BEATRIZ CRISTINA DIAS DE OLIVEIRA

INSTITUTO FEDERAL DE EDUCAÇÃO, CIÊNCIA E TECNOLOGIA DO ESTADO DE SÃO PAULO CAMPUS SÃO ROQUE BEATRIZ CRISTINA DIAS DE OLIVEIRA

Avaliação da eficiência de protocolos de extração de DNA de videira do gênero Vitis e análise do melhor método de conservação da amostra

São Roque 2016

INSTITUTO FEDERAL DE EDUCAÇÃO, CIÊNCIA E TECNOLOGIA DO ESTADO DE SÃO PAULO CAMPUS SÃO ROQUE BEATRIZ CRISTINA DIAS DE OLIVEIRA

Avaliação da eficiência de protocolos de extração de DNA de videira do gênero Vitis e análise do melhor método de conservação da amostra

Trabalho de conclusão de curso apresentado como requisito parcial para obtenção do título de Licenciado em Ciências Biológicas no Instituto Federal de Educação, Ciência e Tecnologia de São Paulo, sob orientação do Prof. Dr. Sandro José Conde e co-orientação do Prof. Dr. Flávio Trevisan.

São Roque 2016

O482 OLIVEIRA, Beatriz Cristina Dias de.

Avaliação da eficiência de protocolos de extração de DNA de videira do gênero Vitis e análise do melhor método de conservação da amostra. – 2016.

32 f.

Orientador: Prof. Dr. Sandro José Conde

TCC (Graduação) apresentada ao curso Licenciatura em Ciências Biológicas do Instituto Federal de Ciência e Tecnologia de São Paulo – Campus São Roque, 2016.

1. Extração de DNA vegetal 2. Método CTAB 3. Métodos de conservação 4.

Vitis labrusca I. OLIVEIRA, Beatriz Cristina Dias de. II. Título

CDD: 574

Nome: Beatriz Cristina Dias de Oliveira Título: Avaliação da eficiência de protocolos de extração de DNA de videira do gênero Vitis e análise do melhor método de conservação da amostra

Trabalho de conclusão de curso apresentado ao Instituto Federal de Educação, Ciência e Tecnologia do Estado de São Paulo – Campus São Roque, para obtenção do título de Licenciado em Ciências Biológicas.

Aprovado em:

/

/

Banca examinadora

Prof. Dr.: Julgamento:

Instituição: Assinatura:

Prof. Dr.: Julgamento:

Instituição: Assinatura:

Prof. Dr.: Julgamento:

Instituição: Assinatura:

Dedico sobrinha

esse

trabalho

Carolina,

a

a

minha

qual

o

nascimento trouxe muita alegria e o ânimo

que

eu

precisava

para

completar essa etapa da minha vida.

AGRADECIMENTOS

Agradeço primeiramente a Deus, que me deu forças para nunca desistir, por iluminar o meu caminho, por guiar os meus passos durante todos esses anos, e por tornar possível o impossível.

Agradeço os meus pais, Claúdio e Solange, por tornarem possível a minha formação, por sempre apoiarem minhas decisões e pelo amor incondicional.

Agradeço a minha irmã Aline por ter sido sempre um espelho para mim de garra e determinação.

Agradeço a todos os professores que fizeram parte dessa jornada, me inspirando, transmitindo seus conhecimentos e valores. Agradeço em especial o Professor Doutor Sandro Gazzinelli, que abriu as portas da iniciação científica dentro do IFSP para mim, me concedendo duas oportunidades de ser sua orientada, acreditando em meu potencial e me ajudando crescer muito na área acadêmica.

Agradeço ao programa Ciências Sem Fronteiras e a todos os envolvidos pela experiência maravilhosa que pude vivenciar e pelos amigos que fiz durante o programa, os quais tenho um carinho especial.

Agradeço a todos os amigos que fiz durante a licenciatura, os quais levarei por toda minha vida. E um agradecimento em especial as minhas amigas Caroline Lima e Letícia Brito, por me ajudarem com alguns experimentos durante minha pesquisa.

Agradeço ao IFSP pelo auxílio em meu desenvolvimento acadêmico e pessoal durante todos esses anos, e pela possibilidade de fazer pesquisa.

Agradeço também aos técnicos do laboratório, Chris, Maira, Ricardo e Ramiéri, que sempre me ajudaram no que precisei.

Agradeço o meu co-orientador, Professor Doutor Flávio Trevisan, por me conceder a oportunidade de realizar o seu projeto, me auxiliando na ausência do meu orientador, agradeço também pelas dicas e paciência.

E por último, porém não menos importante, agradeço meu orientador, o Professor Doutor Sandro Conde, por aceitar ser meu orientador, e mais do que isso, pela pessoa maravilhosa, que sempre se dispôs a me ajudar tanto nas matérias que lecionou como em todos os detalhes do meu TCC. Agradeço por ser tão gentil e paciente, e pelos tantos ensinamentos dentro e fora da sala de aula. Espero ser um dia metade do que ele é como docente e pessoa.

OLIVEIRA, B. C. D. Avaliação da eficiência de protocolos de extração de DNA de videira do gênero Vitis e análise do melhor método de conservação da amostra. [Trabalho de Conclusão do Curso de Licenciatura em Ciências Biológicas].

Instituto Federal de São Paulo. São Roque, 2016.

RESUMO Este estudo realizado no Instituto Federal de São Paulo - Campus São Roque teve como objetivo avaliar a eficiência de protocolos de extração de DNA quando aplicados em videiras do gênero Vitis e avaliar métodos de conservação das amostras. A videira é uma das plantas mais antigas cultivadas e engloba 19 gêneros, sendo o gênero Vitis o mais antigo e o mais importante economicamente.

