50)

2.772

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

(61,40)

2.456

5

(58,60)

2.391

(56,40)

2.301

(62,43)

2.547

-

-

(49,00)

2.744

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

10 5

(51,02)

1.990

(48,93)

1.917

(64,48)

2.540

(43,66)

1.653

(44,00)

2.361

(59,22)

1.576

(58,00)

1.497

(36,17)

1.302

(55,04)

1.944

(47,86)

1.706

(57,00)

1.322

(80,83)

2.400

(61,57)

1.818

(63,76)

1.887

(49,70)

1.899

Média de produção

Tabela 1 – Produção média anual de borracha de 37 clones de seringueiras obtida dos seringais paulistas recomendados para plantio em grande e pequena escalas para a região Sudeste do Brasil.

35

continua...

RRIM 911

RRIM 908

RRIM 901

RRIM 805

RRIM 729

RRIM 713

RRIM 711

RRIM 710

RRII 105

RRIC 100

PR 261

PR 255

PR 107

PB 355

PB 350

Clone

1.533

(44,20)

770

(31,45)

1.187

(34,23)

787

(49,31)

(44,12)

(32,15)

1.710

1.080

1.231

(35,50)

850

(34,40)

(19,85)

(34,72)

1.193

(51,27)

(38,40)

486

1.778

940

2.508

(72,32)

1.069

(73,64)

(64,87)

(43,67 )

2.554

(36,39)

(37,01 )

1.588

1.262

906

1.333

(38,44)

931

(25,00)

(16,60)

(38,03 )

1.190

(50,02)

(36,57)

558

1.769

(51,83)

(57,17)

913

1.268

(31,81)

(26,96 )

987

1.103

660

1.738

(50,12)

1.523

2 3

(62,21 )

1

2

(46,67)

1.809

(38,08)

1.476

(57,53)

2.230

(36,07)

1.398

(50,26)

1.948

(74,72)

2.896

(105,96)

4.107

(78,79)

3.054

(39,50)

1.531

(31,76)

1.231

(31,20)

1.660

(52,69)

2.082

(30,83)

865

(40,82)

1.582

(43,19)

1.674

3 4

(52,65)

2.148

(44,02)

1.796

(48,53)

1.980

(38,41)

1.567

(51,62)

2.106

(100,59)

4.104

(120,44)

4.914

(86,03)

3.510

(40,34)

1.646

(37,35)

1.524

(35,60)

1.994

(52,32)

2.176

(30,83)

866

(48,24)

1.968

(38,01)

1.551

4 5

(52,25)

2.132

(44,90)

1.832

(50,00)

2.040

-

-

(55,59)

2.268

-

-

-

-

-

-

(41,18)

1.680

-

-

(35,40)

1.982

(50,25)

1.090

(69,00)

1.987

-

-

-

-

5 5

(51,67)

2.108

(42,65)

1.740

(48,77)

1.990

-

-

(52,94)

2.160

-

-

-

-

-

-

(45,29)

1.848

-

-

(43,30)

2.425

(40,00)

2.240

(81,00)

2.382

-

-

-

-

6 5

-

-

-

-

(54,41)

2.220

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

(45,70)

2.559

(44,50)

2.492

-

-

-

-

-

-

7 5

-

-

-

-

(42,16)

1.720

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

(46,80)

2.621

(41,40)

2.318

-

-

-

-

-

-

8 5

Produção anual em kg/ha/ano e grama/árvore/corte de borracha seca1

-

-

-

-

(47,79)

1.950

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

(43,70)

2.447

(40,80)

2.285

-

-

-

-

-

-

9 5

-

-

-

(43,87)

1.790

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

-

(41,00)

2.296

(39,70)

2.223

-

-

-

-

-

-

10 5

(46,48)

1.750

(39,34)

1.470

(48,65)

1.871

(36,17)

1.262

(44,11)

1.694

(66,24)

2.430

(85,60)

3.150

(75,83)

2.677

(39,95)

1.479

(36,40)

1.255

(36,40)

1973

(37,40)

2.008

(58,00)

1.670

(36,95)

1.328

(48,38)

1.622

Média de produção

36

1.724

(48,75)

804

(64,01)

(55,15)

(22,53)

2.220

(75,84)

(77,21)

1.350

2.630

(30,68)

1.890

(27,53)

2

1.064

1 3

674

2

3

(32,23)

1.985

(85,40)

3.310

(98,81)

3.830

(33,44)

1.296

4

4

(48,75)

2.113

(56,62)

2.310

(63,97)

2.610

(42,06)

1.716

5

5

(50,22)

2.057

(46,81)

1.910

(57,11)

2.330

(50,59)

2.064

5

6

(70,00)

2.800

(84,80)

3.460

(76,96)

3.140

(41,91)

1.710

5

(64,20)

2.568

(47,06)

1.920

(57,60)

2.350

-

-

7 5

(62,30)

2.492

(47,30)

1.930

(59,07)

2.410

-

-

8 5

Produção anual em kg/ha/ano e grama/árvore/corte de borracha seca1

(65,70)

2.628

(57,84)

2.360

(48,53)

1.980

-

-

9 5

-

-

(52,70)

2.150

(28,43)

1.160

-

-

10 5

(59,90)

2.279

(59,77)

2.292

(64,35)

2.433

(37,70)

1.421

Média de produção

É apresentada em gramas de borracha seca por sangria por árvore (g/s/a) e em quilogramas de borracha seca por hectare por ano (kg ha-1 ano-1.). Para os cálculos em quilogramas, utilizou-se o peso em gramas x n.º de árvores por hectare x n.º de sangrias/ano.

2 Sistema de sangria ½ S d/7. 11m/y. ET 2,5% La 1(1). 8/y em painel B 01. Considerou-se um estande de 240 árvores por hectare e 102 sangrias/ano com a aplicação de 2,5% de etefon.

3 Sistema de sangria ½ S d/7. 11m/y. ET 2,5% La 1(1). 8/y em painel B 01. Considerou-se um estande de 340 árvores por hectare e 102 sangrias/ano com aplicação de 2,5% de etefon.

4 Sistema de sangria ½ S d/7. 11m/y. ET 2,5% La 1(1). 8/y em painel B 01. Considerou-se um estande de 380 árvores por hectare e 102 sangrias/ano com a aplicação de 2,5% de etefon.

5 Sistema de sangria ½ S d/7. 11m/y. ET 2,5% La 1(1). 8/y em painel B 01. Considerou-se um estande de 400 árvores por hectare e 102 sangrias/ano com a aplicação de 2,5% de etefon.

Fonte: IAC/Apabor

1

RRIM 600

RRIM 938

RRIM 937

RRIM 919

Clone

4.5. Escala de recomendações

Com vista a compatibilizar as recomendações sobre o material a ser plantado em determinada região ecológica, critérios básicos foram estabelecidos (Tabela 2) conforme seguem: • Classe I – clone para plantio em grande e pequena escalas, ou seja, clone reconhecidamente de bom desempenho em muitos locais. Sugere-se que não exceda 50% de área total para o pequeno ou médio seringal a ser instalado. Nas condições da região do Planalto, somente os clones RRIM 600 e PR 255 estão incluídos na Classe I. Nessa classe, os clones PB 235 e GT 1 não foram incluídos em virtude da suscetibilidade do PB 235 ao oídio em algumas dessas regiões e da baixa produção inicial do GT 1 nos dois primeiros anos de sangria.

• Classe II – envolve clones que, por meio de avaliações do seu desempenho, têm provado seu mérito ao longo do tempo. Nela estão incluídos clones, os quais em combinação com outros três ou mais podem ser plantados acima de 50% da área total da pequena, média ou grande plantação.

• Classe III – os clones dessa classe são divididos em dois grupos (A) e (B). Na escolha de quaisquer desses grupos, os clones são recomendados para plantio em até 15% da área total em blocos agregados. Clones do grupo (A) são aqueles que demonstraram bom desempenho em experimentos de avaliação em pequena escala e, em curto prazo, seu desempenho vem sendo confirmado em experimentos de grande escala. Clones do grupo (B) são na sua maioria clones resultantes de introduções antigas, às vezes com produções pouco inferiores aos clones modernos, mas que vêm apresentando bom desempenho ao longo do tempo e que também são possuidores de outros atributos secundários desejáveis, como resistência à antracnose das folhas, à seca do painel etc. Nesse caso, nenhuma restrição ao plantio deve ser levada em consideração.

Tabela 2 – Clones recomendados para a região Sudeste do Brasil e o Planalto do Estado de São Paulo.

Classe I (Plantio em Classe II (Plantio em Classe IIIA (Plantio em Classe IIIB (Plantio em grande escala) moderada escala) escala experimental) escala experimental)

Pequenas e grandes propriedades

RRIM 600

RRIM 937

RRIM 710

RRIM 714

PR 255

RRIM 938

RRIM 711

RRIM 805

PB 235

RRIM 713

RRIM 908

PB 217

RRIM 903

RRIM 919

PB 252

RRIM 911

PB 254

PR 261

RRIM 729

IRCA 22

IAC 35

IAC 303

IRCA 18

IAC 40

PB 311

PB 355

IAC 41

PB 314

IRCA 27

IAC 56

PB 312

RRII105

IAC 300

PB 350

RRIC 100

AC 301 AC 302 IRCA 111 GT 1 Clone I – Clones aprovados para plantio em grande escala, o qual não deve exceder 50% da área total do plantio.

Clone II – Clones que por meio de avaliações têm aprovados seu mérito ao longo do tempo. Em combinações de três ou mais, podem ser plantados acima de 50% da área total do plantio.

Clone III – Clones recomendados para plantio em até 15% da área total de plantio. A classe envolve dois grupos.

Observação: Os clones em vermelho são registrados no MAPA.

37

Para pequenos plantios, a escolha de clones deve ser mais rigorosa para minimizar os riscos de perdas, considerando que, geralmente, o pequeno heveicultor não dispõe de muito conhecimento técnico sobre a cultura. Em áreas com até cinco hectares, utilizar um único clone; em áreas maiores, utilizar, no mínimo, dois clones.

5. IMPLANTAÇÃO

A fim de viabilizar economicamente a cultura da seringueira, alguns cuidados especiais devem ser considerados, pois, como toda cultura perene, a seringueira tem um longo período de maturidade e vida útil, gerando custos elevados de formação e manutenção.

5.1. Escolha e localização da área

O primeiro passo a ser considerado na implantação de um projeto heveícola é verificar se a região está enquadrada em área favorável ao seu desenvolvimento, conforme Zoneamento Agroclimático para a cultura. Além desse enquadramento, outros cuidados deverão ser tomados, observando-se as características do local: • Exposição a ventos frios ou predominantes – na medida do possível, evitar áreas expostas a tais fatores. Caso contrário, cuidados especiais deverão ser tomados no sentido de amenizar os efeitos maléficos, como quebra-ventos, que podem ser de culturas anuais de porte elevado ou, mesmo, leguminosas com porte que atendam a essas exigências.

• Profundidade do solo – para o perfeito desenvolvimento do sistema radicular da cultura da seringueira, exige-se uma profundidade mínima de, aproximadamente, 4 metros, livre de qualquer impedimento, ou de encharcamento.

• Acúmulo de ar frio – nos primeiros anos de formação, a seringueira é suscetível ao efeito de baixas temperaturas, razão pela qual devem ser evitadas baixadas com acúmulo e má drenagem de ar frio.

• Isolamento da área – considerar os aspectos relacionados a riscos de incêndios, como áreas de pastagens, canaviais, capoeiras etc., mantendo a área com aceiro.

• Topografia – evitar áreas muito íngremes, a fim de facilitar a mecanização, os tratos culturais e a explotação.

5.2. Preparo da área Independente do sistema de preparo a ser adotado, cuidados deverão ser tomados com relação à conservação do solo, adotando-se práticas conservacionistas adequadas a cada situação. Também devem-se eliminar tocos, cupins, bem como outros obstáculos que, porventura, venham a dificultar a mecanização.

• Convencional – entende-se por esse método o preparo do solo por meio de aração e gradagem.

• Plantio direto – consiste na eliminação das plantas invasoras por dessecação química, seja em área total ou em faixas nas linhas de plantio.

5.3. Densidade e locação do seringal

A densidade recomendada para a cultura da seringueira deve ser de 500 plantas por hectare. Atualmente há uma tendência de adensamento que, entretanto, não deve ser superior a 550 plantas por hectare. O espaçamento mais utilizado para alcançar essa densidade é de 8,0 metros entrelinhas e 2,5 metros entre as 38

plantas, ou 7,0 metros nas linhas e 2,85 metros entre as plantas. Para densidades maiores, o espaçamento indicado é 7,5 metros entre as linhas e 2,4 metros entre as plantas na linha. Como recomendação geral, não utilizar área menor que 18 a 20 m2 por planta, para seu bom desenvolvimento.

O arranjo na forma retangular deve-se à racionalização dos tratos culturais e da explotação. As linhas de plantio devem ser demarcadas por sulcamento paralelo à linha nivelada básica, obedecendo ao espaçamento. Como as niveladas básicas não são paralelas, ocorrerão ruas mortas no meio do seringal, com significativa perda de terreno e consequente redução da densidade. Para obter a densidade próxima do desejado, adota-se, nesse caso, a distância mínima de 5 metros no final de ruas mortas, compensando com o aumento entre plantas da linha.

5.4. Preparo da cova de plantio

As covas com dimensões aproximadas de 40cm de diâmetro por 60cm de profundidade poderão ser abertas manual ou mecanicamente com brocas acopladas ao trator, devendo, nesse caso, ser adaptadas garras laterais à broca para promover a escarificação da parede lateral da cova, evitando-se o espelhamento. A cova deve ser preenchida com mistura de solo de superfície, acrescido de 30g de P2O5, 30 g de K2O, 20 litros de esterco de curral ou 2 litros de esterco de galinha (devidamente curtidos) e, em solos deficientes em zinco, acrescentar 5 gramas de zinco. Essa operação deverá ser realizada, no mínimo, com 60 dias de antecedência do plantio, para perfeita decomposição do material orgânico.

No caso de não utilização do esterco, não há necessidade de abertura da cova com antecedência.

Figura 29 – Abertura de cova mecanicamente.

5.5. Seleção e transporte de mudas

De acordo com o tipo de muda, devem-se estabelecer padrões de seleção, com objetivo de uniformizar o desenvolvimento do seringal. Para isso, classificar as mudas de acordo com o porte e estádio vegetativo, verificando-se, ainda, o bom desenvolvimento do sistema radicular e descartando as que apresentarem baixo vigor.

O transporte das mudas deve ser feito de forma adequada, evitando danos ao enxerto e aos torrões.

39

5.6. Plantio

• Mudas de raiz-nua

Para esse tipo de plantio, emprega-se a muda de toco parafinado, a qual deve apresentar comprimento da raiz principal em torno de 40cm. Nas covas previamente preparadas, abrem-se covetas com a utilização de cavadeiras, adicionando-se água e terra para a formação de lama. A muda é introduzida com ligeira pressão até que a placa de enxertia fique a 5cm do solo, voltada para o nascente. Realizar movimentos circulares a fim de retirar ao máximo os bolsões de ar que poderão ocasionalmente ficar próximos às radicelas.

A parte superior da muda deve ser protegida contra a incidência direta de raios solares, sendo uma das opções a pintura com tinta látex branca, antes da parafinagem.

Figura 30 – Coveta com lama.

Figura 31 – Introdução da muda na coveta.

40

Figura 32 – Muda em desenvolvimento: “esporinha”, lançamento novo e lançamento maduro, respectivamente.

Figura 33 – Plantio.

• Mudas em saco plástico

Uma vez feita a seleção, segundo o desenvolvimento do enxerto, as mudas com brotos de até 2cm (esporinha) ou com um ou dois lançamentos maduros devem ser plantadas em covetas abertas nas covas previamente preparadas ou diretamente no sulco de plantio, direcionando a brotação no sentido do nascente. A profundidade de plantio da muda deve ser tal que o enxerto fique ligeiramente acima do nível do solo. O plantio das mudas deve ser precedido da retirada do saco plástico. O diâmetro das covetas precisa ser superior ao diâmetro do torrão, permitindo uma ligeira compactação lateral, evitando-se, entretanto, danos ao torrão. No caso de utilização de mudas com um ou dois lançamentos maduros, recomenda-se pintar a base da haste com tinta látex branca, para evitar escaldadura pelo sol.

41

Em seguida, fazer o coroamento das covas, para permitir a retenção da água das regas. A rega de consolidação deve ser realizada logo após o plantio para evitar a formação de bolsas de ar, sendo repetidas quantas vezes necessárias até o perfeito pegamento das mudas. Pode-se, ainda, lançar mão de substâncias que retêm a umidade, permitindo reduzir a frequência de regas.

Figura 34 – Plantio de muda ensacolada.

5.7. Replantio A formação do seringal deve ser cercada de cuidados especiais, no sentido de evitar a redução do estande. Iniciar o replantio logo após constatadas as primeiras falhas, utilizando mudas com idade compatível com as outras, corrigindo falhas oriundas de morte de plantas e substituindo plantas com baixo vigor ainda no primeiro ano do plantio.

Replanta

Figura 35 – Replantio de mudas.

42

5.8. Controle de plantas invasoras A seringueira é bastante sensível à competição pelo mato, principalmente nos primeiros anos de desenvolvimento. Essa sensibilidade deve-se à concorrência por luz solar, à umidade, aos nutrientes ou, mesmo, ao efeito alelopático. Por esse motivo, sua condução deve ser livre de qualquer competição.

Para o bom desenvolvimento das plantas, a linha de plantio deve ser mantida sempre isenta de plantas invasoras em uma faixa inicialmente de um metro de cada lado da planta, no primeiro ano, indo até 2 metros nos anos subsequentes. Para a manutenção dessa faixa, bem como das entrelinhas, podem-se utilizar métodos manuais, mecânicos ou químicos, com ênfase no período seco, quando a concorrência por água se acentua.

Figura 36 – Linha de plantio isenta de plantas invasoras por método químico.

Figura 37 – Faixa de plantio mantida livre de plantas daninhas (seringal com 3 meses após o plantio).

43

5.9. Desbrotas As desbrotas consistem na eliminação da brotação indesejável, podendo ocorrer tanto no porta-enxerto como no enxerto em desenvolvimento. No primeiro caso, toda a brotação além do enxerto deverá ser removida assim que for constatada, permitindo maior vigor ao broto do enxerto. Caso a brotação ocorra na haste do enxerto, ela deverá ser eliminada manualmente, com auxílio de ferramentas específicas (canivete ou tesoura de poda), o mais cedo possível, mantendo-se a haste única livre de qualquer brotação até a altura de 2,5 metros.

A desbrota necessita ser executada por mão-de-obra previamente treinada que, em sistema de rodízio, percorre todas as linhas de plantio pelo menos uma vez por semana. Na desbrota, é preciso tomar cuidado para não vergar as hastes das plantas mais altas.

6. CONDUÇÃO DO SERINGAL 6.1. Manejo químico e cultural de plantas invasoras

A seringueira, assim como as demais plantas cultivadas, é bastante sensível à infestação e à concorrência de plantas invasoras.

As plantas invasoras, também denominadas plantas daninhas ou plantas infestantes, possuem grande capacidade de competição por luz solar, oxigênio, umidade e nutrientes, recursos necessários ao crescimento e desenvolvimento da planta. Por esse motivo, a seringueira deve ser sempre mantida no limpo, especialmente na implantação e durante o primeiro ano. Nesses períodos, recomenda-se que o solo e a parte aérea das seringueiras estejam livres de quaisquer plantas infestantes a pelo menos um metro de cada lado da linha de plantio. Esse cuidado evitará a competição e permitirá satisfatório crescimento e desenvolvimento do seringal.

Nos casos em que o produtor optar pelo consórcio da seringueira com culturas anuais ou perenes, obedecer ao espaçamento mínimo para não haver competição entre as culturas. Quando do início do estabelecimento da seringueira, a cultura consorciada deve ser plantada em ruas alternadas para não atrapalhar as operações de replantio, irrigação, adubação e demais tratos culturais.

É comum o uso do preparo mínimo do solo na implantação da seringueira em áreas ocupadas com pastagens. Normalmente é feita a dessecação de toda a área ou somente das linhas de plantio. Após essa operação, o solo é preparado com grade ou outro implemento apenas nas linhas de plantio. Independente do sistema de plantio adotado, recomenda-se que a seringueira não conviva com braquiária, especialmente a Decumbens, por problemas de alelopatia, que aumentam muito a competição e impedem o desenvolvimento da planta de seringueira.

A alelopatia é definida como o efeito inibitório ou benéfico, direto ou indireto, de uma planta sobre outra, via produção de compostos químicos que são liberados no ambiente (Souza et al., 2006). Se por qualquer motivo o produtor não eliminar a braquiária no momento da implantação, fazer a eliminação gradual para retirar definitivamente essa planta do convívio com a seringueira.

Atualmente, segundo o Sistema de Agrotóxicos Fitossanitários (Agrofit) do Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA) e da Secretaria de Agricultura e Abastecimento do Estado de São Paulo, por meio da Coordenadoria de Defesa Agropecuária (SAA/CDA), Centro de Fiscalização de Insumos e Conservação de Solo, existem sete ingredientes ativos de herbicidas registrados para a cultura da seringueira: atrazine, paraquat, diuron, glyphosate, imazapyr, simazine e trifluralina.

44

Em relação ao modo de ação, os herbicidas são classificados em pré-emergentes e pós-emergentes.

Os pré-emergentes, para terem eficiência, devem ser aplicados em solo recém-capinado e com adequada umidade, para poderem atuar sobre a sementeira e impedir a germinação. Após a aplicação, o solo não pode ser revolvido, para que o herbicida permaneça e atue durante o período residual. Em solos mais argilosos, a dose recomendada é maior, pois há retenção do produto. Os pré-emergentes recomendados para a seringueira são atrazine, diuron, imazapyr, simazine e trifluralina.

Os herbicidas pós-emergentes são aplicados nas plantas invasoras já crescidas, diretamente sobre as folhas, respeitando-se o estádio de crescimento. Nesse grupo, é importante distinguir os que têm efeito de contato (paraquat) daqueles com ação sistêmica (glyphosate). O paraquat age muito rápido sobre gramíneas, controlando também folhas largas, desde que não haja impedimento para sua absorção, como presença de camada de cera nas folhas.

Todos os herbicidas têm melhor eficácia quando observadas as exigências do fabricante e as condições de aplicação, como: pH da água, umidade relativa do ar, horário de aplicação, espécies daninhas predominantes e respectivo estádio de desenvolvimento dessas plantas.

Algumas precauções devem ser tomadas na aplicação, como verificar a bula e utilizar conforme recomendação do fabricante, além de respeitar o período de carência.

Figura 38 – Aumento da faixa livre de plantas daninhas (seringal irrigado: 1 ano).

Figura 39 – Seringal livre de plantas daninhas (com 2 anos e meio).

45

Tabela 3 – Herbicidas registrados para a cultura da seringueira – SAA/CDA/Centro de Fiscalização de Insumos e Conservação de Solo e Agrofit (2010).

Herbicida Pré-emergentes

Pós-emergentes

Grupo químico atrazine diuron imazapyr simazine trifluralina glyphosate

paraquat Pré e pós-emergentes diuron + paraquat diuron + hexazinone

Nome comercial Atrazinax 500 Diurion Nortox, Karmex 800, Direx 500 SC Contain, Arsenal 250 Sipazina 800 PM Premerlin 600 EC Glifosato Nortox, Trop, Gliz 480 SL, Gliz Plus, Glyox, Agrisato 480 CS, Glifosato Dow Agrociences, Glifosato 480 HELM Gramoxone 200, Disseka 200, Paraquat Herbitécnica Gramocil Velpar K

Observação: Atualização da tabela de herbicidas: www.cda.sp.gov.br 6.2. Desbrotas As desbrotas consistem na eliminação da brotação indesejável, podendo ocorrer tanto no porta-enxerto como no enxerto em desenvolvimento.

No primeiro caso, toda a brotação, além do enxerto, deverá ser removida assim que for constatada, permitindo maior vigor ao broto do enxerto. Caso a brotação ocorra na haste do enxerto, ela deverá ser eliminada manualmente com auxílio de ferramentas específicas (canivete ou tesoura de poda), o mais cedo possível, mantendo-se a haste única livre de qualquer brotação até a altura de 2,5 metros.

A desbrota deve ser executada por mão-de-obra previamente treinada que, em sistema de rodízio, percorrerá todas as linhas de plantio pelo menos uma vez por semana. Na desbrota, é preciso tomar cuidado para não vergar as hastes das plantas mais altas.

7. NUTRIÇÃO MINERAL E ADUBAÇÃO DA SERINGUEIRA

O estudo de nutrição de plantas estabelece quais são os elementos essenciais para o ciclo de vida da planta, como são absorvidos, translocados e acumulados, suas funções, exigências e os distúrbios que causam quando em quantidades deficientes ou excessivas. E a adubação é considerada o mais importante fator de produtividade agrícola do seringal.

7.1. Nutrição mineral

Em uma planta colhida fresca, dependendo da espécie, pode-se observar que a maior proporção de sua massa, de 70 até 95%, é constituída por água (H2O). Após a secagem dessa planta em estufa (circulação forçada de ar, a mais ou menos 70oC por 24-48 horas), evapora-se a água e obtém-se a 46

matéria seca ou massa seca; quando submetida à mineralização, seja em forno mufla (300oC) seja em ácido forte, separam-se o componente orgânico e o mineral (nutrientes). Realizando-se análise desse material vegetal seco, observa-se, de maneira geral, o predomínio de C, H e O, compondo 92% da matéria seca das plantas.

Salienta-se que os resultados da análise química do material vegetal é expresso com base na matéria seca, pois esta é mais estável que a fresca, a qual varia de acordo com o meio, ou seja, com a hora do dia, com água disponível no solo, temperatura, entre outros.

Ressalta-se que o C provém do ar atmosférico na forma de gás carbônico, CO2; o H e O vêm da água, H2O; enquanto os minerais (macro e micronutrientes) vêm do solo, direta ou indiretamente; portanto, percebe-se que o nutriente das plantas provém de três sistemas: ar, água e solo. Assim, cerca de 92% da matéria seca das plantas provém dos sistemas ar e água e apenas 8% provém do solo; entretanto, embora este último seja menos importante quantitativamente em relação aos demais, é o mais discutido nos estudos de nutrição de plantas e, também, o mais dispendioso aos sistemas de produção agrícola, especialmente se considerarmos que o ar e a água da chuva têm “custo zero” (em sistema de produção não irrigado).

7.1.1. Funções dos nutrientes

Cada nutriente desempenha funções definidas e específicas na planta; nenhum pode ser completamente substituído por outro e todos devem estar juntos para produzir melhores resultados. Deve ser lembrado, entretanto, que o efeito de cada nutriente, em particular no crescimento da planta, depende da disponibilidade dos outros elementos essenciais no solo (Lei do Mínimo). Um resumo das principais funções dos nutrientes na planta pode ser conferido nas Tabelas 4 e 5.

Tabela 4 – Principais funções dos macronutrientes (Malavolta, 1980).

Nutriente N

Função

Composto Aminoácidos e proteínas, aminas, amidas, Importante no metabolismo como composto aminoaçúcares, purinas e pirimidinas, alcaorgânico; estrutural. loides. Coenzimas, vitaminas, pigmentos.

P

Armazenamento e transferência de energia; Ésteres de carboidratos, nucleotídeos e estrutural. ácidos nucléicos, coenzimas, fosfolipídios.

K

Abertura e fechamento de estômatos, sínPredomina em forma iônica, compostos tese e estabilidade de proteínas, relações desconhecidos. osmóticas, síntese de carboidratos.

Ca

Ativação enzimática, parede celular, perPectato de cálcio, fitato, carbonato. Oxalato. meabilidade.

Mg

Ativação enzimática, estabilidade de ribosClorofila somos, fotossíntese.

S

Grupo ativo de enzimas e coenzimas.

Cisteína, cistina, metionina e taurina, glutatione, glicosídios e sulfolipídios, coenzimas.

47

Tabela 5 – Principais funções dos micronutrientes (Malavolta, 1980).

Nutriente

Função

Composto

Transporte de carboidratos.

Coordenação com fenóis

Borato; compostos desconhecidos.

Cl Co

Fotossíntese Fixação de N2

Cloreto; compostos desconhecidos.

Vitamina B12 .

Cu

Enzima Fotossíntese

Polifenoloxidase; plastocianina. Azurina, estelacianina; umecianina

Fe

Citrocromos, ferredoxina, catalase, peroGrupo ativo em enzimas e em transportadoxidase, reductase de nitrato, nitrogenase; res de elétrons reductase de sulfito.

Mn

Fotossíntese, metabolismo de ácidos orgânicos

Manganina

Mo

Fixação do N2, redução do NO3-

Reductase de nitrato; nitrogenase.

Zn

Enzimas

Anidrase carbônica, aldolase

B

7.1.2. Absorção e movimento de nutrientes na planta

A absorção de um nutriente é a sua entrada, na forma iônica ou molecular, nos espaços intercelulares ou em organelas vivas da planta. Dessa forma, podem-se considerar “absorvidos” tanto os nutrientes advindos do processo radicular como do foliar.

Na Tabela 6, são apresentadas as principais formas em que os nutrientes são absorvidos e, na Tabela 7, as formas de contato do nutriente com a raiz da planta no solo.

Tabela 6 – Formas de nutrientes absorvidas pelas plantas (Malavolta, 1980).

Nutriente

Preferencial

Eventual

Nitrogênio

NO3

NH4+

Fósforo

H2PO4-

HPO4- -

Potássio

K

-

+

Cálcio

Ca++

Magnésio

Mg++

Enxofre

SO4- -

Boro

H3BO3

Cloro

Cl-

Cobre

Cu++

Ferro

Fe+++

Manganês

Mn++

Molibdênio

MoO4- -

Zinco

H2BO3-

Fe++

Zn++

Após a absorção, o nutriente é transportado pelo interior da planta, dando-se a esse processo o nome de translocação. O transporte pode ser feito com o nutriente na mesma forma em que foi absorvido, ou em 48

outra forma, indo de um órgão (ou região) a outro da planta, em geral, da raiz para as folhas. Esse movimento se dá a favor da corrente transpiratória, via xilema, e, portanto, todos os nutrientes são considerados móveis quanto à translocação.

Tabela 7 – Participação relativa da interceptação radicular, do fluxo de massa e da difusão no contato nutriente-raiz (Adaptado de Malavolta, 1980).

Forma de contato

Elemento

Interceptação

N

Fluxo de massa

Difusão

Pequena

Predominante

Ausente

P

Pequena

Pequena

Predominante

K

Pequena

Média

Predominante

Média

Predominante

Ausente

Mg

Pequena

Predominante

Ausente

S

Pequena

Predominante

Ausente

Ca

B

Pequena

Predominante

Ausente

Cu

Pequena

Predominante

Ausente

Fe

Pequena

Predominante

Média

Mn

Pequena

Predominante

Ausente

Mo

Pequena

Predominante

Ausente

Zn

Média

Média

Média

A redistribuição é a transferência de um elemento de um órgão (ou região) a outro da planta, em forma igual ou não, a que foi absorvida, tendo, entretanto, sofrido metabolização. Ocorre por meio do floema, levando o nutriente das áreas de síntese (folhas) para as áreas de armazenamento/crescimento (frutos). É no movimento de redistribuição que ocorrem diferenças entre os nutrientes quanto à mobilidade, conforme mostra a Tabela 8.

Tabela 8 – Mobilidade comparada dos nutrientes aplicados nas folhas – em cada grupo, os elementos aparecem em ordem decrescente (Malavolta, 1980).

Altamente móvel Nitrogênio Potássio Sódio

Móvel Fósforo Cloro Enxofre Magnésio

Parcialmente imóvel Imóvel Zinco Boro Cobre Cálcio Manganês Ferro Molibdênio

O aspecto mobilidade é fundamental na nutrição das plantas, principalmente nas perenes, que recebem adubação de forma localizada e exploram o mesmo volume de solo por vários anos.

7.1.3. Exigências nutricionais

A absorção de nutrientes minerais pela seringueira varia em função da idade e do estádio fisiológico da planta. O conhecimento da dinâmica dos nutrientes nas diversas partes da planta, ao longo do cultivo, é importante porque fornece subsídios para adequar os programas de adubação da cultura. Mesmo com essa importância, poucos trabalhos foram realizados no Brasil para um melhor entendimento das exigências nutricionais da seringueira.

49

(A)

(B)

Figura 40 – Acúmulo dos macronutrientes (A) e dos micronutrientes (B) da seringueira em função da idade.

Viégas et al. (1992) estudaram o acúmulo de nutrientes em mudas de seringueira provenientes de sementes clonais ilegítimas de seringueira (Hevea spp.), cultivadas em recipientes (4L). Notaram que o acúmulo de N é alto desde os 60 dias do plantio, enquanto de K houve alta absorção a partir dos 120 dias, e os demais macronutrientes, a partir dos 180 dias do plantio da seringueira (Figura 40A). O acúmulo dos micronutrientes na planta inteira aos 240 dias mostrou que o ferro foi o mais absorvido com 5.727µg/planta, vindo em seguida o manganês com 3.555 µg/planta, o zinco com 814 µg/planta e o menos absorvido, o boro, com 479µg/planta (Figura 40B). Concluíram que o maior incremento do crescimento ocorreu a partir dos 180 dias; as maiores concentrações de nutrientes, exceto para o ferro, ocorreram nas folhas; a extração de nutrientes por hectare, nos 240 dias foi: N = 60kg, P = 12kg, K = 27,74kg, Ca = 8,97kg, Mg = 5,32kg, S = 6,21kg, B = 45,52g, Fe = 544g, Mn = 337,74g e Zn = 77,30g.

A maioria dos estudos que avaliam a exigência nutricional da seringueira não considera os nutrientes mobilizados pela parte vegetativa, e sim os nutrientes acumulados na borracha seca que são exportados pela colheita.

No Brasil, há indicações de que em seringal a extração de nutrientes exportada pela borracha pode variar em função do nutriente; o elemento mais exportado é o nitrogênio, seguido pelo potássio (Tabela 9).

50

Tabela 9 – Conteúdo de alguns macronutrientes nos produtos colhidos de seringueira com produção média de 1-1,5 t ha-1 (Raij e Cantarella, 1997).

Produto

N

P

_________________________________

Borracha seca

11,0

K

S

kg t

-1 ______________________________________

2,3

10,0

–

Salienta-se que o K foi o nutriente mais exportado pela seringueira via borracha seca, entretanto, essa quantidade é maior que a reciclada ao solo pelas folhas da serapilheira (Murbach et al., 2003), daí a necessidade de sempre complementar com a adubação.

Nota-se, pois, que a sequência de extração de nutrientes pela cultura da seringueira varia conforme a região. Essa oscilação se deve a materiais genéticos distintos, cultivados em condições edafoclimáticas específicas.

7.1.4. Sintomas de deficiências de nutrientes

Embora, em culturas anuais, a diagnose visual tenha pouca importância prática para culturas perenes, como a seringueira, é uma ferramenta adicional para o manejo da adubação, pois reflete desequilíbrios nutricionais que podem ser corrigidos no mesmo ano agrícola.

Segundo Malavolta et al. (1997), o sintoma visível é o fim de uma série de eventos, os quais estão resumidos na Tabela 10, em que são dados dois exemplos: deficiência de zinco e toxidez de alumínio.

A primeira conduz ao denominador comum encontrado em qualquer cultura, que é o encurtamento dos internódios. No caso da toxidez de alumínio, é típico o mau desenvolvimento das raízes, que ficam curtas e grossas, semelhantes a uma formação de corais (coraloides).

Portanto, após a ocorrência dos eventos biológicos, a sintomatologia dependerá do elemento que está provocando a desordem nutricional, estando ligado às suas características intrínsecas, como a sua função e mobilidade na planta. Assim, Marschner (1986) elaborou uma chave geral de sintomas de desordem nutricional (Tabela 11).

Tabela 10 – Sequência de eventos biológicos que conduzem aos sintomas visíveis de deficiência de zinco e toxidez de alumínio. (Malavolta et al. 1997).

Falta ou excesso

Deficiência de Zn

Toxidez de Al







Alteração molecular

< A.I.A.

Pectatos “errados”

> Hidrólise de proteínas

< fosforilação < absorção iônica (P, K, Ca, Mg)







Modificação subcelular

Paredes celulares mais rígidas

Paredes celulares mal formadas

< proteínas

Dificuldade na divisão celular





Células menores e em menor número

Células menores

Alteração celular

Com 2 núcleos 





Modificação no tecido (= SINTOMA)

Internódios mais curtos

Raízes curtas e grossas; Folhas deficientes em K, Ca, Mg, P

51

Tabela 11 – Princípios gerais para a diagnose visual de desordens nutricionais (Marschner, 1986).

Parte da planta

Diagnose visual

Desordem nutricional

Sintomas de deficiência nutricional Uniforme Clorose





Internerval ou em manchas 

N (S) Mg (Mn)

Folhas velhas e maduras Necrose

Secamento da ponta e K margens 



Internerval Uniforme

Clorose



 

Mg(Mn) Fe(S)

Internerval ou em manchas 

Zn(Mn)

Necrose (clorose)



Ca, B, Cu

Deformação



Mo (Zn, B)

Folhas novas, lâminas e ápices

Sintomas de toxidez nutricional Manchas Necrose





Mn (B)

Secamento da ponta e B, injúrias por sais/pulverimargens  zação

Folhas velhas e maduras Clorose (necrose)



Toxidez não específica

7.1.4.1. Caracterização dos sintomas de deficiência de nutrientes para a seringueira (Reis, 2007).

• Nitrogênio (N): É o nutriente mais importante da planta e respon-

sável pelo crescimento e pela clorofila. A falta desse elemento na seringueira apresenta primeiramente uma coloração verde-amarelo-pálida das folhas.

Figura 41 – Sintomas de deficiência de N

• Fósforo (P): É essencial para a divisão celular, fotossíntese e o

tecido meristemático da planta. A falta provoca um bronzeamento na parte apical da folha e de forma não muito clara. Em geral, começa do ápice, que depois se torna queimado e enrolado para dentro.

Figura 42 – Sintomas de deficiência de P

52

• Potássio (K): Esse nutriente não participa de qualquer reação

específica, mas algumas enzimas precisam dele para sua atividade. A falta de potássio provoca uma clorose na borda e no ápice da folha, seguida por uma necrose marginal.

Figura 43 – Sintomas de deficiência de K

• Magnésio (Mg): É constituinte da molécula da clorofila e desempenha papel importante na fotossíntese. Os primeiros sintomas da falta de Mg são caracterizados por uma clorose internerval nas folhas, que evolui depois para o interior delas, formando um desenho parecido com uma espinha de peixe.

Figura 44 – Sintomas de deficiência de Mg

• Cálcio (Ca): É importante no desenvolvimento da raiz, da parede

celular e da mitose. O primeiro sintoma da falta de Ca é o desenvolvimento de um chamuscado apical e marginal, geralmente de coloração branca ou castanho-clara. Os sintomas aparecem nas folhas do lançamento superior e, em casos mais graves, nos próprios brotos.

Figura 45 – Sintomas de deficiência de Ca

• Enxofre (S): A função mais evidente do enxofre é ser um dos

constituintes das proteínas e, também, ser componente de aminoácidos e de substâncias reguladoras do crescimento biotina e tiamina. Ainda participa da formação da clorofila. A deficiência na seringueira provoca o surgimento de um gradativo amarelamento uniforme de toda a folha, que depois pode se transformar em um chamuscamento da ponta que pode afetar toda a parte distal.

