Article - Anthocyanins as food colorants - Anthocyanins là chất màu thực phẩm (Vietsub)

BỘ CÔNG THƯƠNG TRƯỜNG ĐẠI HỌC CÔNG NGHỆP THÀNH PHỐ HỒ CHÍ MINH VIỆN CÔNG NGHỆ SINH HỌC VÀ THỰC PHẨM

BÀI TIỂU LUẬN

HÓA HỌC CÁC HỢP CHẤT TỰ NHIÊN Đề tài: ANTHOCYANINS LÀ CHẤT MÀU THỰC PHẨM

GVHD: NGUYỄN THỊ NGẦN NHÓM: 2 LỚP: ĐHTP11B TP Hồ Chí Minh, 14 tháng 11 năm 2018

DANH SÁCH NHÓM

STT

HỌ VÀ TÊN

MSSV

ĐÁNH GIÁ

PHÂN CÔNG NHIỆM VỤ

1

LÊ THỊ NGỌC BÍCH

15094641

Copigmentation

Hoàn thành bài

2

NGÔ VĂN CƯỜNG

15088701

Giới thiệu, cấu trúc của Hoàn thành bài anthocyanin

3

TRẦN THỊ HẰNG

15101111

4

KIỀU THỊ THÚY

15094411

HẬU

Hoàn thành bài

PH Stabilization

of Hoàn thành bài

anthocyanins and their use as food colors

5

NGUYỄN THỊ KIM

Metal complexing

Hoàn thành bài

Nhiệt độ

Hoàn thành bài

Đường, SO2

Hoàn thành bài

15053161

Ascorbic acid

Hoàn thành bài

15069171

Enzymatic degradation

Hoàn thành bài

15089181

Oxygen and Hydrogen Hoàn thành bài

HỒNG 6

LÊ THỊ KIM NGÂN

7

LƯ PHAN KHẢ TÚ

8

NGUYỄN PHƯƠNG

15076611

QUYÊN 9

TRẦN THỊ YẾN OANH

10

NGUYỄN THỊ THANH THÚY

Peroxide

( Nhóm trưởng)

Tổng hợp bài

2

PHẦN A: DỊCH BÀI BÁO 1. GIỚI THIỆU Anthocyanin bao gồm một nhóm các sắc tố tự nhiên chịu trách nhiệm về màu xanh, đỏ, tím, tím và đỏ tươi của hầu hết các loài trong vương quốc thực vật. Các chất polyphenolic này là các glycosides của các chất anthocyanin, polyhydroxy và polymethoxy của các muối 2-phenylbenzopyrylium hoặc flavylium. Số lượng lớn các nhóm glycosyl và acyl có thể liên kết với mười sáu anthocyanidins tự nhiên khác nhau (Timberlake và Bridle 1975) đã góp phần vào hơn 247 sắc tố anthocyanin khác nhau đã được báo cáo trong tài liệu. Sự đa dạng về cấu trúc của các sắc tố này, ngoài tính chất phản ứng cao và lưỡng tính của chúng, đã làm cho việc nhận dạng và định lượng của chúng tẻ nhạt và khó khăn.

Các phương pháp định tính và định lượng được sử dụng để phân tích anthocyanin đã được một số tác giả xem xét (Markakis 1974; Shrikhande 1976; Timberlake 1980; Francis 1982).

Sự an toàn của các chất màu tổng hợp đã được đặt câu hỏi trong một số năm, dẫn đến sự quan tâm tiến bộ trong việc sử dụng các hợp chất màu tự nhiên trong chế biến và sản xuất thực phẩm (Francis 1984). Tuy nhiên, một vấn đề lớn là sự mất ổn định vốn có của họ, đặc biệt là trong các hệ thống phức tạp như thực phẩm. Các anthocyanin cho thấy sự ổn định lớn nhất trong điều kiện có tính axit, nhưng nói chung là không ổn định và bị phân hủy bởi một trong nhiều cơ chế có thể để tạo thành các sản phẩm màu nâu không màu, sau đó không hòa tan. Những thay đổi này có thể xảy ra trong điều kiện xử lý và lưu trữ thông thường. Do đó, kiến thức về các yếu tố điều chỉnh tính ổn định của anthocyanin, và các cơ chế có thể làm thoái hóa, là điều quan trọng nếu các sắc tố này được sử dụng làm nguyên liệu trong sản xuất các sản phẩm có độ giữ màu tối đa trong suốt giá đời sống.