Há duas espécies do gênero Vitis que se destacam atualmente no Brasil, a Vitis vinifera e a Vitis labrusca, de origens européia e americana, respectivamente.

Devido a sua importância econômica vários estudos biotecnológicos estão sendo realizados com essa planta, porém para realizar esses estudos é necessário primeiramente extrair o DNA. Sendo assim esse trabalho buscou avaliar protocolos de extração de DNA vegetal baseados no método CTAB (brometo de hexadeciltrimetilamonio) originalmente descrito por Doyle & Doyle, escolhendo o protocolo que resultou em um DNA íntegro e de boa qualidade e também avaliou métodos de conservação das amostras, sendo testados cinco diferentes métodos: controle,

amostras

usadas

diretamente

sem

armazenamento;

amostras

armazenadas em refrigerador 4°C por 48 horas; amostras armazenadas em congelador -20°C por 48 horas; amostras secas em estufa (50°C) e armazenadas em refrigerador 4°C por 48 horas; amostras liofilizadas (secagem a frio) e armazenadas em refrigerador a 4°C por 48 horas. De todos os protocolos testados, o que se mostrou mais eficiente foi o descrito no trabalho de LODHI et al. (1994), e as amostras controle, refrigeradas e liofilizadas mostraram um melhor DNA quando comparadas aos outros métodos de conservação. Nenhuma diferença foi observada nas extrações de amostras controles e refrigeradas onde houve variação de massa vegetal. Esse estudo é o primeiro de caráter molecular vegetal a ser realizado no IFSP - Campus São Roque e pode auxiliar futuros estudos nessa área.

Palavras-chave:

Extração

de

DNA

conservação; Vitis labrusca; Vitis vinifera.

vegetal;

método

CTAB;

métodos

de

OLIVEIRA, B. C. D. Evaluation of the efficiency of DNA extraction protocols of vines of the genus Vitis, and analysis of the best method of conservation of the samples. [Academic Coursework in Biological Sciences]. São Paulo Federal Institute. São Roque, 2016.

ABSTRACT This work was done at the Federal Institute of Sao Paulo in Sao Roque, and aims to evaluate the efficiency of DNA extraction protocols when applied in vines of the genus Vitis, and evaluate methods of conserving the samples. Vine is one of the oldest plants cultivated and encompasses 19 genera, with the genus Vitis being the oldest and the most economically important. There are two Vitis species that are currently highlighted in Brazil, Vitis vinifera and Vitis labrusca, which are of European and American origin, respectively. Due to their economic importance, many biological studies have been carried out on these plants; however, to perform these studies requires prior extraction of their DNA. Therefore, this study evaluates DNA extraction protocols based on the original CTAB (cetyltrimethylammonium bromide) method described by Doyle & Doyle, choosing the protocol that results in a complete and high quality DNA. It also evaluates five methods of conserving the samples: control, samples used directly without any storage; samples stored in a refrigerator at 4°C for 48 hours; samples stored in a freezer at -20°C for 48 hours; samples dried in a drying chamber (50°C) and stored in a refrigerator at 4°C for 48 hours; samples lyophilized (freeze dried) and stored in a refrigerator at 4°C for 48 hours. Of all tested protocols, the one described by LODHI et al. (1994) was the most efficient, whereas the control samples, the samples stored in a refrigerator, and the lyophilized samples showed better DNA results when compared to the other conservation methods. No difference was observed in the extraction from control samples versus those stored in a refrigerator, both of whose vegetal masses varied. This is the first molecular vegetal study done at IFSP - Campus Sao Roque, and can aid future studies in this area.

Keywords: Vegetal DNA extraction; CTAB method; methods of conservation; Vitis labrusca; Vitis vinifera.

LISTA DE ILUSTRAÇÕES Figura 1. Gel de agarose a 1% de amostras de DNA provenientes de folhas jovens de videira (Vitis sp.). Extração 1 de acordo com o protocolo descrito por LODHI et al., 1994): Pocinhos 1 e 2 são amostras onde há 9µL de DNA e 1µL de corante laranja, e pocinhos 1a e 2b são amostras onde há 1µL de DNA, 1µL de corante laranja e 8µL de água pura. ............................................................................................................ 22 Figura 2. RNA de tegumento de semente de soja (NAGASHIMA et al. 2013). ......... 22 Figura 3. Gel de agarose a 1% de amostras de DNA provenientes de folhas jovens de videira (Vitis sp.). Extração 2 de acordo com o protocolo descrito por LODHI et al., 1994): Pocinhos B1, B2 e B3 representam amostras onde o tecido vegetal foi macerado sem a utilização de nitrogênio. ................................................................. 23 Figura 4. Gel de agarose a 1% de amostras de DNA provenientes de folhas jovens de videira (Vitis sp.). Extração 2 de acordo com o protocolo descrito por LODHI et al., 1994): Pocinhos N1, N2 e N3 representam amostras onde o tecido vegetal foi macerado na presença de nitrogênio. ....................................................................... 24 Figura 5. Extração de DNA genômico de plantas transgênicas de citros (SOUZA FILHO & BENEDETTI, 2012). ................................................................................... 24 Figura 6. Gel de agarose a 1% de amostras de DNA provenientes de folhas jovens de videira (Vitis sp.). Extração 3 de acordo com o protocolo descrito por AKKURT (2012). ....................................................................................................................... 25 Figura 7. Gel de agarose a 1% de amostras de DNA provenientes de folhas jovens de videira (Vitis sp.). Extração 4 de acordo com o protocolo geral. ........................... 26 Figura 8. Gel de agarose a 1% de amostras de DNA provenientes de folhas jovens de videira (Vitis sp.). Extração 5 de acordo com o protocolo geral. ........................... 26 Figura 9. Gel de agarose a 1% de amostras de DNA provenientes de folhas jovens de videira (Vitis sp.). Extração 6 de acordo com o protocolo descrito por LODHI et al., 1994): Pocinhos Con 1 e Con 2: amostras controle; L1 e L2: amostras liofilizadas; E1 e E2: amostras secas em estufa; R1 e R2: amostras refrigeradas; C1 e C2: amostras congeladas. ............................................................................................................... 27 Figura 10. Gel de agarose a 1% de amostras de DNA provenientes de folhas jovens de videira (Vitis sp.). Extração 7 de acordo com o protocolo descrito por LODHI et al., 1994): Pocinhos Con 1 e Con 2: amostras controle; L1 e L2: amostras liofilizadas; E1 e E2: amostras secas em estufa; R1 e R2: amostras refrigeradas; C1 e C2: amostras congeladas. ............................................................................................................... 27 Figura 11. Gel de agarose à 1% de amostras de DNA provenientes de folhas jovens de videira (Vitis sp.). Extração 8 de acordo com o protocolo descrito por LODHI et. al., 1994): Pocinhos Con 1, Con 2 e Con 3: amostras controle, 0,5 g, 1,0 g e 2,0 g, respectivamente. ....................................................................................................... 29 Figura 12. Gel de agarose à 1% de amostras de DNA provenientes de folhas jovens de videira (Vitis sp.). Extração 9 de acordo com o protocolo descrito por LODHI et. al., 1994): Pocinhos R1, R2, R3: amostras refrigeradas, 0,5g, 1,0g e 2,0g, respectivamente; L1, L2, L3, L4: amostras liofilizadas (0,1g). ................................... 29