Figura 46 – Sintomas de deficiência de S

• Boro (B): O boro é um elemento ímpar entre os nutrientes, por haver diferenças mínimas entre a concentração adequada e a tóxica. Para a seringueira, a falta de boro resulta numa redução e distorção das folhas, e as nervuras parecem mais largas. Não existe perda de cor nesse caso.

Figura 47 – Sintomas de deficiência de B

53

• Cobre (Cu): Atua no processo de respiração e como catalisador

nos processos de oxidação nos vegetais. A falta desse elemento na seringueira apresenta-se primeiramente nas folhas mais novas, com murchamento da borda na ponta da folha com abaulamento para cima. Na murcha desenvolve-se um chamuscado castanho que pode se espalhar para a lâmina debaixo e ocorrer e desfoliação precoce.

Figura 48 – Sintomas de deficiência de Cu

• Ferro (Fe): É um dos elementos essenciais para a síntese da

clorofila e entra na composição de algumas proteínas envolvidas nos processos de oxidação, e também é constituinte de algumas enzimas ligadas à respiração. A seringueira com falta de Fe é uma clorose foliar generalizada, semelhante à deficiência de Mg. Com o tempo, a folha assume um colorido amarelo e branco, com redução de tamanho.

Figura 49 – Sintomas de deficiência de Fe

• Manganês (Mn): Atua nos processos de respiração e do me-

tabolismo do N, além de desempenhar papel importante como ativador de enzimas. O sintoma na seringueira apresenta-se com uma “palidez” e um amarelecimento da folha com faixas de tecidos verdes circundando a nervura mediana e as nervuras principais. Esses sintomas aparecem primeiro nas folhas das regiões médias e no interior das hastes e, quando severos, podem se agravar para os lançamentos superiores.

Figura 50 – Sintomas de deficiência de Mn

• Molibdênio (Mo): É importante para o sistema de redutase do nitrato (conversão do nitrato absorvido

em nitrito), para a formação de aminoácidos e proteínas. Também é importante no processo de fixação do N pela bactéria do solo. Na seringueira, a falta provoca um chamuscamento castanho ao redor da folha, especialmente na região da ponta.

• Zinco (Zn): É um elemento essencial na formação do hormônio do crescimento vegetal e atua também como ativador de várias enzimas. Sua falta na seringueira caracteriza-se pela redução da largura da lâmina foliar, em relação ao seu comprimento. A lâmina também pode ficar retorcida e surgir uma clorose generalizada na folha.

Moraes et al. (2002) avaliaram as alterações anatômicas no xilema de caules extremamente flexíveis de seringueira (Hevea spp.), que apresentavam sintomas de deficiência de boro. Realizou-se um estudo anatômico comparativo entre plantas com e sem sintomas de deficiência, quanto à espessura das paredes e ao grau de deposição de lignina e celulose, bem como quanto à concentração de grãos de amido no parênquima do xilema. Não foi observada variação significativa entre a espessura e o grau de deposição de lignina nas paredes dos elementos do xilema de plantas com e sem sintomas. No entanto, plantas com sintomas apresentaram lamela média de espessura muito reduzida, com menor intensidade de coloração, o que reflete a insuficiência de pectato de cálcio, composto responsável pela adesão entre as células e cuja síntese é bloqueada pela carência de boro. A causa da flexibilidade dos caules foi atribuída à menor coesão entre as células.

54

Na literatura, têm-se algumas indicações da resposta da seringueira à aplicação de nutrientes.

Murbach et al. (1999) estudaram a aplicação de NPK em um seringal com 3 anos e 6 meses de idade, do clone PB 235, em um Latossolo Vermelho-Escuro A, moderado, textura arenosa. Concluíram que a adubação potássica promoveu um efeito positivo na produção de borracha seca, onde na dose de 155kg ha-1 de K2O obteve-se a máxima produtividade. Não se observou efeito da adubação fosfatada e nitrogenada na produtividade de borracha seca.

Bataglia et al. (1998) avaliaram respostas da seringueira à adubação NPK durante o período de formação do seringal (clone RRIM 600, em um Argissolo Vermelho-Amarelo de textura arenosa (Avaí-SP). O melhor tratamento (N=120; P2O5=120; K2O=120 kg ha-1) abreviou o tempo de imaturidade do seringal em cerca de 8 meses em relação àquele sem adubo e, em até 12 meses, quando se comparou com formulações desequilibradas como no tratamento 0-80-120. (N=0; P2O5=80; K2O=120 kg ha-1) Bataglia et al. (1999) avaliaram as respostas da seringueira à adubação NPK cultivada em um Argissolo Vermelho-Amarelo (Matão-SP), visando recomendá-la no período de formação dos seringais.

Concluíram que adubações desequilibradas podem retardar até em 15 meses o tempo de imaturidade, comparando-se os melhores e os piores tratamentos. O período de imaturidade correlacionou-se negativamente com os teores de K e positivamente com os de Ca e Mg das folhas. Na ausência de adubação potássica, verificou-se um efeito antagônico dos nutrientes N e P. Adubações potássicas foram essenciais para garantir a antecipação do início da fase produtiva.

Por fim, com a crescente necessidade de redução do uso de defensivos no controle de doenças de plantas, a tecnologia alternativa mais adequada para prevenir e aumentar a resistência das plantas às doenças é por meio do uso racional dos fundamentos da nutrição de plantas, uma vez que os nutrientes têm efeitos diversos nos vegetais, desde modificações anatômicas até bioquímicas que, certamente, interferem na relação patógeno-hospedeiro.

Segundo Marschner (1986), a nutrição mineral é um fator ambiental que pode ser manipulado com relativa facilidade, podendo ser utilizado como um complemento no controle de doenças. Entretanto, é necessário um conhecimento profundo sobre como os nutrientes minerais aumentam ou diminuem a resistência das plantas, por intermédio das características histológicas, citológicas e, consequentemente, no processo da patogênese.

O uso e o manejo dos nutrientes, de forma equilibrada, têm demonstrado ser uma alternativa válida e eficiente no controle de determinadas doenças de plantas. Há, contudo, a necessidade de se desenvolver mais pesquisas nas condições brasileiras, procurando conhecer melhor as exigências nutricionais, bem como o comportamento das doenças em diferentes níveis, fontes e combinação de nutrientes (Zambolim e Ventura, 1996).

7.1.5. Estado nutricional

Um estudo sobre levantamento do estado nutricional de diversos seringais do Estado de São Paulo mostrou que a produtividade elevada de alguns seringais foi associada a níveis mais elevados de nitrogênio e potássio foliar (Bataglia et al., 1988).

Assim, estudos de diagnose foliar para avaliação do estado nutricional da seringueira são importantes, devendo-se realizar alguns procedimentos, como amostragem de folhas, preparo do material, análise química no laboratório e a obtenção dos resultados analíticos. Esses resultados poderão ser utilizados pela pesquisa para a definição de níveis críticos e confecção das tabelas de teores adequados (padrões) ou, caso já existam essas tabelas, fazer apenas as comparações e as devidas interpretações que indicarão se os nutrientes estão em teores adequados, deficientes ou em excesso. Assim, tem-se o 55

diagnóstico do estado nutricional das culturas, que servirá para recomendação de adubação ou ajuste, com reflexos diretos na expressão da produtividade e lucratividade da exploração agrícola.

É oportuno informar que somente será válido um resultado de análise foliar se houver um padrão para que seja comparado. Existem variações entre espécies e intraespécies, dificultando, sobremaneira, a generalização dos padrões. Assim, o controle rigoroso desses critérios é que garantirá a validade do resultado da análise química foliar, sua interpretação e a correção das deficiências com as futuras adubações. Soma-se a isso o fato de que é na etapa de amostragem que ocorre a maioria dos erros que podem comprometer um programa de adubação. Assim, advém da amostragem malfeita e não de problemas analíticos de laboratório ou, ainda, do uso de tabelas de recomendação inadequadas.

Para a amostragem correta da folha-diagnose, devem-se considerar alguns critérios que são específicos a cada cultura, como tipo de folha, época de coleta, número de folhas por talhão.

Nesse caso, para amostragem foliar em seringueira, considerar os seguintes procedimentos: em árvores de até 4 anos, retirar duas folhas mais desenvolvidas da base de um buquê terminal situado no exterior da copa e em plena luz; em árvores de mais de 4 anos, colher duas folhas mais desenvolvidas no último lançamento maduro em ramos baixos na copa em áreas sombreadas. Amostrar 25 plantas no verão (Raij e Catantarella, 1997).

O procedimento que deve ser seguido no campo para coletar a amostra de folhas é semelhante ao descrito no caso da amostragem de solo (Prado, 2008). Desse modo, a obtenção de amostras representativas depende de técnicas de amostragem capazes de contornar a heterogeneidade que pode ocorrer na gleba. Assim, seguem algumas indicações gerais para a amostragem de folhas: • caminhar em ziguezague; • caminhar em nível; • evitar plantas próximas de estradas ou carreadores.

Além disso, não se deve proceder à amostragem de folhas nas seguintes condições: • em plantas com sinais de pragas e moléstias; • em glebas que receberam adubação há menos de 30 dias ou defensivos; • em variedades diferentes, pois o estado nutricional é influenciado pelo fator genético, fato amplamente relatado na literatura, em diversas culturas, como em clones de seringueira; • no caso de culturas perenes enxertadas, não misturar folhas de plantas que tenham copa ou porta-enxerto diferentes, pois influenciam no estado nutricional; • em nenhum caso misturar folhas de idades diferentes; • em se tratando de culturas perenes, não se podem colocar na mesma amostra folhas de ramos produtivos e folhas de ramos não produtivos; • não coletar tecidos mortos ou com danos (mecânicos); • evitar coletar folhas após a ocorrência de alta precipitação, pois pode haver perdas de alguns nutrientes, a exemplo do N e K.

Após a amostragem das folhas no campo, alguns procedimentos imediatos devem ser tomados, como: • se a amostra puder chegar ao laboratório no máximo em dois dias depois da coleta, colocar em sacos de papel e enviar; • se a amostra chegar ao laboratório em mais de dois dias depois da coleta, lavar previamente; na sequência, lavar com água corrente “limpa”; após, usar solução detergente (0,1%) e água; secar em forno regulado para temperatura próxima de 70oC ou a pleno sol (para interromper a respiração das folhas); colocar em saco de papel e enviar ao laboratório.

56

Entretanto, é possível a conservação do material vegetal por 2 ou 3 dias em refrigerador (ou isopor com gelo), sem que haja deterioração, não necessitando de secagem no campo.

A Tabela 12 apresenta os teores foliares de macro e micronutrientes considerados adequados para a seringueira.

Tabela 12 – Faixa de teores adequados de macronutrientes e de micronutrientes em seringueira em produção (Raij e Cantarella, 1997).

Fase

N

P

K

Em produção Fase

29-35 B

1,6-2,5 Cu

Fe

20-70

10-15

Mg

S

-1 _______________________________________

0,7-0,9

1,7-2,5

Mn

Zn

mg kg 50-120 40-150

________________________________

Em produção

Ca

g kg 10-17

____________________________________

1,8-2,6

-1 ____________________________________

20-40

7.2. Adubação da seringueira A adubação mineral é o mais importante fator de aumento da produtividade agrícola (Raij, 1992).

Essa afirmativa reflete o potencial tecnológico disponível para atingir os objetivos de uma agricultura moderna e competitiva. Entretanto, a adubação não é uma prática que pode ser considerada isoladamente, devendo ser avaliada em conjunto com outras práticas que também afetam a produção e, por conseguinte, conduzem a uma maior necessidade de nutrientes. São exemplos: a calagem, a irrigação, os controles de pragas, doenças e plantas invasoras, o uso de variedades mais produtivas, o manejo eficiente do solo etc. É necessário, também, conhecer as interações a fim de que toda a potencialidade dos adubos possa ser traduzida em produção.

Vale destacar que a prática da calagem constitui o fator principal para garantir a maior eficiência da adubação, a custo relativamente baixo, aumentando-se a disponibilidade dos nutrientes no solo e a sua aquisição pela planta. Nesse sentido, Bataglia et al. (1988) notaram, em seringais paulistas, que as glebas com baixa produtividade (<1,0 t ha-1) estavam associadas a solos com acidez mais elevada (V = 27%). Apesar de os trabalhos sobre a reação da seringueira à calagem serem ainda insuficientes, a calagem é recomendada para elevar V a 50% no Estado de São Paulo (Cardoso, 1992). Roque et al.

(2004) observaram, em seringal em produção, que a produtividade máxima esteve associada à saturação por bases de 57% e teor foliar de Ca de 8g kg-1.

Por outro lado, é bastante frequente os agricultores não obterem os resultados esperados com as aplicações de fertilizantes. É óbvio que causas e fatores variados podem influir nisso; alguns são inerentes ao próprio adubo, enquanto outros são oriundos de agentes estranhos e, em certos casos, incontroláveis. Não se pode, pois, em caso de baixa produção, lançar toda a culpa na adubação. A maior parte dos malogros deve-se ao mau uso dos fertilizantes. Assim, podem ser citados, entre outros, os seguintes aspectos: • emprego de adubo incompatível com o solo ou a cultura; • época incorreta de aplicação; • localização inadequada do fertilizante; • mistura mal preparada; • quantidade inadequada; 57

• má qualidade do adubo; • material orgânico não decomposto; • solos com alto poder de fixação; • chuvas intensas e prolongadas; • preparo inadequado do solo; • problemas com plantio ou tratos culturais; • sementes ou mudas de má qualidade; • pragas e moléstias; • temperatura, chuva de granizo, veranico etc.

Como se pode constatar, a lista das causas da ineficiência dos fertilizantes é enorme, e poder-se-ia estendê-la quase indefinidamente. Porém, partindo do princípio de que vários problemas relacionados ao uso de fertilizantes estejam solucionados, ainda nos deparamos com a questão da eficiência agronômica. De modo geral, os adubos nitrogenados têm sua eficiência estimada em 60%, e os potássicos em 70%. Contudo, quando se analisa a eficiência dos fosfatados, 30% a 40% em geral, observa-se que aí está um dos grandes problemas. Essas perdas, especialmente por lixiviação, no caso o N e o K, podem diminuir ao longo do tempo para o seringal em razão do sistema radicular abrangente e profundo da cultura. A alta capacidade de fixação de fósforo dos solos tropicais é a responsável pelo baixo aproveitamento do P dos fertilizantes pelas culturas. Aliado a isso, as diferentes metodologias usadas nas análises de solo, para a extração de P, refletem as dúvidas sobre o assunto.

Normalmente, a adubação preconizada pelos órgãos estaduais de extensão e pesquisa é destinada à fase de plantio até a produção, ao passo que a adubação para produção de mudas, em substratos inertes, ainda não é levada em conta. Considera-se que grande parte do sucesso, na instalação do seringal, é usar uma adubação equilibrada em duas fases: no substrato para obtenção de mudas e na fase de plantio. Esse fato resulta em mudas com adequado estado nutricional e possibilita o máximo crescimento inicial da planta, o que traz benefícios no pegamento e no desenvolvimento inicial do seringal.

Por fim, é pertinente salientar que o produtor rural não tem utilizado satisfatoriamente a prática da adubação na cultura da seringueira, entretanto, nos últimos anos, essa prática tem tido maior atenção, especialmente para os produtores que objetivam alta produtividade com precocidade. Assim, a adubação da seringueira poderá garantir maior retorno econômico ao produtor. Supondo a aplicação de 1kg de adubo por planta, o custo sairá em torno de R$ 1,50/planta, de modo que ela precisa produzir, pelo menos, 1kg a mais de látex, por planta, para compensar essa adubação.

Uma boa seringueira, normalmente, produz 10kg de látex por ano. Se com a adubação o produtor conseguir acrescentar um quilo a mais de látex, já terá pago o investimento em adubação. A seguir, respeitando as fases de desenvolvimento das seringueiras, são apresentadas as adubações desde a fase de mudas, plantio, pós-plantio até a fase de produção.

7.2.1. Adubação para a formação de mudas

Para a formação do porta-enxerto, a semeadura pode ser feita diretamente nos recipientes, ou em sementeira, para posterior repicagem e plantio em recipientes, ou em viveiro de campo.

Para o preparo do substrato na produção das mudas, têm-se recomendações gerais, utilizando-se os substratos constituídos de três partes de solo, uma parte de esterco curtido, 2,5kg a 3kg de superfosfato 58

simples e 0,5kg de cloreto de potássio por metro cúbico. Em sistemas de semeadura indireta, que utilizam sementeiras, é recomendado aplicar (incorporado ao solo) de 5kg a10kg de esterco de curral curtido, 100g de superfosfato simples e 50g de cloreto de potássio por metro quadrado de canteiro.

As recomendações gerais para a adubação de cobertura em mudas de seringueira indicam, normalmente, aplicar NPK e, algumas vezes, micronutrientes, via foliar (Tabela 13).

Tabela 13 – Adubação de cobertura em mudas de seringueira.

Adubação no solo (grama por planta) 4g da mistura (50g de ureia+25g MAP + 35g cloreto de potássio)

Adubação foliar (g.100 L-1) 275g de sulfato de zinco 140g de sulfato de manganês e 120g de cal hidratada

Aplicar adubação no solo aos 60, 120 e 180 dias após o transplantio e, nessa mesma época, aplicar micronutrientes via adubação foliar.

7.2.2. Adubação de plantio Na fase do plantio da seringueira, é indicado incorporar na cova 30g de P2O5, 30g de K2O e, em solos deficientes de zinco (teor de Zn < 0,6 mg dm-3 em DTPA), 5g de Zn. Quando disponível, usar 20 litros de esterco de curral curtido (Bataglia e Gonçalves et al., 1997).

7.2.3. Adubação de pós-plantio (primeiro ano)

Além da fase de produção de mudas e de plantio, a fase de pós-plantio é importante para garantir a precocidade de produção do seringal, no sentido de se obter produção comercial satisfatória, o mais precoce possível.

Na fase de pós-plantio, aplicar nitrogênio em cobertura, em três parcelas de 30g por planta, durante o primeiro ano (Bataglia e Gonçalves et al., 1997).

7.2.4. Adubação de formação e produção

As recomendações de adubação disponíveis no Brasil para a fase de formação e produção restringem-se a alguns estados produtores de seringueira. Cabe salientar, ainda, que existem variações nos critérios de adubação, havendo estados que utilizam apenas análise química do solo e outros que consideram a análise química de solo e a idade da cultura, a exemplo do Estado de São Paulo (Tabela 14).

Tabela 14 – Recomendação da adubação de produção em função da análise química do solo, das folhas e da produtividade (Bataglia e Gonçalves et al., 1997).

Idade

Nitrogênio

Anos 2-3

N, kg ha-1 40

P resina 0-12 >12 P2O5, kg ha-1 40 20

K+ trocável, mmolc dm-3 0-1,5 >1,5 K2O, kg ha-1 40 20

59

8. DOENÇAS

A seringueira é uma planta que pode ser acometida por doenças tanto na fase de viveiro como na implantação e fase adulta quando começam as sangrias.

8.1. Doenças – viveiros Os viveiros de seringueira, se comparados com o de outras espécies como de citros e eucalipto, pouco evoluíram e tecnificaram ao longo do tempo, pois continuam dependentes do solo, como substrato, e de viveiros de chão, com sacos plásticos, como embalagem. Os processos de semeadura e plantio ainda são muito rústicos, feitos diretamente em areia lavada ou em sacos plásticos com terra.

As sementes e futuras plântulas entram em contato com vários fungos de solo e com suas estruturas de dormência, fatos que podem ocasionar lesões e levá-las à morte, que pode ocorrer após a germinação das sementes na sementeira ou após o transplante para o viveiro ou para os sacos plásticos.

8.1.1. Patógenos associados às sementes

As sementes de seringueira são classificadas como recalcitrantes, ou seja, dotadas de um período de viabilidade muito curto, sendo necessário, portanto, semear logo após a coleta. Além da temperatura, umidade e velocidade de desidratação, os microrganismos também são apontados como responsáveis pela perda do poder germinativo. Estes também podem se constituir em patógenos importantes, tanto na fase inicial de crescimento das plantas como nas fases posteriores. As sementes contaminadas podem ser consideradas como fontes de inóculo primário e carregar, de forma passiva, esses patógenos para áreas ainda isentas.

Entre os fungos patogênicos à seringueira, foram encontrados em sementes oriundas do Pará, Bahia e São Paulo: Lasiodiplodia (Botryodiplodia) theobromae, Phomopsis sp., Phyllosticta sp., Colletotrichum gloeosporioides, Fusarium sp., Phytophthora spp. e Alternaria sp. (Tabela 15).

Atualmente, não se faz nenhum controle de qualidade sanitária das sementes de seringueira, nem é efetuada a desinfestação prévia ou tratamento de sementes antes da semeadura, contribuindo, assim, para a perda do seu poder germinativo. Porém, as sementes podem ser tratadas com fungicidas que atuam bem nesse grupo de patógenos, como captan (5g/kg), tiabendazol (2g/kg de semente).

Tabela 15 – Relação entre fungos presentes nas sementes e doenças causadas nas mudas de seringueira.

Fungo Lasiodiplodia theobromae (=Botryodiplodia theobromae) com nematoide das galhas Phomopsis sp.

Colletotrichum gloeosporioides Alternaria sp. e Phyllosticta sp.

Phytophthora sp.

Fusarium sp Fonte: Modificado de Urben et al. (1982) e Boueri et al. (2000).

60

Doença causada - Cancro do enxerto - Secamento de ramos, sinergismo - Secamento de ramos (morte descendente) - Antracnose em folhas e ramos - Morte do enxerto - Manchas foliares - Secamento de raízes - Morte de raízes

8.1.2. Morte de plântulas

As plântulas podem ser atacadas no sistema radicular ou na haste, à altura do colo, provocando seu tombamento, murchamento ou seca. Entre os fungos que ocorrem em plântulas como agentes causais de doenças, estão: Rhizoctonia solani, Pythium, Phytophthora, Fusarium e mesmo Lassiodiplodia theobromae. Dentre esses, o Fusarium foi detectado, em 2008, causando podridão de raízes em plântulas e a mortalidade de mais de 40% dos porta-enxertos, no norte do Mato Grosso.

8.1.3. Doenças foliares 8.1.3.1. Mal-das-folhas da seringueira

O mal-das-folhas ainda é considerado uma das principais causas de fracassos em empreendimentos heveícolas no Brasil. No Estado de São Paulo, a doença foi detectada em viveiros no Litoral Sul, em 1960, e no Planalto Paulista, em 1970 e, atualmente, encontra-se amplamente disseminada nas regiões de cultivo, cuja intensidade de ataque depende da região de plantio, dos clones utilizados e da época do ano.

Ataques epidêmicos têm sido observados, principalmente, na região litorânea, onde predomina período de molhamento prolongado na maior parte do ano, sendo esse o fator climático que mais favorece o desenvolvimento da doença. Normalmente, os clones orientais (RRIM 600, PB 235 e GT1) não resistem nessa região. No Planalto Paulista, a moléstia predomina em viveiros irrigados, atingindo alta incidência em determinadas épocas do ano, como observado em 1991 em Votuporanga, Marília, Buritama e Rio Claro e, em 2009, em Buritama e Goianésia (GO).

O mal-das-folhas, ou queima sulamericana das folhas, é causado pelo fungo Microcyclus ulei (P. Henn) v. Arx, específico do gênero Hevea, que se encontra disseminado por toda a área de plantio do continente americano, sendo encontrado em seis espécies de seringueiras.

(B)

(A) Figura 51 – Folíolos com lesões do mal-das-folhas nas fases conidial (A) e ascógena (B).

61

O fungo apresenta, em seu ciclo de vida, dois tipos de esporos infectantes, conforme o tipo de reprodução: conidiósporo (reprodução assexuada ou fase imperfeita) e ascósporo (reprodução sexuada ou fase perfeita). Desses, os primeiros esporos clonais, por serem numerosos e de ciclo rápido (6 a 10 dias), são os responsáveis pela disseminação do patógeno e pelas epidemias. Os ascósporos responsáveis pelo inóculo primário são produzidos em pequena quantidade e permanecem no interior de estruturas das folhas por vários meses. Mesmo em folíolos caídos, são descarregados progressivamente. Na fase de viveiro e nos plantios novos (até 4 anos) contribuem para a epidemia, porém, na fase adulta, atuam apenas como inóculo inicial, no período da renovação foliar.

Estudos efetuados em viveiros no Vale do Paraíba, na Bahia e na Amazônia, demonstraram que as condições climáticas propícias ao desenvolvimento de epidemias são aquelas em que a umidade relativa do ar é superior a 95% por 10 horas consecutivas, durante 12 dias ao mês. A doença se manifesta, principalmente, nos folíolos, podendo surgir nos pecíolos e ramos novos.

Os sintomas se apresentam na forma de pequenas manchas necróticas circulares, sob as quais surge a esporulação conidial, de aspecto aveludado, de cor verde-escura a acinzentada na face inferior da folha, para a maioria dos clones. Em condições de alta umidade, as lesões crescem, provocando o desfolhamento das plantas.

Nos folíolos restantes, desenvolve-se a fase sexuada (espermagônio, ascas e ascósporos), cujos ascósporos consistem em formações de vários milímetros de diâmetro, tornando-se maciços e ásperos ao tato, como lixas (estromas). Tais sintomas prevalecem nos folíolos maduros até sua queda natural.

Para a cultura da seringueira, do grande número de clones selecionados pelos melhoristas, somente alguns têm resistência ao M. ulei; entretanto, quando esses clones se encontram em condições ambientais que favorecem o patógeno, não resistem à infecção por muitos anos.

No Estado de São Paulo, ocorrem duas regiões características onde se cultiva a seringueira: o litoral (Vale do Ribeira, Caraguatatuba e Ubatuba) e o Planalto Paulista, principalmente nas regiões de São José do Rio Preto, Marília, Ribeirão Preto, Araçatuba, Presidente Prudente e Bauru. Dessas, a do litoral encontra-se influenciada por ventos marítimos saturados de umidade, com temperaturas altas quase o ano todo, condições favoráveis ao desenvolvimento da doença. O plantio de cultivares orientais (RRIM 600, PB 235, PB 86 e GT 1) deve ser evitado em virtude da suscetibilidade ao mal das folhas.

Cultivares nacionais, como Fx 25, Fx 985, Fx 3028, Fx 2261, Fx 3864, Fx 3844, Fx 4098 e IAN 873, cuja resistência associada às características fenológicas (hábito caduco na fase adulta), garantem boa produção, revelam intensidades baixas ou muito baixas da doença.

No Planalto Paulista predominam condições com risco mínimo de ocorrências epidêmicas ao mal-das-folhas, por causa do reenfolhamento se dar no período de seca e baixo número de horas de orvalho, possibilitando o cultivo de clones orientais de alta produção, apesar de suscetíveis à doença.

Apenas devem-se tomar alguns cuidados, em viveiros e em baixadas, quando se utiliza a irrigação por aspersão, que pode propiciar um microclima favorável ao desenvolvimento da doença.

Existem vários estudos de eficiência de fungicidas na redução da quantidade de doença sobre o ciclo do patógeno. Foi comprovada a eficácia de tiofanato metílico, triadimefon, triadimenol e várias estrubirulinas sobre os estromas do fungo, deixando-os estéreis. Um trabalho com resultados semelhantes para o tiofanato metílico relata que o clorotalonil possui grande poder residual e que o triadimefon e triadimenol possuem efeito curativo para a doença. Foi constatado que mancozebe, em aplicações semanais, e triadimefon, fembuconazole e miclobutanil, em aplicações quinzenais, foram eficientes no controle da doença no Litoral Norte do Estado.

62

8.1.3.2. Antracnose

A antracnose nas folhas de seringueira tem sido citada com frequência por diversos autores na região amazônica, onde normalmente ocorre associada ao mal-das-folhas (Figura 51). Causada por Colletotrichum gloeosporioides, caracteriza-se por lesões e queda em folhas, morte da placa do enxerto, cancros e seca de ponteiros.

(A)

(C)

(B) Figura 52 – Lesões de antracnose em: hastes (A); desfolha de ponteiros em árvores adultas (B); frutos colonizados por antracnose (C).

Os sintomas da doença se manifestam em folíolos jovens, em plantas em viveiro e jardins clonais, causando, de início, pequenas lesões marrom-avermelhadas que, em condições propícias, coalescem, atingindo grandes porções desses folíolos, deformando-os (Figura 53). Nos pecíolos e ramos, provoca lesões escurecidas e aspecto necrosado, com depressões. Em ataque severo, causa desfolhamento, morte da gema apical e seca descendente do ramo. Em todos os órgãos afetados, há grande produção de esporos, envoltos em massa de coloração rósea que, em condições úmidas, caracteriza bastante o fungo.

Quanto aos danos observados, podem-se citar, no viveiro e jardim clonal, a morte das hastes destinadas à produção de gemas para enxertia, o baixo descolamento de casca e reduzido pegamento da enxertia, em vista de as placas do enxerto estarem infectadas (Figura 54). Enxertias com esse material acabam lesionando também o porta-enxerto, como observado em viveiros de Minas Gerais e de Matão (SP).

As condições ambientais que favorecem a doença são temperatura do ar ao redor de 21oC, umidade relativa acima de 90% e períodos chuvosos, requerendo molhamento dos folíolos para que haja infecção.

A disseminação do patógeno é efetuada, principalmente, por respingos de gotas de chuva, sendo comum em diversos hospedeiros, o que favorece sua sobrevivência e dificulta seu controle efetivo.

63

Figura 53 – Sintomas de antracnose.

Figura 54 – Sintomas de antracnose causados pelo Colletotrichum gloeosporioides em placa de enxerto.

O controle deve ser efetuado, preventivamente, no viveiro e no jardim clonal, com fungicidas à base de cobre, clorotalonil ou tiofanato metílico, nos períodos sujeitos à baixa temperatura e à umidade relativa alta, os quais favorecem o patógeno. Em estudos realizados em São Paulo foi demonstrada a suscetibilidade das cultivares PR 255, RRIM 701 e GT 1 e maior resistência de RRIM 600 e PB 235.

Recentemente, foi observada nos Estados de Minas Gerais, São Paulo e Paraná, alta suscetibilidade do clone RRIM 701 à doença.

8.1.3.3. Oídio

A doença foliar conhecida por oídio é causada pelo fungo parasita obrigatório Oidium heveae Stenn.; foi relatada no Estado de São Paulo no final da década de 1960 e, posteriormente, dada como erradi64

cada. Passados mais de 30 anos, voltou a ser observada no município de Tabapuã (SP) em plantas em várias fases de desenvolvimento. Após levantamento realizado, pode-se verificar que a doença já estava disseminada para diversas plantações em diferentes municípios do Estado de São Paulo. A doença vem se adaptando em diferentes clones.

Seu sintoma principal é o crescimento do micélio branco superficial em ambas as faces dos folíolos.

Quando apenas presente na face inferior, apresenta uma mancha clorótica na face oposta. Em casos severos, pode causar o desfolhamento das plantas (Figura 55). Nos países orientais, essa doença é bastante comum e assume uma importância considerável durante a época de troca de folhas da seringueira.

As flores também são atacadas, com perdas na produção de sementes. Nesse novo surto observado, não se verificaram sintomas muito severos, provavelmente pelo inóculo estar em baixa concentração; porém, nos últimos anos, a doença tem se tornado importante devido aos danos ocasionados.

(B)

(A) Figura 55 – Sintomas do ataque do oídio: desfolhas causadas por oídio (A); clone resistente e suscetível a oídio nas folhas maduras (B).

O oídio é causado pelo fungo mitospórico Oidium heveae. Estudos de biologia molecular efetuados demonstraram que a fase sexual corresponde a Erysiphe alphitoides, que ocorre em Quercus, introduzida no Brasil com a finalidade de arborização urbana. Os clones com menor nível de oídio são o RRIM 600 e RRIM 701 e os mais suscetíveis, PB 235, GT 1 e PR 255.

Para o controle de oídio, recomendam-se até cinco pulverizações sobre o PB 235 e de duas a três nos demais clones, com produtos à base de enxofre a intervalos de sete dias, no período de renovação foliar ou brotação. Atualmente existem fungicidas erradicantes ou oidicidas, com vários representantes no grupo químico dos triazóis, e a mistura destes com as estrubirulinas.

65

Tabela 16 – Controle químico dos principais patógenos em viveiros e jardim clonal.

Doença (Patógeno) Mal-das-folhas (Microcyclus ulei)

Antracnose (Colletotrichum gloeosporioides)

Oídio (Oidium heveae)

Dose do ingrediente ativo (g ou ml/L)

Ingrediente ativo

Modo de ação

Observação

Fembuconazole

Sistêmico

0,3

Triadimefon

Sistêmico

0,3

Tiofanato metílico

Sistêmico

2,0

Mancozebe

Contato

4,0

Clorotalonil

Contato

3,5

Clorotalonil

Contato

1,5

Tiofanato metílico

Sistêmico

2,0

Clorot.+Tiof.Met.

Contato+Sist.

1,5

Logo após o aparecimento dos primeiros sintomas, aplicar semanalmente até o desaparecimento da doença.

Enxofre

Contato

1,5

Idem.

Fenarimol

Sistêmico

0,6

Triadimenol

Sistêmico

1,0

Para viveiros e jardins clonais, aplicar semanalmente no período chuvoso e quinzenalmente no período seco.

Curativo.

8.1.3.4. Mancha-concêntrica

A mancha-concêntrica é causada pelo fungo Periconia manihoticola; ocorre em vários países do continente americano que cultivam a seringueira e ataca, também, outras plantas, como a mandioca.

Apesar de seu caráter secundário, em períodos favoráveis pode causar lesões sérias e desfolhamento em plantas de viveiros no campo e em ripados, como já verificado no Vale do Ribeira, município de Miracatu, nos clones BD 5 e Fx 3864.

Os sintomas são observados nos folíolos em qualquer idade. No início, como manchas escurecidas, aquosas; à medida que a doença evolui, passam à cor palha, irregulares, tendendo a circulares, formando vários anéis concêntricos escurecidos em seu interior. Até o momento, não tem exigido especial controle apesar de o patógeno ter-se mostrado sensível aos fungicidas à base de cobre, mancozebe e clorotalonil.

Figura 56 – Sintomas de mancha-concêntrica em folíolos de seringueira.

66

8.1.3.5. Mancha-de-alternária Trata-se de uma doença causada por Alternaria sp., cuja ocorrência foi registrada, a princípio, no México no clone AVROS 1279. Em São Paulo, foi observada em porta-enxertos, em viveiros na região de São José do Rio Preto e, posteriormente, em jardim clonal, em Piracicaba, atacando intensamente o clone C 297. Os sintomas caracterizam-se por manchas foliares mais ou menos circulares, pequenas, com centro de coloração palha e halo verde-amarelado. As lesões podem coalescer e ocupar grandes porções dos folíolos e provocar desfolhamento das plantas em material suscetível (Figura 57).

(A)

(B)

Figura 57 – Folíolos com lesões (A) e plantas com desfolha de ponteiros (B).

8.1.3.6. Outras doenças foliares

Outros fungos causadores de manchas foliares têm sido relatados em seringueira no Estado de São Paulo, como Ascochyta sp., Paracercospora sp. e Phyllosticta sp. Desses, Paracercospora sp. (Figura 58) tem tido maior importância, devido à suspeita de que provoque a queda prematura de folíolos maduros em seringais do Planalto Paulista.

Figura 58 – Folíolos com lesões de Cercospora sp.

Em levantamentos anuais (Tabela 17), pode-se constatar que Microcyclus ulei e Colletotrichum gloeosporioides são os fungos de maior incidência em viveiros e jardins clonais, provocando, conforme a época do ano, desfolhamento intenso, o que exige medidas de controle. No ano de 1990, verificou-se 67

a ocorrência de doença provocada por vírus (carlavírus) em clone Fx 4512, no município de Registro.

Na região do Vale do Ribeira, também foi observado o fungo Corynespora sp., o qual é tido como potencialmente importante, pois ocorre associado a mamoeiros plantados na região, cuja patogenicidade foi comprovada em seringueira (cultivar IAN 873).

Tabela 17 – Ocorrência de patógenos foliares de seringueira, observados nas principais regiões de cultivo do Estado de São Paulo.

Regiões(1) Patógenos

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

Colletotrichum gloeosporioides

++

++

+++

+

++

+++

++

++

++

+++

Microcyclus ulei

+

+

+

+

+

+

+

+

Oidium heveae

++

++

+

-

-

++

+

+

++

++

Alternaria sp.

Periconia manihoticola Paracercospora sp.

+ -

+ +

++ -

++

+ ++

+ -

+ -

+ -

+ +

+ -

-

+

-

-

-

-

-

+

+

-

Helminthosporium sp.

Pestalotia sp.

-

-

-

-

-

-

-

-

+

-

-

-

-

+

+

-

-

-

-

-

Phyllosticta sp.

-

-

-

+

+

-

-

-

-

-

Corynespora sp.

-

-

-

-

+

-

-

-

-

-

Ascochyta sp.

-

-

-

-

+

-

-

-

-

-

+++ +++

- ausência; + incidência baixa; ++ incidência alta; +++ incidência muito alta.

(1) 1 = Araçatuba; 2 = Bauru; 3 = Campinas; 4 = Litoral Norte; 5 = Litoral Sul; 6 = Marília; 7 = Presidente Prudente; 8 = Ribeirão Preto; 9 = São José do Rio Preto e 10 = Barretos.

8.2. Doenças – formação das plantas até a sangria

O período de formação do seringal é uma fase de grande importância para o futuro do empreendimento. A uniformidade do plantio deve ser a regra, devendo-se levar para campo apenas as melhores mudas, se possível com dois lançamentos maduros. Nessa fase, as doenças também devem ser evitadas e controladas para não comprometer o estande, o crescimento das plantas, a formação da copa e o número de plantas que devem entrar em sangria no futuro. As doenças foliares são praticamente as mesmas que ocorrem na fase de jardim clonal, porém a intensidade de ataque depende da região de plantio, dos clones utilizados e da época do ano.

8.2.1. Mal-das-folhas da seringueira

Como já descrito, o mal-das-folhas constitui um problema apenas para a região litorânea, na fase de formação das plantas, quando os plantios são realizados com clones suscetíveis à doença (principalmente os clones orientais) e alguns clones nacionais. Deve-se lembrar que, na fase de formação, as plantas possuem folhas permanentes até os 4 anos de idade e não desfolham. Apesar de os clones serem considerados caducos, a troca de folhas só passa a ocorrer nas plantas adultas dos clones oriundos da espécie Hevea brasiliensis. Os clones oriundos de Hevea benthamiana e híbridos com H. brasiliensis (IAN 717, Fx 567, Fx 3899, Fx 3810, Fx 3925, IAN 710 e IAN 3087) devem ser evitados, por não trocarem suas folhas uniformemente, nem quando adultos.

68

O principal período de ocorrência da doença é de fevereiro a abril. Porém, nos materiais mais suscetíveis, deve-se avaliar a necessidade de se fazer intervenção com produtos químicos desde janeiro, para evitar epidemias. Os fungicidas são os mesmos da Tabela 19 (página 80) e os produtos de contato devem ser pulverizados a cada 15 dias e os sistêmicos, a cada 30 dias.