Một số yếu tố ảnh hưởng đến sự ổn định sắc tố anthocyanin bao gồm pH và nhiệt độ, cũng như sự hiện diện của axit ascorbic, đường, ion kim loại và các chất sao chép. Một số đánh giá toàn diện đã được công bố (Jurd 1972a; Adams 1973a; Markakis 1974; Shrikhande 1976; Francis 1977; Eskin 1979; Hrazdina 1974, 1981) giải quyết sự ổn định và màu sắc của anthocyanin bị ảnh hưởng bởi các yếu tố này. Bài viết này sẽ xem xét các yếu tố ảnh hưởng đến màu sắc và sự thoái hóa của anthocyanin và những nỗ lực đã 1

được thực hiện để ổn định sắc tố anthocyanin trong ánh sáng khả năng sử dụng làm chất màu trong nhiều hệ thống thực phẩm khác nhau.

Anthocyanin bao gồm một nhóm các sắc tố tự nhiên chịu trách nhiệm về màu xanh, đỏ, tím, tím và đỏ tươi của hầu hết các loài trong vương quốc thực vật. Các chất polyphenolic này là các glycosides của các chất anthocyanin, polyhydroxy và polymethoxy của các muối 2-phenylbenzopyrylium hoặc flavylium. Số lượng lớn các nhóm glycosyl và acyl có thể liên kết với mười sáu anthocyanidins tự nhiên khác nhau (Timberlake và Bridle 1975) đã góp phần vào hơn 247 sắc tố anthocyanin khác nhau đã được báo cáo trong tài liệu.

Sự đa dạng về cấu trúc của các sắc tố này, ngoài tính chất phản ứng cao và lưỡng tính của chúng, đã làm cho việc nhận dạng và định lượng của chúng tẻ nhạt và khó khăn.

Các phương pháp định tính và định lượng được sử dụng để phân tích anthocyanin đã được một số tác giả xem xét (Markakis 1974; Shrikhande 1976; Timberlake 1980; Francis 1982).Một số yếu tố ảnh hưởng đến sự ổn định sắc tố anthocyanin bao gồm pH và nhiệt độ, cũng như sự hiện diện của axit ascorbic, đường, ion và kim loại.

2. ẢNH HƯỞNG CỦA CẤU TRÚC Factors affecting anthocyanin color and stability ( các yếu tố ảnh hưởng màu và chất lượng anthocyanin ) Sắc tố anthocyanin hầu như phổ biến trong giới thực vật. Chúng có đặc điểm cấu trúc bằng cách sở hữu một bộ xương carbon C & c6, và vì điều này, có thể được coi là hợp chất flavonoid (Geissman 1962). Tuy nhiên, mặc dù cũng có nguồn gốc sinh tổng hợp tương tự như các flavonoid tự nhiên khác (Harborne 1967; Grisebach 1982), anthocyanin khác với các hợp chất này bằng cách hấp thụ mạnh ánh sáng khả kiến (Brouillard 1982). Màu sắc và tính ổn định của anthocyanin là các chức năng của cấu trúc phân tử vốn có của chúng, ngoài các yếu tố bên ngoài khác nhau.

Các anthocyanins tự nhiên là glycosides chủ yếu là sáu anthocyanidins, đây là các dẫn xuất polyhydroxy và polymethoxy của muối 2-phenylbenzopyrylium (flavylium) (Hình 1). Tuy nhiên, những điều này không thể giải thích các biến thể màu vô hạn được quan sát thấy trong các mô của cây cao hơn (Asen 1976). Phản ứng cao của phân tử aglycone chủ yếu chịu trách nhiệm cho các thay đổi cấu trúc khác nhau mà anthocyanin trải qua trong môi trường axit (Timberlake và Bridle 1967a; Brouillard 1982). Bản chất của các thành phần đường, nhóm acyl và methoxy ít ảnh hưởng đến các phản ứng gây ra sự thay đổi cấu trúc (Timberlake 1980), nhưng vị trí gắn kết của chúng trong phân tử sắc tố có 2

thể có ảnh hưởng sâu sắc. Theo Asen (1976), các sửa đổi cấu trúc khác nhau thường che khuất, và chưa được xác định, mặc dù chúng được giả định là chịu trách nhiệm về phạm vi màu sắc liên quan đến anthyocyanins.