LISTA DE TABELAS Tabela 1 – Correlação dos componentes utilizados no tampão de extração. ........... 18

LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS CTAB

Brometo de Hexadeciltrimetilamonio

DNA

Ácido Desoxirribonucleico

EDTA

Ácido Etilenodiaminotetracético

g

Grama (Unidade de Peso)

HCl

Ácido Clorídrico

L

Litro

M

Molar (Unidade de Molaridade)

mg

Miligrama

mL

Mililitro

mM

Milimolar

MW

Peso Molecular

µL

Microlitro

NaCl

Cloreto de Sódio

NaOH

Hidróxido de Sódio

PCR

Reação em Cadeia da Polimerase

pH

Potencial Hidrogeniônico

PVP

Polivinilpirrolidona

RNAse

Ribonuclease

rpm

Rotações Por Minuto

TAE

Solução Tampão (Tris-Acetato-EDTA)

TE

Tampão (Tris-HCl 10 mM, pH 8,0; EDTA 1 mM)

Tris-HCl

Cloridrato de Tris (Hidroximetil) Aminometano

UV

Ultravioleta

V

Voltagem

SUMÁRIO 1 INTRODUÇÃO ....................................................................................................... 11 2 OBJETIVOS ........................................................................................................... 14 3 MATERIAIS E MÉTODOS...................................................................................... 15 3.1 Material vegetal ................................................................................................ 15 3.2 Protocolos utilizados ........................................................................................ 15 3.2.1 LODHI et al. (1994) .................................................................................... 15 3.2.2 AKKURT (2012) ......................................................................................... 16 3.2.3 Protocolo Geral .......................................................................................... 17 3.3 Preparação das amostras para a extração ...................................................... 19 3.4 Eletroforese: análise qualitativa ....................................................................... 19 4 RESULTADOS E DISCUSSÃO.............................................................................. 21 4.1 Extração usando o protocolo de LODHI et al. (1994)....................................... 21 4.2 Extração usando o protocolo de AKKURT (2012) ............................................ 24 4.3 Extração usando o protocolo geral................................................................... 25 4.4 Extrações de DNA testando o método de conservação da amostra ................ 26 4.5 Extrações de DNA variando a massa vegetal .................................................. 28 5 CONSIDERAÇÕES FINAIS ................................................................................... 30 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS .......................................................................... 31

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1 INTRODUÇÃO Das plantas mais antigas cultivadas encontram-se as videiras, as quais aparecem em ilustrações egípcias e gregas (CAMILO, 2009).

A videira pertence à ordem Rhamnales e engloba 19 gêneros e 1126 espécies, sendo o gênero Vitis o mais antigo com uma importância econômica elevada e o único que produz frutos comestíveis (SOUZA, 2013). As plantas desse gênero são caracterizadas por serem trepadeiras perenes, monóicas ou dióicas (SOUZA, 2013). Há pelo menos 70 espécies do gênero Vitis, as quais estão agrupadas em três grupos de acordo com a região de origem: Américas do Norte e Central, Sul da Europa e Ásia Menor e Leste da Ásia (SOUZA, 2013).

A primeira introdução de videiras no Brasil, segundo dados históricos, ocorreu em São Vicente - São Paulo pelos colonizadores portugueses no século XVI, e a partir desse ponto começou a expandir-se para outras regiões do Brasil (BOTELHO & PIRES, 2009), porém só em meados do século XIX houve a consolidação da viticultura brasileira com a introdução da espécie Vitis labrusca, conhecida popularmente por uva americana (CAMARGO et al., 2010).

Atualmente existem várias espécies do gênero Vitis da família Vitaceae sendo cultivadas no país, destacando-se a Vitis vinifera de origem européia conhecida como produtora de uvas finas a qual possui uma grande diversidade genética e morfológica (SOUZA, 2013) e a Vitis labrusca L., mencionada anteriormente, de origem americana conhecida como produtora de uvas rústicas (BOTELHO & PIRES, 2009; GIOVANNINI, 2008).