8.2.2. Antracnose de folhas

A antracnose de folhas, em anos mais frios e úmidos, como ocorreu em 1989 e 2008, pode constituir um problema para as plantações de seringueira, tanto no litoral como no planalto. Diferente do mal-das-folhas, o problema se dá nos meses de maio, junho, julho e agosto, em inverno chuvoso, no planalto, após o enfolhamento das plantas adultas. No litoral, em clones suscetíveis à doença, sempre ocorre em baixa intensidade. Porém, até o momento, não houve relatos da necessidade de intervenções químicas para essa doença, nem no planalto nem no Vale do Ribeira.

8.2.3. Oídio

O oídio é uma doença que vem ganhando importância, porém não tem ocorrido de forma severa na fase de formação do seringal.

8.2.4. Doenças do tronco

As doenças do tronco têm sido frequentes, mas em ataques esporádicos. Em alguns anos mostraram-se epidêmicas. Entre elas, destacam-se o cancro-do-enxerto-e-da-casca, a rubelose e a seca-de-ponteiros.

8.2.4.1. Cancro-do-enxerto-e-da-casca

Causado pelo fungo Lasiodiplodia theobromae (Botryodiplodia theobromae), parasita fraco e oportunista, tem-se verificado alta incidência do cancro na Região Amazônica. No Estado de São Paulo, foi observado no final da década de 1950, em virtude de plantios malconduzidos. Não possui capacidade de penetração ativa, por isso aproveita ferimentos, como cortes na casca para a enxertia ou provocados pelas capinas, para penetrar no tronco. A alta umidade, propiciada pelas plantas daninhas ou pastagens muito próximas ao tronco, favorece o desenvolvimento da doença, como o ocorrido em Registro no ano de 1985, no clone IAN 873 e, em Brasilândia, no ano de 2008, no clone RRIM 600. Mesmo a incidência do sol do início da tarde sobre o tronco pode causar a escaldadura e, posteriormente, a ocorrência da doença.

Figura 59 – Lesão em “V” invertido, causada por Lasiodiplodia theobromae.

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Figura 60 – Podridão na base da planta.

(Foto: José Fernando Canuto Benesi)

Figura 61 – Aspecto da parte aérea das árvores lesionadas. (Foto: José Fernando Canuto Benesi)

Os sintomas aparecem lentamente, próximo ao ferimento, na região do colo, de início com o escurecimento da casca, que vai morrendo lentamente, secando e destacando-se com facilidade. Podem atingir grandes porções do tronco, causar o anelamento da planta e ocasionar a morte. Em plantas sadias, quando inoculadas, verifica-se que o patógeno progride internamente por tecido cambial, sendo encontradas estrias enegrecidas de até 25cm de comprimento, a partir do ponto de inoculação.

Figura 62 – Tratamento com pasta fungicida. (Foto: José Fernando Canuto Benesi)

Figura 63 – Aspecto das plantas após tratamento. (Foto: José Fernando Canuto Benesi)

70

O controle deve-se iniciar com os cuidados de manutenção das plantas, evitando ferimentos. No local onde ocorrem cortes e machucaduras, proceder ao pincelamento da região atingida com cobre oleoso ou pasta fungicida.

8.2.4.2. Rubelose Essa doença é muito comum na maioria dos países onde a seringueira é cultivada. No Pará, em 1982, foi observada incidência elevada em plantas com copa de H. pauciflora. Em São Paulo, foi constatada, inicialmente, em seringal abandonado do Vale do Ribeira e, em maio de 1994, foi observada alta incidência em plantas de RRIM 600 em seringais dos municípios de Garça e Barretos, provocando o desgalhamento intenso e mesmo a morte de algumas plantas.

Causada pelo fungo Erytricium (Corticium) salmonicolor Berk e Br, afeta, além da seringueira, outras plantas. Os esporos são disseminados pelo vento e pela chuva. Em geral, a infecção se inicia pelas axilas dos ramos, sendo observado um revestimento rosado, na área lesionada, correspondendo às estruturas do fungo. Ocorrido o anelamento da casca, dá-se a morte da haste ou dos ramos.

Trabalhos desenvolvidos indicam os fungicidas à base de cobre e clorotalonil como eficientes para o controle.

(A)

(B)

(C)

Figura 64 – Sintomas de rubelose: planta jovem (A), galhos (B), tronco (C).

8.2.4.3. Seca-de-ponteiros de Phomopsis

A seca-de-ponteiros de Phomopsis sp. pode ocorrer em plantios novos, durante a formação da copa, em clones muito suscetíveis, como o PB 260, que nas condições de São Paulo, na região de Matão, e em Mato Grosso, sofrem bastante com os sintomas. A doença se inicia pela trinca da casca do ramo ponteiro, que progride para um cancro e, posteriormente, para uma seca descendente. Os ramos laterais são atingidos e secam, no entanto, a planta se recupera emitindo novos ramos e recompondo a copa.

A doença, quando descoberta no início, é possível de ser controlada, procedendo-se à poda dos ramos ponteiros afetados e ao pincelamento com pasta fungicida.

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8.2.5. Nematoides associados à cultura da seringueira

A ocorrência de nematoides na cultura da seringueira data de 1921, quando foi observada a presença de Meloidogyne sp. no Congo Belga. A partir dessa data, grande número de nematoides é citado em regiões onde a seringueira é cultivada.

Entre os gêneros que ocorrem no Brasil, são considerados de maior importância o Meloidogyne e o Pratylenchus, pela sua disseminação e pelos danos econômicos.

As plantas parasitadas por nematoides apresentam, de modo geral, redução no desenvolvimento e na parte aérea, clorose generalizada e queda das folhas, podendo chegar ao desfolhamento total. No caso de Pratylenchus sp., o caule se apresenta desidratado e as raízes com lesões marrom-escuras.

Pratylenchus sp. e P. brachyurus foram observados nos Estados da Bahia, São Paulo e Espírito Santo.

Neste último, também foi constatada a espécie P. zeae.

Os nematoides do gênero Meloidogyne podem causar a morte das plantas, ocasionando redução no sistema radicular e presença de fendas alongadas e de galhas nas radicelas, com pontuações escuras que correspondem às ootecas ou massa de ovos. No Estado de Mato Grosso foram observados Meloidogyne sp. e M. incognita nos clones RRIM 600, e M. exigua nos clones PB 235 e PB 217. Em São Paulo, verificaram-se as presenças de M. incognita e M. javanica; no Pará, de M. javanica e M. arenaria e no Paraná, M. incognita em híbridos Tjir 1 x Tjir 16.

Figura 65 – Raízes de seringueira com galhas provocadas por Meloidogyne exigua.

Figura 66 – Raízes de seringueira sem sintoma (à esquerda) e com sintoma de ataque de Meloidogyne incognita (à direita); reparar na deformação das radicelas e presença de massas de ovos.

O nematoide M. exigua vai minando a vida da planta, causando o desfolhamento e a seca de ramos e atua como fator predisponente à ação dos fungos oportunistas que atacam a parte aérea das plantas. Estes são facilmente disseminados pela movimentação do solo, via gradagem das entrelinhas para limpeza de ramos caídos, trânsito de tratores para a coleta de látex e pulverização ou, mesmo, na sola de calçados dos sangradores. As mudas podem ser infectadas, por serem produzidas em solo contaminado. Todas as medidas possíveis para conter o avanço da doença devem ser utilizadas de forma integrada, pois a continuidade, tanto das plantas doentes na área como da fonte de inóculo, pode inviabilizar toda a plantação, além de constituir um risco para as plantações vizinhas.

A ocorrência de M. exigua nos plantios de seringueira em Rondonópolis era atribuída ao inóculo vindo de plantios de café, porém estudos de inoculação cruzada revelaram que a população de seringueira não infectou o café cv. Mundo Novo (altamente suscetível). Das três populações testadas do 72

cafeeiro, apenas uma, oriunda de Minas Gerais, infectou seringueira, o que demonstra a existência de variabilidade genética intraespecífica entre populações e a existência de raças fisiológicas.

Estudos realizados em viveiros da Secretaria de Agricultura e Abastecimento do Estado de São Paulo permitiram constatar a presença de Pratylenchus brachyurus, M. incognita; nematoides do gênero Trichodorus são de menor disseminação e provocam a formação de raízes laterais com engrossamentos terminais. As espécies identificadas foram T. christie (Paratrichodurus minor), já descritas no Paraná, T. minor, e na Bahia, Trichodorus sp. e T. cf. monohystera.

Muitos outros gêneros importantes são citados em associação com a cultura da seringueira, porém não há informações sobre seu parasitismo à cultura.

Em São Paulo, pesquisas desenvolvidas a fim de avaliar o parasitismo de nematoides, sobretudo do gênero Meloidogyne, fazem lembrar que a implantação de seringais no Estado se deve, em muitos casos, à necessidade de substituição de cafezais cuja recuperação se tornou impossível pela presença de nematoides. Os principais sintomas apresentados foram: • Meloidogyne exigua – O sistema apresenta galhas com aspecto necrosado e amarelado, tanto na raiz principal como nas laterais, com diâmetro de 3mm a 6mm e poucas massas de ovos externas. Pobre desenvolvimento radicular e segmentos necrosados são observados. Observa-se morte descendente dos ramos da copa, descortiçamento e um ataque intenso do fungo Lasiodiplodia theobromae.

• M. incognita – As galhas são menores quando comparadas com M. exigua, com muitas massas de ovos e apenas massas de ovos sem galhas em alguns pontos da raiz.

• M. javanica – A maioria dos clones avaliados foi resistente a essa espécie; quando formam galhas, são apenas nas pontas das raízes e são menores que as das outras duas espécies.

Tabela 18 – Reação de alguns porta-enxertos a Meloidogyne spp.

Clone RRIM 600

M.exigua M. javanica M. incognita raça 2 M. incognita raça 3 S

R

MS

S

RRIM 511

R

RRIM 527

R

RRIM 701

R

R

S

R

MS

S

IAN 873

S

IAN 3087

R

PB 217 PB 235

S

R S

R

PB 5/63

R

Fx 25

R

GT 1

R

R

S

S = Suscetível; R = Resistente; MS = Moderadamente suscetível.

Fonte: Lordello et al. (1994); Lordello et al. (1997); Fonseca et al. (1998); Fonseca e Jaehn (1998)

O controle de nematoides em seringueira e para a maioria das plantas perenes é preventivo, recomendando-se a produção de mudas em solo tratado ou livre desse parasita. As plantas seriamente infestadas deverão ser erradicadas, evitando-se a reposição de outras mudas. O plantio de culturas antagônicas aos nematoides na área, como a mucuna-preta ou anã (Stizolobium spp.) e a Crotalaria 73

spectabilis ou C. juncea, contribui para a diminuição populacional dos nematoides do gênero Meloidogyne.

Essas plantas, além de serem más hospedeiras do nematoide, proporcionam melhores condições físicas e químicas ao solo e podem favorecer o desenvolvimento de organismos antagônicos ao nematoide.

A análise nematológica das mudas a serem adquiridas e a utilização de porta-enxertos resistentes são medidas adicionais importantes.

Figura 67 – Plantas adultas de seringueira com desgalhamento provocado pela alta infestação de M. exigua.

8.3. Doenças no seringal adulto (em sangria)

As principais doenças que ocorrem na fase de sangria podem acompanhar o seringal desde a fase de implantação, conforme a região de plantio do clone utilizado e da época do ano.

8.3.1. Oídio

O oídio ocorre na região do Planalto, em seringais adultos, iniciando seu ataque nos clones mais suscetíveis (PB 235, GT 1e PR 255), nas folhas mais novas: estádio B2 a C, podendo causar um desfolhamento secundário ou, mesmo, a deformação dos folíolos e redução no tamanho destes. A doença pode acompanhar as plantas até a próxima troca de folhas, passando a atacar as folhas mais velhas também dos clones mais resistentes (RRIM 600 e RRIM 701), antecipando a queda dos folíolos e a troca de folhas.

No caso de oídio em campo, os clones mais suscetíveis estão sendo evitados e cada vez menos plantados, como o PB 235. No caso de tratamento químico, testes foram efetuados na região de Matão (SP), com uso de enxofre, na base de 5kg/2.000 litros de água, sendo necessárias cinco pulverizações sobre o clone PB 235 e apenas duas sobre o RRIM 600. Outro princípio ativo com eficiência foi o fenarimol na dose de 4 litros/2.000 litros. O triadimenol, na base de 1 litro/2.000 litros do produto comercial, possui efeito curativo.

Deve-se ressaltar o efeito do oídio, conhecido como oídio tardio, no desfolhamento precoce das plantas, acelerando a troca de folhas, pois seu ataque se dá nas folhas mais velhas nos clones mais resistentes, como o RRIM 600 e RRIM 701.

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8.3.2. Mal-das-folhas

O mal-das-folhas se destaca em importância na região litorânea, principalmente sobre os clones orientais (RRIM 600, GT 1 e PB 235) e nos clones oriundos de H. benthamiana (IAN 717, Fx 567, Fx 3899 entre outros), que não devem ser plantados. Deve ser dada preferência para plantio de clones nacionais de H. brasiliensis, com troca precoce e uniforme das folhas (IAN 873, Fx 2261, Fx 3864, Fx 985, Fx 3028, Fx 4098). No período mais seco e mais frio, a doença simplesmente não ocorre ou, se ocorrer, será de forma mais branda, por fenômeno conhecido por evitação ou evasão no tempo ou, mesmo, escape parcial.

Figura 68 – Sintomas do mal-das-folhas.

8.3.3. Doenças do painel de sangria 8.3.3.1. Antracnose do painel A antracnose do painel de sangria da seringueira foi constatada pela primeira vez no Brasil e no mundo, em 1988, no município de Tupã (SP). Seus sintomas se manifestam por lesões elípticas na casca e exsudação de látex. Em levantamento efetuado na época, verificou-se que o patógeno estava amplamente disseminado no Estado de São Paulo e que tinha uma importância muito grande para a cultura, pelos danos causados. Em viagens realizadas a seringais nos Estados do Mato Grosso, Mato Grosso do Sul, Paraná, Minas Gerais e Espírito Santo, verificou-se que a doença está sempre presente nos painéis de sangria. Na parte aérea da planta (ramos e folhas) é relatada em, praticamente, todos os países onde a seringueira é cultivada, causando lesões foliares, desfolhamento e morte de ramos, porém o relato em painel foi efetuado somente no Brasil.

Os sintomas se iniciam por pequenas lesões elípticas formadas na casca remanescente do corte de sangria, as quais aumentam de tamanho e ficam com o centro deprimido, resultando em pequenos cancros. Sob condições favoráveis de temperatura e umidade, as lesões coalescem e atingem grandes porções da casca. Em 1989, observou-se a perda de quase toda a área sangrada da casca, fenômeno que ocorreu em todo o planalto do Estado de São Paulo. Normalmente, ocorre o apodrecimento da casca, resultando na exposição do lenho das plantas e a predisposição para o ataque de coleobrocas 75

e fungos apodrecedores da madeira. Como sintomas internos, destaca-se a presença de estrias longitudinais escuras no lenho, com tecidos encharcados e negros na região cambial, à semelhança do cancro estriado causado por Phytophthora spp.

(B)

(A)

(C)

(D) Figura 69 – Sintomas de antracnose em painéis de sangria: fase inicial (A); estrias longitudinais no lenho (B/C); estádio avançado da doença (D).

O agente causal da antracnose do painel pertence à espécie Colletotrichum gloeosporioides Penz.

Sua disseminação ocorre, principalmente, por respingos das gotas de chuva e pelo vento. Deve-se ressaltar que o agente causal é comum em diversos hospedeiros, o que favorece sua sobrevivência e dificulta seu controle efetivo.

Estudos de controle químico, realizados em diversos municípios paulistas, revelaram a eficiência dos fungicidas à base de clorotalonil e clorotalonil + tiofanato metílico, na dose de 2,5g/litro do princípio 76

ativo, aplicado, semanalmente, em pulverização ou em pincelamento, em toda superfície do painel. Os períodos críticos, quando a doença apresenta maior intensidade, corresponde ao início dos períodos chuvosos e nos períodos de baixa da temperatura noturna (abril a julho).

Em painéis muito infectados, recomenda-se paralisar a atividade de extração de látex, proceder à limpeza superficial da casca por meio da raspagem da lesão e fazer a proteção com os fungicidas citados, veiculados em óleo vegetal ou, ainda, a utilização de pasta curativa à base de cerconil (20g), óleo vegetal (20ml), cal (400g), agrimicina (20g) e água (600ml), a qual deverá permanecer aderente ao painel por 30 dias, aproximadamente, sendo efetiva tanto para o controle da antracnose como para a recuperação da casca. Ao reiniciar o processo de sangria, fazê-lo a uns 2cm abaixo da área lesionada, continuando os tratamentos preventivos a cada 7 ou 15 dias, conforme as condições climáticas. É importante lembrar que a faca de sangria é um instrumento de disseminação.

Em experimentos mais recentes, os fungicidas procloraz, propiconazole e tebuconazole inibiram completamente o crescimento do fungo. Em ensaios de campo, o fungicida à base de tebuconazole, aplicado quinzenalmente, apresentou melhor ação sobre a antracnose do painel.

O produtor deverá planejar a atividade extrativa para não iniciar a sangria nos meses de baixa temperatura (abril-agosto), nem efetuá-la em plantios consorciados com cafezais, em virtude das condições propícias para o desenvolvimento da doença. Após oito anos de sangria, a doença reduz bastante e o painel passa a ser pouco afetado por esse patógeno.

8.3.3.2. Mofo-cinzento Essa doença fúngica ocorre em todas as regiões heveícolas do mundo. No Brasil, além da seringueira, afeta numerosos hospedeiros. No Estado de São Paulo, foi notada pela primeira vez em 1985, no município de Ubatuba, no Litoral Norte.

Os primeiros sintomas observados no painel de sangria são pontuações marrom-claras, encharcadas, recobertas por micélio branco, próximas à área de corte. Passados 3 a 4 dias, aparecem lesões grandes, escuras, com presença de tecido apodrecido. Em condições de baixa temperatura e umidade elevada, desenvolve-se sobre o tecido lesionado um mofo cinza-esbranquiçado característico, correspondente às frutificações do patógeno e visíveis mesmo a certa distância das plantas.

(A)

(B)

(C)

Figura 70 – Sintomas de mofo-cinzento (A/B); nodulosidades provocadas pelo patógeno (C).

77

Caso não seja tratada no início e juntamente com condições climáticas favoráveis, essa doença poderá determinar o apodrecimento de grandes porções da casca e do lenho. Com a posterior reação de cicatrização na área lesionada, o painel fica recoberto de calos cicatriciais que o deformam por completo e o inutilizam para exploração de látex.

O mofo-cinzento é causado pelo fungo Ceratocystis fimbriata Ellis Hasteld, e patogênico a várias outras espécies vegetais, como cacaueiro, mangueira e crotalária. Os esporos do fungo podem ser disseminados em grande quantidade por respingos de chuva, pelo vento e, principalmente, pela faca de sangria.

O período de maior incidência do mofo-cinzento se situa entre abril e junho, para as condições climáticas de Ubatuba (SP). Ocorre com maior severidade em plantios localizados no litoral do Estado, em surtos observados em períodos com temperaturas mais baixas e alta umidade. Para essas regiões, recomenda-se, como medida preventiva de controle, a desinfestação da faca de sangria em uma solução de hipoclorito de sódio ou amônia quaternária, após o corte de cada planta. Ainda como tratamento preventivo, pincelar ou pulverizar o painel com produtos à base de benomil, carbendazim e tiabendazol.

Nas plantas com sintomas da doença, deve-se paralisar a sangria, proceder à limpeza dos tecidos atingidos pelo patógeno e ao tratamento semanal com os fungicidas citados a 0,5% da concentração.

O reinício da sangria pode se dar quando as plantas não apresentarem mais sintomas da doença e as condições climáticas não estiverem mais favoráveis ao desenvolvimento do patógeno.

A aplicação dos fungicidas numa faixa de 15cm acima e 5cm abaixo da linha de corte, ultrapassando a extensão de 2,5cm, pincelando inclusive a canaleta de coleta de látex, aumenta-lhe a efetividade e reduz a porcentagem de painéis infectados.

8.3.3.4. Cancro-estriado do painel

Esse cancro ocorre em várias regiões do globo onde se cultiva a seringueira. Toda a parte aérea da planta pode sofrer o ataque do patógeno, dependendo das cultivares e das condições ambientais, pois os agentes etiológicos do cancro-estriado, no Brasil, são os mesmos da requeima e da queda anormal das folhas.

(A)

(B)

Figura 71 – Cancro-estriado do painel sem exsudação (A); com exsudação do látex (B).

78

Essa doença ocorre nos painéis de sangria de plantas em exploração. Os primeiros sintomas se caracterizam pelo surgimento de pequenas áreas necróticas, levemente descoloridas e deprimidas na casca, que, gradativamente, vão-se associando, provocando a morte dos tecidos em regeneração. O patógeno atinge também o lenho, causando estrias negras, transversais e longitudinais, visualizadas após a retirada da casca na região atingida.

É causada por fungos do gênero Phytophthora com várias espécies descritas, como P. palmivora, P. capsici, P. citrophthora. A principal espécie que ocorre em São Paulo é P. citrophthora, com baixa intensidade no município de Tabapuã.

O fungo invade o painel pela superfície exposta no ato de sangria, principalmente em épocas chuvosas, causando morte dos tecidos do câmbio e prejudicando a renovação do painel. As condições de alta umidade relativa, temperatura amena e chuvas durante vários dias consecutivos são as condições propícias à ocorrência do cancro-estriado. Os seguintes aspectos devem ser considerados na predisposição das plantas: • efeito da torsão pelo vento, que pode provocar trincas longitudinais e rachaduras que funcionam como porta de entrada ao patógeno; • o sulco de corte de sangria funciona como interceptor da água de chuva, carregadora do inóculo do patógeno; • fendilhamentos generalizados da casca, após a ocorrência de queda brusca de temperatura em alguns clones; e • suscetibilidade clonal.

Com o passar do tempo, as lesões causadas por Phytophthora são invadidas por patógenos, como Botryodiplodia sp. e Colletotrichum sp., e por diversos saprófitas, incluindo bactérias.

Fungos do gênero Phytophthora podem sobreviver no solo às custas de estruturas vegetais e reprodutivas que possui, entre as quais incluem-se micélio, esporângios, zoósporos, cistos, clamidósporos e oósporos. Destes, os zoósporos possuem um período de vida mais curto, por não apresentarem parede celular.

Para a infecção, o fungo requer a presença de água livre, temperaturas amenas e baixa luminosidade, comuns em períodos chuvosos. Sua penetração pode ser favorecida se a superfície de corte estiver próxima ao solo.

Em regiões onde a ocorrência da doença é comum, deve-se proceder ao controle preventivo, por meio de práticas culturais que visam evitar o estabelecimento do patógeno ou, mesmo, efetuar o pincelamento ou a pulverização do painel com fungicidas eficientes nos períodos favoráveis à disseminação do patógeno e à infecção.

Quando a doença ocorre, recomenda-se interromper as sangrias durante o período chuvoso, principalmente para os clones Fx 3844, Fx 3846, Fx 3864 e Fx 2809, em razão da alta suscetibilidade à doença.

Ao observar plantas com sintomas graves, deve-se interromper a sangria delas e proceder ao tratamento curativo das plantas, ou seja, fazer raspagem da casca afetada, ou cirurgia local, removendo o tecido doente e procedendo ao pincelamento com fungicidas com efeito curativo.

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Tabela 19 – Fungicidas eficientes no controle das doenças do painel da seringueira.

Doença Antracnose do painel (Colletotrichum gloeosporioides)

Fungicida

Contato

2,5

Tiofanato metílico

Sistêmico

2,0

Contato+Sist.

2,5

Captan

Contato.

2,5

Metalaxyl+mancozebe

Sist. + contato

2,0

Metalaxyl+clorotalonil Mofo-cinzento Ceratocystis fimbriata

Dosagem (g/L)

Clorotalonil

Clorot.+Tiof. Met. Cancro-estriado (Phytophthora spp.)

Modo de ação

Sist. + contato

2,0

Tiofanato metílico

Sistêmico

2,0

Carbendazim

Sistêmico

2,0

Triadimefon

Sistêmico

1,0

Lesões e cirurgias no tronco

Pasta fungicida: Mistura de Metalaxil + clorotalonil (40g), produtos óleo vegetal (200ml), talco (400g), água (600ml) + agrimicina (20g)

–

Desinfestação da faca de sangria

Hipoclorito de sódio (1 litro) + água (1 litro)

–

Mistura de produtos

Modo de usar Pincelado ou pulverizado sobre o painel de sangria (casca cortada e em regeneração). Adicionar óleo mineral ou vegetal (10% v/v), semanal no início da sangria.

Pincelado ou pulverizado sobre o painel de sangria (casca cortada e em regeneração). Adicionar óleo mineral ou vegetal (10% v/v), semanal no período chuvoso.

Pincelado ou pulverizado sobre o painel de sangria (casca cortada e em regeneração). Adicionar óleo mineral ou vegetal (10% v/v), semanal, de março a setembro.

Pincelar em lesões ou fazer cirurgias no painel de sangria.

Mergulhar a faca de sangria na solução a cada árvore sangrada.

Observação: Fungicidas pesquisados com eficiência comprovada nos testes.

8.3.3.5. Seca-do-painel (brown bast)

Essa enfermidade fisiológica, também conhecida pelo nome de brown bast, tem aumentado de importância no contexto da heveicultura, principalmente após a utilização intensiva de hormônios estimulantes da produção.

A doença ocorre na fase de sangria, bloqueando o fluxo do látex contido no interior da casca. Algumas árvores cessam a produção de látex em certas partes ou, mesmo, na totalidade da casca, tornando-as secas. Esse esgotamento parcial é o primeiro efeito do brown bast.

A taxa de plantas afetadas varia com o método de explotação utilizado (a frequência de sangria, o tamanho do corte e a concentração de estimulantes); atingidas 5% das plantas, é necessário uma cuidadosa análise e revisão do método de exploração empregado, como tem acontecido com o PB 235, com 15 anos ou mais de sangria, sob estimulação constante, com altos índices de secamento, na região de Itiquira (MT), Herculândia e Avaí (SP).

O primeiro sintoma é a coloração anormal de uma pequena parte da casca, em seguida aparecerá a seca da casca que se estenderá progressivamente, podendo ocupar metade do painel. Nesse estádio, uma diminuição da intensidade de sangria pode-se traduzir num desaparecimento parcial ou total do sintoma. Essa fase é conhecida como reversível.

A segunda fase se caracteriza pelo aumento simultâneo da extensão e da intensidade da doença. A dispersão do secamento acompanha o sentido dos vasos laticíferos, resultando em um painel de sangria seco, o que provoca a paralisação total da produção de látex.

Pode-se dizer que o brown bast é um distúrbio fisiológico das plantas, que as leva ao secamento do painel de sangria, provocado por uma associação de fatores que ocorrem no interior do sistema laticífero.

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Figura 72 – Painel de sangria com sintomas de seca-do-painel.

Seringais, onde o sistema de exploração utilizado inclui estimulantes, devem ter seus tratos culturais rigorosamente conduzidos. Desfolhamentos intensos e frequentes, causados por doenças ou pragas, adubação ausente ou insuficiente, podem levar rapidamente as plantas às condições necessárias para a ocorrência da doença. Existem hipóteses que correlacionam o secamento do painel ao déficit hídrico de áreas com estação seca prolongada.

A detecção na plantação é muito difícil antes do aparecimento dos primeiros sintomas de secamento parcial ou total da superfície do corte. Ao aparecimento de plantas com sintomas de anomalia, deve-se suspender sua sangria.

Convém ressaltar que o aparecimento de poucas plantas com sintomas reversíveis não deve levar à mudança imediata da frequência; no entanto, o aumento do número de plantas doentes (>10%) requer uma revisão no sistema de exploração empregado.

É sabido que a enfermidade progride rapidamente para todo o painel. Dessa maneira, torna-se necessário o isolamento da região enferma para que se possa exercer um efetivo controle da disseminação e prosseguir a sangria, minimizando, com isso, prejuízos que uma paralisação total acarretaria. Assim, foi desenvolvido um método de isolamento das partes enfermas, o qual permite conter a enfermidade em, pelo menos, 85% das plantas tratadas. O método consiste no isolamento das partes atacadas, mediante sulcos efetuados com o auxílio da faca de sangria, tornando a área enferma do painel identificada. Para tal identificação, efetuam-se sulcos verticais de profundidade semelhante à do corte de sangria normal, distanciados de 8 a 10cm uns dos outros, o que permitirá encontrar os limites de disseminação da enfermidade, passando, então, ao isolamento total da área enferma.

Após o isolamento, deve-se proceder à raspagem da casca até o mais próximo possível da região cambial. Sempre que possível, continuar a sangria nas partes sadias do painel. A continuação da sangria e a raspagem favorecerão a regeneração das partes afetadas.

81

A incidência de secamento de painel pode ser usualmente limitada a níveis aceitáveis em torno de 1% por baixas intensidades de sangria, tal com S/2 d/3 (67%). Em cultivares suscetíveis, a utilização de estimulantes no sistema inicial de sangria pode ser combinada com intensidade de corte ainda menor. A ocorrência de secamento parcial em grande número de árvores pode ser utilizada como indicador de secamento inicial. As árvores que desenvolvem secamento total devem ser colocadas em descanso por seis meses, após os quais a sangria se restringirá ao tecido sadio, frequentemente sob comprimento reduzido de corte. Entretanto, o fato de, na maioria das árvores, o secamento se expandir gradualmente, leva a dúvidas sobre o valor do efeito do descanso nas árvores afetadas, sendo que, usualmente, apenas pequena porcentagem das árvores se recupera.

A observação de que o secamento de painel se inicia internamente e se espalha ao longo dos vasos laticíferos tem levado ao reexame da recomendação de isolar as áreas afetadas pelo secamento das sadias, por meio de um sistema de canaletas horizontais e verticais. Como medida preventiva, recomenda-se que, três meses antes do início da sangria, todas as árvores sejam providas de uma canaleta vertical única de isolamento, na linha guia traseira do painel de sangria, do corte à base da árvore. Quando houver secamento, essa canaleta pode assegurar que este não se espalhe para o segundo painel.

Em árvores que desenvolvem secamento parcial ou total, é proposto um sistema adicional de canaletas de isolamento. A sangria pode ser retomada sobre todo o corte, mas com descansos periódicos para minimizar o secamento do painel.

A demarcação da área afetada (região seca da casca do painel) torna-se possível pelo fato de que o distúrbio sempre vai além do corte de sangria, geralmente acompanhando a posição espiralada dos vasos laticíferos da casca do caule ao longo do painel explorado. Dessa forma, para demarcar a região seca afetada, devem ser feitos cortes horizontais e verticais, partindo do centro da região seca do corte em direção às extremidades da área afetada. Esses cortes, geralmente profundos, são conduzidos de forma a alcançar a casca não afetada pela seca-do-painel.

Recomenda-se que as medidas de isolamento sejam inicialmente adotadas, pelo menos, para árvores que estão sendo sangradas em painel A, uma vez que as perdas econômicas são maiores quando a seca do painel aí se desenvolve. Com experiência, o método pode ser gradualmente aplicado a outros painéis.

A seca, aparecendo no painel B ou em painéis de casca regenerada, é frequentemente limitada àqueles painéis. Assim, quando a árvore é afetada por seca-do-painel, essa parte pode ser delimitada por cortes verticais. A partir disso, a sangria pode ser praticada na casca sadia do mesmo painel. Em talhões onde permanecem árvores em descanso temporário, por terem painel de sangria muito danificado pela seca, recomenda-se praticar sangria ascendente e/ou em painel mais alto.

8.3.3.6. Novas enfermidades do painel de sangria

Nos últimos anos, a pesquisa tem mostrado associações de novos fungos ao painel de sangria, os quais, até então, tinham passado despercebidos, entre eles o Fusarium solani e Fusarium moniliforme. O primeiro associado à casca em regeneração, à semelhança do mofo-cinzento, ocasiona o secamento dessa parte da casca. O segundo é associado aos sintomas de secamento do painel, com trincas na casca.

Essas trincas podem vir desde a superfície do solo, acompanhando o sentido dos vasos laticíferos, sendo muitas vezes confundidas com a seca fisiológica ou brown bast . Testes de patogenicidade efetuados comprovaram que ambos os patógenos são importantes e devem ser observados e tratados pelos produtores.

Os fungicidas estão sendo testados para verificar as melhores recomendações.

82

Figura 73 – Seca de causa fisiológica.

Figura 74 – Seca de causa patológica.

9. PRAGAS E SEU CONTROLE

O cultivo da seringueira [Hevea brasiliensis (Willd. ex. Adr. de Juss.) Müell. Arg.] em áreas de monocultura tem favorecido o aparecimento e desenvolvimento de diversas pragas. No Brasil, muitas espécies de insetos e ácaros são relatadas em associação com plantas de seringueira em várias regiões do País, em áreas nativas, viveiros e áreas de monocultura (Hernandes; Feres, 2006b; Santos; Pereira, 2008).

Para o Estado de São Paulo, as espécies consideradas pragas de importância econômica são ácaros, percevejo-de-renda, mandarová, formigas, cochonilhas, tripes e pragas do tronco.

9.1. Ácaros 9.1.1. Calacarus heveae – microácaro-da-face-superior-da-folha-de-seringueira

Calacarus heveae, espécie só encontrada em seringais brasileiros, foi descrita pela primeira vez em 1992, a partir de material coletado no município de José Bonifácio (SP) (Feres, 1992). É considerada uma importante praga da cultura no Brasil (Hernandes; Feres, 2006b; Ferla; Moraes, 2002; Moraes; Flechtmann, 2008), sendo registrada como o ácaro mais abundante nos seringais do Estado de São Paulo (Bellini et al., 2005a; Hernandes; Feres, 2006a; Vis et al., 2006).

Embora os ácaros, de forma geral, tenham quatro pares de pernas, C. heveae, que pertence à família Eriophyidae, é um pouco diferente, apresentando apenas dois pares de pernas. O ciclo biológico compreende as fases de ovo, larva, ninfa e adultos, fêmea e macho (Figura 75).

83

Os ovos são arredondados e achatados, ficando aderidos ao substrato. Logo após a postura, são esbranquiçados, passando a translúcidos posteriormente, semelhantes a uma gotinha de água. As larvas, com comprimento de 0,09mm a 0,11mm, após algumas horas começam a formar um friso de cera longitudinal na região dorsal. As ninfas medem de 0,14mm a 0,16mm de comprimento e apresentam três frisos de cera ao longo do dorso. O adulto recém-emergido é cinza brilhante, passando a cinza opaco com o tempo. Inicialmente, movimenta-se intensamente, mas, ao iniciar a alimentação, diminui o deslocamento permanecendo por longo tempo numa determinada área. De tamanho bastante reduzido, os adultos medem de 0,19mm a 0,23mm de comprimento. Apresentam, também, três linhas de cera na região dorsal (Ferla; Moraes, 2003a). Entre as fases de larva e ninfa e desta para a fase adulta, ocorre a troca do tegumento para que o ácaro possa aumentar de tamanho, processo chamado de ecdise. O tegumento antigo, chamado de exúvia, é deixado sobre a superfície foliar e pode ser visto como pequenos filamentos brancos que recobrem a folha dando-lhe um aspecto de empoeirada (Feres, 1992). Os adultos também podem apresentar uma coloração em tons de marrom.

Os dados relativos ao ciclo biológico de C. heveae são apresentados na Tabela 20.

Tabela 20 – Parâmetros biológicos de Calacarus heveae e Tenuipalpus heveae em folhas de seringueira, com fotoperíodo de 12 horas, à temperatura de 28°C na fotofase e 25°C na escotofase. Adaptado de Pontier et al. (2000); Ferla e Moraes (2003a).

Parâmetros biológicos

Duração de ovo a adulto (dias) Número de ovos por fêmea Longevidade da fêmea adulta (dias) Longevidade do macho adulto (dias)

Calacarus heveae Tenuipalpus heveae Umidade relativa 90 % 70 % 9,3 30,3 16,2 34,0 8,4 28,5 – 4,0

Essa espécie ocorre em altas populações na face superior de folhas maduras e, como resultado do seu ataque, as folhas perdem o brilho e apresentam um amarelecimento progressivo de sua superfície, intercalado com áreas verdes normais, lembrando o sintoma de mosaico provocado por vírus em diferentes culturas (Vieira et al., 2000). Esse é o sintoma típico provocado por C. heveae (Figuras 76 e 77), entretanto, atualmente, tem sido observado um escurecimento generalizado do limbo foliar associado à infestação desse ácaro (Figura 78). Além desses dois sintomas, é possível também ocorrer o desenvolvimento de pontuações amareladas nas folhas em decorrência da presença da praga (Vieira et al., 2000).

Entre o início da infestação e o surgimento dos primeiros sintomas, normalmente há um intervalo de tempo que pode atingir 30 dias ou mais. As folhas atacadas acabam caindo, provocando diferentes níveis de desfolhamento das plantas. Plantas infestadas podem perder acima de 75% das suas folhas (Figura 79 A) um ou dois meses antes do período de queda natural (Vieira; Gomes, 1999).

A época de ocorrência dessa espécie no seringal pode variar um pouco de ano para ano, mas está compreendida entre os meses de dezembro a junho (Figura 80). Entre os fatores que devem influenciar o início da infestação e o seu desenvolvimento estão a ocorrência de chuvas e o nível de umidade do ar.

Ferla e Moraes (2003) verificaram, em estudos de laboratório, a necessidade de umidade relativa do ar de 90%, para que a colônia pudesse apresentar um desenvolvimento satisfatório. Em progênies de seringueira cultivadas no município de Selvíria (MS) (Vieira et al., 2009), o aumento da precipitação de 904mm, registrada nos meses de outubro a junho no período 2003/2004, para 1.207mm nos mesmos meses do período 2004/2005, foi um dos fatores que propiciou o aumento da população de C. heveae. Fato semelhante 84

foi observado por Hernandes e Feres (2006a) que, em levantamentos realizados durante três anos no município de Cedral (SP), registraram maiores populações desse ácaro no ano mais chuvoso. Entretanto, chuvas intensas devem ser prejudiciais à espécie, uma vez que os ácaros colonizam a superfície superior das folhas. Talvez, por isso, os maiores aumentos populacionais ocorram no final da estação chuvosa, mas ainda com umidade relativa do ar acima de 60%.

Figura 75 – Ovos, ácaros e exúvias de Calacarus heveae. (Foto: Helder A.S. Silva)

Figura 76 – Sintoma típico de Calacarus heveae em folha de seringueira. (Foto: Marineide R. Vieira)

Figura 77 – Sintoma do ataque de Calacarus heveae em folhas de seringueira. (Foto: Marineide R. Vieira)

(A)

Figura 78 – Escurecimento do limbo foliar provocado pelo ataque de Calacarus heveae.

(Foto: Marineide R. Vieira)

(B) Figura 79 – Desfolhamento observado em seringueiras devido ao ataque de ácaros (A); área testemunha sem pulverização (B). (Foto: Eduardo C. Gomes)

85

Figura 80 – Padrão sazonal da produção da seringueira no Estado de São Paulo, 1991-1995 (adaptado de Cortez e Martin, 1996) e curva de desenvolvimento populacional de C. heveae e T. heveae em Reginópolis, SP, 2002/2003.