Các anthocyanins tự nhiên luôn được glycosyl hóa ở vị trí C-3 (Harborne 1958a) (Hình 1). Phân tử glycosyl có thể là bất kỳ một số monosaccharide khác nhau (chủ yếu là glucose, rhamnose, galactose, xylose hoặc arabinose), disaccharides (chủ yếu là rutinose, sambubiose hoặc sophorose; lathyrose, gentiobiose hoặc laminariobiose xảy ra ít thường xuyên hơn) hoặc trisaccharides; Tuy nhiên, glucose là phổ biến nhất. Vì anthocyanidin nói chung không ổn định và ít hòa tan trong môi trường nước hơn anthocyanin (Timberlake và Bridle 1966), glycosyl hóa được giả định là mang lại sự ổn định và độ hòa tan cho phân tử sắc tố (Harborne 1979). Mất phân tử glycosyl ở vị trí 3 đi kèm với sự phân hủy nhanh chóng của aglycone trong các hệ thống mô hình, với sự mất màu không thể đảo ngược (Jurd 1972a).

Nếu một trang web thứ hai trong phân tử anthocyanin được glycosyl hóa, nó thường nằm ở vị trí 5 (Brouillard 1982). Mỗi sự thay thế glycosyl có liên quan đến sự dịch chuyển đặc trưng, như sự khác biệt trong hấp thụ tối đa của anthocyanidin-3-glycosides và anthocyanidin-3,5diglycosides đã được sử dụng như một phương tiện để phân biệt bằng phương pháp phổ (Harborne 1958b). Dựa trên vị trí gắn kết và số lượng đường, Harborne (1963) đã phân loại anthocyanin thành 18 nhóm (tức là 3-monosides, 3biosides, 3-triosides, 3,5dimonosides, 3-bioside-5-monosides, 3 -bioside-7-monosides, v.v.)

3

Hình 1: Ngoài vị trí 3 và 5, glycosyl hóa cũng có thể xảy ra ở các vị trí 7, 3, 4 ’và( hoặc ) 5’ (Brouillard 1982). Tuy nhiên, trở ngại vô tính thường loại trừ glycosyl hóa ở cả vị trí 3 'và 4' của một phân tử sắc tố. Brouillard (1982) lưu ý rằng không có anthocyanin đã được báo cáo nơi glycosyl hóa hoặc methyl hóa xảy ra ở tất cả các vị trí 3, 5, 7 và 4 '.

Một nhóm hydroxyl tự do tại bất kỳ vị trí 5, 7 hoặc 4 nào là cần thiết cho sự hình thành của một quinoidal Bên cạnh vị trí 3 và 5, glycosyl hóa cũng có thể xảy ra ở các vị trí 7,3, 4 'và ( hoặc) 5' (Brouillard 1982 ). Tuy nhiên, trở ngại vô tính thường loại trừ glycosyl hóa ở cả vị trí 3 'và 4' của một phân tử sắc tố. Brouillard (1982) lưu ý rằng không có anthocyanin đã được báo cáo nơi glycosyl hóa hoặc methyl hóa xảy ra ở tất cả các vị trí 3, 5, 7 và 4 '. Một nhóm hydroxyl tự do tại bất kỳ vị trí 5, 7 hoặc 4 'nào là cần thiết cho sự hình thành quinoidal (anhydrobase) (Brouillard 1982). Cấu trúc này có nguồn gốc từ dạng cation flavylium của anthocyanin, do mất hydro hydroxyl có tính axit, thường trên pH 3 (Hình 2). Cấu trúc quinoidal của anthocyanins chủ yếu chịu trách nhiệm cho sắc tố của hoa (Jurd và Asen 1966; Asen và cộng sự 1970, 1972, 1975, 1977) và các mô trái (Scheffeldt và Hrazdina 1978; Williams và Hrazdina 1979).

4

Các flavylium cation, từ đó cấu trúc quinoidal có nguồn gốc, là tương đối ổn định trong điều kiện axit pH 1-3). Cation này đã được mô tả như là một cation carboxonium dị vòng, tích điện dương của nó phân bố trên toàn bộ cấu trúc dị vòng, tạo nên sáu dạng cộng hưởng góp phần (Hình 3) (Ingold 1969; Brouillard 1982). Theo Ben & et al.

(1967), các chi phí dương tính cao nhất một phần xảy ra ở vị trí 2 và 4 của cation flavylium. Sự ổn định của cation phụ thuộc rất nhiều vào tấn công nucleophilic ở một trong hai vị trí, bởi các hợp chất như nước và các ion sulfite (Ben & et al. 1% 7; Brouillard và El Hage Chahine 198Oa). Ngoài ra, proton của các nhóm hydroxyl ở các vị trí 5, 7 và 4 'có thể dễ dàng được loại bỏ chỉ với sự gia tăng nhẹ về pH.