Devido ao cultivo generalizado e à importância econômica dessas espécies, elas vem sendo utilizadas como objetos de muitos estudos biotecnológicos, tais como: mapeamento genético (YAMAMOTO et al., 1991; MAURO et al., 1992), análises de descendência (REVERS & MACHADO, 2005), transformação genética (SCORZA et al., 1995; YAMAMOTO et al., 2000), análise de PCR (SCOTT et al., 2000) e estudos de reprodução (AKKURT, 2012). Entretanto para que esses estudos possam ser realizados é necessário primeiramente extrair o DNA da planta a ser estudada (AKKURT, 2012), sendo a qualidade e a integridade do DNA extraído fundamentais para o sucesso das etapas posteriores (COSTA & MOURA, 2001).

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Para extrair um DNA de boa qualidade é necessário escolher um método que atenda alguns requisitos, sendo eles: o rompimento da parede celular do vegetal para que assim os constituintes celulares sejam liberados, isso pode ser feito através da quebra mecânica, podendo ter a ajuda do nitrogênio líquido que congela o tecido vegetal; a quebra das membranas celulares realizada por um detergente, como o CTAB (brometo de hexadeciltrimetilamonio), para que o DNA seja liberado; utilização de tampões de extração que possuem pH de aproximadamente 8, dessa forma a ação de DNAses é inibida já que elas possuem pH ótimo de ação de aproximadamente 7; separação dos ácidos nucléicos das proteínas através de várias extrações com clorofórmio o qual desnatura as proteínas tornando-as insolúveis à fase aquosa; uso de agentes anti-oxidantes como β-Mercaptoetanol e polivinilpirrolidona (PVP) os quais protegem o DNA da oxidação causada pelos compostos fenólicos; e a separação dos ácidos nucléicos dos polissacarídeos através do uso de detergentes como o CTAB (ROMANO & BRASILEIRO, 1999).

A extração de DNA de um tecido vegetal é mais difícil quando comparada com a extração de DNA de um tecido animal devido à presença de uma parede celular resistente que rodeia as células vegetais (AKKURT, 2012). Para o isolamento e purificação de ácidos nucléicos é necessário separá-los efetivamente dos outros constituintes celulares mantendo a integridade do DNA. A extração deve produzir um DNA puro o suficiente para não inibir os tratamentos enzimáticos ou causar interferências nos padrões de migração no gel de eletroforese (ROMANO & BRASILEIRO, 1999), dessa forma a escolha de um método eficiente é importante.

Este estudo avaliou a eficiência de protocolos de extração de DNA vegetal baseados no método CTAB original descrito por Doyle & Doyle (1990), quando utilizado em videira, alterando-se a proporção de massa verde e, através do gel de agarose 1% em TAE 1x a 2,8 V/cm, a qualidade do DNA extraído foi verificada a partir de amostras submetidas à 5 diferentes métodos de conservação, sendo eles: controle,

amostras

usadas

diretamente

sem

armazenamento;

amostras

armazenadas em refrigerador 4°C por 48 horas; amostras armazenadas em congelador -20°C por 48 horas; amostras secas em estufa (50°C) e armazenadas em refrigerador 4°C por 48 horas; amostras liofilizadas (secagem a frio) e armazenadas em refrigerador a 4°C por 48 horas.

Diante desse contexto a realização desse trabalho é de grande relevância, pois além da espécie do gênero Vitis ser de grande importância econômica na

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região, o desenvolvimento dessa pesquisa mostra-se importante por ser o primeiro estudo molecular com vegetais a ser realizado no campus do IFSP em São Roque, podendo auxiliar outros trabalhos futuros desenvolvidos na área da botânica molecular.

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2 OBJETIVOS Avaliar a eficiência de protocolos de extração de DNA genômico vegetal baseados no método CTAB descrito por Doyle & Doyle (1990) quando utilizado em videira alterando-se a proporção de massa verde; Avaliar o efeito e eficácia de diferentes métodos de conservação de amostras frescas na qualidade de extração.

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3 MATERIAIS E MÉTODOS 3.1 Material vegetal Foram utilizadas, como material vegetal, folhas jovens de videira (Vitis sp.) cultivar IAC 766. O material foi cultivado em vasos de 100 L e mantidos em casa de vegetação do Instituto Federal De São Paulo - Campus São Roque.

3.2 Protocolos utilizados Os protocolos de extração de LODHI et al. (1994), AKKURT (2012) e um protocolo geral foram utilizados nesse estudo. Em todos os protocolos, na primeira etapa do projeto, foram utilizados tecido vegetal fresco e a quantidade das soluções e dos componentes utilizados, bem como a duração das etapas de extração foram modificadas como descrito a seguir: 3.2.1 LODHI et al. (1994) 3.2.1.1 Soluções 1. Tampão de extração: 20 mM sodium EDTA e 100 mM Tris-HCl, ajustar o pH para 8 com HCl. Adicionar 1.4 M de NaCl e 2% (g/v) de CTAB (brometo de hexadeciltrimetilamonio). Dissolver o CTAB em uma temperatura de 60°C. Armazenar à 37°C. Adicionar 0.2% de β-Mercaptoetanol na solução antes de usá-la.

2. Clorofórmio: álcool isoamílico 24:1 (v/v).

3. 5M NaCl. 4. Tampão TE: 10 mM Tris-HCl e 1 mM EDTA, ajuste o pH para 8.0 e autoclave.