9.1.2. Tenuipalpus heveae – ácaro-plano-vermelho-da-seringueira

Tenuipalpus heveae foi primeiramente descrito por Baker (1945) em seringais de Belterra, no Estado do Pará. Posteriormente, Flechtmann e Arleu (1984) relataram a presença do ácaro no Estado do Amazonas. Levantamentos populacionais realizados em São Paulo (Feres et al., 2002; Hernandes; Feres, 2006a; Bellini et al., 2008) e Mato Grosso (Ferla; Moraes, 2002; Daud; Feres, 2007; Demite; Feres, 2007; Ferla; Moraes, 2008) têm demonstrado frequente e abundante ocorrência de T. heveae.

O seu ciclo biológico compreende as fases de ovo, larva, protoninfa, deutoninfa e adultos, fêmea e macho. Os ovos são depositados isoladamente, porém, como mais de uma fêmea oviposita no mesmo local, normalmente encontram-se agrupados. São colocados sobre as nervuras ou sobre locais abrigados na página inferior das folhas e parecem estar fortemente aderidos à superfície. Apresentam coloração vermelha viva logo depois de serem depositados, tornando-se alaranjados com o passar do tempo. A larva tem três pares de pernas, é avermelhada logo após a eclosão, tornando-se alaranjada pouco antes da passagem para a próxima fase, quando mede 0,19mm. A protoninfa já apresenta quatro pares de pernas e pode atingir 0,20mm de comprimento. A deutoninfa é semelhante à protoninfa, podendo atingir 0,28mm (Pontier; Flechtmann, 2000). As ninfas são alaranjadas com manchas escuras no dorso por causa do acúmulo de alimento no aparelho digestivo. Larva, protoninfa e deutoninfa apresentam uma fase ativa, na qual caminham e se alimentam, e uma quiescente durante a qual trocam de tegumento para permitir o crescimento do corpo. Durante as fases quiescentes, os ácaros ficam imóveis, normalmente ao longo das nervuras, e parecem estar presos à superfície foliar. No final da quiescência, o tegumento se rompe transversalmente para o surgimento da fase seguinte. O tegumento antigo (exúvia) é abandonado na folha acumulando-se ao longo das nervuras. Os adultos apresentam coloração vermelha intensa e medem de 0,26mm a 0,30mm de comprimento (Figura 81).

Os dados do ciclo biológico de T. heveae são apresentados na Tabela 20 (página 84).

O ácaro-vermelho coloniza a face inferior de folíolos maduros, localizando-se ao longo das nervuras, onde se observa grande quantidade de ácaros, ovos e exúvias, com um escurecimento do tecido vegetal em correspondência aos locais de alimentação (Figuras 82, 83, 84). As folhas atacadas tornam-se ama86

reladas e, posteriormente, caem (Vieira; Gomes 2003). Seringais atacados podem apresentar intensa desfolha precoce das plantas. Em Pontes e Lacerda (MT), Pontier et al. (2000) registraram grandes infestações desse ácaro, causando considerável ferrugem nas folhas e desfolhamento das plantas.

Figura 81 - Adultos de T. heveae. (Foto: Marineide R. Vieira)

Figura 82 – Sintomas iniciais do ataque de T.heveae. (Foto: Marineide R. Vieira)

Figura 83 – Sintomas avançados do ataque de T. heveae.

(Foto: Marineide R. Vieira).

Figura 84 – Deposição de exúvias de T. heveae ao longo das nervuras.

(Foto: Marineide R. Vieira)

O período de ocorrência é de dezembro a junho. No caso desse ácaro, o efeito das condições climáticas ainda não está bem esclarecido. Pontier et al. (2000) observaram mortalidade de 67% na fase de ovo a adulto para ácaros mantidos em umidade relativa do ar em torno de 70%, sugerindo ser a alta umidade um fator prejudicial à espécie. Hernandes e Feres (2006a), em experimento realizado durante três anos no município de Cedral (SP), observaram maior população de T. heveae no ano menos chuvoso.

Bellini et al. (2005a), Vis et al. (2006) e Silva (2007) observaram, no Estado de São Paulo, o aumento na ocorrência de T. heveae no final da estação chuvosa. Por outro lado, Daud e Feres (2007) e Demite e Feres, 2007, em Itiquira, Mato Grosso (MT), observaram pico populacional da espécie associado a períodos chuvosos para a região. Nesse caso, deve-se considerar que as precipitações naquele local foram menos intensas quando comparadas com as que ocorrem normalmente em época chuvosa no estado paulista. Dessa forma, a influência da umidade no desenvolvimento dessa espécie ainda permanece como um ponto para pesquisas futuras.

87

9.1.3. Prejuízos dos ácaros C. heveae e T. heveae A ocorrência de C. heveae e T. heveae coincide com o período de maior produção de látex pela cultura da seringueira. A produção de borracha depende da capacidade fotossintética das plantas e, portanto, da presença de folhas saudáveis que possam realizar a fotossíntese de forma eficiente. Esse é um momento em que a planta necessita dispor do máximo de energia para a produção. O ataque dos ácaros provoca, primeiro, o amarelecimento das folhas e, depois, a queda precoce, um ou dois meses antes do período de senescência normal. Dessa forma, o desfolhamento produzido pela infestação deve resultar em redução na quantidade de látex produzido. Alguns produtores relataram uma estimativa de perda devido ao ataque de C. heveae de 30% (Feres et al., 2002). Em experimento realizado em Reginópolis (SP), em área cultivada com o clone PB 235, na qual houve a ocorrência dos dois ácaros, foram registradas perdas significativas na produção de látex nos meses de maio, junho, julho e agosto de 2003. A produção média anual por planta foi de 3,05kg de coágulo, em comparação com a área testemunha, na qual a produção média foi de 3,41kg (Vieira et al.).

9.2. Outras espécies de ácaros

Trabalhos de pesquisa realizados no Brasil (Hernandes; Feres, 2006b) e especialmente nos Estados de Mato Grosso (Ferla; Moraes, 2002; Daud; Feres, 2007; Demite; Feres, 2007; Ferla; Moraes, 2008) e de São Paulo (Furquim, 1994; Zacarias; Moraes, 2001; Feres et al., 2002; Bellini et al., 2005a; Hernandes; Feres, 2006; Vis et al., 2006; Bellini et al., 2008) têm revelado que a seringueira pode ser colonizada por uma grande diversidade de espécies de ácaros fitófagos e predadores.

9.2.1. Ácaros fitófagos

Na família Eriophyidae, além do ácaro C. heveae, duas outras espécies fitófagas podem ser encontradas sobre seringueiras. A primeira delas, Phyllocoptruta seringueirae, descrita por Feres (1998), tem sido registrada na página inferior dos folíolos, principalmente no Estado de Mato Grosso (Daud; Feres, 2007; Demite; Feres, 2007; Ferla; Moraes, 2008). Os adultos dessa espécie medem de 0,14mm a 0,18mm de comprimento (Feres, 1992) e apresentam coloração amarelo-alaranjada. O corpo é mais largo na parte anterior afilando-se acentuadamente na região posterior. No Estado de São Paulo tem sido registrada em baixas infestações, com exceção do relato de Bellini et al. (2005a), que observaram populações mais elevadas desse eriofídeo em área de seringueira consorciada com gariroba. Contudo, em nenhum dos casos, a presença desse ácaro foi associada a qualquer tipo de sintomas. Nos períodos de 1997/1998 e 1998/1999, em levantamentos populacionais realizados na fazenda São José do Seringal Paulista no município de Buritama (SP), foram registrados, no clone RRIM 600, altos níveis populacionais, de 8,3 e 8,2 ácaros/cm2, respectivamente. Até o momento, não é considerado praga importante.

Outro eriofídeo encontrado nos seringais é Schevtchenkella petiolula, cujo nome é derivado do fato de ser encontrado nos pecíolos dos folíolos (Feres, 1998). Os adultos medem de 0,15mm a 0,20mm de comprimento e apresentam coloração alaranjada. Em área da fazenda São José do Seringal Paulista no município de Buritama (SP), nos períodos de 1997/1998 e 1998/1999, essa espécie chegou a ser registrada nos níveis de 16,2 e 12,9 ácaros/folha (clone IAN 873 – ácaros presentes nos pecíolos), respectivamente. Vis et al. (2006), em seringal de Piracicaba (SP), registrou, de um total de 2.580 indivíduos coletados ao longo de 12 meses, 47,5% encontrados sobre a página inferior dos folíolos, 39% nas extremidades de ramos, 11,3% na página inferior dos folíolos e apenas 1,7% sobre os pecíolos.

Maiores informações são necessárias para que se possa definir melhor a localização preferencial dessa espécie. Normalmente tem sido registrado em baixas infestações, sem ocasionar danos.

88

Eutetranychus banksi, ácaro da família Tetranychidae, portanto com quatro pares de pernas, desenvolve-se na página superior das folhas e pode ser facilmente identificado por apresentar pernas muito longas. Tem sido registrado, principalmente, no Estado de São Paulo (Bellini et al., 2005; Hernandes; Feres, 2006; Vis et al., 2006), mas até o momento sem registro de sintomas. É de ocorrência comum em citros onde é conhecido pelo nome de ácaro-texano.

Também muito comum em folhas de seringueira, principalmente próximo ao pecíolo, é a presença do ácaro Lorrya formosa da família Tydeidae. De coloração amarelada, os adultos medem, aproxima-damente, 0,30mm de comprimento. Embora seja uma espécie fitófaga, a sua alimentação em folhas de seringueira não tem provocado nenhum tipo de dano. Dados de literatura sugerem que essa espécie pode ser útil como presa alternativa para ácaros predadores, auxiliando na manutenção das populações desses inimigos naturais.

Figura 85 – Adulto do ácaro E. banksi.

(Foto: Marineide R. Vieira)

Figura 87 – Adulto do ácaro L. formosa.

(Foto: Flávio Hernandes) Figura 86 – Ovos, ácaros e exúvias de L. formosa. (Foto: Marineide R. Vieira)

9.2.2. Ácaros predadores

Muitas espécies de ácaros predadores têm sido registradas em seringueira. Para o Estado de São Paulo, Hernandes e Feres (2006a) observaram a ocorrência de 13 espécies de ácaros predadores, sendo as mais abundantes Zetzellia quasagistemas e Zetzellia agistzellia da família Stigmaeidae e Euseius citrifolius da família Phytoseiidae. Os autores observaram aumento populacional das duas primeiras espécies nos momentos de maior população de C. heveae, T. heveae e L. formosa, sugerindo que esses fitófagos foram predados por elas. Bellini et al. (2005a) observaram Z. quasagistemas alimentando-se do ácaro-vermelho.

Figura 88 – Adulto de Euseius citrifolius predando T. heveae. Observar a coloração avermelhada do predador devido à ingestão do conteúdo interno do ácaro-vermelho. Ácaro fitófago. (Foto: Maressa P. Casali)

89

E. citrifolius é um ácaro predador, comumente, encontrado em citros e seringueira. Sua ocorrência em níveis consideráveis também foi registrada em seringais de Olímpia (SP) (Bellini et al., 2005a) e Piracicaba (SP) (Vis et al., 2006), sendo considerado o fitoseídeo mais frequente nessa cultura no Estado de São Paulo (Hernandes; Feres, 2006a; Bellini et al., 2008). São ácaros grandes, de coloração branco-amarelada, com pernas longas e movimentos rápidos. Embora sejam considerados predadores generalistas, com preferência por pólen, na falta desse alimento devem predar os ácaros fitófagos, como observado por Monteverde (2006), que estudou a sua predação sobre o ácaro-vermelho T. heveae. Essa espécie preda também o ácaro-da-leprose de citros, Brevipalpus phoenicis.

9.3. Manejo para controle de ácaros 9.3.1. Clones Nos últimos anos, alguns trabalhos têm avaliado a presença, em clones de seringueira, de resistência aos ácaros fitófagos. A generalização dos resultados obtidos, entretanto, não é fácil e, muitas vezes, nem é possível. A resistência de uma planta a uma praga pode não se manifestar em todos os locais em que é cultivada, em virtude da influência de fatores ambientais, por exemplo, os edafoclimáticos. Na Tabela 21, são apresentados dados obtidos por diferentes autores com relação ao desenvolvimento populacional de C. heveae e T. heveae em diferentes clones.

Como o clone RRIM 600 é o mais plantado no Estado de São Paulo, a busca por materiais resistentes deve ter por objetivo encontrar materiais semelhantes ou melhores do que ele. Nos vários experimentos já desenvolvidos, o clone GT 1 tem se mostrado menos suscetível ao ataque dos ácaros e, por consequência, apresentado poucos danos. RRIM 600 tem sido normalmente classificado como intermediário com relação à infestação de C. heveae e T. heveae. PR 255 permite um bom desenvolvimento dos ácaros, mas apesar disso, no Estado de São Paulo (Furquim, 1994; Monteverde, 2006; Silva, 2007), os resultados têm demonstrado que resiste ao desfolhamento.

Resultados conflitantes têm sido obtidos para o clone PB 235. No experimento de Furquim (1994), esse material foi muito favorável a C. heveae, o que concorda com as observações práticas de muitos produtores. Entretanto, Silva (2007) e Daud e Feres (2007) observaram baixas infestações nesse clone em relação ao registrado em RRIM 600.

Para T. heveae, maiores populações foram registradas por Monteverde (2006) e em uma das áreas avaliadas por Silva (2007). Daud e Feres (2007) e Silva (2007), na área 2, observaram nesse clone infestações inferiores àquelas observadas em RRIM 600. Esses resultados indicam que mais informações são necessárias.

Na avaliação de Monteverde (2006) com mudas em casa de vegetação, RRIM 937 foi muito semelhante a RRIM 600 quanto ao desenvolvimento populacional de T. heveae, enquanto em RRIM 938 e PB 350 as infestações foram muito maiores, semelhantes às registradas em PB 235.

Resultados promissores têm sido obtidos com alguns clones desenvolvidos pelo IAC, como o IAC 15 e IAC 40.

90

Tabela 21 – Comparação de clones de seringueira quanto ao desenvolvimento populacional de Calacarus heveae e Tenuipalpus heveae. Dados obtidos por vários autores.

Referência

Furquim (1994)1

Local

Jaboticabal (SP)

Ácaros/5 folhas

Monteverde (2006)1 casa de vegetação

Ilha Solteira (SP)

Ácaros/folíolo

Silva (2007)

1

Ácaros/cm2

PR 255

701

PB 235

751

GT1

412

RRIM 701

716

IAN 873

392

RRIM 600

418

PR 255

552

RRIM 937

414

RRIM 938

814

PB 235

811

PB 350

897

GT1

2,02

0,29

Votuporanga (SP)

IAN 873

6,60

0,98

Área 1

PR 255

6,06

1,25

PB 235

4,33

1,31

RRIM 701

8,31

2,04

RRIM 600

10,59

0,83

IAC 15

2,00

0,45

IAC 40

3,83

0,28

IAN 3156

3,25

0,09

PB 235

2,83

0,23

RRIM 600

5.900

45.000

GT 1

1.900

31.000

PB 260

7.300

8.000

PR 255

3.000

40.000

PB 235

800

38.000

PB 217

1.700

20.000

RRIM 600

45

5

Fx 3864

4

5

IAN 873

5

10

IAN 713

15

8

Área 2

Itiquira (MT)

Ácaros/2.500 folíolos

1

420

0,46

Ácaros/cm2

Ácaros/folha

RRIM 600

Tenuipalpus heveae

7,65

Votuporanga (SP)

Ferla e Moraes (2008)

Calacarus heveae

RRIM 600

Silva (2007)1

Daud e Feres2 (2007)

Clone

1

Pontes e Lacerda (MT)

Pico populacional dos ácaros. 2 Número total de ácaros coletados em 12 meses.

91

9.3.2. Controle químico

• Amostragem

No controle dos ácaros da seringueira, é importante que sejam adotadas estratégias de manejo integrado e a decisão de uso do controle químico realizada com base no monitoramento periódico da população. Uma vez que não é possível avaliar todas as plantas presentes na área, o monitoramento deve ser feito com a realização de amostragens em algumas plantas, examinando-se parte das folhas à procura dos ácaros. Nesse processo, é necessário o uso de uma lupa que possibilite a observação dos ácaros em tamanho maior.

Para que um plano de amostragem possa ter uma boa aplicação prática e ser efetivamente adotado pelos produtores, é importante que o monitoramento seja feito com o uso de uma lupa de bolso, para contagem dos ácaros diretamente no campo, de forma semelhante ao que é feito em outras culturas.

A definição de um plano de amostragens de ácaros em seringueira ainda está em fase de pesquisa.

Duas propostas iniciais já foram feitas, por Ferla et al. (2007) e por Martins (2008), entretanto, ainda é necessária uma comprovação de eficiência em experimentos de campo.

No momento, a sugestão que pode ser feita é para uso de um estereoscópio (lupa) de laboratório, o que implica em coleta das folhas para exame posterior. Nesse caso, a amostragem pode ser feita em 2% das plantas, com exame de duas folhas (seis folíolos) em cada uma delas. O microácaro, C. heveae, deve ser contado em duas áreas de 1cm2, uma de cada lado da nervura principal da página superior dos folíolos. Para o ácaro-vermelho T. heveae, contar o número de ácaros presentes em duas áreas de 1cm2, na página inferior dos folíolos, sendo uma sobre a nervura central e outra sobre a nervura lateral.

A frequência da amostragem deve ser semanal ou, pelo menos, quinzenal, no período de dezembro a maio. O nível de controle a ser considerado é de 0,5 ácaro/cm2 para C. heveae e 1,0 ácaro/cm2 para T. heveae.

Uma sugestão importante que pode ser feita é a manutenção de um registro por escrito de cada talhão da propriedade, relacionando os sintomas observados, as datas em que começaram a aparecer, a intensidade do desfolhamento provocado e a produção obtida. Essas informações poderão ser úteis nos próximos ciclos. Talhões que foram muito atacados em um ano, deverão ser observados com maior cuidado no próximo ciclo.

• Acaricidas

Alguns acaricidas têm sido testados em experimentos de campo (Vieira; Gomes, 1999; 2001; Vieira et al., 2006a) e de laboratório (Ferla; Moraes, 2003b), com eficiência para C. heveae e/ou T. heveae (Tabela 22).

Para garantir um controle eficiente dos ácaros é importante, sempre que possível, realizar a rotação com produtos de grupos químicos diferentes para evitar o desenvolvimento de populações de ácaros resistentes aos acaricidas aplicados. Entretanto, apesar do resultado positivo de alguns ingredientes ativos, atualmente apenas o espirodiclofeno possui registro no Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA) para uso em seringueiras.

Em razão da grande quantidade de ácaros predadores registrados sobre seringueira, a seletividade dos acaricidas para esses inimigos naturais é uma característica importante para auxiliar no controle das espécies fitófagas. Assim, Ferla e Moraes (2006) observaram que óxido de fembutatina foi seletivo a Neoseiulus anonymus e Euseius concordis, enquanto o dicofol foi seletivo à primeira espécie mas tóxico para a segunda. Metomil foi tóxico para os dois ácaros.

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Tabela 22 – Ingredientes ativos testados para controle de C. heveae e T. heveae em seringueira. Adaptado dos trabalhos de Vieira e Gomes (1999; 2001); Ferla e Moraes (2003b); Vieira et al. (2006a).

Nome comum

Dosagem i.a./2000L Calacarus heveae

Abamectina + óleo vegetal

Tenuipalpus heveae

10,8g + 4,6 L

Azociclotina

0,5kg

0,5kg

Cihexatina

0,5kg

0,5kg

Dicofol

0,72kg

0,72kg

Enxofre

4,8kg

4,8kg

Espirodiclofeno

0,12kg

0,12kg

Espiromesifeno

0,62kg

Fempiroximato

0,1kg

Lufenurom

0,1 kg

Metomil

0,18kg

Óxido de fembutatina

0,64kg

Propargito

1,44kg

• Ésteres de sacarose

Os ésteres de sacarose são substâncias derivadas do açúcar e utilizadas na indústria, por exemplo, para produzir alimentos sem gordura (fat-free) e garantir maior viscosidade aos remédios. Embora a ação dessas substâncias ainda não esteja bem estudada, sabe-se que, quando pulverizados sobre os ácaros, um dos possíveis efeitos é a ação sobre o exoesqueleto semelhante à ação de detergentes, promovendo a ruptura da integridade das membranas celulares, o que provocaria a perda de líquidos intracelulares e, consequentemente, a desidratação, levando os indivíduos à morte.

Cardoso (2007) testou em laboratório o efeito de soluções de sucroésteres em água destilada com concentrações de 1, 2, 5 e 10g/L, pulverizadas sobre C. heveae (ovos e ácaros) e sobre T. heveae (ácaros). Houve um acentuado efeito ovicida para C. heveae, de 98% na concentração de 10g/L e de 82% na concentração de 1g/L. As poucas larvas que eclodiram morreram ao entrar em contato com os resíduos dos sucroésteres presentes na superfície foliar. A pulverização dos ácaros das duas espécies com a concentração de 5g/L resultou em mortalidade de 60% a 95%, enquanto o contato com os resíduos após a pulverização da folha com essa concentração proporcionou mortalidade de 85% a 90%. Após a pulverização direta com os sucroésteres, os ácaros apresentaram dessecação rápida, dificuldades de locomoção sobre a superfície das folhas, inatividade, dificuldades de alimentação, alteração da aparência e textura do tegumento. Muitos deles ficaram fortemente aderidos à superfície e aos outros ácaros.

Nos testes de ação residual, observou-se paralisia das pernas, inabilidade locomotora, movimentos desorientados e dessecação.

Testado sobre os ácaros predadores Euseius citrifolius, Euseius concordis e Iphiseiodes zuluagai, inimigos naturais dos ácaros-praga de seringueira, houve baixo efeito ovicida nas concentrações de 1g/L e 2g/L. A 5g/L houve mortalidade de 80% dos ovos de E. concordis e E. citrifolius e de 40% de I. zuluagai. Na concentração de 5g/L, a pulverização direta dos ácaros resultou em mortalidade de 12% a 50%, enquanto o efeito residual da mesma concentração proporcionou mortalidade de 10% a 22%. Portanto, apresentam uma seletividade maior do que muitos acaricidas existentes no mercado.

Por serem biodegradáveis e atóxicos ao homem e ao ambiente, podem, no futuro, representar uma boa alternativa para uso no manejo dos ácaros.

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• Pulverização

Para aplicações terrestres é utilizado um turbo pulverizador específico para seringueira, que apresenta os bicos de pulverização voltados para cima. Com um volume de calda de 1 a 2 litros por planta e uso correto do equipamento, de acordo com as instruções do fabricante, é possível atingir uma boa cobertura das plantas.

• Interferência do controle químico de doenças nas populações de ácaros fitófagos

Para o estabelecimento de um manejo fitossanitário racional, que permita o gerenciamento dos vários problemas que afetam a seringueira, é necessária uma visão global da cultura. Além das pragas, a cultura da seringueira no Estado de São Paulo é afetada pela ocorrência de oídio, doença causada pelo fungo Oidium heveae, comumente relatado como capaz de afetar folhas jovens. Embora seja dada grande importância à sua ocorrência em tecidos novos, os sintomas do ataque desse fungo podem ser observados também em folhas maduras, levando a um desfolhamento em período posterior ao que normalmente ocorre quando os sintomas se manifestam em folhas novas.

Vieira et al. (2006b) avaliaram o efeito de um fungicida sistêmico, o fenarimol, aplicado em diferentes épocas, sobre o controle do oídio e a ocorrência de sintomas em folhas maduras. Além disso, avaliaram a interferência dessas aplicações na população de C. heveae. A princípio, o fenarimol apresentou efeito acaricida, com nível populacional do ácaro no tratamento só com o fungicida, semelhante ao tratamento padrão com acaricidas. Entretanto, a partir do mês de maio, houve aumento da população, e em 16 de junho, enquanto era registrada a queda populacional do eriofídeo na área não tratada, nas demais houve um acréscimo de indivíduos, com maior intensidade no tratamento com quatro aplicações do fungicida (Figura 89). É possível que o fungicida tenha afetado os fungos patogênicos a C. heveae, já relatados nos trabalhos de Tanzini et al. (2000) e Geest et al. (2002).

Figura 89 – Efeito da aplicação do fungicida fenarimol em diferentes épocas, sobre a flutuação populacional de Calacarus heveae. CPA = controle padrão de ácaros com acaricidas. Reginópolis (SP), 1999/2000.

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9.3.3. Controle biológico

• Ácaros predadores

Maiores populações de ácaros predadores têm sido observadas em seringais próximos a áreas de mata nativa. Assim, Demite e Feres (2005) observaram maior população de espécies predadoras e menor de fitófagas em plantas próximas à borda do seringal, em contato com área de mata, em comparação com o interior do talhão.

Por outro lado, ácaros predadores têm sido encontrados concomitantemente em seringueiras e em espécies de plantas euforbiáceas nativas vegetando no meio do seringal (Feres; Nunes, 2001; Zacarias; Moraes, 2001; Bellini et al., 2005b; Bellini et al., 2008). Plantas, como Ageratum conyzoides (mentrasto), Piper aduncum, Guarea spp., Chamaesyce hirta (erva-de-santa-luzia), Euphorbia heterophylla (leiteiro) e Cecropia sp. (embaúba), podem ser hospedeiras de ácaros predadores como E. citrifolius e Pronematus sp.

Essas informações sugerem que a manutenção de áreas nativas próximas a seringais e o manejo do mato na cultura podem representar importantes estratégias de controle e devem merecer maiores estudos para determinar a sua viabilidade.

• Fungos patogênicos a ácaros Em condições de campo tem sido comum a ocorrência do fungo Hirsutella thompsonii infectando C. heveae (Figura 90). Esse patógeno tem sido relatado atacando várias espécies de ácaros em muitas partes do mundo (Tanzini et al., 2000). C. heveae possui uma camada de cera na região dorsal do corpo que pode impedir a aderência de patógenos, mas, apesar disso, H. thompsonii consegue infectar os ácaros em condições naturais e a sua preservação deve ser um dos aspectos considerados em um programa de manejo de pragas.

Em experimentos realizados com aplicação de acaricidas, abamectina, óxido de fembutatina e fempiroximato, foram considerados compatíveis com H. thompsonii, enquanto o propargito foi tóxico ao patógeno segundo relatos de Marcel Tanzini. Esses produtos compatíveis podem ser utilizados no início das infestações até que o fungo possa atuar naturalmente, o que deve ocorrer nos meses de maior incidência de umidade.

Outros fungos também têm sido testados para o controle de C. heveae e T. heveae. Alguns isolados de Beauveria bassiana, Metarhyzium anisopliae e Verticillium lecanii podem propiciar acima de 90% de mortalidade (Figuras 91, 92 e 93 – Marcel Tanzini, comunicação pessoal).

Figura 90 – Calacarus heveae contaminado com o fungo Hirsutella thompsonii. O fungo sai do ácaro pelas regiões anterior e posterior e se espalha pela folha constituindo fonte de inóculo para outros ácaros. (Foto: Marcel Tanzini)

Figura 91 – Tenuipalpus heveae contaminado com Beauveria bassiana. (Foto: Marcel Tanzini)

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Mais estudos são necessários para que se possam estabelecer as possibilidades de uso de fungos patogênicos a ácaros no manejo das espécies prejudiciais à seringueira.

Figura 92 – Porcentagens de mortalidade de Calacarus heveae mediante o tratamento com diferentes isolados de fungos entomopatogênicos. (Tanzini, M.)

Figura 93 – Porcentagens de mortalidade de Tenuipalpus heveae mediante o tratamento com diferentes isolados de fungos entomopatogênicos. (Tanzini, M.)

9.3.4. Culturas consorciadas

O interesse pelo consórcio de seringueiras com outras culturas leva à necessidade de estudos sobre a ocorrência de pragas e doenças nessa nova condição. O cultivo consorciado com gariroba, realizado no município de Olímpia (SP), revelou que a presença dessa espécie nas entrelinhas da seringueira aumentou a umidade relativa do ar de 15 a 25% (Bellini et al., 2005a). Como consequência, houve maior infestação de C. heveae. A maior umidade também propiciou a ocorrência do fungo patogênico Hirsutella thompsonii atacando C. heveae, mas sem ação de controle, uma vez que esse ácaro atingiu elevados níveis populacionais na área. A gariroba não foi hospedeira de C. heveae e T. heveae. Por outro lado, nenhum dos predadores importantes como inimigos naturais dos ácaros que atacam a seringueira foi abundante em gariroba. Os autores observaram que a condução da cultura intercalar, com a retirada do palmito antes da fase reprodutiva da planta, impede que os ácaros predadores possam se alimentar de pólen, o que poderia aumentar as suas populações.

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9.4. Leptopharsa heveae – percevejo-de-renda Leptopharsa heveae é um percevejo da família Tingidae, descrito em 1935, a partir de insetos coletados em folhas de seringueira da região do rio Tapajós, no município de Boa Vista (RR) (Lara; Tanzini, 1997). É o mais importante inseto-praga da cultura, ocorrendo em seringais nativos e de cultivo.

Da região amazônica, invadiu os seringais do Estado de Mato Grosso e, a partir de 1992, chegou aos Estados de São Paulo e Goiás (Junqueira, 1999).

Em seu desenvolvimento, L. heveae passa por uma fase de ovo e cinco instares ninfais que podem ser diferenciados do adulto pelo menor tamanho e pela ausência de asas. As ninfas apresentam coloração amarelo-esverdeada (Figura 94) e os adultos, esbranquiçada; todas as fases apresentam vários espinhos ao longo do corpo. O adulto dessa espécie é caracterizado pela presença de asas longas, estendendo-se além do final do abdome e que apresentam um aspecto reticulado e alveolado característico, o qual também pode ser observado no primeiro segmento do tórax (Figura 95). Os adultos medem de 4,0mm a 4,2mm de comprimento e de 1,35mm a 1,50mm de largura.

Figura 94 – Ninfas de Leptopharsa heveae.

(Foto: Marcel Tanzini)

Figura 95 – Adulto de Leptopharsa heveae.

(Foto: Marcel Tanzini)

As fêmeas fazem postura endofítica, na página inferior das folhas, de preferência próximo às nervuras primárias e secundárias (Tanzini; Lara, 1998). A duração do ciclo ovo a adulto é afetada pela temperatura, sendo de 36 dias a 20°C e de 18 dias a 30°C. No clone RRIM 600, a uma temperatura de 25°C, a fase de ovo dura aproximadamente 11 dias, o período ninfal, com cinco instares, 14 dias, totalizando aproximadamente 25 dias. As fêmeas adultas ovipositam, em média, 102 ovos e vivem cerca de 40 dias (Cividanes et al., 2004a).

Os percevejos localizam-se na página inferior dos folíolos onde sugam a seiva e destroem o parênquima foliar, prejudicando a fotossíntese. Folhas atacadas apresentam, na página superior, numerosas pontuações amareladas (Figura 96), ficando completamente descoloridas. Na página inferior podem ser observadas áreas descoloridas e pontuações escuras provenientes da produção de excrementos (Figura 97).

Para o Estado de São Paulo, o percevejo-de-renda pode ocorrer o ano todo. Cividanes et al. (2004a), para o clone PB 235 em Pindorama (SP), no período de outubro de 1998 a novembro de 1999, observaram que as ninfas de L. heveae foram abundantes de março a maio e de outubro a novembro, o mesmo ocorrendo com os adultos, de março até início de julho e durante novembro (Figura 98). A menor densidade populacional de ninfas e adultos foi constatada de julho a setembro, provavelmente devido ao período de senescência da cultura e à diminuição da temperatura. Durante esse período, os adultos podem encontrar refúgio migrando para folhas de seringueiras que apresentam um processo fenológico mais tardio ou para erros clonais presentes na área (Fonseca, 2007). Batista Filho et al. (2003), em 97

levantamentos realizados no mesmo clone, no mesmo município, tinham registrado maior quantidade de ninfas e adultos no período de dezembro a fevereiro com pico em janeiro, o que também foi relatado por Junqueira et al. (1999) para o Estado do Amazonas. A diferença no período de ocorrência entre esses trabalhos pode ser resultado das condições climáticas no período dos experimentos.

Figura 96 – Sintoma de Leptopharsa heveae em folíolo de seringueira. (Foto: Marineide R. Vieira)

Figura 97 – Excrementos de Leptopharsa heveae em folíolo de seringueira. (Foto: Marineide R. Vieira)

Figura 98 – Flutuação populacional de ninfas e adultos de L. heveae em seringueira. Pindorama ( SP) – 1998/1999 (Cividanes et al., 2004a).

• Prejuízos

Altas infestações podem provocar intenso desfolhamento das plantas, as quais ficam muito debilitadas e têm sua produção reduzida. Podem atacar as folhas de seringueira em viveiros, em plantios jovens e em plantios produtivos. Plantas jovens infestadas podem apresentar uma redução de 27,7% no crescimento em altura e de 43,5% no diâmetro do colo das plantas (Moreira, 1985). A produção pode ser reduzida em 30% (Tanzini, 1999).

As lesões provocadas pela sua alimentação predispõem a planta ao ataque de micro-organismos.

O desfolhamento precoce pode levar a um reenfolhamento em período mais úmido, favorecendo a incidência do fungo Microcyclus ulei.

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9.4.1. Manejo

• Clones

Com base em experimentos conduzidos no município de Itiquira (MT), com os clones AVROS 2037, Fx 4037, GT 1, HARBEL, IAC 207, IAN 4493, IAN 717, IAN 873, RO 38 e RO 46, Lara e Tanzini (1997) concluíram que os mais suscetíveis foram o GT 1 e o IAN 873, enquanto os clones Fx 4037, RO 38 e RO 46 apresentaram resistência pela não preferência para a alimentação e o oviposição. No município de Pindorama (SP), o maior nível populacional de L. heveae foi observado no clone GT 1, seguido pelos clones PB 235, PR 107 e RRIM 600. Em experimentos de laboratório, no clone GT 1, as folhas novas foram as preferidas para alimentação e oviposição do que as maduras (Lara; Tanzini, 1997). Observações de campo têm demonstrado que o clone PB 235 é bastante suscetível ao ataque do percevejo-de-renda.

A arquitetura da planta talvez possa interferir com a população da praga. Assim, Junqueira et al.

(1999) sugeriram que o plantio de clones com copas mais densas pode propiciar condições de umidade e luminosidade mais adequadas à sobrevivência e à disseminação de fungos patogênicos a L. heveae, aumentando a eficiência do controle biológico.

9.4.2. Controle químico

• Amostragem Cividanes et al. (2004b), em experimento realizado em Pindorama (SP), com o clone PB 235, compararam a distribuição do percevejo-de-renda em folhas situadas nos lados norte e sul e na metade interna e externa de ramos nos terços inferior, médio e superior das plantas. Os autores verificaram que houve uma distribuição similar de ninfas e adultos de L. heveae nas folhas das diferentes partes das seringueiras. Dessa forma, a amostragem pode ser feita em folhas da parte externa de ramos do terço inferior, o que facilita a sua realização.

Em área de uma empresa no município de Itiquira (MT), foi realizada amostragem de 1% das plantas, considerando-se três níveis de percevejo-de-renda: baixo, um ou dois insetos/folíolo; médio, três ou quatro insetos; e alto, com cinco ou mais. A pulverização é indicada quando é registrado o nível médio de percevejos (Fonseca, 2007).

• Produtos

Atualmente não existe nenhum produto registrado no Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento para controle do percevejo-de-renda da seringueira. Alguns inseticidas têm sido testados por pesquisadores e produtores, demonstrando eficiência para essa praga, como o metomil, tiametoxam, metamidofós e parationa-metílica (Fonseca, 2007).

• Pulverização

Para aplicações terrestres é utilizado um turbo pulverizador específico para seringueira que apresenta os bicos de pulverização voltados para cima. Com um volume de calda de 1 a 2 litros por planta e uso correto do equipamento, de acordo com as instruções do fabricante, é possível atingir uma boa cobertura das plantas.

No período de senescência das plantas, os percevejos adultos procuram refúgio em folhas de seringueiras que apresentam um processo fenológico mais tardio ou para erros clonais presentes na área. Dessa forma, esse é um momento importante para a realização de uma pulverização localizada, atingindo-se uma grande quantidade de percevejos em um pequeno espaço (Fonseca, 2007).

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9.4.3. Controle biológico O percevejo-de-renda pode ser combatido em condições naturais por predadores, parasitoides e fungos patogênicos, organismos que podem auxiliar no seu controle e reduzir a necessidade de uso de inseticidas.

• Fungos patogênicos

O primeiro registro de um fungo patogênico ao ácaro L. heveae foi feito por Celestino Filho e Magalhães (1986), que observaram a ocorrência de Sporotrix insectorum infectando esse percevejo em seringais cultivados no Estado do Amazonas. Atualmente, várias espécies de fungos têm sido testadas para controle dessa praga.

As espécies mais utilizadas são S. insectorum e Paecilomyces fumosoroseus, que podem ser cultivadas em laboratório e pulverizadas nas áreas de seringueira com o mesmo tipo de equipamento utilizado no controle químico.

Experimentos mais recentes têm demonstrado a possibilidade de uso de Metarhizium anisopliae e Beauveria bassiana (Fonseca, 2007), inclusive com a utilização de formulações comerciais desses fungos (Tanzini, M. – comunicação pessoal).

Para todos eles, a precipitação e o nível de umidade relativa do ar são fatores importantes para o bom desempenho. Em Itiquira (MT), com umidade relativa acima de 80%, M. anisopliae, cepa 1189, pode atingir 83% de eficiência no controle do percevejo, mas só proporciona 44% de mortalidade com umidade relativa abaixo de 80% (Fonseca, 2007). Naquele local, com umidade relativa abaixo de 80%, B. bassiana, cepa PL 63, apresentou o melhor desempenho, com 72% de controle.

Para a boa eficiência do controle, também é necessário que a aplicação dos fungos seja feita no início da infestação de L. heveae. Depois desse momento, provavelmente será necessário o uso do controle químico e, nesse caso, os mais indicados são os inseticidas compatíveis com os fungos patogênicos. Entretanto, poucas informações estão disponíveis na literatura sobre a compatibilidade entre agrotóxicos e patógenos. Sobre esse assunto, Tanzini (2002), em experimentos de laboratório, observou que o inseticida metamidofós foi compatível com aplicação dos fungos B. bassiana (cepa 1196), Verticillium lecanii (cepa 972), P. fumosoroseus (cepa 1200) e S. insectorum (cepa 1229). Quanto ao fungo M. anisopliae, esse inseticida foi tóxico para a cepa 1144 e compatível com a cepa 1189. O autor observou também que os inseticidas metamidofós, metomil, imidacloprido e tiacloprido foram compatíveis com o fungo Hirsutella thompsonii, importante inimigo natural do ácaro Calacarus heveae.

• Parasitoides

Os ovos de L. heveae podem ser parasitados pela vespinha Erythmelus tingitiphagus (Hymenoptera: Mymaridae) que, neles, oviposita para que suas larvas se desenvolvam no seu interior. Em Itiquira (MT), no período de agosto de 2005 a fevereiro de 2006, foi registrada uma média de 18,8% de ovos parasitados por E. tingitiphagus (Tabela 23). Além disso, a porcentagem de parasitismo observada em áreas pulverizadas com os inseticidas metamidofós e metomil foi semelhante à registrada em áreas sem pulverização, evidenciando algum nível de resistência desse parasitoide (Santos, 2007). Dessa forma, esse parasitoide é um promissor agente de controle biológico do percevejo-de-renda, necessitando de maiores estudos sobre criação massal e liberação em campo (Santos; Freitas, 2008).

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Tabela 23 – Número de ovos de Leptopharsa heveae, número de ovos parasitados por E. tingitiphagus e porcentagem de parasitismo em clones de seringueira. Itiquira (MT), agosto de 2005 a fevereiro de 2006. Adaptado de Santos e Freitas (2008).