5

3. ẢNH HƯỞNG CỦA PH pH có ảnh hưởng đáng kể đến màu sắc của dung dịch anthocyanin. Anthocyanin hoạt động giống như chỉ số pH do tính chất lưỡng tính của chúng. Dưới pH 3, dung dịch anthocyanin hiển thị màu đỏ mạnh nhất của chúng. Khi pH của dung dịch này tăng lên, màu đỏ của chúng thường mờ dần đến điểm chúng xuất hiện không màu trong khoảng pH từ 4 đến 5. Tăng thêm pH làm dung dịch anthocyanin có màu tím và xanh, và sau khi lưu trữ hoặc xử lý nhiệt, đã được quan sát thấy thay đổi trong sắc tố xanh da trời sang màu vàng.

Trước khi nghiên cứu được thực hiện bởi Brouillard và cộng sự (Brouillard và Dubork 1977; Brouillard và Delaporte 1977; Brouillard er al. 1978), những thay đổi quan sát về sắc tố với các biến thiên về pH là do phương trình phản ứng cân bằng được trình bày trong phương trình (1).

Trong sơ đồ này, trong điều kiện axit, có một trạng thái cân bằng giữa cation flavyium (AH +) và dạng carbinol pseudobase (B) của anthocyanin, với sự tồn tại của một dạng tạm thời, cấu trúc anhydrobase quinoidal (A) thu được bởi deprotonation của flavylium cation (Sondheimer 1953; Timberlake và Bridle 1966; 1967a; Harper 1968; Jurd 1963, 1972a). Các dung dịch sắc tố trên pH 7, được tổ chức cho một perior mở rộng hoặc ở nhiệt độ cao, được cho là dần dần thay đổi sắc tố từ xanh sang vàng như một kết quả gián tiếp của sự hình thành cấu trúc chalcone (C) thông qua phân hạch vòng của anhydrobase (A) (Hrazdina 1974). Sự tồn tại của cấu trúc chalcone được Markakis et al.

(1957) và Adams (1972, 1973b) trong các nghiên cứu về sự suy thoái nhiệt của anthocyanin. Chalcone được mô tả như một hợp chất không màu (Timberlake 1980); tuy nhiên, dạng ion hóa của nó có liên quan với màu vàng nhạt (Brouillard 1982). Dạng ion hóa này không đặc biệt ổn định, và do đó, màu vàng quan sát có xu hướng biến mất theo thời gian, tùy thuộc vào pH của dung dịch (Brouillard 1982).

6

Hrazdina (1971) đã chứng minh sự hình thành 3,5-di- (O- & D-glucosy1) -7hydroxycoumarin từ anthocyanidin-3,5-diglucosides trong dung dịch nước nóng ở pH 3 đến 7, có lẽ do chuyển đổi cấu trúc của anhydrobase (Hình 4). Tuy nhiên, tính hợp lệ của cơ chế được đề xuất được đặt câu hỏi vì sự biến đổi cấu trúc của anthocyanin (Hình 2) ủng hộ sự hình thành chalcone ở nhiệt độ cao (Brouillard và Delaporte 1977). Vì vậy, sự tham gia trực tiếp của chalcone, hoặc dẫn xuất của nó, là base carbinol, được đề xuất trong sự hình thành các dẫn xuất coumarin từ anthocyanidin-3,5-diglucosides. Cần lưu ý rằng anthocyanidin-3-glucosides không tạo thành dẫn xuất coumarin (Hrazdina và Franzese 1974). Đề án được minh họa trong phương trình. (1) đã được Brouillard và Dubois (1977) đặt câu hỏi trên cơ sở (a) thiếu bằng chứng cho sự hình thành anhydrobase dưới ngưỡng axit (pH 3-4), và (b) thực tế là cân bằng flavylium cationcarbinol được hiển thị tồn tại ngay cả khi cation thiếu một nhóm hydroxyl. Sử dụng phục hồi methap hóa học, Brouillard và Dubois (1977) cho thấy sự cân bằng giữa carbinol và dạng cơ sở quinoidal của malvin xảy ra độc quyền bằng cách sử dụng cation flavylium, trái với các báo cáo trước (Jurd và Ckissmann 1963; Jurd và Asen 1966; Timberlake and Bridle 1967a; Harper và Chandler 1967; Jurd 1972a) rằng cơ sở quinoidal không hydrat hóa.