3.2.1.2 Protocolo 1. Coletar folhas jovens; 2. Triturar 0,5 g de folhas jovens em um almofariz com a ajuda do pistilo; 3. Adicionar 5 mL de tampão de extração e misturar no almofariz; 4. Colocar a solução em um tubo de 15 mL; 5. Enxaguar o almofariz e o pistilo com 1 mL de tampão de extração e adicionar ao extrato original;

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6. Adicionar 50 mg de polivinilpirrolidona (PVP) e inverter o tubo várias vezes para misturar bem; 7. Incubar a 60° C por 25 minutos e resfriar em temperatura ambiente; 8. Adicionar 6 mL de clorofórmio: álcool isoamílico e misturar gentilmente invertendo os tubos 20 a 25 vezes para formar uma emulsão; 9. Centrifugar a 6000 rpm por 15 minutos em temperatura ambiente; 10. Transferir o topo aquoso para um novo tubo de 15 mL usando uma pipeta com uma ponteira larga; 11. *Pode ser realizada uma segunda extração com clorofórmio se a fase aquosa estiver turva devido à presença de PVP; 12. Adicionar 0.5 volumes de 5M NaCl na solução aquosa e misturar bem; 13. Adicionar 2 volumes de álcool 95% (frio a -20° C) e refrigerar a 4-6° C por 1520 minutos ou até o DNA começar a aparecer; 14. Centrifugar a 3000 rpm por 3 minutos e aumentar a velocidade para 5000 rpm por mais 3 minutos em temperatura ambiente; 15. Descartar o sobrenadante e lavar o pellet com álcool 76% (frio a 0-4° C); 16. Remover completamente o álcool sem secar o pellet de DNA deixando o tubo aberto a 37° C por 20-30 minutos; 17. Dissolver o pellet de DNA em 200 a 300 µL de TE; 18. Tratar com 1 µL de RNAse A para 100 µL de solução de DNA e incubar a 37 ° C durante 15 minutos; 19. Quantificar o DNA em espectrofotometro à A260; 20. Manter o DNA a -70° C para longo período de armazenamento ou -20° C para curto período.

3.2.2 AKKURT (2012) 1. Colocar 50 mg de tecido vegetal fresco em microtubos Epperndorf de 1,5 mL; 2. Adicionar 5 mg de PVP e 600 µL de tampão de extração (100 mM Tris-HCl, pH 8.0, 20 mM EDTA, 1.4 M NaCl, 2% cetyltrimet- cetyltrimethylammonium bromide, 0.1% v/v 2-mercapto-ethanol) nos microtubos Epperndorf e triturar a amostra; 3. Incubar a 60°C por 15 minutos; 4. Adicionar 600 µL de clorofórmio: álcool isoamílico (24:1) na solução;

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5. Centrifugar a 6000 rpm por 5 minutos; 6. Transferir o topo aquoso a um novo microtubo; 7. Adicionar 1:2 volume de NaCl (5M); 8. Adicionar 2 volumes de álcool 9% (frio); 9. Misturar a solução invertendo o tubo gentilmente; 10. Manter os tubos a 4°C por 20 minutos; 11. Centrifugar a 6000 rpm por 3 minutos; 12. Remover o sobrenadante com cuidado; 13. Acrescentar 700 µL de álcool 70% no pellet de DNA; 14. Centrifugar a 6000 rpm por 3 minutos em temperatura ambiente; 15. Remover o sobrenadante; 16. Manter o pellet em temperatura ambiente por 10-15 minutos para a remoção completa do álcool; 17. Dissolver o DNA em 50 µL de TE; 18. Acrescentar 2 µL de RNAse; 19. Manter a 37°C por 30 minutos para remover RNA. 3.2.3 Protocolo Geral Esse protocolo geral foi fornecido pelo co-orientador do trabalho, o Prof. Dr. Flávio Trevisan, sendo um protocolo de uso comum em laboratórios que fazem extração de DNA vegetal.

1. Coletar as amostras de folhas jovens e saudáveis das plantas, evitando áreas atacadas por pragas e doenças. De modo geral deve-se lavar as folhas em água corrente, usando, sempre que necessário água sanitária e/ou sabão.

Enxaguar, e em seguida rinsar em água destilada, e secar com papel toalha.

Esse

material

pode

ser

congelado,

liofilizado,

seco

em

estufa

a

aproximadamente 4°C, ou usado diretamente; 2. Utilizar cerca de 150 mg de lâminas de folha frescas ou 50 mg de folhas liofilizadas ou secas. As amostras serão trituradas em almofariz na presença de nitrogênio líquido. Uma possibilidade é utilizar discos foliares cortados com a tampa dos microtubos Eppendorf de 1,5 mL. O material pode ser

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triturado em cadinho e transferido para o tubo, ou diretamente no tubo usando um micro-pistilo; 3. O material será transferido para um tubo de centrífuga, e 650 µL do tampão de extração será adicionado:

Tabela 1 – Correlação dos componentes utilizados no tampão de extração.

Concentração de cada componente

Medida de cada componente utilizado

utilizado no tampão de extração

no tampão de extração (10 ml)

2% CTAB

0,2 g do produto

1.4 M NaCl

2,8 mL do estoque 5 M NaCl

100 mM Tris-HCl (pH 8,0)

1 mL estoque 1M Tris-HCl pH 8,0

20 mM EDTA, pH 8,0

400 µl do estoque 0,5 M EDTA, pH 8,0

1% polivinilpirrolidona MW 10,000

0,1 g do produto

Adicionar a uma alíquota do tampão a ser usado, pouco antes do uso: 0,2 % β-Mercaptoetanol 50 µg ml-l de proteinase K

4. Misturar os tubos em vortex, e colocá-los em banho-maria a 55°C por 60 minutos; 5. Adicionar 650 µL de clorofórmio:álcool isoamílico (24:1) e misturar até formar uma emulsão; 6. Microcentrifugar a solução por 5 minutos a 12000 rpm; 7. Coletar a fase aquosa superior e transferir para um novo tubo, com cuidado para não pipetar a interfase. Caso o volume da fase superior não for superior à fase intermediária com fragmentos de tecido, adicionar mais tampão e misturar vigorosamente e re-centrifugue; 8. Adicionar 200 µL.tubo-1 do tampão de extração sem proteinase K e βMercaptoetanol, e adicionar 650 µL de clorofórmio:álcool isoamil (24:1), misturando até formar uma emulsão; 9. Microcentrifugar a solução por 5 minutos a 12000 rpm; 10. Coletar a fase aquosa superior e transferir para um novo tubo, com cuidado para não pipetar a interfase; 11. Repetir esses três passos anteriores mais uma vez;

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12. Coletar a fase aquosa superior e transferir para um novo tubo, e adicionar um volume igual de isopropanol; 13. Centifugar o DNA por 5 minutos a 12000 rpm.