Clone PR 255 RRIM 600 GT1 PB 217 PB 235 Total

Número de ovos Número de ovos de L. heveae parasitados 2.388 459 2.344 483 2.333 391 2.209 414 1.284 239 10.558 1.986

Parasitismo (%) 19,2 20,6 16,8 18,7 18,6 Média = 18,8

• Predadores

Larvas de crisopídeos (Neuroptera, Chrysopidae) são predadoras de várias pragas agrícolas. Em experimentos de laboratório foi registrada a voracidade desses insetos na predação de ninfas e adultos do percevejo-de-renda. Uma larva da espécie Cereaochrysa cincta predou, em média, 124 adultos ou 2.812 ninfas da praga (Scomparin, 1997). Segundo Fonseca (2007), em testes de campo realizados em Itiquira (MT), a liberação de crisopídeos no seringal diminuiu em 13% as necessidades de pulverizações químicas.

As aranhas também podem exercer algum nível de controle do percevejo-de-renda. Experimentos de laboratório demonstraram que aranhas das famílias Theridiidae e Salticidae, comumente encontradas em seringais da região noroeste do Estado de São Paulo, podem predar indivíduos de L. heveae ou imobilizá-los nos fios de teia produzidos (Ferrari Filho, 2006). Medidas que possam preservar as populações de aranhas nos seringais podem ser mais um reforço no controle dessa praga.

9.5. Mandarová

Considerado uma praga importante para a seringueira, o mandarová (Erinnys ello), em virtude da sua voracidade, pode consumir grande quantidade de folhas em poucos dias. Sua ocorrência é cíclica, podendo ocasionar severas infestações.

Em 1983, foi observada severa ocorrência dessa praga em seringais do Vale do Ribeira, causando desfolhamento de até 70% das plantas, reduzindo drasticamente a produtividade do seringal.

A curva de flutuação da praga apresenta um crescimento da população a partir de setembro, atingindo um pico máximo em dezembro, com um segundo pico em fevereiro-março, acompanhando o ciclo fenológico da cultura. Na Bahia, o pico populacional da praga em fase adulta se dá em novembro-dezembro, chegando-se a observar a coleta de 993 fêmeas numa só noite, por armadilha luminosa.

As fêmeas depositam os ovos na face superior do limbo foliar; são verdes e medem aproximadamente 1,5mm. Os ovos ficam amarelados quando próximo à eclosão (de 3 a 6 dias após a oviposição).

No início, as larvas são esverdeadas, com aproximadamente 5mm de comprimento; aos 15 dias de vida, podem chegar a medir de 80mm a 100mm e sua coloração muda em função da densidade populacional, variando do verde, correspondente à baixa população, até o preto, com pontuações laterais e vermelhas, que correspondem à alta população.

101

As lagartas, no início, devoram folhas e ramos novos. Nos grandes surtos, destroem folhas maduras e ramos mais finos. O controle de mandarová pode ser feito de diversas formas, dependendo do estado da cultura e do nível de infestação, devendo ser monitorado sempre, por amostragens no seringal, verificando-se o número de adultos.

O controle pode ser efetuado manualmente, estourando os ovos, em jardins clonais e viveiros, ou efetuando pulverizações com produtos biológicos ou químicos, em árvores adultas. Os produtos biológicos à base de Bacillus thuringiensis possuem a vantagem de ser seletivos aos insetos benéficos que atuam no controle do mandorová. Dentre os inseticidas químicos destacam-se aqueles à base de carbaril, triclorfon e deltametrina.

(A)

(B)

(C)

Figura 99 – Mandarová – variação da cor em função da densidade populacional.

(Fotos: Elaine P. Gonçalves (A/C) e Antonio Bacchiega)

9.6. Formigas

No Estado de São Paulo, entre as formigas-cortadeiras, predominam as quenquéns (Acromirmex spp.) e as saúvas (Atta spp.). As primeiras estão presentes em toda a região de plantio do Estado de São Paulo e as últimas predominam no Planalto Paulista, estando ausentes nos plantios do Vale do Ribeira.

As saúvas são maiores e possuem o formigueiro bem mais desenvolvido, com várias “panelas” distribuídas entre o seringal. As formigas quenquéns são menores e seu formigueiro é constituído de uma só “panela”. Ambas as espécies atacam a seringueira nas fases de viveiro, jardim clonal e nos primeiros anos do plantio definitivo. As folhas e hastes são cortadas e carregadas até o formigueiro. As plantas podem morrer devido ao ataque ou perder a dominância apical no caso de plantios definitivos, retardando o seu desenvolvimento.

Figura 100 – Ataque em seringal adulto.

(Foto: Antonio Bacchiega)

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Figura 101 – Ataque em muda nova no campo.

(Foto: José Fernando C. Benesi)

Figura 102 – Árvore derrubada por formigueiro. (Foto: Antonio Bacchiega)

O combate dá-se naturalmente, pois as formigas-cortadeiras ficam presas ao látex nos ramos e pecíolos. Em infestações altas, devem-se colocar iscas formicidas espalhadas no carreiro das formigas ou dentro de frascos preparados para protegê-las da umidade e da chuva.

Outra forma é encontrar e destruir os formigueiros com a aplicação de iscas formicidas à base de sulfloramida na dose de 8g/m² de terra solta da seringueira, distribuídas ao lado da trilha ativa ou “olheiros”.

9.7. Cochonilhas

São insetos que, esporadicamente, aparecem associados às plantas sem, no entanto, causar grandes danos à cultura e à produção.

Em março-abril de 1988, foi observada alta infestação da cochonilha-pardinha (Selenaespidus articulatus), em seringal de seis anos de RRIM 600, no município de Olímpia e também em Colina (SP), em 1989, chegando a recobrir completamente as folhas baixeiras da copa, onde predominam condições de sombreamento e maior umidade.

Outras espécies de cochonilhas observadas associadas à seringueira são: Pinnaspis spp., ou escama-farinha (Aspidiotus destructor), ou cochonilha-do-coqueiro ou cochonilha-transparente e Saissetia spp., ou cochonilha-parda. Entretanto, até o momento, não exigem maiores cuidados quanto ao combate, pois não chegam a causar danos severos ao seringal.

9.8. Moscas-brancas e tripes

As moscas-brancas são insetos pequenos, com 2mm a 3mm de comprimento e os tripes medem de 0,5mm a 2mm. As moscas-brancas (Aleurodicus cocois, A. pulvinatus e Lecanoides giganteus) são dotadas de um aparelho bucal picador-sugador e instalam-se, de preferência, na face inferior das folhas, onde formam colônias e permanecem protegidas contra inimigos naturais. Já os insetos conhecidos como tripes possuem aparelho bucal raspador-sugador e alimentam-se do conteúdo celular das plantas.

Apresentam dois pares de asas franjadas e são altamente sensíveis às variações de umidade do ar, multiplicando-se intensamente durante o tempo seco. Sua população declina rapidamente na estação chuvosa.

Em seringais de cultivo, raramente são efetuadas medidas que visem ao controle dessas pragas.

9.9. Coleópteros

Existem algumas espécies de coleópteros (besouros) que atacam a seringueira. Apesar de não constituírem um grupo muito importante, atacam troncos, pecíolos e ramos e, em plantas jovens, podem causar a morte descendente.

Há registros de que plantas com ramos muito atacados por Platypus sp. morreram em três meses, devido ao ataque em número elevado de larvas perfuradoras que foram encontradas em atividade no interior do tronco. Recomenda-se retirar plantas e ramos mortos do interior do seringal e queimá-los, para que não sirvam como fonte de pragas às plantas sadias.

Um novo coleóptero (Tapuruia felisbertoi Lane) foi identificado em outubro de 2004, nos municípios de Goianésia e Piracanjuba (GO) e Nova Xavantina (MT), causando danos à cultura da seringueira, sendo esta a única espécie assinalada como planta hospedeira. Inseto nativo do Brasil, apresenta distribuição geográfica relacionada à Floresta Amazônica e à região central do Brasil, nas florestas de galeria.

103

T. felisbertoi apresenta coloração preta com a metade apical dos élitros avermelhada e uma mancha esbranquiçada no meio da metade anterior e possui de 10,5mm a 18mm de comprimento. As larvas penetram na casca e, abaixo desta, escavam uma área com formato de disco; externamente, nota-se o afundamento da casca. Na base dessa área, formam uma câmara pupal, semelhante a um casulo.

Nesse local, o inseto empupa protegido por um envoltório de látex. Os adultos emergem no início do período chuvoso. A maior infestação desse inseto está relacionada às árvores de bordadura, em áreas próximas à cultura da cana-de-açúcar. Ao penetrarem na casca as larvas atingem os vasos laticíferos, provocando perda de látex e destruição da casca. Cerca de 5% das árvores em uma propriedade do município de Goianésia (GO) já apresentam danos provocados por T. felisbertoi.

Figura 103 – Ataque de besouro.

(Foto: Elaine P. Gonçalves)

Figura 104 – T. felisbertoi.

(Foto: Elaine P. Gonçalves)

Figura 105 – Ataque de T. felisbertoi.

Foto: Elaine P. Gonçalves)

9.10. Pragas sazonais

A lagarta-dos-capinzais pode ser considerada praga. Isso ocorre quando há um desequilíbrio ecológico com aumento da população. Esse fato só acontece quando o seringal é implantado sobre antiga área de pastagens.

Figura 106 – Lagarta-dos-capinzais.

(Foto: Antonio Bacchiega)

104

Plantios novos em diferentes regiões do Estado de São Paulo têm sido atacados por animais, como lebrão, rato, capivara, anta e veado. Não controlados, são considerados pragas e, apesar de os danos não serem de grande monta, podem causar lesões no tronco e ocasionar a morte de plantas jovens.

Figura 107 – Danos causados por antas. (Foto: Elaine P. Gonçalves)

(A)

(B)

Figura 108 – Ataque de roedores: rato (A); capivara (B). (Fotos: José Fernando C. Benesi)

10. NOTAÇÃO DE SANGRIA

Sangria é o ato de abrir os vasos de látex na casca de uma seringueira e as Notações de sangria são uma série de letras, números, símbolos e pontuações que descrevem o comprimento, o tipo e a direção de corte e a sequência e a frequência da sangria em um determinado período de tempo. As Notações de sangria incluem, também, dados para estimulação, tais como: tipo, concentração e volume do estimulante usado; método, frequência e número de aplicações em um ano etc. Além desses itens, a estimulação gasosa e o protetor contra chuva são mostrados pelas novas Notações.

105

As Notações para os sistemas de sangria para a produção de látex foram revisadas há mais de 25 anos (Lukman, 1983) e grandes mudanças foram efetuadas naquela época. Contudo, ainda há alguma relutância entre muitos cientistas e gestores de propriedades em aceitar as alterações propostas e continuam a usar as antigas. Porém, o tempo provou que algumas mudanças realizadas nas Notações para os sistemas de sangria eram necessárias. Por exemplo, o advento da tecnologia da estimulação gasosa aumentou a popularidade do protetor contra chuva, tornando necessário ter abreviações para isso (Vijayakumar, 2007) e alguns dos sistemas, como sangria de punção, não estão mais em uso e, portanto, puderam ser mantidos sem revisão. Outras Notações precisavam apenas de algumas modificações e foram revisadas.

A Notação sobre sangria revisada por Lukman (1983) incorporou aos novos itens o protetor contra chuva e a estimulação gasosa. Para o período de sangria de menos de um ano, a Notação mostra, com exatidão, desde o mês de início até o mês do término da sangria. A quantidade de sangrias realizadas versus a maior quantidade possível de dias de sangria é mostrada em uma fração. Da mesma forma, a quantidade atual de estimulações dadas versus a quantidade programada também é mostrada em uma fração. Foram efetuadas mudanças nas expressões de comprimento de corte e frequência de sangria.

Setas foram usadas para expressar as direções dos cortes para a sangria e a mudança de sangria. A terminologia “tecnologia de exploração” foi mudada para “tecnologia de colheita de látex”. Vijayakumar (2007) sugeriu o termo “tecnologia de produção de látex” no lugar de “tecnologia de exploração”. E, ainda, há muitas críticas sobre o uso contínuo das terminologias de exploração e sangrador (Workshop da IRRDB sobre Tecnologia de Exploração, 2003); contudo, a terminologia apropriada para substituir o termo sangrador ainda é elusiva (Vijayakumar, 2007).

As Notações, incluindo as que não foram mudadas, e as Notações revisadas para os sistemas de sangria são apresentadas neste Manual, uma vez que este é um material de referência e, sempre que necessário, explicações sobre as mudanças feitas serão dadas entre parênteses.

10.1. Símbolo de corte

O corte da sangria é a operação na qual uma fina raspagem da casca é feita para a extração do látex.

O símbolo para o corte é representado por uma letra maiúscula ou por uma letra maiúscula seguida de uma minúscula.

Exemplos: S = corte em espiral C = circunferência (não especificada) do corte Sc = corte pequeno (corte <S/4 e >5cm) Mc = minicorte (comprimento de corte de 5cm ou menos) Observação: Terminologias de corte V (V) e em espiral reduzida (S/R) foram excluídas.

10.2. Comprimento do corte da sangria

O comprimento do corte da sangria, exceto para o corte pequeno ou o minicorte, denota a proporção relativa à circunferência do tronco que é envolvida pelo corte de sangria e não se refere ao comprimento real. Porém, no caso do corte pequeno e do minicorte, o comprimento não é expresso relativamente, mas diretamente em centímetros. (A terminologia para os cortes pequenos de sangria pode continuar sendo usada para cortes de sangria menores que meia espiral até um quarto de espiral).

106

Exemplos: Antiga S = 1/2S = 1/4S = 1/3S = 3/4S = S/R8 = Mc2 =

um corte em espiral completa um corte em meia espiral um corte em um quarto de espiral um corte em um terço de espiral um corte em três quartos de espiral corte pequeno de 8cm minicorte, comprimento do corte de 2cm

Nova = = = = = = =

S/1 S/2 S/4 S/3 3S/4 Sc8 Mc2

Observação: As frações foram retiradas para tornar as Notações mais simples para o usuário.

10.3. Quantidade de cortes Um sistema de sangria com mais de um corte do mesmo tipo pode ser aplicado na seringueira, mesmo quando sangrado no mesmo dia, ou em dias alternados, ou em estações alternadas.

A quantidade de cortes é representada por um número antes da anotação do comprimento do corte e um sinal de multiplicação inserido no meio.

Exemplos: 2 x S/2 = 4 x Mc2 =

dois cortes em meia espiral quatro minicortes de 2cm de comprimento

Observação: Quando os cortes da sangria forem de tipos diferentes, eles serão indicados por um sinal de “+” ou por pontuações, tais como: “;” ou “,” dependendo da sequência da sangria.

10.4. Direção da sangria

A direção da sangria é, normalmente, descendente, mas, desde a última revisão, a sangria ascendente de cortes curtos se tornou mais popular. Quando a sangria for apenas descendente, nenhum símbolo de direção será usado. Para a sangria ascendente, o símbolo é o U (letra maiúscula) do alfabeto inglês, usado imediatamente após a anotação do corte (sem espaço). Quando duas direções de sangria estiverem sendo aplicadas na mesma árvore em ambas as direções (ascendente e descendente), os símbolos D e U aparecem juntos (DU), após a referida anotação do corte. Na sangria combinada, a direção descendente não precisa ser indicada. Foram encontradas algumas dificuldades no uso de setas como símbolos.

Exemplos: S/2 S/4U 2 x S/4DU S/2 + S/4U

= corte em meia espiral sangrado descendentemente = corte em um quarto de espiral sangrado ascendentemente = corte em espiral de dois quartos, um quarto sangrado descendentemente e outro quarto sangrado ascendentemente = corte em meia espiral sangrado descendentemente e corte em um quarto de espiral sangrado ascendentemente 107

10.5. Frequência da sangria

As Notações para a frequência da sangria descrevem o intervalo entre as sangrias expresso em números de dias. Outras Notações de frequência de sangria, que possivelmente possam seguir estas, são a frequência prática, a periodicidade e a mudança. Foi deixado um espaço de uma letra entre as anotações para a frequência da sangria.

• Frequência real – A anotação para a frequência real é denotada como o intervalo entre as sangrias em dias expressos pela letra d seguida de um numeral arábico.

Antiga

Nova

d/1 d/2 d/3 d/4 d/5 d/6 d / 0.5

= = = = = = =

sangria diária sangria diária alternada (uma vez a cada dois dias) sangria de terceiro dia (uma vez a cada três dias) sangria de quarto dia (uma vez a cada quatro dias) sangria de quinto dia (uma vez a cada cinco dias) sangria de sexto dia (uma vez a cada seis dias) sangria duas vezes por dia

= = = = = = =

d1 d2 d3 d4 d5 d6 d0.5

Observação: O símbolo “barra” foi omitido, pois ele também pode expressar fração.

• Frequência prática – Quando a sangria contínua é quebrada por um dia ou dias de descanso, uma fração, composta por um numerador (número de dias de sangria em um período) e um denominador período), é escrita após a frequência real.

Exemplos: d1 2d/3

= sangria diária, dois dias de sangria seguidos por um dia de descanso em três dias

d2 6d/7

=

d6 6d/7

= sangria uma vez a cada seis dias com um dia de descanso em uma semana

d9 6d/7

= sangria uma vez a cada nove dias com um dia de descanso em uma semana

sangria diária alternada, seis dias de sangria seguidos por um dia de descanso em uma semana

Se não houver sangria em uma semana, a frequência prática será 7d/7 para todos os casos de frequência real.

Exemplo: d3 7d/7

=

sangria de terceiro dia sem nenhum dia de descanso em uma semana

Se a frequência prática não estiver escrita após a frequência real, será entendido que não há dia de descanso.

Exemplo: d3

= sangria de terceiro dia sem nenhum dia de descanso

Em grandes propriedades, geralmente é dado um intervalo semanal. Nesses casos, 6d/7 indicaria que não houve sangria em toda a propriedade em um dia na semana. Em casos de sangria de alta frequência, como sangria diária, por razões biológicas um dia de descanso é dado após a sangria por dois dias consecutivos.

108

10.6. Periodicidade

A Notação para periodicidade pode consistir e uma ou mais frações expressas na unidade de tempo semanas (w), meses (m) e anos (y). O numerador de cada fração denota o período da sangria, enquanto o denominador expressa o comprimento do ciclo (período de sangria + descanso). Cada fração que se sucede na anotação da periodicidade modifica o período de operação da fração anterior.

Exemplos: duas semanas em quatro (duas semanas de sangria seguidas por duas semanas de descanso)

2w/4

=

3m/4

= três meses em quatro (três meses de sangria seguidos por um mês de descanso)

Quando o período de sangria for menor que 12 meses, o ciclo completo de sangria pode ser mostrado entre parênteses depois do número de meses escrevendo-se os meses de início e término separados por um hífen. Essa anotação indicará o período real de sangria e os períodos de descanso em um ano.

Assim como na anotação antiga, se escrevemos 9m/12, não ficará claro se o descanso é no inverno, no verão ou na estação chuvosa. Os meses devem ser escritos com três letras maiúsculas.

Antiga

Nova

9m/12 = sangria anual de nove meses

=

9m (JUN-FEV)/12 de junho a fevereiro com três meses de descanso, de março a maio.

9m/12 = sangria anual de nove meses

=

9m (MAR-NOV)/12 de março a novembro com três meses de descanso, de dezembro a fevereiro.

10.7. Número de dias de sangria realizada

Por várias razões é muito comum que a sangria não aconteça como programada. As intensidades de sangria relativa e real, descritas anteriormente, dão uma ideia mais correta da intensidade programada e da intensidade realizada. A experiência tem comprovado que esses valores são raramente usados e, mesmo quando expressos, há dificuldade em compreender a quantidade real de dias de sangria realizada. Portanto, depois de expressar a periodicidade, sugere-se que se mostre a quantidade real de dias de sangria realizada em uma árvore, em uma fração, com o número total de dias de sangria como se fossem os programados. Isso será feito quando os resultados forem apresentados.

Exemplos: 95/104

= 95 dias de sangria realizada contra 104 dias de sangria programada.

d3 6d/7 95/104

=

sangria de terceiro dia, seis dias de sangria seguidos por um dia de descanso, 95 dias de sangria realizada de 104 dias de sangria programada em um ano.

d2 6d/7 3w/4 9m = sangria diária alternada por seis dias seguidos por um dia de descanso para (MAR-NOV)/12 cada três semanas, seguidas de uma semana de descanso durante nove meses, 70/80 de março a novembro, seguidos de três meses de descanso, de dezembro a fevereiro. Setenta dias de sangria realizada contra um máximo possível de 80 dias de sangria.

109

Nas Notações citadas, o período do ciclo completo do sistema é de 12 meses e d2 é chamado de frequência real e 6d/7 de frequência prática, 3w/4 9m(MAR-NOV)/12 é expresso como periodicidade enquanto 70 é o número de dias de sangria realizada contra o máximo possível de 80 dias de sangria.

10.8. Mudança de sistema

A sangria de uma árvore pode ser feita, continuamente, em um painel ou em um grupo de painéis sangrados no mesmo dia. Por outro lado, ela também pode ser feita em muitos painéis ou em muitos grupos de painéis, cada painel sangrado em dias alternados de sangria ou em períodos de sangria alternados. O segundo método chamado mudança de sistema é expresso pelo ciclo de mudanças de cada painel de sangria expresso entre parênteses.

O primeiro número (entre parênteses) indica o ciclo de mudança do primeiro painel e o segundo número indica o ciclo de mudança do segundo painel. Uma vírgula é inserida entre os ciclos de mudanças dos painéis. O ciclo de mudanças de sangria é expresso por t (sangria), w (semana), m (mês) e y (ano).

Exemplos: (t,t)

= dois cortes, cada um sangrado alternadamente em toda sangria.

(w,2w)

=

dois cortes, o primeiro corte sangrado por uma semana seguida por um segundo corte sangrado pelas próximas duas semanas.

(6m/6m) = dois cortes, cada um sangrado alternadamente a cada seis meses. dois cortes, o primeiro sangrado em dez sangrias seguidas por um segundo corte sangrado em um mês.

(10t,m)

=

(y,y)

= dois cortes, cada corte sangrado alternadamente todo ano.

Todos esses são chamados símbolos de mudança que são expressos imediatamente após a frequência real.

Exemplos: S/2 d2 (t,t)

=

S/2 d0.5 (t,t)

=

S/2 d2 (t,t) 9m (MAR-NOV)/12

=

S/2 d3 (m,m) 6d/7

=

S/2 d3 (6m,6m) 6d/7

=

S/2 d3 (y,y) 6d/7

=

110

sangria diária alternada, dois cortes em meia espiral, cada um sangrado alternadamente a cada dia de sangria. sangria duas vezes por dia, dois cortes em meia espiral sangrados alternadamente. sangria diária alternada, dois cortes, cada um sangrado alternadamente em todo dia de sangria por nove meses, de março a novembro, seguidos de três meses de descanso. sangria de terceiro dia de dois cortes em meia espiral, cada um sangrado em meses alternados. sangria de terceiro dia de dois cortes em meia espiral, cada um sangrado alternadamente por um período de seis meses cada. sangria de terceiro dia de dois cortes em meia espiral, cada corte sangrado alternadamente por um ano.

Nesses casos, os sistemas de sangria são similares no que diz respeito à direção e ao comprimento do corte, à frequência de sangria, à frequência prática, à estimulação, à proteção contra chuva etc.

Quando os sistemas de sangria para os dois cortes ou dois grupos de cortes diferem com relação a comprimento do corte, frequência de sangria, estimulação, período de descanso, proteção contra chuva etc., conjuntos separados de Notações têm de ser feitos para cada grupo de cortes.

Quando o corte da sangria é mudado em cada sangria alternada, as Notações para os dois cortes são agrupadas pela vírgula (,) com espaço nos dois lados.

Exemplo: S/2 d2 6d/7, = dois cortes, um em meia espiral e outro em um quarto de espiral, cada corte S/4 d2 6d/7 sangrado alternadamente em cada dia de sangria. A frequência da sangria tem de ser a mesma para ambos os cortes.

Quando a mudança é após mais de uma sangria, as Notações para os dois sistemas de sangria devem ser separadas por ponto e vírgula (;) com espaço em ambos os lados e os símbolos para a repetição da mudança devem aparecer no final da anotação do segundo corte.

Exemplos: S/2 d2 6d/7; = dois cortes, um em meia espiral sangrado em uma frequência diária por uma S/4U d1 6d/7 (w,w) semana, mudado para um corte em um quarto de espiral sangrado ascendentemente durante uma semana. O ciclo da mudança é repetido toda semana.

S/2 d2 6d/7; = a mudança entre os dois cortes é feita uma vez por mês. Da mesma forma, S/4U d1 6d/7 (m,m) quando a mudança é repetida uma vez a cada seis meses, duas estações de frequência prática em um ano ou uma vez por ano, ela pode ser expressa por (6m,6m), (9m,3m) ou (y,y) no final das Notações do segundo corte.

Exemplo: S/2 d3 6d/7 9m(FEV-OUT) ; S/4U d3 6d/7 3m(NOV-JAN) (9m,3m)

Quando não há mudança no ciclo, as Notações para os dois sistemas de sangria podem aparecer conectadas pelo símbolo da mudança (,) sem a anotação para a repetição de mudança como (m,m), (6m,6m) etc.

Exemplo: S/2 d3 6d/7 6m = (JUN-NOV)/12; S/4U d3 6d/7 6m (DEZ-MAIO)/12

corte em meia espiral sangrado descendentemente uma vez a cada três dias durante seis meses, de junho a novembro, é mudado para sangria ascendente de corte em um quarto de espiral uma vez a cada três dias pelos próximos seis meses, de dezembro até maio.

10.9. Sangria combinada A sangria combinada descreve a sangria de mais de um corte em uma árvore no mesmo dia. As Notações para os sistemas são unidas pelo sinal de soma (+). Quando os sistemas de sangria são similares, as Notações são multiplicadas pelo número de sistemas de sangria.

111

Exemplos: S/2 + S/4U

=

S/2 + S/4 S/2 + S/2

= =

corte em meia espiral sangrado descendentemente e um corte em um quarto de espiral sangrado ascendentemente no mesmo dia. ambos os cortes sangrados descendentemente no mesmo dia.

2xS/2 = ambos cortes em meia espiral sangrados descendentemente no mesmo dia.

Quando se fizer a sangria de um único corte em meia espiral no painel base, combinado com um corte em um quarto de espiral sangrado ascendentemente por uma parte do ano, ambos os cortes devem ser sangrados em uma frequência a cada três dias e podem ser expressos como: S/2 d3 6d/7 + S/4U d3 6d/7 6m(DEZ-MAIO)/12 10.10. Protetor contra chuva

Depois da última revisão das Notações para sangria, o protetor contra chuva se tornou muito mais popular, sendo essencial para o sucesso da sangria de baixa frequência (Vijayakumar et al., 2003). Contundo, os relatos sobre exploração não revelam se a sangria foi feita com protetor ou não. A falta dessa informação frequentemente leva à confusão. Vijayakumar (2007) propôs que o protetor contra chuva fosse incluído na anotação com “RG” como sua representação. “RG” pode ser escrito entre parênteses depois da anotação do corte sem qualquer espaço entre as anotações.

Exemplos: S/2(RG) d3

= corte em meia espiral com protetor contra chuva sangrado com frequência a cada três dias.

2 x S/2(RG) d3

= dois cortes em meia espiral, ambos com protetor contra chuva, ambos sangrados no mesmo dia com frequência a cada três dias.

S/2(RG) d2 (t,t) = dois cortes com protetor contra chuva em meia espiral, cada corte sangrado alternadamente com uma frequência diária alternada.

S/2(RG), S/2 d2 = dois cortes em meia espiral, um com protetor contra chuva e outro sem protetor, sangrados com frequência diária alternada.

S/2(RG), S/4U d2 = um corte com protetor contra chuva em meia espiral sangrado ascendentemente e outro corte em um quarto de espiral sem protetor contra chuva sangrado ascendentemente alternadamente com frequência diária alternada.

S/2(RG) d3 6m (JUN-NOV)/12; S/4U d3 6m (DEZ-MAIO)/12

= um corte com protetor contra chuva em meia espiral sangrado descendentemente com uma frequência a cada três dias por seis meses, de junho a novembro, mudando para um corte em um quarto de espiral sem protetor contra chuva sangrado ascendentemente com frequência a cada três dias pelos seis meses restantes, de dezembro a maio.

10.11. Notação sobre painel

Nenhuma grande alteração foi feita a respeito da Notação sobre os painéis. A única mudança é a eliminação da palavra corte para painel, o restante continua o mesmo conforme Lukman (1983). Painel é a área da casca da seringueira na qual se faz o corte da sangria.

A Notação sobre o painel é o símbolo ou séries de símbolos que descrevem a localização do painel e a sucessão da renova do painel de sangria. Não está incluída na anotação de sangria, mas deveria ser indicada nas descrições da sangria em materiais e métodos.

112

Com a introdução dos cortes pequenos, as Notações sobre os painéis A e B que descreviam a casca original e C e D, que expressavam a primeira renova da casca, foram mudadas. O painel base de casca virgem, a primeira e segunda renovação da casca são designados como painéis base e representados pelos símbolos BO, BI e BII, respectivamente, e as sequências de painéis são indicadas por um número.

Para o painel alto, a letra “H” é usada. A sequência de painéis é descrita por um numeral arábico e a localização dos painéis pode ser agrupada em sucessão circular ou sucessão vertical.

• Sucessão vertical – Os painéis localizados acima da altura da primeira abertura para um corte de sangria dos clones são chamados de “painéis altos” e são descritos pela letra “H” (high/alto). Os painéis formados abaixo desta abertura são considerados painéis base e para eles usa-se a letra “B”.

Exemplos: BO-1 BO-2 HO-1 HO-2

= = = =

painel base 1 painel base 2 painel alto 1 painel alto 2

• Sucessão de renova do painel – A sucessão de renova do painel com relação ao progresso da san-

gria é considerada para “casca virgem” e “casca renovada”. A casca virgem é a casca que ainda não foi sangrada enquanto a casca renovada é a casca já cicatrizada após a sangria. A casca virgem é descrita pela letra “O”, a primeira casca renovada pelo numeral romano I e a segunda casca renovada pelo numeral II.

Exemplos: BO-1

= primeiro painel em casca virgem de um painel de base

BO-3

= terceiro painel em casca renovada pela primeira vez do painel de base

BII-2

= segundo painel em casca renovada pela segunda vez do painel de base

HO-4

= quarto painel em casca virgem dos painéis altos.

O método padrão para mostrar a localização dos painéis em uma visão seccional frontal do tronco da árvore é mostrado a seguir: Altura da abertura

HO-2

HO-1

HO-1

HO-2

HO-1

HO-2

HO-3

BO-2

BO-1

BI -3

BI-2

BI-1

BI-2

BI-1

HO-4

10.12. Notações sobre estimulação

As Notações sobre estimulação não estão separadas das Notações de sangria. As duas deveriam ser apresentadas juntas como uma anotação completa com um ponto final inserido entre elas. As Notações sobre estimulação são agrupadas em três unidades em ordem de estimulante, aplicação e periodicidade. Em vez dos pontos finais, um espaço deve ser dado entre essas unidades para diferenciá-las claramente.

10.12.1. Estimulante

• Princípio ativo – O princípio ativo do estimulante deve ser expresso na anotação com um código especifico, contudo, para alguns estimulantes, as Notações deveriam ser as mesmas dos nomes químicos.

113

O código consiste em duas ou três letras maiúsculas que são tiradas do nome técnico do estimulante.

O gás etileno representado pelo código ETG foi recentemente incluído. Os estimulantes, tais como Ethad, 2,4-D e 2,4,5-T, que não estão mais em uso, foram excluídos.

Exemplos: ET ETG CaC2 ST

= = = =

Etefon Gás etileno Carbeto de cálcio Estimulante não especificado

As demais descrições serão, em sua maior parte, restritas à estimulação com etefon e gás etileno.

As Notações para estimulação com etefon são quase as mesmas propostas anteriormente (Lukman, 1983). As Notações para a estimulação usando gás etileno são novas.

• Concentração – A concentração do princípio ativo do estimulante na fórmula usada deve ser descrita

imediatamente após o código do estimulante. A anotação do princípio ativo e a concentração do estimulante são apresentadas consecutivamente.

Exemplos: ET10% = ETG99% =

Estimulado com 10% de etefon Estimulado com 99% de gás etileno

10.12.2. Aplicação

• Método de aplicação – O método de uso do estimulante é indicado por um símbolo que descreve o lugar da sua aplicação na árvore. O símbolo consiste em duas letras, uma maiúscula seguida de uma minúscula.

Exemplos: Pa

=

aplicação no painel (na casca renovada perto do corte da sangria)

Ba

=

aplicação na casca (na casca riscada que vai ser sangrada)

La

=

aplicação no cordão (no corte da sangria acima do cordão de cernambi da árvore)

Ga

=

aplicação no sulco (no corte da sangria após a remoção do cordão de cernambi da árvore)

Ta

=

aplicação de fita ou faixa (na casca riscada em sangria de punção e sangria ascendente)

Sa

=

aplicação no solo

Existem diferentes métodos de aplicação do gás etileno, como Rrimflow, Reactorrim, G-Flex etc.

Esses não foram incluídos nas Notações. O método de aplicação do gás etileno pode ser descrito no texto do relatório. O método de aplicação, a quantidade de fórmula e a largura da faixa formam a unidade de aplicação.

• Quantidade de fórmula – A quantidade de fórmula aplicada de uma vez é expressa por seu peso em gramas (g) ou por seu volume em mililitros (ml) escrita nas Notações sem “g” ou “ml”.

• Largura da faixa – A largura da faixa sobre a qual o estimulante é aplicado é medida em centímetros (cm) e escrita sem “cm”. Nas aplicações de sulco e de cordão um traço (-) é colocado na anotação.

114

10.12.3. Periodicidade

• Frequência de aplicação – A frequência da aplicação do estimulante é descrita em dias (d), semanas (w) ou meses (m). Quando a frequência de aplicação for irregular, ela pode ser indicada pelo símbolo “*” escrito acima do período (y).

• Número de aplicações por período – O total de aplicações de estimulante por período é descrito por um número. O período é geralmente expresso em ano (y). O número real de aplicações feitas por período versus o número programado pode ser mostrado em uma fração após a frequência programada de aplicações, sendo o número programado de aplicações o denominador.

Exemplos: 8/y 3/y 8/y(m) 6/8

= = =

oito aplicações por ano três aplicações por ano oito estimulações em um ano com intervalo mensal, seis estimulações feitas contra as oito programadas.

O número de aplicações e a frequência de aplicação formam a “unidade de periodicidade”. A unidade de estimulante, a unidade de aplicação e a unidade de periodicidade são apresentadas consecutivamente com “separação por espaço”.

No caso de estimulação gasosa, o espaço para o método de aplicação pode ser preenchido com um traço (-). Os detalhes do método de aplicação podem ser dados como nota de rodapé. A frequência e o número de aplicações podem ser expressos da mesma maneira que a usada para o etefon (Vijayakumar, 2007). A largura da aplicação não é adequada e, portanto, pode ser apresentada por um traço (-).

10.12.4. Notações completas sobre estimulação Exemplos: ET5.0% Pa2(2) 8/y(m)

= estimulado com 5% de etefon, aplicação de painel, 2g de estimulante por aplicação em uma faixa de 2cm, oito aplicações por ano em intervalos mensais.

ET5.0% Pa2(1) 16/y(2w)12/16

= estimulado com 5% de etefon, aplicação de painel, 2g de estimulante por aplicação em um cm de faixa, 16 aplicações por ano em um intervalo de 15 dias, 12 estimulações feitas contra as 16 programadas.

ET5.0% Pa2(2) 3/y*

= estimulado com 5% de etefon, aplicação de painel, 2g de estimulante por aplicação em uma faixa de 2cm, três aplicações por ano em intervalos irregulares.

ETG100% -30- 24/y = estimulado com 100% de gás etileno, 30mg por aplicação, 24 aplicações por (2w) ano em intervalos de 15 dias.

10.12.5. Intensidade da sangria A intensidade da sangria pode ser calculada a partir de vários componentes da anotação de sangria para dar um parâmetro para comparação e avaliação. Antes, o parâmetro da “intensidade relativa” era muito popular para fazer a comparação dos sistemas de sangria, contudo, ele tem pouca aplicação agora.

115

Considerando-se a sangria de baixa frequência dos cortes em meia espiral, com estimulação em um intervalo de sangria de uma semana, e a estimulação gasosa do corte pequeno para conseguir uma alta produção é, de fato, a intensidade da colheita de látex e não a intensidade da sangria que é relevante.

Portanto, não há maneira de calcular ou quantificar a intensidade da colheita. A anotação completa para o sistema de sangria com estimulação nos dá uma estimativa mais realista. As intensidades reais da sangria e da estimulação podem ser mostradas como frações das intensidades programadas como descritas anteriormente. Contudo, as equações para as intensidades das sangrias relativa e real estão descritas a seguir.

• Intensidade relativa – A intensidade relativa é expressa na porcentagem dos sistemas-padrão.

S/2 d2 ou S/4 d1

=

100%

Para calcular a intensidade relativa multiplica-se quatro vezes a proporção do comprimento do corte da sangria (expresso em uma fração) e o intervalo da sangria por 100.

Exemplos: 1/2S d2 S/2 d2 1/2S d3 S/2 d3

= = = =

1/2 x 1/2 x 400 4 x 1/2 x 1/2 x 100 1/2 x 1/3 x 400 4 x 1/2 x 1/3 x 100

= = = =

100% 100% 66,6% 66,6%

(antiga) (nova) (antiga) (nova)

• Intensidade real – A intensidade real é a quantidade de sangrias realizadas realmente e é expressa

em porcentagem. Para calcular a intensidade real multiplica-se quatro vezes o comprimento do corte de sangria na fórmula pela quantidade média de sangrias (sangria em dias por ano) e divide-se o número total de dias em dado período (ano).

Exemplos: S/2 d2 S/2 d6

= 4 x 1/2 x 167/365 x 100 = 92% = 4 x 1/2 x 50 /365 x 100 = 27%

10.12.6. Exemplos de Notações completas

• S/2 d3 6d/7. ET2,5% Pa2(2) 8/y(m) = corte em meia espiral sem protetor contra chuva, sangrado des-

-cendentemente, com frequência a cada três dias, seis dias de sangria seguidos por um dia de descanso, estimulado com etefon de 2,5% de princípio ativo com 2g de estimulante aplicado em uma faixa de 2cm de painel, oito aplicações por ano com um intervalo mensal (sistema de sangria planejada com estimulação com etefon programada).

• S/2(RG) d3 6d/7 95/104. ET2,5% Pa2(2) 8/y(m)6/8 = corte com proteção contra chuva em meia espiral, sangrado descendentemente com uma frequência a cada três dias, seis dias de sangria seguidos por um dia de descanso, com 95 dias de sangrias feitas contra 104 dias programados por ano. Estimulado com 2,5% de etefon com 2g de estimulante aplicado em 2cm de faixa de painel, oito aplicações programadas por ano em intervalos mensais. Seis estimulações feitas contra as oito programadas por ano.

• S/2(RG) d3 6d/7 6m(JUN-NOV)/12. ET2,5% Pa2(2) 4/6m(6w) ; S/4U d3 6d/76m(DEZ-MAIO)/12. ET5,0%

La1(-) 9/6m(3w) (6m,6m) = corte com proteção contra chuva em meia espiral, sangrado descendentemente com frequência a cada três dias, seis dias de sangria seguidos de um dia de descanso, seis meses de sangria, de junho a novembro, estimulação com 2,5% de etefon com 2g de princípio ativo

116

aplicado em faixa de 2cm no painel, quatro aplicações em seis meses com intervalos de seis semanas entre as aplicações, mudado para um corte em um quarto de espiral sangrado ascendentemente pelos próximos seis meses, de dezembro a maio, estimulação com 5% de etefon com 1g de estimulante aplicado no cordão de cernambi, nove aplicações em seis meses com intervalo de três semanas entre as aplicações. O ciclo é repetido.

• S/4 d4 6d/7 9m(MAR-NOV)/12. ET2,5% Pa1(2) 18/9m(2w) + S/4U d4 6d/7 9m(MAR-NOV)/12. ET5%

La1(-) 18/9m(2w) = dois cortes em um quarto de espiral, um sangrado descendentemente e outro sangrado ascendentemente, uma vez a cada quatro dias no mesmo dia, seis dias de sangria seguidos por um dia de descanso, nove meses de sangria, de março a novembro, seguidos por três meses de descanso, ambos cortes estimulados, o corte mais baixo com 2,5% de etefon, 1g de estimulante aplicado em 2cm de faixa no painel, 18 aplicações em nove meses em intervalos de quinze dias, enquanto o corte sangrado ascendentemente é estimulado com 5% de etefon, 1g de estimulante aplicado no cordão de cernambi, 18 aplicações em nove meses em intervalos de 15 dias.

A quantidade de dados das sangrias realizadas pode ser mostrada como uma fração do número máximo de dias possíveis de sangria.

11. EXPLOTAÇÃO DO SERINGAL

A explotação do seringal consiste em uma série de operações que têm como finalidade a extração do látex, sua retirada do seringal e sua conservação, de forma a colocá-lo em condições de ser beneficiado.

11.1. Parâmetros técnicos e socioeconômicos para início da explotação • Parâmetros técnicos Um dos fatores de maior importância que afeta a decisão de colocar um seringal em sangria é a sua produtividade. O primeiro ponto a ser analisado é o número de árvores aptas para sangria por hectare. Do ponto de vista fisiológico, entende-se por árvore apta aquela cujo perímetro de tronco a 1,20m do solo seja igual ou superior a 45cm e que possua espessura de casca igual ou superior a 6mm. Assim, um levantamento criterioso deve ser feito para estimar esses parâmetros e identificar as árvores que satisfazem essa condição.

• Parâmetros socioeconômicos Satisfeita a condição técnica, devem ser analisados fatores de ordem socioeconômica, como preço do produto, número de árvores aptas/ha, custo da mão-de-obra e retorno econômico da operação.

Analisando-os, toma-se a decisão de colocar ou não um seringal em sangria. Nas condições atuais, o índice aceitável para início de explotação é de 40% de árvores aptas para sangria.

11.2. Fatores relacionados ao clima

Altas taxas de evapotranspiração, causadas pela radiação solar, por altas temperaturas e por baixos teores de umidade do ar, reduzem a pressão de turgescência da planta e, consequentemente, o fluxo de látex. Essa situação agrava-se em períodos com ausência de chuva e elevados déficits hídricos no 117

solo. Por outro lado, regiões com elevada frequência de chuva reduzem o número de dias favoráveis para sangria.

• Regime anual de chuvas

A intensidade e a frequência das chuvas interferem no processo de sangria e na qualidade do látex.

Chuvas anteriores à sangria molham as árvores, provocando o gotejamento e escorrimento pelo tronco.

Chuvas durante a sangria diluem o látex e causam o transbordamento da mistura. Chuvas intensas e contínuas impedem as sangrias, que devem ser repostas nos dias seguintes.

• Horário da chuva

Cálculos feitos para Campinas (SP) mostram que as menores probabilidades de chuvas ao longo do ano coincidem com o horário matinal de sangria. As maiores frequências e totais de chuva são registrados no intervalo das 16 às 22 horas, com pico máximo às 18 horas. Essa condição é mais típica dos meses de verão, entre novembro e março. No outono e inverno não existe uma tendência desse tipo, observando-se frequências e totais baixos e semelhantes ao longo do dia e da noite. Nesses meses, com altos níveis de produção, podem-se programar sangrias tanto no período matinal como ao longo do dia.

• Equilíbrio hídrico e sangria

No Planalto Paulista, especialmente de setembro a fevereiro, ocorrem altas taxas de evapotranspiração (temperaturas altas e elevados déficits de saturação de umidade) das 11 às 16 horas, coincidindo com redução da pressão de turgescência da planta e do fluxo de látex. Observações evidenciaram condições térmicas mais favoráveis à sangria no intervalo das 17 às 10 horas da manhã. Essas condições podem variar conforme as estações do ano e a disponibilidade hídrica do solo.

• Horários recomendados

Com base nas condições predominantes do clima do Estado de São Paulo e nas experiências de campo, podem-se sugerir: • priorizar o início da sangria ao nascer do sol, período coincidente com temperaturas baixas e alta umidade do ar; • nos meses de alta produção (abril a junho), programar a sangria pela manhã e, dependendo da disponibilidade hídrica, sangrias ao longo do dia; • após chuva matinal, com céu nublado, realizar sangria no período da tarde.

11.3. Preparo do seringal Quando o seringal estiver prestes a entrar em produção, o que, nas condições paulistas, ocorre ao redor de seis anos após o plantio das mudas no campo, algumas providências deverão ser tomadas no sentido de racionalizar as operações de explotação.

• Levantamento Como já foi citado, deve-se proceder ao levantamento das plantas aptas para sangria. Isso é feito com o auxílio de uma fita métrica, determinando-se quantas e quais plantas apresentam condições de entrada em regime de explotação.

118

• Limpeza Visando facilitar os trabalhos no interior do seringal, recomenda-se uma roçada nas entrelinhas e uma capina nas linhas.

• Identificação e dimensionamento das tarefas Partindo-se do princípio que cada sangrador deve trabalhar 40 horas semanais, sempre nas mesmas tarefas, torna-se necessária a demarcação destas. Devem-se dimensioná-las de acordo com a capacidade de sangria diária. As tarefas devem ser identificadas com o número do talhão, da tarefa, de árvores, nome do sangrador e o sentido de caminhamento.

• Localização dos pontos de coleta

Consiste em uma benfeitoria coberta, localizada em ponto estratégico, para onde convergirá o produto colhido, visando ao menor deslocamento possível. Também, deve ser de fácil acesso aos veículos de transporte e contar com um compartimento fechado onde serão guardadas as ferramentas, os insumos, os utensílios, os equipamentos individuais etc., e um compartimento aberto, destinado à recepção do produto, contendo plataforma para facilitar o carregamento.

11.3.1. Operações para abertura do painel São operações importantes e têm o objetivo de preparar a árvore para a sangria propriamente dita. Essas operações estão descritas a seguir.

• Demarcação das linhas geratrizes

As geratrizes são duas linhas verticais que delimitam o comprimento do corte. O corte em meia espiral requer linhas geratrizes que se posicionam opostamente no tronco da árvore, dividindo o perímetro em duas partes iguais. Na sua demarcação, utilizam-se uma régua e um riscador de casca. A posição dessas duas linhas deve coincidir com o sentido da linha de plantio.

Figura 109 – Medição do perímetro para início de sangria.

Figura 110 – Demarcação das linhas geratrizes.

(Fotos: José Fernando C. Benesi)

119

• Marcação do ângulo de corte – sangria descendente – o látex flui pela canaleta aberta pelo corte em virtude do seccionamento de vasos laticíferos ali presentes. Para facilitar o escorrimento do látex pela canaleta até a caneca e seccionar o maior número de vasos, o corte deve ter uma inclinação de 33o a 37° em relação à horizontal, descendente da esquerda para a direita. Para demarcação da linha de corte, usa-se, acoplado à régua empregada na demarcação de linhas geratrizes, um gabarito, ou bandeira de folha zincada, ou lona grossa, à maneira de um esquadro, com a declividade mencionada, que é encostada à árvore a partir da linha geratriz. Com o riscador de casca, faz-se a demarcação do ângulo de corte a uma altura de 1,30m do solo.

– sangria ascendente em meia espiral – é utilizada em casos especiais, sendo uma das situações a existência de árvores com o painel danificado por qualquer razão. Para não perder a árvore, executa-se a sangria num painel alto, sendo os cortes ascendentes. Outro caso é quando a árvore atinge o final de sua vida útil – sangra-se, concomitantemente, um painel descendente e outro ascendente.

O procedimento inicial é idêntico para ambas as sangrias, diferindo apenas a inclinação do corte, uma vez que, na sangria ascendente, o látex flui pela canaleta retido pela tensão superficial. Nesse caso, o ângulo nas situações de corte deve ser de 45°.

– sangria ascendente e descendente em um quarto de espiral – sistema de sangria que vem sendo utilizado, porém, no Brasil, até o momento, não existem dados de pesquisa oficiais que permitam sua recomendação.

Figura 111 – Demarcação do ângulo de corte usando bandeira (37o).

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Figura 112 – Ângulo de corte marcado.

(Fotos: José Fernando C. Benesi)

Figura 113 – Notação internacional de “sistema de sangria”: A) Tipos de cortes; B) Comprimento de corte; C) Número de cortes; D) Direção do corte.

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• Abertura do painel Após a marcação das geratrizes e do ângulo de corte, faz-se um desbaste na casca acima da linha de corte, com a faca de sangria, em todo o seu comprimento, aprofundando-se os cortes de forma a se aproximar do câmbio. Na parte inferior da faixa aberta, forma-se uma canaleta, indispensável para o perfeito escorrimento do látex.

Figura 114 – Painel aberto. (Foto: José Fernando C. Benesi)

11.3.2. Equipamentos necessários

Para os trabalhos de preparo do seringal, são utilizados diversos equipamentos, cada um com uma finalidade específica: • fita métrica – usada no levantamento do seringal para identificar as árvores aptas à sangria; e um pedaço de barbante para dividir a circunferência da árvore à metade; • bandeira – cuja haste serve como régua para traçar as linhas geratrizes, e riscador de casca, que demarca as linhas geratrizes e o ângulo de corte; • faca – destina-se à abertura do painel e à sangria; • medidor de profundidade (paquímetro) – para dar uma ideia aproximada da espessura da casca, e marcador de consumo de casca, para controlá-la, uma vez que o consumo excessivo diminui a vida útil da planta.

11.3.3. Equipagem das árvores para a sangria

(A)

(B)

(C)

Figura 115 – Equipagem das árvores: distância para colocação da bica (A); árvore equipada (B); painel aberto e árvore pronta para sangria (C). (Fotos: José Fernando C. Benesi)

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Preparado o seringal e abertos os painéis, deve-se proceder à equipagem das árvores com a finalidade de coletar o látex. Essa operação consiste na colocação das bicas ou pingadeiras, de 15cm a 20cm abaixo do final do corte sobre a linha geratriz. Em seguida, prendem-se as canecas por meio de suportes de arame ou cinta plástica.

11.4. Sangria

Consiste na retirada de uma porção de casca ao longo do corte (com espessura de 1,2mm a 1,5mm), promovendo o seccionamento de vasos laticíferos, mediante uma faca própria, denominada jebong. O corte possui características próprias, em que se busca maior produtividade e menor consumo de casca, sem, entretanto, provocar ferimentos na região cambial, situada numa camada imediatamente abaixo da casca e responsável pela sua regeneração. Os cortes devem ser feitos em sequência, após um intervalo predeterminado, uma vez que ocorre a obstrução dos vasos após algum tempo de fluxo de látex.

Figura 116 – Sangria. (Fotos: José Fernando C. Benesi)

11.4.1. Consumo de casca

O consumo de casca é determinante para a vida útil da planta; assim, quanto maior o consumo, menor será a vida útil. Dessa forma, a economia de casca é fator de grande importância na sangria, considerando o alto investimento e o tempo gasto na formação de um seringal.

Esse consumo está ligado a, pelo menos, três fatores relacionados com a sangria: a espessura da casca removida por sangria; a frequência entre as sangrias; e, finalmente, o comprimento de corte, mas pode ser facilmente controlável, utilizando o marcador de consumo de casca. Pessoal bem treinado, inspeções diárias e rigorosas e o controle da qualidade de remoção da casca são condições essenciais para um consumo adequado e consequente prolongamento da vida produtiva da seringueira.

Atualmente, as frequências de sangria mais utilizadas são a cada quatro dias (d/4), a cada cinco dias (d/5) e, até mesmo, a cada sete dias (d/7). A fatia da casca retirada a cada sangria não deve exceder 1,5mm. Em frequências acima de d/4, tolera-se um pequeno aumento, uma vez que a casca se torna ressecada.

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Assim, um seringal sangrando em d/4 teria um consumo de casca de acordo com os cálculos:

• sete sangrias por mês; • 1,5mm por sangria consome 10,5mm por mês.

Dessa forma, faz-se a demarcação da quantidade de casca a ser consumida no mês, utilizando o marcador de consumo, tanto para orientação do sangrador como para avaliação do seu trabalho.

11.4.2. Estimulação Boa disponibilidade hídrica, altas taxas fotossintéticas e sangria constante, por liberar etileno, contribuem para o aumento da produção. Em sangrias de baixa frequência, porém, esse incremento está condicionado à aplicação de agentes químicos que agem como estimulantes de produção, aumentando o período de escoamento do látex. O estimulante mais utilizado é o etefon a 10%, na forma de pasta.

Para ser aplicado, deverá ser diluído em água até atingir a concentração recomendada, aplicando-se 1ml da solução por árvore. É preciso preparar uma quantidade suficiente para ser consumida no mesmo dia, pois a solução não deve ser armazenada de um dia para o outro.

• Frequência de estimulação

Logo após a abertura do painel, ou logo após dois cortes consecutivos, fazer uma “estimulação de chamada”, utilizada para diminuir o período de “amansamento” da árvore (tempo gasto para que se estabilize a produção).

O intervalo de aplicação do estimulante varia de clone para clone e de acordo com a frequência de sangria, respeitando o intervalo mínimo de 30 dias entre duas aplicações.

Não se recomenda a estimulação no período de reenfolhamento das plantas e quando o solo não tiver condições satisfatórias de umidade.

• Modo de aplicação

O estimulante pode ser aplicado em diferentes locais e condições: o painel; – sobre a canaleta com cernambi; – sobre a canaleta sem cernambi; – sobre a casca raspada (abaixo do corte); – em furos na madeira.

– sobre

Cada método possui algumas desvantagens, que devem ser levadas em consideração na hora da escolha: – a aplicação sobre o cernambi diminui a eficiência, especialmente se for espesso; – a retirada do cernambi, além de constituir trabalho adicional, é difícil se for muito fino e provoca escorrimento de látex; – a aplicação sobre a casca raspada dá bons resultados, mas a raspagem representa um custo adicional; – bons resultados têm sido obtidos com a aplicação sobre a casca raspada.

Observação: Ao usar estimulantes nos seringais, deve-se ficar atento para problemas relacionados com a seca-do-painel. Quando verificar a ocorrência de mais de 5% de seca, suspender a sangria nas árvores afetadas e reduzir a sua frequência.

124

11.4.3. Balanceamento do painel

Trata-se da abertura de mais de um painel na mesma árvore, trabalhados alternadamente a intervalos regulares. Como vantagens, o balanceamento mantém o crescimento das árvores, pode favorecer a produção e diminuir a ocorrência de secamento do painel, porém, se não for bem manejado, pode prejudicar seriamente a árvore e até ocasionar anelamento.

Os principais cuidados que se devem tomar no balanceamento são:

• balancear em níveis e alturas diferentes para evitar o anelamento; • voltar em casca regenerada após período mínimo de 8 anos; e • observar uma diferença mínima de 20cm entre os cortes descendentes nos painéis A e B.

Figura 117 – Balanceamento de painel. (Foto: José Fernando C. Benesi)

11.5. Coleta e armazenamento do látex

Depois de sangrado o seringal, dois tipos de coleta e armazenamento podem ocorrer.

• Coleta do látex e armazenagem em tambores – nesse caso, o sangrador, antes do início da sangria,

recolhe o fundo de tigela (cernambi) e coloca algumas gotas de solução de amônia em água (12%), para evitar a coagulação do látex. Após a sangria, o sangrador, com auxílio de um balde, passa recolhendo o látex, levando-o para o centro de coleta, onde é pesado, coado e colocado num tambor.

Esse tambor deverá conter 4% de hidróxido de amônio (24%), divididos em três parcelas. Com o tambor vazio, coloca-se um terço e, finalmente, quando cheio, o terço final. É sempre importante lembrar que a mistura fique bem homogênea, o que se consegue agitando-a cada vez que adicionar a amônia.

Os tambores devem ser armazenados em local coberto ou, pelo menos, em local sombreado para não haver prejuízos à quantidade do látex por decomposição bacteriana. O látex, adequadamente armazenado, pode permanecer dentro dos tambores por até 30 dias.

• Coleta com recolhimento de coágulos e armazenagem em recipiente aberto – esse método consiste em coletar o látex coagulado nas canecas. No caso de prenúncio de chuvas, logo após ou mesmo durante a sangria, adicionar algumas gotas de ácido acético a 5%, para acelerar a coagulação do látex, agitando o conteúdo da caneca.

125

Existem dois sistemas básicos de recolhimento: o sangrador sangra e recolhe os coágulos de suas tarefas; o sangrador sangra sua tarefa e um recolhedor colhe a produção de todas as tarefas. Esse último sistema permite que a tarefa de um sangrador possa atingir até 1.200 pés por dia e vem sendo adotado com um ganho de 15% na mão-de-obra em relação ao outro. O método de coleta de coágulos permite que se façam coletas a cada duas ou mais sangrias, quando a produção ainda não é muito elevada, com economia de mão-de-obra.

Após a coleta, os coágulos são transportados a um Centro de Coleta, onde são pesados e colocados em recipientes abertos (caixas de laranja), em local fresco, à sombra, onde aguardam o embarque para o beneficiamento. Os recipientes destinados a armazenar os coágulos devem ser de material não corrosivo. Por desidratação, durante o tempo de armazenagem, os coágulos chegam a perder de 20 a 30% de seu peso inicial.

11.6. Centro de coleta

Centro de coleta é o nome dado ao local destinado à recepção do látex ou coágulos. Sua localização deve ser estratégica, evitando que os trabalhadores percorram grandes distâncias no transporte.

Preferencialmente, deverá ser uma construção de baixo custo, contendo, se possível, água encanada para lavagem do material utilizado, um centro de recepção elevado, com uma balança e os recipientes para colocação do látex ou coágulos.

Deverá ter, também, um compartimento fechado para servir de depósito do material usado na sangria, como baldes, canecas, pincéis, peneiras e funil, entre outros utensílios.

Figura 118 – Centro de coleta. (Foto: Elaine P. Gonçalves)

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12. DETERMINAÇÃO DO CONTEÚDO DE BORRACHA SECA NO LÁTEX (DRC) E DA QUANTIDADE DE BORRACHA SECA EM COÁGULOS DE BORRACHA NATURAL

Para o produtor rural é fundamental ter em mente a necessidade de obter uma matéria-prima de boa qualidade utilizando materiais de coleta do látex limpos e realizando boas práticas de armazenamento deste e da borracha natural antes da comercialização. Como a indústria necessita, cada vez mais, de uma borracha natural com boa qualidade e uniformidade, os heveicultores devem obedecer às especificações mínimas de qualidade, segundo a norma NBR 11597 da Associação Brasileira de Normas Técnicas (ABNT, 1996).

No caso do látex, existem análises de controle de qualidade para as propriedades tecnológicas, como a estabilidade mecânica do látex, o índice de KOH, a alcalinidade e o DRC (%) (Dry Rubber Content ou, em Português, Conteúdo de Borracha Seca no látex).

Uma metodologia adequada para determinação do DRC (%), a ser realizada em laboratório prevê a coagulação de uma amostra de látex com solução de ácido acético a um pH em torno de 5, a lavagem do coágulo formado, a laminação do coágulo e a sua secagem em estufa (Wisniewski, 1983).

• Material – um Becker de 100ml; estufa de secagem; uma balança analítica; e um bastão de vidro.

• Reagentes – solução de ácido acético a 10%.

• Procedimentos – Deve-se pesar o Becker de 100ml na balança analítica e zerá-la. Retirar o Becker

da balança e adicionar, aproximadamente, 50ml de látex do campo e pesar o conjunto Becker + látex para a obtenção da massa do látex (massa 1). No Becker com o látex, adicionar lentamente a solução de ácido acético a 10%, sob agitação com bastão de vidro, até ocorrer a coagulação completa do látex. Após a coagulação do látex, retirar o coágulo e todos os pedaços de coágulo que venham a ficar grudados no Becker e no bastão de vidro para não haver perda de massa de coágulo, o que influenciará no resultado final.O coágulo deve ser passado em uma calandra de cilindros lisos para obtenção de uma manta de borracha fina (2mm a 3mm) para facilitar a secagem e colocados na estufa a uma temperatura de 65oC, aproximadamente. A temperatura não deve ultrapassar os 75oC para evitar a degradação da borracha natural. Após a secagem, pesar a manta de borracha seca (massa 2).

Dessa forma, o DRC (%) deverá ser calculado da seguinte forma: DRC (%) = massa 1/massa 2 x100.

Para o produtor controlar a quantidade de borracha seca (Rendimento) produzida dos coágulos de uma sangria, ele poderá utilizar materiais simples e de fácil manuseio e acesso.

• Material – um prato simples; uma tesoura, faca ou estilete; uma balança; e uma estufa de secagem.

Deve-se selecionar um coágulo da sangria a ser avaliada, o qual deve ser picotado com uma tesoura (faca ou estilete) em tiras finas (aproximadamente 3mm) para facilitar a secagem. Pesar, aproximadamente, 50g de tiras finas do coágulo (massa 1) e colocá-las em um prato simples. Levar esse prato com as tiras finas para uma estufa de secagem a uma temperatura de, aproximadamente, 65oC, e deixar secar por 24 horas. A temperatura não deve ultrapassar os 75oC para evitar a degradação da borracha natural das tiras finas. Após esse tempo de secagem, conferir se as tiras finas do coágulo estão totalmente sem manchas brancas que são resíduos de água. Caso não haja manchas brancas, as tiras finas de borracha natural podem ser consideradas secas, as quais devem ser pesadas novamente (massa 2). O Rendimento, ou seja, a quantidade de borracha seca no coágulo da sangria em questão é calculado pela expressão: Rendimento = massa 2/massa 1 x 100.

127

13. RECOMPOSIÇÃO DA RESERVA LEGAL COM USO DO SISTEMA AGROFLORESTAL (SAF) COM SERINGUEIRA

Os Sistemas Agroflorestais (SAFs) pressupõem o convívio, numa mesma área, de espécies de valor econômico com espécies da flora nativa (com alta diversidade). As vantagens para a implantação desses sistemas se resumem no fato de que a área com essa ocupação passa a ter um retorno econômico e possibilita, também, a recuperação florestal de áreas destinadas principalmente à Reserva Legal (RL), em todos os tipos de propriedades (pequenas, médias e grandes), bem como nas Áreas de Preservação Permanente (APPs), das pequenas propriedades rurais (Agricultura Familiar). Além desses aspectos, econômico e ambiental, os SAFs podem propiciar uma situação de equilíbrio e harmonia, minimizando a possibilidade de instalação de pragas e doenças.

A Lei n.º 12.927, de 23 de abril de 2008, regulamentada pelo decreto n.º 53.939 de 6/1/2009, possibilita a recomposição de reserva legal, no âmbito do Estado de São Paulo, com a utilização de espécies arbóreas exóticas intercaladas com espécies arbóreas nativas de ocorrência regional ou pela implantação de Sistemas Agroflorestais (SAFs). Os proprietários ou o titular responsável pela exploração do imóvel, que optarem por aderir a esses sistemas, deverão implantá-los no prazo máximo de oito anos e terão direito à sua exploração.

A Resolução da Secretaria do Meio Ambiente do Estado de São Paulo, SMA 44, de 30 de junho de 2008, que permite a utilização de Sistemas Agroflorestais visando à recomposição das Reservas Legais, atende aos princípios a seguir relacionados, exceto em pequena propriedade ou posse rural familiar.

I – Densidade de plantio de espécies arbóreas de, no mínimo, 600 (seiscentos) indivíduos por hectare.

II – Percentual máximo de 50% de espécies arbóreas exóticas.

III – Número máximo de 50% de indivíduos de espécies arbóreas exóticas ou, no máximo, 50% de ocupação da área.

IV – Número mínimo de 30 espécies arbóreas nativas, sendo, no mínimo, 10 espécies zoocóricas, devendo estas últimas representarem 50% dos indivíduos.

V – Recomposição total da Reserva Legal no prazo máximo de oito anos.

VI – Impedimento do replantio de espécies arbóreas exóticas na Reserva Legal, findo o ciclo de produção do plantio inicial.

VII – Averbação da Reserva Legal à margem da matrícula do imóvel, nos termos definidos nas legislações federal e estadual pertinentes.

A utilização de Sistemas Agroflorestais nas Reservas Legais em pequena propriedade ou posse rural familiar deverá atender aos princípios a seguir.

I – Manutenção de densidade de plantio de espécies arbóreas de, no mínimo, 600 (seiscentos) indivíduos por hectare.

II – Percentual máximo de 50% de espécies arbóreas exóticas.

III – Número máximo de 50% de indivíduos de espécies arbóreas exóticas ou a ocupação de metade da área.

IV – Número mínimo de 30 espécies arbóreas nativas de ocorrência regional, sendo pelo menos 10 (dez) zoocóricas, devendo estas últimas representarem 50% dos indivíduos.

V – Averbação da Reserva Legal à margem da matrícula do imóvel, nos termos definidos nas legislações federal e estadual pertinentes.

A implantação e exploração de Sistemas Agroflorestais dependem de autorização da Secretaria do Meio Ambiente do Estado de São Paulo (SMA).

128

13.1. Exemplos de arranjos de SAF com seringueira

• Linha Dupla Modelo A – esse tipo de arranjo possibilita a implantação de 500 plantas/ha de seringueira e 625 plantas/ha de espécies nativas.

S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S | 4 metros | S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S | 4 metros | NP — 2m — ND — 2m — NP — 2m — ND — 2m — NP — 2m — ND | 4 metros | NP — 2m — ND — 2m — NP — 2m — ND — 2m — NP — 2m — ND | 4 metros | S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S | 4 metros | S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S

Legenda: S = Seringueira; NP = Nativa de Preenchimento; ND = Nativa de Diversidade.

• Linha Dupla Modelo B – esse tipo de arranjo possibilita a implantação de 500 plantas/ha de seringueira e 938 plantas/ha de espécies nativas.

S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S | 4 metros | S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S | 3 metros | NP — 2m — ND — 2m — NP — 2m — ND — 2m — NP — 2m — ND | 3 metros | NP — 2m — ND — 2m — NP — 2m — ND — 2m — NP — 2m — ND | 3 metros | NP — 2m — ND — 2m — NP — 2m — ND — 2m — NP — 2m — ND | 3 metros | S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5 m — S | 4 metros | S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S — 2,5m — S

Legenda: S = Seringueira; NP = Nativa de Preenchimento; ND = Nativa de Diversidade.

129

Esses espaçamentos contemplam a necessidade de ter, no mínimo, 600 plantas/hectare e a necessidade de ter, no máximo, a metade da área com espécies exóticas.

14. USO POTENCIAL DA MADEIRA DA SERINGUEIRA

A cultura da seringueira, enfrentando muitos desafios, está se estabelecendo como uma atividade lucrativa e sustentável, com crescimento das áreas de plantio, principalmente no Estado de São Paulo.

Os seringais, inicialmente estabelecidos com o objetivo principal de produção do látex e classificados como um produto florestal não madeireiro, vêm apresentando boas perspectivas como fornecedores de matéria-prima para o segmento de produtos de madeira sólida, após o declínio da produção, em torno de 20 a 25 anos. São conhecidas as características que qualificam a madeira da seringueira como excelente para diferentes finalidades, entre elas, madeira serrada, compensados, produtos de maior valor agregado e painéis reconstituídos, destacando-se móveis residenciais, de escritórios, escolares, médico-hospitalares, para restaurantes, hotéis e similares, além de forros e escadas.

Vários aspectos devem ser analisados ao se ter como objetivo a utilização da seringueira para a indústria moveleira ao final de sua rotação, por ocasião do declínio da produção do látex, destacando-se: • os plantios de seringueira foram estabelecidos e conduzidos visando, prioritariamente, à produção do látex; • o rendimento no processamento mecânico (relação entre volume da tora e da madeira serrada); • a disponibilidade da madeira da seringueira, a quantidade e a época; • os aspectos referentes à secagem e ao tratamento preservativo, levando-se em consideração o alto teor de carboidrato da madeira da seringueira; • os aspectos da silvicultura da seringueira, considerando-se seu uso múltiplo (látex e madeira, principalmente); • a divulgação às indústrias consumidoras da disponibilidade desta matéria-prima; • a tendência constatada de desrama alta (mais ou menos 3m) já com o objetivo de produção futura de toras sem “nós”, de maior valor agregado.

14.1. A demanda por produtos da madeira no Brasil: a situação peculiar da seringueira A participação das madeiras nativas na produção de madeira serrada vem decrescendo em decorrência dos seguintes fatores: pressões ambientalistas; contingenciamento de cotas; exigências de planos de manejo; distância dos principais centros consumidores; boa aceitação dos produtos serrados originais das florestas plantadas.

Embora a produção de madeira com espécies exóticas de rápido crescimento (Pinus e Eucalyptus) seja bem inferior à produção de madeira tropical, suas exportações praticamente se equivalem, sendo que o mercado doméstico consome quase toda a produção.

Os plantios estabelecidos com espécies exóticas se constituirão nas principais fontes na produção de serrado. Não obstante, o crescimento da demanda por referidas matérias-primas tem ocasionado “déficits” em condições de sustentabilidade, conforme apresentado a seguir.

130

• Oferta e demanda de toras de Pinus no Brasil

A situação nacional em números: – Área de plantio – 1.900.000 hectares; – Idade média – 13 anos; – IMA (incremento médio anual) – 23m3/ha/ano; – Produção sustentada – 43,7 milhões de m3/ano; – Consumo atual – 50 milhões de m3.

Verifica-se que, em uma condição de sustentabilidade, com a exploração unicamente dos volumes decorrentes do crescimento da área plantada (43,7 milhões de m3/ano), o consumo de 50 milhões de m3/ano indica a existência de um déficit de 6 milhões de m3/ano.

• Oferta e demanda de toras de Eucalyptus no Brasil

A situação nacional em números: – Área plantada – 3 milhões de hectares; – Idade média – 4 a 5 anos; – IMA (Incremento médio anual) – 30 m3/ha/ano; – Produção sustentada – 90 milhões de m3/ano; – Consumo anual – 97 milhões de m3/ano.

Verifica-se, assim, a existência de um déficit de 7 milhões de m3/ano.

• Oferta e demanda de madeira tropical

A produção de madeira em toras da Região Amazônica foi de, aproximadamente, 28 milhões de m3 e seu consumo no Brasil é indicado na Figura 119.

Figura 119 - Consumo de madeira amazônica, 1997 (Fonte: Imazon, 1999).

De acordo com Imazon (1997), o Brasil é o maior consumidor de madeira tropical do mundo, e o Estado de São Paulo “importa” o equivalente a 6,1 milhões de metros cúbicos de toras da Amazônia, sendo a maior parte consumida no próprio Estado.

131

14.2. O segmento moveleiro

As empresas da indústria brasileira de móveis localizam-se, em sua maioria, na região Centro-Sul do País, constituindo, em alguns estados, Polos Moveleiros conforme demonstrados na Tabela 24.

Tabela 24 – Localização dos polos moveleiros, empresas, empregados e principais mercados.

Polo Moveleiro Ubá Bom Despacho Linhares e Colatina Arapongas Votuporanga Mirassol Tupã São Bento do Sul Bento Gonçalves Lagoa Vermelha

Estado N.o Empresas N.o Empregados MG 300 3.150 MG 117 2.000 ES 130 3.000 PR 145 5.500 SP 85 5.000 SP 210 8.500 SP 54 700 SC 210 8.500 RS 370 10.500 RS 60 1.800

Principais Mercados MG, SP, RJ, BA e exportação MG SP, ES, BA e exportação Todos os estados e exportação Todos os estados PR, SC, SP e exportação SP PR, SC, SP e exportação Todos os estados e exportação RS, SP, PR, SC e exportação

Fonte: Abimovel, 2004.

As receitas geradas pela exportação de móveis, apresentadas na Figura 120, indicam crescimento expressivo, principalmente nos últimos 5 a 6 anos. Do total produzido, 60% referem-se a móveis residenciais, 25% a móveis de escritório e 15% a móveis institucionais (escolares, médico-hospitalares, móveis para restaurantes, hotéis e similares).

As matérias-primas mais utilizadas pelas indústrias de móveis são os painéis de madeira processada (aglomerados e MDF), madeira maciça e tábuas provenientes de plantios das espécies de Pinus e Eucalyptus. Os painéis de madeira aglomerada e de MDF têm 90% de sua produção para a fabricação de móveis, toda ela sustentada por florestas plantadas.

Figura 120 – Receitas geradas pelas exportações brasileiras de móveis (US$ milhões). (Fonte: Abimovel, 2008)

132

14.3. Perspectivas de utilização da madeira da seringueira: o caso específico do Estado de São Paulo.

Para efeito de uma análise mais detalhada das perspectivas de utilização da madeira da seringueira, principalmente no segmento moveleiro, foi exercitada uma projeção da produção levando-se em conta os plantios existentes e a data de sua implantação e localização, considerando índices médios de incremento volumétrico.

As áreas plantadas com seringueira em São Paulo totalizam, aproximadamente, 60 mil hectares (Apabor, 2005), concentrando-se no chamado Polo da Borracha, cuja localização e evolução são indicadas nas Figuras 121 e 122.

Observa-se na Figura que os Polos Moveleiros acham-se localizados na região onde se concentram aproximadamente 90% dos seringais existentes.

A Figura 123 apresenta a estimativa da produção de madeira da seringueira na região dos Polos Moveleiros do Estado de São Paulo, em decorrência das áreas de plantios já existentes e considerando-se as perspectivas futuras.

Para tal estimativa, os seringais tiveram seus cortes programados para 25 anos após seus plantios.

Os seringais já existentes tiveram suas áreas agrupadas em períodos de 4 anos. Assim, no período de 1973 a 1983, totalizaram 5.128,80ha. Sobre esse total foram projetados dois níveis de IMA (Incremento Médio Anual). Para uma rotação de 25 anos e com corte previsto para o período 2004 a 2008, os volumes previstos foram, respectivamente, 2.564 milhões de m3 e 3.846 milhões de m3.

(*) estimativas Figura 121 – Distribuição anual dos plantios de seringueira no Estado de São Paulo. (Fonte: Apabor, 2005.)

133

Figura 122 – Localização dos plantios de seringueira no chamado Polo da Borracha e dos principais Polos Moveleiros no Estado de São Paulo. (Fonte: Apabor/Instituto Florestal, 2006)

Figura 123 – Projeção da produção de madeira de seringueira considerando-se as atuais áreas e perspectivas futuras de plantios.

14.4. Consumo de madeira tropical na região dos polos moveleiros

Nas regiões dos Polos Moveleiros de Votuporanga e Mirassol predominam indústrias especializadas na produção de móveis populares (camas, estofados, armários e mesas). Essas indústrias, no ano de 134

2001, consumiram 644 mil metros cúbicos de madeira: o aglomerado representou 34% do consumo, a madeira oriunda do reflorestamento (Pinus e Eucalyptus) contribuiu com 17%, seguida pelo compensado e chapa dura (7%) e MDF (6%). A madeira da Amazônia representou 36% do consumo dos referidos polos, significando 232 mil m3 por ano.

As indústrias de móveis localizadas em Itatiba e São Bernardo do Campo consomem 177 mil metros cúbicos, dos quais a madeira da Amazônia representou 64% ou 113 mil metros cúbicos.

Na Tabela 25 é apresentado o consumo de madeira tropical da Amazônia nas regiões citadas.

Tabela 25 – Consumo da madeira amazônica nas regiões de Votuporanga, Mirassol, Itatiba e São Bernardo (Ano 2001).

Região No de indústrias Consumo de madeira (m3) Votuporanga e Mirassol 240 644.000 (1) Itatiba e S.Bernardo 115 177.000 Total 355 821.000

Madeira da Amazônia 232.000 (36%) 113.000 (64%) 345.000

Legenda: (1) aglomerado (34%), reflorestamento (17%), chapa dura (7%), MDF (6%) Fonte: Imazon, 2002.

Observados os índices de conversão das toras para madeira serrada e considerado o caráter preliminar dos incrementos volumétricos adotados, os dados apresentados na Figura 123 (página 134), indicam que, em médio prazo, a madeira proveniente de seringueira na região do polo da borracha poderá suprir a demanda de madeira que, atualmente, provém da Amazônia no abastecimento das indústrias setoriais dos polos moveleiros.

14.5. Principais características da madeira da seringueira

As características da madeira da seringueira refletem a condição dos plantios estabelecidos unicamente para a extração do látex. As árvores apresentam-se bastante desuniformes, ramificadas e com altura útil limitada, definindo um sistema de exploração com toras curtas de comprimento em torno de 2,40m a 2,50m.

14.6. Aproveitamento dos plantios para uso múltiplo

Os plantios iniciais da seringueira foram efetuados com o objetivo de extração de látex, em espaçamentos de 7m x 3,8m, 8m x 2,5m, 8m x 3m e outros. As técnicas de plantios, o número de árvores por hectare, as práticas agronômicas e os tratos culturais procuram incrementar ao máximo a produção de látex. Não havendo tratamento silvicultural, objetivando a produção de madeira, as toras decorrentes dos plantios iniciais são, frequentemente, provenientes de árvores tortas, com muitos galhos grossos laterais e de plantios com árvores bastante heterogêneas (Figura 124).

Com o objetivo de formação de florestas de seringueira de uso múltiplo (látex e madeira) devem ser considerados os seguintes aspectos: 135

• Espaçamento

Nos plantios iniciais, seu arranjo, assim definida a relação entre as distâncias entrelinhas e entreplantas, era caracterizado pela retangularidade. Tal condição em plantios de Eucalyptus tem reduzido sua uniformidade por diminuir a interceptação da luz e acelerar a estratificação das árvores. Atualmente, mantendo-se área aproximada de 20m2/planta, os espaçamentos mais utilizados são de 4m x 5m e 4,5m x 5m, o que implica uma densidade aproximada de 500 plantas por hectare.

Figura 124 – Aspecto de seringal com aproximadamente 40 anos, com desenvolvimento desuniforme e má formação silvicultural: bifurcações, galhos grossos e ausência de um fuste definido (Município de Bálsamo, SP).

Figura 125 – Espaçamentos adotados na implantação de antigos seringais (8m x 2,5m). Observar inclinação das árvores motivada pela competição das copas pela luz.

Figura 126 – Aspecto de um seringal com aproximadamente 15 anos. Observar ramos laterais grossos e excessivos provocados pela não-execução de desrama.

136

• Desrama

É efetuada até a altura aproximada de 2,5m, considerada suficiente para a execução da sangria. É a operação que, em curto prazo, poderá melhorar a qualidade da madeira produzida, livre de “nós”.