14. Lavar o pellet com 1 mL de Etanol 70% para remover sais por duas vezes, e secar ao ar ou sob vácuo num dessecador; 15. Ressupender o DNA em 20 µL de tampão TE contendo ribonuclease [RNAse] (10µg.ml-l). A RNAse deve ser fervida dependendo da origem comercial.

Várias preparações são contaminadas por DNAses, que são inativadas pela fervura, enquanto que as RNAses não são (demonstrando a resistência dessas enzimas). Em geral prepara-se estoque dissolvendo 100 mg de RNAse em 10 mM de Tris-HCl (pH 7,5) e 15 mM NaCl; aquecer em água fervente por 15 minutos e resfriar lentamente a temperatura ambiente. Fazer alíquotas de 1 mL e armazenar a –20°C. 3.3 Preparação das amostras para a extração Depois de definir um protocolo que resultasse em um DNA de boa qualidade, foram avaliados os métodos de conservação das amostras escolhendo o que ajudasse na obtenção de um DNA de melhor qualidade. Os métodos de conservação avaliados foram os seguintes: 

Controle: usado direto sem armazenamento;



Armazenamento em refrigerador 4°C por 48 horas;



Armazenamento em congelador -20°C por 48 horas;



Seco em estufa (50°C) e armazenado em refrigerador 4°C por 48 horas;



Liofilizado (secagem a frio) e armazenado em refrigerador por 4°C por 48 horas.

Os métodos de conservação que apresentaram melhor resultado na extração foram submetidos novamente ao protocolo de extração, variando a massa das amostras utilizadas (0,5 g, 1,0 g e 2,0 g).

3.4 Eletroforese: análise qualitativa Para verificar a qualidade do DNA extraído foram realizadas corridas de eletroforese em gel de agarose 1%. Onde foi dissolvido 1g de agarose em 2mL de

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tampão TAE 50x com 98mL de água destilada, aquecendo-se a solução em aquecedor magnético até a solução ficar transparente. Ao diminuir a temperatura da solução foi acrescentado 2µL de brometo de etídio ao gel de agarose 1%. O gel foi colocado na bandeja de eletroforese previamente nivelada e já com os delimitadores de borracha e o pente encaixados. Assim que o gel solidificou, foi colocado na tuba de eletroforese.

Na tuba foi colocado o tampão TAE 1x até cobrir o gel e com o auxílio de uma micropipeta foi feita a aplicação das amostras no gel, sendo 1 µL de corante e 9 µL de amostra. A fonte de eletroforese foi ajustada para 80 V à 50 minutos. Ao final da corrida, o gel contendo as amostras foi submetido à luz UV utilizando o transiluminador (Kasvi 302) para a visualização das amostras e registro fotográfico das mesmas.

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4 RESULTADOS E DISCUSSÃO

4.1 Extração usando o protocolo de LODHI et al. (1994) Foi realizada uma primeira extração seguindo o protocolo presente no trabalho de LODHI et al. (1994), o qual foi baseado no protocolo de DOYLE & DOYLE (1990) com algumas alterações no procedimento de extração, sendo elas a adição de NaCl para remover polissacarídeos e de PVP para remover polifenóis durante a purificação do DNA. A etapa 18 (Tratar com RNAse A) não foi realizada, pois não dispúnhamos de RNAse no laboratório no momento da extração, a etapa 19 (quantificar o DNA em espectrofotômetro à A260) também não foi realizada, e em vez de utilizar HCl para adequar o pH do tampão de extração para 8 foi usado 1M NaOH, tendo em vista que ao misturar a água destilada, o EDTA e o Tris, o pH ficou ácido (aproximadamente 4).

Durante a extração, não foi possível visualizar o pellet de DNA, apenas alguns aglomerados brancos.

Essa primeira extração foi apenas para testar o protocolo e o resultado é mostrado na Figura 1, um gel de agarose a 1% em que é possível observar algumas bandas, sendo as dos pocinhos 1 e 2 mais visíveis que as dos pocinhos 1a e 2b, e isso provavelmente deve-se ao fato de que, nos pocinhos 1a e 2b, as amostras foram diluídas em 8µL de água pura, sendo assim utilizadas apenas 1µL de amostra e 1µL de corante. Já nos pocinhos 1 e 2 havia maior concentração de amostras, 9µL, e 1µL de corante. Sendo assim foi decidido utilizar a relação de 9µL de amostra para 1µL de corante para as próximas corridas de gel.

Em análise do gel, as bandas visíveis assemelham-se mais às bandas de RNA do que de DNA, devido à distância percorrida pelas amostras, pois o DNA não migra tanto do pocinho de origem, devido à molécula de DNA ser grande e não movimentar-se com tanta facilidade no gel de agarose como moléculas de RNA (LIMA, 2008). A Figura 2 serve como um comparativo mostrando a semelhança desse gel onde foi extraído RNA do tegumento da semente de soja presente no trabalho de NAGASHIMA et al. (2013) com o gel da Figura 1. Uma possível forma de resolver a contaminação por RNA seria adicionar RNAse na extração, enzima

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responsável pela digestão de RNA (ALMEIDA et al, 2010), a qual já estava descrita no protocolo.