14.7. Rendimentos na conversão da tora para madeira serrada

Com o objetivo de serem obtidas informações iniciais sobre o rendimento da conversão da madeira da seringueira em tora e em material processado, foram adotados os seguintes procedimentos: 1 – Determinação da altura comercial e diâmetro (DAP); 2 – Derrubada da árvore e seu seccionamento em toras com comprimento em torno de 2,20m; 3 – Avaliação do volume das toras verdes; 4 – Serragem das toras, sendo cada peça devidamente identificada com a respectiva tora; 5 – Imersão das peças em solução preservativa contendo inseticida e fungicida; 6 – Secagem ao ar livre; 7 – Cálculo do volume das diferentes peças obtidas.

O rendimento de serragem vai depender muito da espessura da tábua e da eliminação dos defeitos da tora. A comparação entre o volume da árvore e as respectivas toras verdes com o das peças desdobradas e secas mostrou os resultados constantes da Tabela 26.

Os rendimentos constatados com toras provenientes de plantios com idade de 45 a 50 anos devem ser complementados com avaliações em árvores de plantios em diferentes condições de idade, espaçamentos e clones. Os valores encontrados são compatíveis com aqueles obtidos tradicionalmente na malásia e indonésia, principais produtoras de látex e grandes exportadoras de madeira de seringueira. Deve-se destacar que, nos referidos países, as toras têm comprimento de 1,20m e diâmetro mínimo de 15cm.

Tabela 26 – Cubagem das toras: cálculo do volume verde e cálculo do volume das peças desdobradas.

Tora

Volume verde (m3)

Volume toras desdobradas (m3)

Rendimento Médio (2¸1) (%)

A1

0,256004

0,1654509

A2

0,149777

0,0971549

A3

0,122871

0,0740742

A4

0,107797

0,0586910

A5

0,094682

0,0614881

A6

0,084249

0,0524104

A7

0,071004

0,0336105

0,886384 (1)

0,5428800 (2)

0,943566 (1)

0,5672029 (2)

60,1

1,183978 (1)

0,7831570 (2)

66,1

Total

1,713774 (1)

0,8311562 (2)

48,5

Total Geral

4,727701 (1)

2,7243961 (2)

57,6

Árvore A

Total

61,2

Árvore B Total Árvore C Total Árvore D

Fonte: Instituto Florestal/SMA

137

14.8. Tratamento preservativo e secagem da madeira da seringueira

Em virtude do seu alto teor de carboidratos, a madeira da seringueira deve ser tratada logo após o processamento das toras, considerando ser altamente suscetível ao ataque de fungos.

Foram conseguidos bons resultados na medida em que as árvores abatidas tiveram suas toras processadas o mais rapidamente possível. Os produtos utilizados para a proteção das toras foram as soluções fungicidas e inseticidas.

Nesse tratamento por imersão, que dura de 3 a 4 minutos, a solução de preservativos (com inseticida e fungicida) penetra de 3mm a 5mm na madeira, suficientes, nesta etapa, para sua imunização durante a secagem. Após a secagem, não há mais problemas com fungos, porém, como as peças serão serradas novamente, são expostas partes que não sofreram tratamento e a madeira seca pode ser atacada por pequenas brocas. O procedimento adotado e que tem apresentado resultado é um novo banho de imersão em solução de inseticida diluído em solvente mineral quando as peças estiverem acabadas (serradas, aplainadas e lixadas) e prontas para serem montadas. A secagem pode ser feita ao ar livre ou em barracões cobertos e bem ventilados.

Figura 127 – Secagem de madeira em barracão coberto.

14.9. Indicações iniciais para usos da madeira da seringueira

Observadas as características da madeira da seringueira foram efetuados testes iniciais, em caráter preliminar, para avaliação de seu uso. Na Estação Experimental de Manduri – Instituto Florestal, foram desdobradas toras de seringueira para confecção de diferentes peças de móveis. As toras, imediatamente após o abate das árvores, foram desdobradas, submetidas ao tratamento preservativo, foi avaliado o índice de conversão tora/madeira serrada e submetidas à secagem natural. Com o material serrado foram confeccionadas diferentes peças de móveis.

Antes da montagem de uma cadeira, por exemplo, após lixadas e acabadas, deve ser destacado que as madeiras tiveram aplicação de inseticida dissolvido em solvente natural, para evitar ataques de brocas.

Mediante colaboração de uma fábrica de móveis, localizada no município de Mirassol (SP), também foram testadas, com pleno sucesso, camas de madeira de seringueira, cujas especificações são: 138

• Travessa solteiro: 430mm x 45mm x 22mm; • Travessa casal: 1,430mm x 45mm x 22mm; • Ripa de cama: 1,850mm x 45mm x 10mm.

Figura 128 – Diferentes peças de móveis.

14.10. Utilização da madeira da seringueira para laminação na produção de compensados

Figura 129 – Processo para confecção de laminados.

Os testes conduzidos em uma fábrica de laminados para compensados, localizada no município de São Manoel (SP), a partir de uma amostragem industrial de 500m3 de toras, obtidas de um seringal de 45 anos no município de Tabapuã (SP), deram as seguintes informações preliminares: 139

• algumas lâminas têm apresentado defeitos que têm origem na extração do látex, provavelmente em razão do ferimento do câmbio por ocasião da execução das sangrias;

• o rendimento das toras em lâminas é de 4:1 (4 metros cúbicos de tora para 1 metro cúbico de lâmina), inferior ao do Pinus, que é de 3:1.

14.11. Biomassa para energia (lenha, cavaco, pellet)

Considerando o fato de que foi dada prioridade à extração do látex, não tendo sido adotadas práticas silviculturais na condução das árvores de seringueira, as maiores partes, devido à sua forma, poderão ser utilizadas como biomassa para a produção de energia, na forma de lenha, cavacos e mesmo pellets, que é uma forma de condensação ou compactação dos resíduos com maior densidade e poder calorífico.

15. PRODUTOS COMPLEMENTARES NA EXPLORAÇÃO DO SERINGAL

A seringueira foi originalmente introduzida no Estado de São Paulo visando à explotação do látex natural como fonte principal de renda, mas a experiência de países, como a Ásia, tem mostrado que é possível aliar outras atividades para elevar a renda do produtor, principalmente em pequenas propriedades que buscam diversificar a produção e melhor equilibrar a renda. Em um seringal implantado, é possível planejar algumas explorações alternativas que complementem a atividade principal, entre elas a apicultura, a coleta de sementes para a extração do óleo do endosperma e, após essa extração, pode-se, ainda, obter em torno de 66% do peso total em forma de torta.

15.1. Produção de óleo das sementes

A Índia foi o primeiro país a explorar comercialmente as sementes de seringueira visando à extração de óleo e, posteriormente, a Nigéria e a Malásia, embora ainda em condições rudimentares.

Vários fatores influenciam diretamente na quantidade e na qualidade das sementes produzidas, destacando-se: • a expressão genética do clone; • a luminosidade dentro da copa da planta; • o número de frutos/inflorescência e a distância média entre frutos; • a variação climática durante o desenvolvimento do fruto; • as deficiências nutricionais durante o florescimento e no período de desenvolvimento dos frutos (principalmente N e K); • a pouca quantidade de grãos de pólen e a baixa porcentagem de polinização; • o ataque de doenças em geral; • a falta de sincronia na antese das flores masculinas e femininas e o reduzido número de flores femininas por inflorescência.

Além dos fatores citados, o armazenamento das sementes para a extração do óleo, se não for bem executado, pode afetar a qualidade das sementes com mudanças na coloração, no odor e na concentração de peróxidos, a qual mede a deterioração do óleo e é maior quando as sementes são armazenadas (5,10%) em relação às sementes frescas (0,40%). O óleo extraído de sementes frescas é mais brilhante e a acidez é mais elevada.

140

15.1.1. Uso do óleo

Embora em pequena escala, alguns países asiáticos têm produzido óleo de sementes de seringueira, sendo utilizado como substituto ao óleo de linhaça na indústria de tintas e na produção de sabão e resinas e tem tido sucesso como revestimento anticorrosivo e adesivo. O óleo oferece, ainda, uso potencial como combustível substituto ao diesel, mas como sua viscosidade é mais elevada, necessita de tratamento para reduzi-la.

15.2. Produção de torta Na extração do óleo do endosperma da semente, como produto residual, obtém-se cerca de 66% do seu peso na forma de torta, que pode ser utilizada na alimentação de bovinos misturada na proporção de 30% no concentrado e 10% no arraçoamento de suínos e aves. Por ter elevado valor alimentar, pode ser utilizada como substituta à torta de amendoim. Pode, também, complementar a fertilização nitrogenada em culturas comerciais.

15.3. Produção de mel Embora a produção de mel de seringueira seja uma alternativa para pequenas propriedades com seringal implantado, nem todos os clones comerciais são produtores de néctar. Foi observado que os clones RRIM 701, RRIM 600 e PR 255 são fontes potenciais de néctar para abelhas. Esse néctar se encontra em glândulas extraflorais localizadas na junção dos três folíolos jovens. A máxima produção de néctar ocorre na fase de reenfolhamento. Nas condições do Estado de São Paulo, o reenfolhamento ocorre entre os meses de agosto e outubro, sendo que a atividade das glândulas se estende por um período de quatro a seis meses após o final dessa fase.

16. ESTUDO ECONÔMICO DA CULTURA DA SERINGUEIRA

Sabe-se que todos os produtos agrícolas apresentam forte sazonalidade de preços ao longo dos anos e que, nos períodos de bons preços, grande número de produtores migra para a atividade. Entretanto, quando se trata de culturas permanentes, em especial a seringueira, em função do longo período de imaturidade, ao entrar em produção, as condições de mercado quase sempre não serão as mesmas do início do empreendimento.

Uma das maiores dificuldades para a expansão da seringueira é, sem dúvida, o longo período de imaturidade do empreendimento que, na maioria dos casos, atinge cerca de 7 anos. Durante esse período, que pode ser considerado como o de formação do seringal, os gastos vão se acumulando e nenhuma renda pode ser auferida, a não ser no caso de cultivo intercalar, onde muitas culturas podem ser utilizadas.

Mas, ainda assim, a cultura intercalar tem algumas inconveniências em comparação às culturas solteiras, como, por exemplo, a redução da área, a maior possibilidade de ocorrência de erosão, a competição com a seringueira etc., razão pela qual deixamos, neste estudo, de considerar essa hipótese.

O presente estudo econômico tem a finalidade precípua de fornecer ao produtor rural uma visão dos custos envolvidos na instalação de um seringal no Estado de São Paulo, fornecendo uma importante ferramenta para a tomada de decisões. Dessa forma, pretende-se levantar o custo de formação de um seringal, durante o período de imaturidade, considerando as operações necessárias a cada ano, 141

o custo direto de operações (máquinas e implementos, mão-de-obra de tratoristas e diaristas), o custo dos insumos envolvidos na formação do seringal e os custos financeiros aplicados sobre o capital disponibilizado. Foram considerados, também, alguns custos indiretos, como a depreciação de benfeitorias, máquinas e implementos e, por fim, os custos administrativos.

No Estado de São Paulo, a época de plantio é muito dilatada, pois pode ter início com as primeiras chuvas, em setembro-outubro, e se prolongar até maio-junho do ano seguinte, próximo à entrada do inverno com reduções da temperatura e da chuva. Para efeito de cálculo de custo, considerou-se o ano agrícola, que tem início em agosto e termina em julho do ano seguinte, porém, este trabalho considera os períodos começando em setembro e terminando em agosto. Além disso, é preciso levar em conta as dimensões da área a ser plantada; áreas maiores levam mais tempo para serem plantadas; assim, um seringal pode iniciar o plantio dentro de um ano agrícola e terminar em outro.

O custo total de formação do seringal encontra-se na Tabela 27, na qual é possível observar que o item Material Consumido representa praticamente um terço dos custos envolvidos, uma vez que engloba a aquisição de mudas.

A Tabela 28 apresenta os custos ano a ano. Como se pode observar, cerca de 40% dos recursos necessários à instalação do seringal ocorrem no primeiro ano de plantio, fato perfeitamente explicável em função do custo das mudas e das operações de preparo do solo.

O Anexo apresenta a discriminação das operações e dos materiais utilizados, ano a ano, bem como os outros custos envolvidos e, ainda, os cálculos de custo do horário de máquinas e implementos, incluindo a depreciação desses bens. A análise da sequência de operações mostra que o preparo do solo foi feito no modo convencional, ou seja, com aração e gradagem do total da área a ser plantada.

Entretanto, pode-se utilizar o método de cultivo mínimo, ou seja, sem preparo do solo em área total, mas apenas da linha de plantio, utilizando uma enxada rotativa ou o sulcador, quando for possível. Esse método apresenta algumas vantagens, como a economia das operações mencionadas e a redução de risco de erosão, sendo o mais recomendado.

O Anexo apresenta, ainda, os cálculos da depreciação de benfeitorias e instalações, sendo considerado, nesse caso, um módulo de área equivalente a 50ha, área suficiente para comportar tais benfeitorias.

As operações foram agrupadas, de acordo com a sequência em que acontecem na prática, formando grandes grupos; assim, as operações de limpeza do solo, correção da acidez, aração e gradagem integram um grande grupo chamado “Preparo do Solo”. O nivelamento e sulcamento, o preparo e a adubação de covas estão em um grupo considerado como “Preparo da Cova”, e o plantio com as irrigações e os replantios foram colocados no grupo “Plantio”. As operações seguintes, como controle do mato, adubações em cobertura, controle de formigas-cortadeiras, controle fitossanitário, formam o grupo chamado “Condução”.

16.1. Operação “preparo do solo”

Essa operação compreende as seguintes fases: • Limpeza do solo – refere-se à eliminação do mato existente na área. O tipo de vegetação, a quantidade de mato, e o tamanho da área podem requerer operações mais complexas do que as que foram consideradas neste trabalho, como, por exemplo, destocas e retirada de restos vegetais. Entretanto, a operação mais comum é uma roçada do mato, utilizando um trator de 45 cv equipado com uma 142

roçadeira de 1,4m de largura de corte. Para executar essa operação, o trator que utiliza a segunda marcha reduzida demora 1h30m para a aração de 1ha. Em seguida, é feita a aração com trator de 60 cv e arado reversível de três discos.

• Gradagem – seguida à limpeza, procede-se à gradagem para destorroamento e nivelamento do solo, utilizando trator de 60 cv e grade niveladora de 28 discos.

Tabela 27 – Orçamento de formação de seringal.

I - Custos variáveis (despesas diretas com a atividade – recursos necessários)

R$/ha

US$ Dólar/ha* %

1. Operações

3.892,14

2.249,79

26,7

2. Material consumido

4.597,18

2.657,33

31,5

4. Encargos financeiros

2.651,78

1.555,34

18,2

Total

11.141,10

6.439,54

76,4

5. Depreciação de máquinas e equipamentos

898,13

519,15

6,2

6. Depreciação de benfeitorias e instalações

574,00

331,79

3,9

7. Administração e despesas gerais

1.970,83

1.139,21

13,5

3. Outras despesas

II - Custos fixos (oneram o produtor independente da atividade)

Tabela 28 – Orçamento de formação de seringal ano a ano (em R$) I – Custos variáveis (despesas diretas com a atividade) ANO 1

ANO 2

ANO 3

ANO 4

ANO 5

ANO 6

ANO 7

TOTAL

1 – Operações

1.985,31

440,90

387,13

332,81

279,51

233,24

233,24

3.892,14

2 – Material consumido

2.064,13

345,95

337,50

464,50

464,50

464,50

456,10

4.597,18

4 – Encargos financeiros

242,97

290,18

333,65

381,49

426,13

468,00

509,36

2.651,78

Total

4.292,41

1.077,03

1.058,28

1.078,80

1.170,14

1.165,74

1.198,70

11.141,10

3 – Outras despesas

II – Custos fixos em R$ (oneram o produtor independente da atividade) 5 – Depreciação de máquinas e equipamentos

420,93

112,60

93,80

81,80

71,00

59,00

59,00

898,13

6 – Depreciação de benfeitorias e instalaçãoes

82,00

82,00

82,00

82,00

82,00

82,00

82,00

574,00

7 – Administração e despesas gerais

281,55

281,55

281,55

281,55

281,55

281,55

281,55

1.970,85

Total

784,48

476,15

457,43

445,35

434,55

422,55

422,55

3.442,96

1.553,17

1.515,63

1.624,15

1.604,19

1.588,29

1.621,25

14.584,06

III – Custo total por hectare em R$ 5.076,88 Custo por planta: R$ 29,17

143

144 1 1 1 1 1 1 1 6 1 4 2 8 2 4 4

Locação de plantio

Distribuição de adubo

Mistura adubo/fechamento da cova

Distribuição de mudas

Abertura de cova/lama

Plantio

Coroamento

Irrigação (6X)

Capina química

Roçada (entrelinha)

Adubação de cobertura

Desbrota

Replantio

Controle de formigas

Transporte interno

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

589,52 2.044,93

Total 1.º ano HH/ha R$

Total 1.º ano HM/ha + HH/ha R$:

* Esp./Cal. = Esparramação de Calcário

1.455,40

Total 1.º ano HM/ha R$:

95,16

1

Sulcamento

2

Gradagem

Subtotal

1

Aração

—

2,0

2,00

1

Aplicação de calcário

47,58

1

Terraceamento

—

—

Custo HM/HH

1

Trator 110 HP

Somatório

1

Locação de curva de nível

Frequência

Roçada do mato

Operação

1.261,08

25,37

49,70

6,0

—

—

—

—

10,0

2,0

24,0

—

—

—

—

—

—

—

1,0

2,0

1,5

1,2

—

—

2,0

Trator 60 HP

14,40

7,20

2,00

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

2,0

—

—

Terra-ceador

3,24

2,16

1,50

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

1,5

—

—

—

—

Arado

2,67

1,33

2,00

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

2,0

—

—

—

—

—

Grade

0,96

0,96

1,00

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

1,0

—

—

—

—

—

—

Tanque

30,00

2,50

12,00

—

—

—

—

—

10,0

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

2,0

Sulcador

Primeiro ano

1. OPERAÇÕES HM/ha (Horas-máquina/hectare) e HH/ha (Horas-homens/hectare)

ANEXO – Cálculos para levantamento de custos de implantação de seringal

4,40

3,67

1,20

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

1,2

—

—

—

Roçadeira

7,50

1,25

6,00

6,0

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

Adubação/ Esp./Cal.*

36,00

1,50

24,00

—

—

—

—

—

—

—

24,0

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

—

Carreta

208,35

4,03

51,70

6,0

—

—

—

—

10,0

2,0

24,0

—

—

—

—

—

—

—

1,0

2,0

1,5

1,2

2,0

—

2,0

381,17

2,69

141,70

6,0

4,0

6,0

8,0

4,0

—

4,0

48,0

5,0

20,0

10,0

8,0

10,0

1,0

2,0

2,0

—

—

1,2

—

2,5

—

Tr a t o Diarista rista

145

70,52 387,13

Somatório

Custo HM/HH

Subtotal

Total 3.º ano HM/ha R$:

Total 3.º ano HH/ha R$:

Total 3.º ano HM + HH/ha R$:

* Esp./Cal. = Esparramação de Calcário

—

279,62

24,32

11,50

1,0

11,25

2,50

4,50

—

—

9,00

3,00

3,00

—

—

—

11,00

3,67

3,00

—

—

3,0

316,62

4,50

1,50

3,00

—

—

—

—

3,0

Transporte interno

—

— —

Replantio

3,0

—

3,0

3

— 4,5

Adubação química

3,0 4,5

2 3

Tanque

Capina química

Roçadeira

4,50

1,50

3,00

—

—

—

—

3,0

Tanque

Terceiro ano

11,00

3,67

3,00

—

—

3,0

—

—

Adubação/ Esp./Cal.*

Aplicação de Adubação/ herbicida Esp./Cal.*

9,00

3,00

3,00

—

—

—

—

3,0

Aplicação de herbicida

Capina mecânica

Operação

Trator 60 Hp

440,90

Total 2.º ano HM + HH/ha R$: * Esp./Cal. = Esparramação de Calcário

Frequência

98,71

Total 2.º ano HH/ha R$:

11,25

2,50

4,50

342,19

303,94

Subtotal

24,32

—

—

—

4,5

—

Roçadeira

Total 2.º ano HM/ha R$:

12,50

1,0

Custo HM/HH

Transporte interno

1,0

3,0

4,5

3,0

Trator 60 Hp

Somatório

3

Adubação química

3

Capina mecânica

Replantio

2

Frequência

Capina química

Operação

Segundo ano

1,25

1,25

1,00

1,0

—

—

—

—

Carreta

2,50

1,25

2,00

1,0

1,0

—

—

—

Carreta

46,33

4,03

11,50

1,0

—-

3,0

4,5

3,0

Tratorista

50,36

4,03

12,50

1,0

1,0

3,0

4,5

3,0

Tratorista

24,17

2,69

9,00

—-

3,0

3,0

—

3,0

Diarista

48,35

2,69

18,00

—-

12,0

3,0

—-

3,0

Diarista

146

Custo HM/HH

Subtotal

Total 5.º ano HM/ha R$:

Total 5.º ano HH/ha R$:

Total 5.º ano HM + HH/ha R$: * Esp./Cal. = Esparramação de Calcário

Somatório

3

Adubação química

2

Capina mecânica

Transporte interno

1

Capina química

206,68

24,32

8,50

1,0

3,0

3,0

1,5

7,50

2,50

3,00

—-

—-

3,0

—-

Roçadeira

332,81

Total 4.º ano HM + HH/ha R$: * Esp./Cal. = Esparramação de Calcário

Operação

56,41

Frequência

276,40

Total 4.º ano HH/ha R$:

7,50

Total 4.º ano HM/ha R$:

Trator 60 Hp

243,15

Subtotal

2,50

3,00

24,32

—-

10,00

3,0

Somatório

Transporte interno

3,0

Custo HM/HH

3

Adubação química

3,0

—-

Roçadeira

—-

2

Capina mecânica

3,0

Trator 60 Hp

1,0

2

Frequência

Capina química

Operação

4,50

3,00

1,50

—-

—-

—-

1,5

Aplicação de herbicida

9,00

3,00

3,00

—-

—-

—-

3,0

Aplicação de herbicida

4,50

1,50

3,00

—-

—-

—-

3,0

Tanque

46,33

233,18

11,00

3,67

3,00

—-

3,0

—-

—-

Adubação/ Esp./Cal.*

279,51

46,33

233,18

2,25

1,50

1,50

—-

—-

—-

1,5

Tanque

Quinto ano

11,00

3,67

3,00

—-

3,0

—-

—-

Adubação/ Esp./Cal.*

Quarto ano

1,25

1,25

1,00

1,0

—-

—-

—-

Carreta

1,25

1,25

1,00

1,0

—-

—-

—-

Carreta

34,25

4,03

8,50

1,0

3,0

3,0

1,5

Tratorista

40,29

4,03

10,00

1,0

3,0

3,0

3,0

Tratorista

12,09

2,69

4,50

—-

3,0

—-

1,5

Diarista

16,12

2,69

6,00

—-

3,0

—-

3,0

Diarista

147

—-

Total 6 anos R$:

Replantio

Transporte interno

Somatório

Custo HM/HH

Subtotal

Total 7.º ano HM/ha R$:

Total 7.º ano HH/ha R$:

Total 7.º ano HM + HH/ha R$:

* Esp./Cal. = Esparramação de Calcário

3

Adubação química (3x)

170,21

24,32

7,00

1,00

—-

3,00

1,50

1,50

1 1

Capina química

Trator 60 Hp

Frequência

Capina mecânica

Operação

3,75

2,50

1,50

—-

—-

—-

1,50

—-

Roçadeira

233,24 3.892,14

Total 6.º ano HM + HH/ha R$:

* Esp./Cal. = Esparramação de Calcário

40,29

3,75

Total 6.º ano HH/ha R$:

170,21 192,96

Total 6.º ano HM/ha R$:

Subtotal

1,50 2,50

7,00

—-

24,32

Transporte interno

—-

3,00

Somatório

1,50

Custo HM/HH

3

Adubação química (3x)

Replantio

1,50

—-

Roçadeira

—-

1

Capina mecânica

1,50

Trator 60 Hp

1,00

1

Frequência

Capina química

Operação

4,50

3,00

1,50

—-

—-

—-

—-

1,50

2,25

1,50

1,50

—-

—-

—-

—-

1,50

Tanque

—-

233,24

11,00

3,67

3,00

—-

—-

3,00

—-

40,29

192,96

2,25

1,50

1,50

—-

—-

—-

—-

1,50

Tanque

Sétimo ano

11,00

3,67

3,00

—-

—-

3,00

—-

—-

Aplicação de Adubação/ herbicida Esp./Cal.*

4,50

3,00

1,50

—-

—-

—-

—-

1,50

Aplicação de Adubação/ herbicida Esp./Cal.*

Sexto ano

1,25

1,25

1,00

1,00

—-

—-

—-

—-

Carreta

1,25

1,25

1,00

1,00

—-

—-

—-

—-

Carreta

28,20

4,03

7,00

1,00

—-

3,00

1,50

1,50

Tratorista

28,20

4,03

7,00

1,00

—-

3,00

1,50

1,50

Tratorista

12,09

2,69

4,50

—-

—-

3,00

—-

1,50

Diarista

12,09

2,69

4,50

—-

—-

3,00

—-

1,50

Diarista

148

Subtotal/ano R$:

Total 7 anos R$:

unidade

Mudas (plantio/replantio)

kg

t

Sulfato de amônio

Formicida

t

Cloreto de potássio litros

t

Herbicida

t

Calcário

Superfosfato simples

Especificação

Unidade

Subtotal/ano R$:

unidade

Mudas (plantio/replantio)

kg

t

Sulfato de amônio

Formicida

t

Cloreto de potássio litros

t

Herbicida

t

Superfosfato simples

Unidade

Calcário

Especificação

2. MATERIAL CONSUMIDO

550,00

2,00

2,40

0,08

0,03

0,08

2,00

2.064,13

1.760,00

16,90

16,80

41,85

46,50

42,08

140,00

4.597,18

3,20

8,45

7,00

558,00

1.860,00

526,00

70,00

2,40

0,30

0,08

0,25

464,50

0,00

0,00

16,80

167,40

148,80

131,50

0,00

ANO 5 Preço/ Quantidade/ unidade R$/ha ha

3,20

8,45

7,00

558,00

1.860,00

526,00

70,00

Ano 1 Preço/ Quantidade/ unidade R$/ha ha

Ano 2

ANO 6

2,40

0,30

0,08

0,25

0,00

Quantidade/ ha

1,00

2,40

0,20

0,07

0,15

Quantidade/ ha

Ano 3

ANO 7

2,40

0,20

0,07

0,15

464,50

0,00

0,00

16,80

167,40

148,80

131,50

0,00

1,20

0,30

0,08

0,25

Quantidade/ R$/ha ha

345,95

0,00

8,45

16,80

111,60

130,20

78,90

0,00

Quantidade/ R$/ha ha

Ano 4

456,10

0,00

0,00

8,40

167,40

148,80

131,50

0,00

R$/ha

337,50

0,00

0,00

16,80

111,60

130,20

78,90

0,00

2,40

0,30

0,08

0,25

Quantidade/ R$/ha ha

464,50

0,00

0,00

16,80

167,40

148,80

131,50

0,00

R$/ha

149

R$/ha

Ano 1 Ano 2 Ano 3 Ano 4 Ano 5 Ano 6 Ano 7

Ano

Capital Taxa juro R$/ha utilizado

6% 242,97 6% 47,21 242,97 6% 43,48 47,21 242,97 6% 47,84 43,48 47,21 6% 44,64 47,84 43,48 6% 41,86 44,64 47,84 6% 41,36 41,86 44,64 242,97 47,21 43,48 47,84

242,97 47,21 43,48

4. ENCARGOS FINANCEIROS (Juros sobre capital utilizado)

Especificação Unidade Quantidade/ha Assistência técnica Ano 1 Ano 2 Ano 3 Ano 4 Ano 5 Ano 6 Ano 7

Total 7 anos R$

3. OUTRAS DESPESAS (modelo)

242,97 47,21

Subtotal

242,97

Subtotal 242,97 290,18 333,66 381,50 426,14 468,00 509,36

150

2,00

28,00

horas/ha

Depr./ha

0,00

0,00

horas/ha

Depr./ha

0,00

0,00

horas/ha

Depr./ha

0,00

0,00

horas/ha

Depr./ha

0,00

0,00

horas/ha

Depr./ha

0,00

0,00

horas/ha

Depr./ha

0,00

0,00

horas/ha

Depr./ha

49,41

7,00

7,06

49,41

7,00

7,06

60,00

8,50

7,06

70,59

10,00

7,06

81,18

11,50

7,06

88,24

12,50

7,06

350,82

49,70

7,06

Trator 60 HP

0,00

0

1,44

0,00

0

1,44

0,00

0

1,44

0,00

0

1,44

0,00

0

1,44

0,00

0

1,44

2,16

1,50

1,44

Arado

* Esp./Cal. = Esparramação de Calcário

Total depreciação/ha ( 7 anos ) R$ :

14,00

Depr./hora

Ano 7

14,00

Depr./hora

Ano 6

14,00

Depr./hora

Ano 5

14,00

Depr./hora

Ano 4

14,00

Depr./hora

Ano 3

14,00

Depr./hora

Ano 2

14,00

Trator 110 HP

Depr./hora

Ano 1

Máquina/ implemento

0,00

0

1,07

0,00

0

1,07

0,00

0

1,07

0,00

0

1,07

0,00

0

1,07

0,00

0

1,07

2,13

2,00

1,07

Grade

11,00

3,00

3,67

11,00

3,00

3,67

11,00

3,00

3,67

11,00

3,00

3,67

11,00

3,00

3,67

11,00

3,00

3,67

4,40

1,20

3,67

Adubação/ Esp./Cal.*

5. DEPRECIAÇÃO DE MÁQUINAS E IMPLEMENTOS

0,00

0,00

4,80

0,00

0,00

4,80

0,00

0,00

4,80

0,00

0,00

4,80

0,00

0

4,80

0,00

0

4,80

9,60

2,00

4,80

Terraceador

3,00

1,50

2,00

3,00

1,50

2,00

6,00

3,00

2,00

6,00

3,00

2,00

9,00

4,50

2,00

9,00

4,50

2,00

24,00

12,00

2,00

Roçadeira

0,00

0,00

0,64

0,00

0,00

0,64

0,00

0,00

0,64

0,00

0,00

0,64

0,00

0

0,64

0,00

0

0,64

0,77

1,20

0,64

Sulcateador

6,00

1,50

4,00

6,00

1,50

4,00

6,00

1,50

4,00

12,00

3,00

4,00

12,00

3,00

4,00

12,00

3,00

4,00

0,00

0,00

4,00

Aplicação de herbicida

1,20

1,00

1,20

1,20

1,00

1,20

1,20

1,00

1,20

1,20

1,00

1,20

1,20

1,00

1,20

2,40

2,00

1,20

28,80

24,00

1,20

7,00

7,00

1,00

7,00

7,00

1,00

8,50

8,50

1,00

10,00

10,00

1,00

11,50

11,50

1,00

12,50

12,50

1,00

6,00

6,00

1,00

Tanque Carreta

1.076,41

77,61

77,61

92,70

110,79

125,88

135,14

456,68

Subtotal

151

1 1 1

Galpão de máquinas (40 m )

Instalação elétrica

Instalação hidráulica

1 1 1 1

Depósito (40 m2)

Galpão de máquinas (40 m2)

Instalação elétrica

Instalação hidráulica

4,80 281,55

Energia elétrica

Total/ano R$:

Total 7 anos R$:

6,00

Impostos e taxas (ITR, Pref., etc.)

R$/ha 270,75

Mão-de-obra fixa (administrador)

Discriminação

Ano 1

281,55

4,80

6,00

270,75

R$/ha

Ano 2

281,55

4,80

6,00

270,75

R$/ha

Ano 3

3,33

4,00

8,00

10,00

40,00

16,67

Deprec.

Total Depreciação/ha - 7 anos R$:

2.500,

5.000,

8.000,

10.000,

60.000,

25.000,

Valor

82,00

3,33

4,00

8,00

10,00

40,00

16,67

Ano 5

2.500,

5.000,

8.000,

10.000,

60.000,

25.000,

Deprec.

Ano 1 Valor

82,00

15

25

20

20

30

30

Duração (anos)

15

25

20

20

30

30

Duração (anos)

Total Depreciação/ha (por ano) R$: 574,00

4

Casa do trabalhador (48 m ) 2

1

2

Casa do administrador (60 m )

Descrição

Total Depreciação/ha (por ano) R$:

2

7. ADMINISTRAÇÃO E DESPESAS GERAIS

1

Quantidade

4

Casa do trabalhador (48 m )

Depósito (40 m2)

2

1

2

Quantidade

Casa do administrador (60 m )

Descrição

6. DEPRECIAÇÃO DE BENFEITORIAS E INSTALAÇÕES

82,00

R$/ha 270,75

281,55

4,80

6,00

3,33

4,00

8,00

10,00

40,00

16,67

1.000

4.000

2.400

3.200

19.200

8.400

R$/ha

281,55

4,80

6,00

270,75

82,00

3,33

4,00

8,00

10,00

40,00

16,67

281,55

4,80

6,00

270,75

R$/ha

Ano 6

82,00

3,33

4,00

8,00

10,00

40,00

16,67

Deprec.

Ano 7 Valor

1.000

4.000

2.400

3.200

19.200

8.400

Deprec.

Ano 3 Valor

Ano 5

Deprec.

Ano 4

1.000

4.000

2.400

3.200

82,00

3,33

4,00

8,00

10,00

40,00

16,67

Ano 6

19.200

8.400

Valor

1.000

4.000

2.400

3.200

19.200

8.400

Deprec.

Ano 2 Valor

1.970,85

281,55

4,80

6,00

270,75

R$/ha

Ano 7

1.000

4.000

2.400

3.200

19.200

8.400

82,00

3,33

4,00

8,00

10,00

40,00

16,67

Deprec.

Ano 4 Valor

152

Discriminação Administrador Tratorista Mensalista Diarista

Data: Outubro/2009 Salário/mês FGTS INSS 813,75 70,53 85,61 697,50 60,45 73,38 465,00 40,30 48,92 465,00 40,30 48,92

9. CÁLCULO DO CUSTO DA MÃO-DE-OBRA

Valor atual

Férias + 1/3 90,42 77,50 51,67 51,67

Salário mínimo R$ 465,00 (ano 2009) 13.º Salário Custo/mês Custo/dia 67,81 1.128,11 37,60 58,13 966,95 32,23 38,75 644,63 21,49 38,75 644,63 21,49

Custo/hora 4,70 4,03 2,69 2,69

Custo Custo Vida útil Valor Reparo Combustível/ Operação/hora Deprec. total/hora Descrição da Manutenção Lubrificante hora U$ U$ R$ U$ Dolar sucata Horas Anos R$ R$ Dólar Dólar Trator 110HP 105.000,00 60.693,60 21.000 6.000 8 14,00 33,58 47,58 27,50 14,00 61,58 35,59 Trator 60HP 60.000,00 34.682,10 12.000 6.800 8 7,06 18,32 25,37 14,67 7,06 32,43 18,75 Terraceador 15.000,00 8.670,52 3.000 2.500 12 7,20 0,00 7,20 4,16 4,80 12,00 6,94 Arado 4.500,00 2.601,16 900 2.500 12 2,16 0,00 2,16 1,25 1,44 3,60 2,08 Grade 4.000,00 2.312,14 800 3.000 10 1,33 0,00 1,33 0,77 1,07 2,40 1,39 Rotativa 12.000,00 6.936,42 2.400 1.600 10 7,50 0,00 7,50 4,34 6,00 13,50 7,80 Roçadeira 4.000,00 2.312,14 800 1.600 10 2,50 0,00 2,50 1,45 2,00 4,50 2,60

Data: Outubro/09 Diesel R$: 1,85 Dólar: R$ 1,73

8. CÁLCULO DO CUSTO DE HORA/MÁQUINA

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS AGROFIT. Sistema de Agrotóxicos Fitossanitários. Disponível em: <http://agrofit.agricultura.gov.br/agrofit_cons/principal_agrofit_cons> Acesso em: 15/6/2009.

ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE NORMAS TÉCNICAS – ABNT. NBR 11597: Borracha natural: requisitos e métodos de ensaio, Rio de Janeiro, 1997.

BATAGLIA, O.C. et al. “Efeito da adubação NPK sobre o período de imaturidade da seringueira.” Campinas, IAC, Bragantia, n.2, vol. 58, 1999, p.375-374.

BATAGLIA, O.C. et al. “Resposta da seringueira clone RRIM 600 à adubação NPK em solo podzólico vermelho-amarelo.” Campinas, IAC, Bragantia, n.2, vol. 57, 1998, p.367-377.

BATAGLIA, O.C.; CARDOSO, M. e CARRETERO, M.V. “Situação nutricional de seringais produtivos no Estado de São Paulo”. Campinas, IAC, Bragantia, n.1, vol. 47, 1988, p.109-123.

BATAGLIA, O.C.; DECHEN, A.R. e SANTOS, W.R. “Diagnose visual e análise de plantas”. In: DECHEN, A.R.; BOARETTO, A.E. e VERDADE, F.C. (ed.). Adubação, produtividade e ecologia. Campinas: Fundação Cargill, 1992. p.369-393.

BATAGLIA, O.C. e GONÇALVES, P.S. “Seringueira”. In: RAIJ, B. van, CANTARELLA, H.; QUAGGIO, J.A. e FURLANI, A.M.C. (eds.). Recomendações de adubação e calagem para o Estado de São Paulo. Campinas: Instituto Agronômico/Fundação IAC, 1997. p.243. (Boletim técnico, 100) BATISTA FILHO, A.; LEITE, L.G.; LAMAS, C.; MARTINS, A.L.M.; SILVEIRA, L.C.P. e ALVES, L.F.A. “Flutuação populacional do percevejo-de-renda Leptopharsa heveae em Pindorama, SP”. São Paulo, Arquivos do Instituto Biológico, n.4, vol. 70, 2003, p.435-439.

BELLINI, M.R.; FERES, R.J.F. e BUOSI, R. “Ácaros (Acari) de seringueira (Hevea brasiliensis Müell.

Arg., Euphorbiaceae) e de euforbiáceas espontâneas no interior dos cultivos”. Londrina, Neotropical Entomology, n.4, vol. 37, 2008, p.463-471.

BELLINI, M.R.; MORAES G.J. e FERES R.J.F. “Ácaros (Acari) de dois sistemas de cultivo da seringueira no noroeste do Estado de São Paulo”. Londrina, Neotropical Entomology, n.3, vol. 34, 2005a, p.457-484.

BELLINI, M.R.; MORAES G.J. e FERES R.J.F. “Plantas de ocorrência espontânea como substratos alternativos para fitoseídeos (Acari, Phytoseiidae) em cultivos de seringueira Hevea brasiliensis Müell.

Arg. (Euphorbiaceae)”. São Paulo, Revista Brasileira de Zoologia, n.1, vol. 22, 2005b, p.35-42.

153

BENESI, J.F.C. “Principais fatores que interferem na produtividade do seringal em explotação”. In: GONÇALVES, P.S. e BENESI, J.F.C. (ed.) Ciclo de Palestras sobre a Heveicultura Paulista, 1., Barretos, 1998. Anais. Barretos: Secretaria da Agricultura e Abastecimento do Estado de São Paulo/Associação Paulista dos Produtores e Beneficiadores de Borracha. 1999. p. 141-156.

BERGAMIN FILHO, A. e CARDOSO, C.O.N. “Doenças da seringueira”. In: GALLI. F. et al. Manual de Fitopatologia. São Paulo: Ed. Agronômica Ceres. vol. 2, cap. 32, 1980.

BRIGNANI NETO, F.; FURTADO, E.L.; CARDOSO, R.M.G.; OLIVEIRA, D.A. e ROLIM, P.R.R. “Efeito de fungicidas sistêmicos no ciclo biológico de Microcyclus ulei, agente causal da queima-da-folha-da-seringueira (Hevea spp.)”. Jaguariúna, Summa Phythopatologica, n.3 e 4, vol. 17, 1991, p. 238-246.

CAMARGO, A.P. e CAMARGO, M.B.P. “Aptidão climática da heveicultura no Brasil”. In: ALVARENGA A.P e CARMO, C.A.F.S.(eds.). Seringueira. Centro Tecnológico da Zona da Mata, Epamig, 2008. p. 25-50.

CAMARGO, A.P. de; CARDOSO, R.M.G. e SCHMIDT, N.C. “Comportamento ecológico do mal-das-folhas-da-seringueira nas condições climáticas do Planalto Paulista”. Campinas, IAC, Bragantia, vol. 26, 1967, p.1-18.

CARDOSO, E.G. “Estudo da atividade acaricida de ésteres de sacarose em ácaros (Acari) de Hevea brasiliensis Müell. Arg. (Euphorbiaceae)”. Ibilce/Unesp, Mestrado em Biologia Animal. 2007. 49p.

CARDOSO, M. Instruções para a cultura da seringueira. 3 ed. Campinas: Instituto Agronômico, 1939.

50p. (Boletim, 196) CARDOSO, M. “Seringueira”. In: RAIJ, B. van; SILVA, N.M.; BATAGLIA, O.C.; QUAGGIO, J.A.; HIROCE, R.; CANTARELLA, H.; BELINAZZI JÚNIOR, R.; DECHEN, A.R. e TRANI, P.E. (ed.). Recomendação de adubação e calagem para o Estado de São Paulo. Campinas: Instituto Agronômico, 1992, 285p. (Boletim Técnico, 100) CARDOSO, R.M.G. e ROSSETTI, V.V. “Doenças da seringueira no Estado de São Paulo”. In: Congresso da Sociedade de Botânica do Brasil, 14, Manaus, AM, Anais, 1964, p. 49-50.

CARPENTER, J.B. e STEVENSON, J.A. “A secondary leaf apost of the Hevea rubber tree caused by Glomerella cingulata”. Beltsville, Plant Disease Reporter, n.7, vol. 38, 1954, p.494-499.

CELESTINO FILHO, P. e MAGALHÃES, F.E.L. Ocorrência do fungo Sporotrix insectorum Hoog & Evans, parasitando a mosca-de-renda (Leptopharsa heveae Drake & Poor) em seringal de cultivo. Manaus: Embrapa, CNPSD, 1986. 2p. (Informativo técnico, 42) CHEE, K.H. e HOLLIDAY, P. “South American leaf bligth of Hevea rubber”. Kuala Lumpur, MRRDB, 1986, 50p.Malaysian Rubber Reasearch and Development Board. (Monograph, n. 13) CIVIDANES, F.J.; FONSECA, F.S. e GALLI, J.C. “Biologia de Leptopharsa heveae Drake & Poor (Heteroptera: Tingidae) e a Relação de suas exigências térmicas com a flutuação populacional em seringueira”. Londrina, Neotropical Entomology, n.6, vol. 33, 2004a, p. 685-691.

CIVIDANES, F.J.; FONSECA, F.S. e SANTOS, T.M. “Distribuição de Leptopharsa heveae em seringal no Estado de São Paulo”. Brasília, PAB, n.10, vol. 39, 2004b, p.1.053-1.056.

154

CORTEZ, J.V e BENESI, J.F.C. Contribuição do Estado de São Paulo para aumento da produção de borracha natural. São Paulo: Secretaria da Agricultura – Câmara Setorial de Borracha Natural. 2000.

CORTEZ, J.V. e MARTIN, N.B. “A sazonalidade da produção da seringueira e a política brasileira de contingenciamento da importação de borracha natural”. São Paulo, Informações Econômicas, vol.

26, 1996, p.45-54.

DAUD, R.D. e FERES, R.J.F. “Dinâmica populacional de ácaros fitófagos (Acari: Eriophyidae, Tenuipalpidae) em seis clones de seringueira no sul do Estado de Mato Grosso”. Curitiba, Revista Brasileira de Entomologia, vol. 51, 2007, p. 377-381.

DEAN, W. A luta pela borracha no Brasil: Um estudo de história ecológica. São Paulo: Nobel. 1989.

DEMITE, P.R. e FERES R.J.F. “Influência de vegetação vizinha na distribuição de ácaros em seringal (Hevea brasiliensis Müell. Arg., Euphorbiaceae) em São José do Rio Preto, SP”. Londrina, Neotropical Entomology, n.5, vol. 34, 2005, p. 829-836.

DEMITE, P.R. e FERES R.J.F. “Ocorrência e flutuação populacional de ácaros associados a seringais vizinhos de fragmentos de cerrado”. Londrina, Neotropical Entomology, n. 1, vol. 36, 2007, p. 117-127.

DESENVOLVENDO INDÚSTRIAS DE MADEIRA DE SERINGUEIRA. Workshop. Malásia –Tailândia.

2001.

FERES, R.J.F. “A new species of Calacarus keifer (Acari, Eriophyidae, Phyllocoptinae) from Hevea brasiliensis Müell. Arg. (Euphorbiaceae) from Brazil”. Ludhiana, International Journal of Acarology, n.1, vol. 18, 1992, p. 61-65.

FERES, R.J.F. “Two nem Phyllocoptine mites (Acari: Eriophyidae) from Hevea brasiliensis Müell. Arg. (Euphorbiaceae) from Brazil”. Ludhiana, International Journal of Acarology, n.1, vol. 24, 1998, p.69-74.

FERES, R.J.F. e NUNES, M.A. “Ácaros (Acari, Arachnida) associados a euforbiáceas nativas em áreas de cultivo de seringueiras (Heveae brasiliensis Müell. Arg., Euphorbiaceae) na região noroeste do Estado de São Paulo, Brasil”. São Paulo, Revista Brasileira de Zoologia, n.4, vol. 18, 2001, p. 1.253-1.264.

FERES, R.J.F.; ROSSA-FERES, D.C.; DAUD, R.D. e SANTOS, R.S. “Diversidade de ácaros (Acari, Arachnida) em seringueiras (Hevea brasiliensis Müell. Arg., Euphorbiaceae) na região noroeste do Estado de São Paulo, Brasil”. São Paulo, Revista Brasileira de Zoologia, n.1, vol. 19, 2002, p.137-144.

FERLA, N.J. e MORAES, G.J. de. “Flutuação populacional e sintomas de dano por ácaros (Acari) em seringueira no Estado do Mato Grosso, Brasil”. Viçosa, Revista Árvore, n.2, vol. 32, 2008, p. 365-376.

FERLA, N.J. e MORAES, G.J. de. “Ciclo biológico de Calacarus heveae Feres, 1992 (Acari, Eriophyidae)”. Curitiba, Revista Brasileira de Entomologia, n.3, vol. 47, 2003a, p. 399-402.

FERLA, N.J. e MORAES, G.J. de. “Efeito de diferentes concentrações de acaricidas e inseticidas-acaricidas sobre Calacarus heveae Feres, 1992 e Tenuipalpus heveae Baker, 1945 (Acari: Eriophyidae e Tenuipalpidae)”. São Leopoldo, Acta Biologica Leopoldensia, n.2, vol. 25, 2003b, p.179-185.

FERLA, N.J. e MORAES, G.J. de. “Ácaros (Arachnida, Acari) da seringueira (Hevea brasiliensis Müell.

Arg.) no Estado de Mato Grosso, Brasil”. Curitiba, Revista Brasileira de Zoologia, n.3, vol. 19, 2002, p. 867-888.

155

FERLA, N.J. e MORAES, G.J. de. “Seletividade de acaricidas e inseticidas a ácaros predadores (Acari: Phytoseiidae) encontrados em seringueira no centro-oeste do Brasil”. Santa Maria, Ciência Rural, n.2, vol. 36, 2006, p.357-362.

FERLA, N.J.; MORAES, G.J. e BONATO, O. “Distribuição espacial e plano de amostragem de Calacarus heveae (Acari) em seringueira”. Porto Alegre, Iheringia. n.4, vol. 97, 2007, p. 447-451. (Série Zoologia) FERRARI FILHO, P.E.B.; RINALDI, I.M.P. e FERES, R.J.F. “Predação e imobilização do percevejo-de-renda-da-seringueira Leptopharsa heveae (Hemiptera: Tingidae) por aranhas tecelãs e caçadoras (Araneae: Theridiidae e Salticidae)”. Piracicaba, Revista de Agricultura, vol. 83, 2008.

FONSECA, F.S. Pragas da seringueira. In: Congresso Brasileiro de Heveicultura, 1., Guarapari, 2007.

FONSECA, H.S. e JAEHN, A. “Reações de porta-enxertos de seringueira (H. brasiliensis) a Meloidogyne javanica”. In: Congresso Brasileiro de Nematologia 21, Maringá, Resumos, 1998, p.61.

FONSECA, H.S.; JAEHN, A. e SILVA, M.F.A. “Reações de porta-enxertos de alguns cultivares de seringueira (H. brasiliensis) a Meloidogyne exigua”. In: Congresso Brasileiro de Nematologia 21, Maringá, Resumos, 1998, p.33.

FOREIGN exchange clones: Six report. Planters’Bulletin of the Rubber Research Institute of Malaya, Kuala Lumpur, vol.112, 1971, p. 33-51.

FURQUIM, G.V. Flutuação populacional de ácaros e caracterização de sintomas de Calacarus heveae em clones de seringueira (Hevea brasiliensis Müell. Arg.) cultivados em Jaboticabal-SP. Jaboticabal: Unesp/FCAV, 1994. 33p. (Trabalho de graduação).

FURTADO, E.L e TRINDADE, D.R. “Doenças da seringueira (Hevea brasiliensis Müell. Arg.)”. In: BERGAMIN FILHO, A. et al. Manual de Fitopatologia, vol. II. 4 ed. São Paulo: Agronômica Ceres, 2005. 663p.

FURTADO, E.L. e SILVEIRA, A.P. “Doenças da seringueira em viveiros e jardim clonal”. In: MEDRADO, M.J.S. et al. Formação de mudas e plantio de seringueira, Piracicaba: Esalq/USP, 1992, p. 52-65.

FURTADO, E.L.; SILVEIRA, A.P.; LOEBMANN, G.M. e MARTINS, A.N. “Nova ocorrência de oídio da seringueira no Estado de São Paulo”. In: Reunião Anual do Instituto Biológico, 5, São Paulo, Anais, 1992, p. Resumo.

GASPAROTTO, L.; TRINDADE, D.R. e SILVA, H.M. Doenças da seringueira. Manaus: Embrapa-CNPSD, 1984, 71p. ( Circular Técnica, 4) GASPAROTTO, L.; ZAMBOLIN, L.; MAFFIA, L.A.; RIBEIRO DO VALE, F.X. e JUNQUEIRA, N.T.V. “Epidemiologia do mal-das-folhas-da-seringueira. I - Ponte Nova – MG”. Brasília, Fitopatologia Brasileira, n. 1, 1989, p. 65-70.

GEEST, L.P.S. VAN DER; MORAES, G.J.; NAVIA, D. e TANZINI, M.R. “New records of pathogenic fungi in mites (Arachnida: Acari) from Brazil”. Londrina, Neotropical Entomology, n.3, vol. 31, 2002, p.493-495.

GONÇALVES, P.S.; AGUIAR, A.T.E. e GOUVÊA, L.R.L. “Expressão fenotípica de clones de seringueira na região noroeste do Estado de São Paulo”. Campinas, IAC, Bragantia, n.3, vol. 26, 2006, p.389-398.

156

GONÇALVES, P.S.; BORTOLETTO, N.; FURTADO, E.L.; SAMBUGARO, R. e BATAGLIA, O.C. “Desempenho de clones de seringueira da série IAC 300 selecionados para a região noroeste do Estado de São Paulo”. Brasília, PAB, n.4, vol. 36, 2001a, p.589-599.

GONÇALVES, P.S.; BORTOLETTO, N.; ORTOLANI, A.A.; BELLETTI, G.O. e SANTOS, W.R. dos.

“Desempenho de novos clones de seringueira III. Seleções promissoras para a região de Votuporanga - Estado de São Paulo”. Brasília, PAB, vol. 34, 1999, p.971-980.

GONÇALVES, P.S.; BORTOLETTO, N.; SAMBUGARO, R.; FURTADO, E.L.; BATAGLIA, O.; ORTOLANI, A.A. e GODOY JÚNIOR, G. “Desempenho de clones de seringueira de origem amazônica no planalto do Estado de São Paulo”. Brasília, PAB, n.12, vol. 36, 2001b, p.1.469-1.477.

GONÇALVES, P.S.; CARDOSO, M.; CAMPANA, M.; FURTADO, E.L. e TANZINI, M.R. “Desempenho de novos clones de seringueira da série IAC II. Seleções promissoras para a região do planalto do Estado de São Paulo”. Brasília, PAB, n.8, vol. 29, 1994, p.1.215-1.225.

GONÇALVES, P.S.; CARDOSO, M.; LAVORENTI., C.; BOAVENTURA, M.A.M. e SAES, L.A. Comportamento de alguns clones de seringueira (Hevea spp.) em Registro na região do Vale do Ribeira, Estado de São Paulo. Campinas, IAC, 1991a. 26p. (Boletim Científico, 23) GONÇALVES, P.S.; CARDOSO, M.; MENTE, E.M.; MARTINS, A.L.M.; GOTTARDI, M.V.C. e ORTOLANI, A.A. “Desempenho preliminar de clones de seringueira na região de São José do Rio Preto, Planalto do Estado de São Paulo”. Campinas, IAC, Bragantia, n.2, vol. 52, 1993, p.119-130.

GONÇALVES, P.S.; MARTINS, A.L.M.; FURTADO, E.L.; SAMBUGARO, R.; OTTATI, E.L.; ORTOLANI, A.A. e GODOY JÚNIOR, G. “Desempenho de clones de seringueira da série IAC 300 na região do planalto de São Paulo”. Brasília, PAB, n.2, vol.37, 2002, p.131-138.

GONÇALVES, P.S.; PAIVA, J.R. de; TRINDADE, D.R.; VALOIS, A.C.C. e VIEGAS, I. de J.M. “Comportamento preliminar de alguns clones de seringueira”. Brasília, PAB, n.10, vol. 17, 1982, p.1.447-1.456.

GONÇALVES, P.S.; SAES, L.A.; FURTADO, E.L.; SAMBUGARO, R. e SAKAI, M. “Clones promissores de seringueira para a região do Vale do Ribeira, São Paulo”. Brasília, PAB, n.12, vol. 35, 2000, p.2.343-2.353.

GONÇALVES, P.S.; SOUZA, S.R. de; BRIOSCHI, A.P.; VIRGENS FILHO, A. de C.; MAY, A. e ALARCON, R.S.C. “Efeito da freqüência de sangria e estimulação no desempenho produtivo e econômico de clones de seringueira”. Brasília, PAB, n.6, vol. 35, 2000, p.1.081-1.091.

GONÇALVES, P.S.; SAES, L.A. “Desempenho de quatro clones de seringueira na região do Vale do Ribeira, SP”. Brasília, PAB, n.5, vol.26, 1991b, p.681-690.

GONÇALVES, P.S. et al. Manual de Heveicultura para o Estado de São Paulo. Instituto Agronômico.

Boletim Técnico IAC, 189. Campinas. 2001.

HASHIM, I. Severity of Colletotrichum SLF on GT 1 – A survey Planter’s Bulletin, Kuala Lumpur, vol.177, 1989, p.124-127.

HASSAN, M.J.M. “Viability rubber forest plantation”. Malaysian Rubber Board – MRB, 2003. (Monograph n.º 6) 157

HERNANDES, F.A. e FERES, R.J.F. “Diversidade e sazonalidade de ácaros (Acari) em seringal (Hevea brasiliensis Müell. Arg.) no noroeste do estado de São Paulo”. Londrina, Neotropical Entomology, n.4, vol. 35, 2006a, p.523-535.

HERNANDES, F.A. e FERES, R.J.F. “Review about mites (Acari) of rubber trees (Hevea spp., Euphorbiaceae) in Brazil”. São Paulo, Biota Neotropica, n.1, vol. 6, 2006b. Disponível em: <http://www. biotaneotropica.org.br/v6n1/pt/abstract?article+bn00406012006>. Acesso em: 16/9/2008.

HILTON, R.N. “South American leaf bligth. A revision of the literature relating to its degradations in South America, its threat to the Far East and the methods avaiable for its control”. Journal Rubber Research Institute Malaysia, n.1, vol. 14, 1989, p. 38-41.

HOLLIDAY, P. “South American leaf bligth (Microcyclus ulei) on Hevea brasiliensis. Kew - England Commonwealth Mycological Inst”. Phytopathology Paper,12, 1970, 51p.

INSTITUT DE RECHERCHES SUR LE CAUTCHOUC. Clone RRIM 600: fiche technique A-7. Paris, 1976a. 4p.

INSTITUT DE RECHERCHES SUR LE CAUTCHOUC. Clone GT 1: fiche technique A-1. Paris, 1976b. 4p.

INSTITUT DE RECHERCEHS SUR LE CAUTCHOUC. Clone PB 235: fiche technique A-4. Paris, 1976c. 4p.

INSTITUT DE RECHERCHES SUR LE CAUTCHOUC. Clone PR 107: fiche technique A-2. Paris, 1976d.

INSTITUTO BRASILEIRO DO MEIO AMBIENTE E RECURSOS NATURAIS RENOVÁVEIS – Laboratório de Produtos Florestais. Madeira de Hevea brasiliensis: Adequação tecnológica para sua utilização. Brasília. 1999.

JUNQUEIRA, N.T.; GASPAROTTO, L.; LIEVEREI, R.; NORMANDO, M.C.S. e LIMA, M.I.P.M. “Especialização fisiológica de Microcyclus ulei em diferentes espécies de seringueira: Identificação de grupos de patótipos”. Brasília, Fitopatologia Brasileira, n.2, vol. 14, 1989, p.147.

JUNQUEIRA, N.T.V.; PINHEIRO, E.; ALVES, R.T.; CELESTINO FILHO, P.; PEREIRA, A.V.; OLIVEIRA, M.A.S.; FIALHO, J.F. e GASPAROTTO, L. Controle biológico do percevejo-de-renda (Leptopharsa heveae Drake & Poor) em seringais de cultivo. Planaltina: Embrapa Cerrados, 1999. 30p. (Circular Técnica, n.º 3) KELMANM, W. e HONG, L.T. Rubberwood – The success of an agricultural by product. Unasylva 201. vol.51. 2000.

LANGFORD, M.H. “South American leaf bligth of Hevea rubber trees”. U.S. Department of Agriculture Tech. Bull. 882, 1945, 31p.

LARA, F.M. e TANZINI, M.R. “Nonpreference of the lace bug Leptopharsa heveae Drake & Poor (Heteroptera: Tingidae) for rubber tree clones”. Londrina, Anais da Sociedade Entomológica do Brasil, n.3, vol. 26, 1997, p.429-434.

LION, A. e SOUZA, M.I.T. de. “Observações de campo na Guamá Agroindustrial S/A. In: Seminário Brasileiro sobre Recomendações de Clones de Seringueira, 1. Brasília, 1982”. Anais. Brasília: Embrapa-DDT, 1983. p.59-64.

158

LORDELLO, A.I.L.; LORDELLO, R.R.A. e GONÇALVES, P.S. Comportamento de porta-enxertos de seringueira em relação a Meloidogyne javanica e M.incognita. In: Congresso Brasileiro de Nematologia, 20, Gramado, 1997, p.79 LUKMAN. “Comunicação Especial: Notações internacionais revisadas para os sistemas de exploração”.

Revista do Instituto de Pesquisa da Borracha da Malásia, vol. 31 n.2, 1983, p.130-140.

MALAVOLTA, E. Elementos de nutrição mineral de plantas. São Paulo: Ed. Agronômica Ceres, 1980.

251p.

MALAVOLTA, E.; VITTI, G.C. e OLIVEIRA, S.A. Avaliação do estado nutricional das plantas: Princípios e aplicações. 2 ed. Piracicaba: Potafós, 1997. 319p.

MARQUES, J.R.B.; GOMES, A.R.S.; VIRGENS FILHO, A. de C. e SANTOS, P.M. dos Informações preliminares sobre germoplasma de seringueira (Hevea spp.) na Estação Experimental Djalma Bahia. Itabuna: Centro de Pesquisas do Cacau, 1988. 24p. (Boletim Técnico, 157).

MARSCHNER, H. Mineral nutrition of higher plants. Nova York: Academic Press, 1986,674p.

MARTIN, N.B. e ARRUDA, S.T. “A produção da borracha natural: situação e perspectivas”. Informações Econômicas, São Paulo”, vol. 23, n.9, 1993, p. 9-55.

MARTIN, N.B. e ARRUDA, S.T. “Rentabilidade da cultura da seringueira”. Informações Econômicas.

São Paulo. vol.22, n.7, 1992, p. 37-51.

MARTINEZ, A.A.; LORDELLO, L.G.E. e LORDELLO, R.R.A. “Nota sobre nematóides que atacam seringueira no Estado de São Paulo”. Revista de Agricultura, vol.47, 1972, p.159-160.

MARTINS, G.L.M. “Distribuição espacial e plano de amostragem seqüencial de ácaros fitófagos na cultura da seringueira [Hevea brasiliensis (Wild. Ex Adr. de Juss.) Müell. Arg.]”. Dissertação de Mestrado em Agronomia – Sistemas de Produção, Ilha Solteira, Unesp, 2008. 123p.

MELUSSI, O. e FURTADO, E.L. “Levantamento e avaliação preliminar a nível de campo dos clones de seringueira, implantação na região do Vale do Ribeira”. 13p., 1985. (Mimeografado) MENTEN, J.O.M.; FURTADO, E.L.; CARVALHO, J.C. e GODOY JUNIOR, G. “RH 7592 no controle do mal das folhas da seringueira causado por Microcyclus ulei”. Brasília, Fitopatologia Brasileira, n.2, vol. 14, 1989. 140p.

MONTEVERDE, M.S. “Comportamento de clones de seringueira quanto ao ataque de Tenuipalpus heveae Baker (Acari: Tenuipalpidae) e potencial de Euseius citrifolius Denmark & Muma (Acari: Phytoseiidae) como seu predador”. Dissertação de Mestrado em Agronomia – Sistemas de Produção Ilha Solteira, Ilha Solteira, Unesp, 2006. 87p.

MORAES, G.J. e FLECHTMANN, C.H.W. Manual de Acarologia: Acarologia básica e ácaros de plantas cultivadas no Brasil. Ribeirão Preto: Holos, 2008. 288p.

MORAES, L.A.C., MORAES, V.H.F. e MOREIRA, A. “Relação entre a flexibilidade do caule de seringueira e a carência de boro”. Brasília, PAB, n. 10, vol.37, 2002, p.1.431-1.436.

MOREIRA, A.; MORAES, V.H.F. e CASTRO, C. “Fontes e doses de boro em porta-enxertos de seringueira”. Brasília, PAB, n.8, vol.41, 2006, p. 1.291-1.298.

159

MOREIRA, I.P.S.A. “Leptopharsa heveae (Drake & Poor) e seus danos às mudas de Hevea brasiliensis (Müell.)”. Dissertação de Mestrado em Ciências, Engenharia Florestal. Universidade Federal do Paraná, Curitiba, 1985. 48p.

MURBACH, M.R. et al. “Adubação NPK e produção de borracha seca pela seringueira (Hevea brasiliensis)”. Piracicaba, Esalq/USP, Scientia Agricola, n.1, vol. 56, 1999, p.71-76.

MURBACH, M.R. et al. “Ciclagem de nutrientes em um seringal do clone RRIM 600”. Piracicaba, Esalq/ USP, Scientia Agricola, n.2, vol.60, 2003, p.353-357.

ORTOLANI, A.A.; PEDRO JUNIOR. M.J.; ALFONSI, R.R.; CAMARGO, M.B.P. e BRUNINI, O. “Aptidão agroclimática para regionalização da heveicultura no Brasil”. In: Seminário Brasileiro de Recomendações de Clones de Seringueira, Brasília, Anais,1983, p. 19-28.

PERALTA, D.S. et al. Posibilidades de utilización industrial de la madera de plantaciones de caucho en Colombia. Cali. Colômbia. 2004.

PEREIRA, A.V. e PEREIRA, E.B.C. “Mudas de Seringueira” Manaus: Embrapa/CNPSD, 1986, 52p.

(Circular Técnica 7) PEREIRA, J.P. Seringueira – Formação de mudas, manejo e perspectivas no noroeste do Paraná.

Londrina: Iapar, 1992, 60p. (Circular, 70) PEREIRA, J.P.; LUCCHESI, A.A. e SILVEIRA, R.I. “Adubação da seringueira no período de pós-enxertia.

I: relacionada à data de decepagem do porta-enxerto”. Piracicaba, Esalq/USP, Scientia Agricola, n.2, vol.50, 1993, p.204-211.

PERYEA, F.J. “Sample washing procedures influence mineral element concentrations in zinc sprayed apple leaves”. Communications in Soil Science and Plant Analysis, n.19-20, vol. 36, 2005, p.2.923-2.931.

PONTIER, K.J.B.; MORAES, G.J. e KREITER, S. “Biology of Tenuipalpus heveae (Acari, Tenuipalpidae) on rubber tree leaves”. Paris, Acarologia, n.4, vol. 41, 2000, p. 423-427.

PONTIER, K.J.B e FLECHTMANN, C.H.W. “Description of the immature stages of Tenuipalpus heveae Baker, 1945 (Acari, Prostigmata, Tenuipalpidae)”. Paris. Systematic & Applied Acarology, vol. 5, 2000, p. 77-81.

PRADO, R.M. Nutrição de plantas. São Paulo: Editora Unesp, vol. 1, 2008, 407p.

RAIJ, B. van. “Algumas reflexões sobre análise química de solo para recomendação de adubação”. In: Reunião Brasileira de Fertilidade do Solo e Nutrição de Plantas, 202. Piracicaba. Anais, Campinas: Fundação Cargill, 1992. p. 71-87.

RAIJ, B.van. e CANTARELLA, H. “Outras culturas industriais”. In: RAIJ, B. van, CANTARELLA, H.; QUAGGIO, J.A. e FURLANI, A.M.C. (eds.). Recomendações de adubação e calagem para o Estado de São Paulo. Campinas: Instituto Agronômico/Fundação IAC, 1997. p.233-236. (Boletim técnico, 100) RAO, S.B. Maladies of Hevea in Malaysia. Rubber Research Institute of Malaysia, Kuala Lumpur, 1975, p.56-57.

REIS, E.L. “Nutrição e adubação da seringueira”. Informe Agropecuário, Belo Horizonte: Epamig, n.

237, vol. 28, 2007, p. 59-69.

160

ROCHA, H.M. e VASCONCELOS FILHO, A.P. “Epidemiology of South American leaf bligth of rubber in the region of Ituberá, Brasil”. Turrialba, vol. 128, 1978, p.325-329.

RODRIGUES, B.N. e ALMEIDA, F.L.S. Guia de herbicidas. 5 ed. Londrina: Iapar, 2005. 592p.

ROLIM, P.R.R. “Colletotrichum gloeosporioides (sensu Arx, 1957) em seringueira (Hevea sp.): identificação e controle”. Piracicaba, 1992. (Doutorado, Escola Superior de Agricultura Luiz de Queiroz/USP).

ROQUE, C.G. et al. “Estado nutricional e produtividade da seringueira em solo com calcário aplicado superficialmente”. Brasília, PAB, n.5, vol.39, 2004, p.485-490.

RRIM branch induction. Planters’s Bulletin of the Rubber Research Institute of Malaysia. Kuala Lumpur, vol.130, 1974, p. 3-20.

RRIM planting recomendations 1986-8. Planters’s Bulletin of the Rubber Research Institute of Malaysia. Kuala Lumpur, vol. 186, 1986, p. 4-22.

RRIM planting recomendations 1989-91. Planters’s Bulletin of the Rubber Research Institute of Malaysia. Kuala Lumpur, vol. 198, 1989, p. 3-23.

Rubber forest plantation. Malaysian Rubber Board – MRB, 2003. (Monograph n.º 5) SANTOS, G.P. e PEREIRA, J.M.M. “Insetos e ácaros associados à cultura da seringueira”. In: ALVARENGA, A.P. e CARMO, C.A.F.S. (coord.). Seringueira. Viçosa: Epamig, 2008. p.535-597.

SANTOS, J.M.; MATTOS, C.; BARRE, L. e FERRAZ, S. Meloidogyne exigua, sério patógeno da seringueira nas plantações Michelin em Rondonópolis-MT. In: Congresso Brasileiro de Nematologia, 16, Lavras, 1992, p.75.

SANTOS, R.S. “Parasitismo de ovos de Leptopharsa heveae Drake & Poor, 1935 (Hemiptera: tingidae) em seringueira (Hevea brasiliensis Müell. Arg.) no Estado do Mato Grosso”. Tese de Doutorado em Agronomia, Entomologia Agrícola, Jaboticabal, Unesp, 2007. 104p.

SANTOS, R.S. e FREITAS, S. “Parasitismo de Erythmelus tingitiphagus (Soares) (Hymenoptera: Mymaridae) em Ovos de Leptopharsa heveae Drake & Poor (Hemiptera: Tingidae), em Plantios de Seringueira (Hevea brasiliensis Müell. Arg.)”. Londrina, Neotropical Entomology, n.5, vol. 37, 2008, p.571-576.

SCOMPARIN, C.H.J. “Crisopídeos (Neuroptera, Chrysopidae) em seringueira (Hevea brasilienses Müell Arg.) e seu potencial no controle biológico de percevejo-de-renda (Leptopharsa heveae Drake & Poor) (Hemiptera, Tingidae)”. Dissertação de Mestrado em Agronomia, Entomologia Agrícola, Jaboticabal, Unesp, 1997. 147p.

SECRETARIA DE AGRICULTURA E ABASTECIMENTO DO ESTADO DE SÃO PAULO. Coordenadoria de Defesa Agropecuária, Centro de Fiscalização de Insumos e Conservação de Solo. Produtos cadastrados para as culturas.

SELEÇÃO e Melhoramento da seringueira. In: Brasil, Ministério da Indústria e Comércio. Superintendência da Borracha. Heveicultura no Brasil: Relatório do Gerplase. Rio de Janeiro, 1970. p.97-120.

SILVA, H.A.S. “Influência de clones de seringueira [Hevea brasiliensis (Willd. ex Adr. de Juss.) Müell. Arg.] sobre o desenvolvimento populacional dos ácaros fitófagos e avaliação do desfolhamento provocado”.

Dissertação de Mestrado em Agronomia – Sistemas de Produção, Ilha Solteira, Unesp, 2007. 72p.

161

SILVEIRA, A.P. e CARDOSO, R.M.G. “Ocorrência de Colletotrichum gloeosporioides em seringueira (Hevea brasiliensis) no Estado de São Paulo”. In: Congresso Paulista de Fitopatologia, 10, Piracicaba, SP, 1987. Piracicaba, Summa Phythopatologica, n.1 e 2, vol. 13, 1987, p.19. Resumo.

SILVEIRA, A.P.; FURTADO, E.L. e LOPES, M.E.B.M. Antracnose da seringueira no Estado de São Paulo. Comunicado Técnico n.º 1, Instituto Biológico/SDPI, 1989, 3p.

SOBRAL, L. et al. Acertando o alvo 2: Consumo de madeira amazônica e certificação florestal no Estado de São Paulo. Belém: Imazon, 2002. 72p.

SOUZA, L.S.; VELINI, E.D.; MARTINS, D. e ROSOLEM, C.A. “Efeito alelopático de capim-braquiária (Brachiaria decumbens) sobre o crescimento inicial de sete espécies de plantas cultivadas”. Planta daninha [online]. n.4, vol.24, 2006, p. 657-668.

SUPERINTENDÊNCIA DA BORRACHA. “Resultados dos grupos de Trabalho. In: Seminário Brasileiro sobre Recomendações de Clones de Seringueira 1., Brasília, 1982”. Anais. Brasília: Embrapa-DDT, 1983. p.11-19.

TANZINI, M. “Pragas dos seringais e seu controle”. In: GONÇALVES, E.C.P.; BACCHIEGA, A.N. (ed.).

Ciclo de palestras sobre a heveicultura paulista, 5., 2006. São José do Rio Preto. Anais. São José do Rio Preto: Secretaria da Agricultura e Abastecimento do Estado de São Paulo/Associação Paulista dos Produtores e Beneficiadores de Borracha. 2006. p.145-151.

TANZINI, M.R. “Controle do percevejo-de-renda-da-seringueira (Leptopharsa heveae) com fungos entomopatogênicos”. Tese de Doutorado em Ciências, Entomologia. Universidade de São Paulo, Piracicaba, 2002. 140p.

TANZINI, M.R.; ALVES, S.B.; TAMAI, M.A.; MORAES, G.J. e FERLA, N.J. “An epizootic of Calacarus heveae (Acari: Eriophyidae) caused by Hirsutella thompsonii on rubber trees”. Dordrecht, Experimental & Applied Acarology, vol. 24, 2000, p.141-144.

TANZINI, R.M. e LARA, F.M. “Biologia do percevejo-de-renda-da-seringueira Leptopharsa heveae Drake & Poor (Heteroptera: Tingidae)”. Espírito Santo do Pinhal, Ecossistema, vol. 23, 1998, p.65-67.

TANZINI, R.M. “Manejo integrado do percevejo-de-renda-da-seringueira e ácaros na Hevea”. In: GONÇALVES, P.S. e BENESI, J.F.C. (ed.). “Ciclo de Palestras sobre Heveicultura Paulista”, 1, Barretos, 1998. Anais. Barretos: Secretaria da Agricultura e Abastecimento do Estado de São Paulo/Associação Paulista dos Produtores e Beneficiadores de Borracha. 1999. p.31-44.

URBEN, A.F.; WETZEL, M.M.V. DA S. e CÍCERO, S.M. “Ocorrência de fungos em sementes de seringueira”. Brasília, PAB, vol.17, n.11, 1982, p. 1.633 -1.637.

VIEGAS, I. et al. “Nutrição mineral de seringueira. XII. Absorção de macro e micronutrientes nos primeiros 240 dias”. Scientia Agricola, vol.49, número especial, 1992, p.41-52.

VIEIRA, M. R.; GOMES, E. C. e MATOS, C. A.O. “Controle de oídio em seringueira (Hevea brasiliensis Müell. Arg.) e sua interferência no controle do ácaro Calacarus heveae Feres (Acari: Eriophyidae)”.

Botucatu, Summa Phytopathologica, vol. 32, 2006b, p.274-276.

VIEIRA, M.R. e GOMES. E.C. “Avaliação de acaricidas no controle de Calacarus heveae Feres, 1992 (Acari: Eriophyidae) em seringueira através de contagem em campo”. Ilha Solteira, Cultura Agronômica, n.1, vol.10, 2001, p.145-158.

162

VIEIRA, M.R. e GOMES, E.C. “Ácaros em seringueira: sintomas e controle”. In: GONÇALVES, P.S. e BENESI, J.F.C. (ed.). Ciclo de palestras sobre a heveicultura paulista, 3., 2002. São José do Rio Preto. Anais. São José do Rio Preto: Secretaria da Agricultura e Abastecimento do Estado de São Paulo/Associação Paulista dos Produtores e Beneficiadores de Borracha. 2003. p.63-72.

VIEIRA, M.R. e GOMES, E.C. “Sintomas, desfolhamento e controle de Calacarus heveae Feres, 1992 (Acari: Eriophyidae) em seringueira”. Ilha Solteira, Cultura Agronômica, n.1, vol.8, 1999, p. 53-71.

VIEIRA, M.R.; FABRI, E.G. e OLIVEIRA, E.A. “Sintomatologia do ataque de Calacarus heveae Feres, 1992 (Acari: Eriophyidae) em seringueira (Hevea brasiliensis Müell. Arg.)”. Piracicaba, Revista de Agricultura, n.3, vol. 75, 2000, p. 405-414.

VIEIRA, M.R.; SILVA, H.A.S.; CARDOSO, M.M. e FIGUEIRA, J.C. “Progênies de seringueira com potencial para conferir resistência a ácaros (Calacarus heveae Feres e Tenuipalpus heveae Baker)”.

Santa Maria, Ciência Rural, 2009.

VIEIRA, MR.; GOMES, E.C. e FIGUEIRA, J.C. “Controle químico de Calacarus heveae Feres (Acari: Eriophyidae) em seringueira”. Piracicaba, Bioassay, vol.1, 2006a, p.9. Disponível em: <http://www. bioassay.org.br/articles/1.9>. Acesso em: 6/3/ 2009.

VIJAYAKUMAR, K.R. Modificações/adições para as Notações Internacionais para sangria. Conferência Internacional da Borracha, 2007, Siem Reap, Camboja, 2007, p.117-119.

VIJAYAKUMAR, K.R.; THOMAS, K.U.; RAJAGOPAL, R. e KARUNAICHAMY, K. (eds.). “Resposta dos clones de Hevea a sangria de baixa freqüência”. Procedimentos do workshop Internacional da IRRDB sobre Tecnologia de Exploração, 2005. Índia: Instituto de Pesquisa da Borracha da Índia, Kottayam, 2003, p.17-42.

VIJAYAKUMAR, K.R.; THOMAS, K.U.; RAJAGOPAL, R. e KARUNAICHAMY, K (eds.) Procedimentos do workshop Internacional sobre Tecnologia de Exploração. Índia: Instituto de Pesquisa da Borracha da Índia, Kottayam, 2003, p. 290.

VIS, R.M.J.; MORAES G.J. e BELLINI M.R. “Mites (Acari) of rubber trees (Hevea brasiliensis Müell.

Arg., Euphorbiaceae) in Piracicaba, state of São Paulo, Brazil”. Londrina, Neotropical Entomology, n. 1, vol. 35, 2006, p. 112-120.

WASTIE, R.L. “Factors affeting secondary leaft fall of Hevea in Malaysia”. J. Rubb. Res. Inst. Malaysia, Kuala Lumpur, vol. 23, n.3, 1972, p. 232-247.

WISNIEWSKI, A. Látex e borracha. Belém: Faculdade de Ciências Agrárias do Pará, 1983.

ZACARIAS, M.S. e MORAES, G.J. de. “Phytoseiid mites (Acari) associated with rubber trees and other euphorbiaceous plants in Southeastern Brazil”. Londrina, Neotropical Entomology, n.4, vol.30, 2001, p.579-586.

ZAMBOLIM, L.; JUNQUEIRA, N.T.V. e CHAVES, G.M. “Doenças que incidem sobre a seringueira em Minas Gerais”. Belo Horizonte, Informe Agropecuário, n.1, vol. 11, 1985, p.36-42.

ZAMBOLIM, L. e VENTURA, J.A. Resistência a doenças induzidas pela nutrição mineral das plantas. Piracicaba: Potafós, 1996, p.1-16. (Informações Agronômicas, vol.75) 163

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