Figura 1. Gel de agarose a 1% de amostras de DNA provenientes de folhas jovens de videira (Vitis sp.). Extração 1 de acordo com o protocolo descrito por LODHI et al., 1994): Pocinhos 1 e 2 são amostras onde há 9µL de DNA e 1µL de corante laranja, e pocinhos 1a e 2b são amostras onde há 1µL de DNA, 1µL de corante laranja e 8µL de água pura.

Figura 2. RNA de tegumento de semente de soja (NAGASHIMA et al. 2013).

Uma segunda extração foi realizada, utilizando o mesmo protocolo, porém dessa vez foi testada a eficiência da utilização de nitrogênio líquido durante a

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maceração do tecido vegetal, analisando se a utilização do nitrogênio resultaria em um DNA de melhor qualidade.

Mais uma vez não houve a presença de pellet, apenas alguns aglomerados brancos ao final da extração.

Em ambas as figuras (Fig. 3 e Fig. 4) é possível notar que havia DNA nas amostras e, apesar do arraste, podem-se visualizar bandas íntegras (Fig. 3 e Fig. 4) e mais definidas (Fig. 3) sendo essas características de DNA. A Figura 5 pertence ao trabalho de SOUZA FILHO e BENEDETTI (2012) onde foi extraído DNA genômico de plantas transgênicas de citros, sendo essa figura utilizada como referência de um gel que apresenta amostras de DNA. As amostras que foram maceradas sem nitrogênio apresentam bandas mais fortes e visíveis quando comparadas às que foram submetidas à maceração na presença do nitrogênio, sendo assim pode-se descartar a utilização do nitrogênio no procedimento.

Figura 3. Gel de agarose a 1% de amostras de DNA provenientes de folhas jovens de videira (Vitis sp.). Extração 2 de acordo com o protocolo descrito por LODHI et al., 1994): Pocinhos B1, B2 e B3 representam amostras onde o tecido vegetal foi macerado sem a utilização de nitrogênio.

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Figura 4. Gel de agarose a 1% de amostras de DNA provenientes de folhas jovens de videira (Vitis sp.). Extração 2 de acordo com o protocolo descrito por LODHI et al., 1994): Pocinhos N1, N2 e N3 representam amostras onde o tecido vegetal foi macerado na presença de nitrogênio.

Figura 5. Extração de DNA genômico de plantas transgênicas de citros (SOUZA FILHO & BENEDETTI, 2012).

4.2 Extração usando o protocolo de AKKURT (2012) Com o intuito de encontrar um protocolo econômico e ao mesmo tempo eficiente decidiu-se testar o protocolo descrito por AKKURT (2012) que se baseia no protocolo de LODHI et al. (1994), mudando apenas a quantidade das soluções e dos compostos químicos utilizados. As etapas 18 e 19 não foram realizadas, pelo mesmo motivo citado acima: não havia RNase disponível para uso.

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A figura 6 mostra o resultado da extração seguindo o protocolo de AKKURT, nota-se que o DNA está bem degradado resultando em bandas fracas quando comparadas as bandas dos géis das figuras 3 e 4.

Figura 6. Gel de agarose a 1% de amostras de DNA provenientes de folhas jovens de videira (Vitis sp.). Extração 3 de acordo com o protocolo descrito por AKKURT (2012).

4.3 Extração usando o protocolo geral Comparando os resultados das extrações dos protocolos de LODHI et al.

(1994) e de AKKURT (2012), conclui-se que o resultado obtido com o protocolo de LODHI foi mais satisfatório, porém, na busca por um protocolo que alcançasse a mesma qualidade ou fosse superior, decidiu-se buscar um novo caminho, utilizandose o chamado nesse trabalho de “protocolo geral”. Esse protocolo é de uso constante em diversos laboratórios para amostras vegetais, porém seu uso com amostras de videiras é pouco conhecido. Ao realizar extrações seguindo esse protocolo, as etapas 8 e 15 não foram realizadas pois não dispúnhamos de Proteinase K e RNAse no laboratório, e na etapa 12 foi utilizado álcool 95% ao invés de isopropanol, pois era o que já tinha sido usado nas extrações anteriores, e segundo um protocolo analisado, poderia usar tanto um quanto outro, escolhendo assim usar o que estava disponível e de fácil acesso.

De acordo com a Figura 7 nenhum resultado foi visualizado, sendo assim foi decidido realizar outra extração com o mesmo protocolo para testá-lo mais uma vez,

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e novamente não foi possível notar nenhum resultado (Fig. 8), o único pocinho que mostrou resultado foi o denominado L, o qual se refere a um marcador de peso molecular (ladder) que foi pipetado no gel para excluir a possibilidade de que o problema estava no gel confeccionado ou no transiluminador UV. A falta de resultado pode ser referente a não utilização da Proteinase K e da RNAse as quais foram citadas no protocolo mas não foram utilizadas.

Figura 7. Gel de agarose a 1% de amostras de DNA provenientes de folhas jovens de videira (Vitis sp.). Extração 4 de acordo com o protocolo geral.

Figura 8. Gel de agarose a 1% de amostras de DNA provenientes de folhas jovens de videira (Vitis sp.). Extração 5 de acordo com o protocolo geral.

4.4 Extrações de DNA testando o método de conservação da amostra De acordo com os resultados obtidos foi decidido prosseguir o estudo seguindo novamente o protocolo de LODHI et al. (1994) fazendo adaptações necessárias para obter um resultado melhor do que o obtido até o momento.

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Dessa vez a RNAse foi adquirida, e incorporada na extração como prevê o protocolo (páginas 12 e 13).

Foram realizadas duas extrações, onde em cada uma foi extraído o DNA vegetal dos cinco grupos de amostras a serem analisadas: controle, armazenadas em refrigerador, armazenadas em congelador, seco em estufa e liofilizadas, com o objetivo de avaliar a eficácia dos diferentes métodos de conservação de amostras na qualidade do DNA extraído (Fig. 9 e Fig. 10).

Figura 9. Gel de agarose a 1% de amostras de DNA provenientes de folhas jovens de videira (Vitis sp.). Extração 6 de acordo com o protocolo descrito por LODHI et al., 1994): Pocinhos Con 1 e Con 2: amostras controle; L1 e L2: amostras liofilizadas; E1 e E2: amostras secas em estufa; R1 e R2: amostras refrigeradas; C1 e C2: amostras congeladas.

Figura 10. Gel de agarose a 1% de amostras de DNA provenientes de folhas jovens de videira (Vitis sp.). Extração 7 de acordo com o protocolo descrito por LODHI et al., 1994): Pocinhos Con 1 e Con 2: amostras controle; L1 e L2: amostras liofilizadas; E1 e E2: amostras secas em estufa; R1 e R2: amostras refrigeradas; C1 e C2: amostras congeladas.

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Analisando as extrações ilustradas nas figuras 9 e 10, percebe-se que as amostras provenientes de folhas secas em estufa resultaram em DNA de má qualidade, e praticamente ausente. As amostras armazenadas no congelador mostraram-se bem degradadas, e uma delas praticamente ausente também.

As amostras controles, refrigeradas e liofilizadas foram as que mostraram um melhor resultado, destacando-se as controle e as armazenadas em refrigerador como é possível observar na imagem (Fig. 9 e Fig. 10), com isso foram extraído DNA de amostras submetidos a esses dois métodos de extração, variando a massa vegetal (0,5 g, 1 g, 2 g) para verificar se a proporção de massa vegetal alteraria a qualidade do DNA extraído.

4.5 Extrações de DNA variando a massa vegetal Analisando as figuras 11 e 12, nota-se que a variação de massa vegetal não influencia na obtenção de um DNA de melhor qualidade, pois não se observa uma diferença visual entre elas.

Ainda observando a figura 11, percebe-se que a qualidade do DNA de três das quatro amostras liofilizadas (L2, L3 e L4), ficaram muito boas, podendo ser observada bandas fortes nos pocinhos, sem degradação. A massa final dessas amostras após serem submetidas ao liofilizador foi de 0,1 g cada, enquanto nas extrações 6 e 7 (Figuras 9 e 10), a massa final submetida à extração foi de 0,5 g cada. Então no caso de amostras liofilizadas, observa-se que uma massa menor produziu um DNA de melhor qualidade, quando comparado com as demais. Apesar do resultado positivo, observa-se que o processo de liofilização não é tão eficiente devido ao custo de se obter uma amostra liofilizada, pois o liofilizador é um aparelho de alto custo, o consumo energético é alto e, além disso, o processo é lento (GARCIA et al., 2009), sendo esse método interessante apenas em casos onde as amostras coletadas não possam ser utilizadas imediatamente, sendo necessário armazená-las, dessa forma o processo de liofilização é viável, pois ele desidrata o material evitando sua oxidação, dessa forma ocorre a preservação da integridade da amostra (KUMAR et al., 2007). Sendo assim, extração de amostras controle (amostras frescas, sem armazenamento) e refrigeradas tornam-se mais viáveis pelo baixo custo e pelo processo rápido quando comparadas às amostras liofilizadas.

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Figura 11. Gel de agarose à 1% de amostras de DNA provenientes de folhas jovens de videira (Vitis sp.). Extração 8 de acordo com o protocolo descrito por LODHI et. al., 1994): Pocinhos Con 1, Con 2 e Con 3: amostras controle, 0,5 g, 1,0 g e 2,0 g, respectivamente.

Figura 12. Gel de agarose à 1% de amostras de DNA provenientes de folhas jovens de videira (Vitis sp.). Extração 9 de acordo com o protocolo descrito por LODHI et. al., 1994): Pocinhos R1, R2, R3: amostras refrigeradas, 0,5g, 1,0g e 2,0g, respectivamente; L1, L2, L3, L4: amostras liofilizadas (0,1g).

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5 CONSIDERAÇÕES FINAIS De todos os protocolos de extração utilizados nesse trabalho, o que se mostrou mais eficiente para extrair o DNA de videira (Vitis sp.), foi o proposto por LODHI et al. (1994), que é baseado no método CTAB, descrito por Doyle & Doyle (1990). Após a obtenção de resultados satisfatórios utilizando esse protocolo, foram então testados os diferentes métodos de conservação das amostras, sendo as amostras controle, refrigeradas e liofilizadas as que apresentaram o melhor resultado, pois a qualidade do DNA extraído dessas amostras mostrou-se muito melhor do que o DNA obtido de amostras secas em estufa e congeladas.

Quando a proporção de massa verde foi variada para realizar as extrações de amostras controle e refrigeradas, não se observou nenhuma diferença significativa, entre as diferentes massas. Porém ao extrair DNA de amostras liofilizadas com massa menor, notou-se que o DNA extraído apresentou uma qualidade muito superior, onde não houve degradação do DNA em três das amostras utilizadas na extração. Mostrando que no caso de amostras liofilizadas, quanto menor a massa, melhor a qualidade do DNA extraído. Entretanto, a liofilização é um método de custo elevado e demorado, sendo preferível utilizar amostras controles (usadas diretamente sem armazenamento), ou amostras refrigeradas, por apresentarem baixo custo, sendo assim mais acessíveis e baseadas em um processo mais ágil.

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