Hình 4. Cơ chế phân hủy anthocyanidin-3, 5 diglucosides, tại pH 3.7 (a) Dẫn xuất coumarin và (b) Một cấu trúc tương tự cấu trúc của gốc anthocyanin Brouillard và Delaporte (1977) đã chứng minh rằng trong dung dịch axit (pH 1-6) tại 25OC, malvidin-3-glucosidee xisted trong bốn hình thức cân bằng: base quinoidal (A), cation flavylium (AH +), carbinol pseudobase (B) và chalcone (C). Các cơ chế biến đổi chung liên quan được minh họa trong hình 2. Các cation flavylium đã được chứng minh để mang lại cơ sở quinoidal thông qua mất một proton. Việc bổ sung nucleophilic của 7

nước vào cation này tạo ra cấu trúc carbinol tồn tại trong một trạng thái cân bằng tautomeric cân bằng nước mạch vành với dạng chalcone của anthocyanin. Sự trao đổi proton cation bởi dung môi tỏa nhiệt, trong khi hydrat hóa cation và mở vòng pyrylium đều là nhiệt độ và kết hợp với những thay đổi tích cực (Brouillard và Delaporte 1977).

Do đó, bất kỳ sự gia tăng nhiệt độ nào cũng sẽ tạo thuận lợi cho sự hình thành của chalcone với sự tiêu tốn của các dạng quinoidal, flavylium và carbinol của một anthocyanin cụ thể. Điều này phù hợp với công trình trước đó của Markakis et al. (1957) và Adams (1972, 1973b).

Timberlake (1980) và Brouillard (1982) cho rằng sự phân bố của bốn cấu trúc anthocyanin khác nhau ở một pH cụ thể, dưới các điều kiện cân bằng, có thể dẫn đến một số kết luận thú vị. Nghiên cứu của Brouillard và Delaporte (1978) và Brouillard et al. (1982) đã chỉ ra rằng trong môi trường axit trung bình (pH 0.5), cation flavylium đỏ tồn tại như là dạng duy nhất ở trạng thái cân bằng (Hình 5). Với sự gia tăng độ pH của dung dịch, cả hàm lượng của dạng này và sắc tố của dung dịch giảm, vì cation hydrat hóa đến gốc carbinol không màu.

Hình 5. Phân bố bốn cấu trúc anthocyanin khác nhau với ph dưới điều kiện cân bằng Malvidin-3-glucoside: 25 "C. AH+ = flavylium cation đỏ, B = carbinol pseudobase không màu, C = chalcone không màu, A = quinoidal anhydrobase màu xanh (adapted from Timberlake 1980).

8

Sự hình thành của chalcone không màu và anhydrobase quinoidal xanh bắt đầu từ độ pH hơi thấp hơn tương ứng với đặc trưng pK của sự cân bằng giữa các cation flavylium và base carbinol (khi có một lượng tương đương của mỗi dạng).Tỷ lệ của mỗi cơ sở chalcone, quinoidal và carbinol tiếp tục tăng khi pH tăng (nói chung là pH 4,5) với sự tiêu tốn của flavylium cation đỏ. Trong khoảng pH từ 4 đến 5, hàm lượng của hai dạng anthocyanin màu có xu hướng rất nhẹ, tổng hiệu ứng của chúng góp phần ít vào sắc tố của dung dịch.

Markakis (1960) cho thấy anthocyanin hiển thị màu tối thiểu tại điểm đẳng điện của chúng, hoặc khi anthocyanin chủ yếu ở dạng peptudobase carbinol của nó. Sự cân bằng giữa cation flavylium đỏ và bazơ quinoidal màu xanh dương được kết hợp với giá trị pK đặc trưng thứ hai (tức là, pH 4,25 trong Hình 5). Trên pH 5, quinoidal màu xanh là dạng anthocyanin màu duy nhất hiện diện; tuy nhiên, nó có mặt ở nồng độ tương đối thấp. Rõ ràng là khi pH của một hệ thống nhất định tăng lên, sắc tố đỏ liên kết với anthocyanin bị giảm đi. Trừ khi một số yếu tố ổn định có mặt để làm tăng màu sắc của flavylium cation và dạng cơ sở quinoidal (ví dụ, bằng acyl hóa, copigmentation, vv) hoặc ít nhất là duy trì nồng độ của chúng, việc sử dụng anthocyanins như chất màu thực phẩm sẽ có vẻ không hiệu quả nhất thực phẩm thường có độ pH trong khoảng từ 3 đến 7 (Timberlake 1980).

Tỷ lệ suy thoái anthocyanin đã được Meschter (1953) cho là phụ thuộc vào pH. Giảm độ pH trong khoảng từ 5 đến 1 được chứng minh là làm tăng khả năng giữ lại anthocyanin trong nước ép dâu tây, với sự ổn định tối đa được quan sát ở pH 1,8 (Meschter 1953). Daravingas và Cain (1968) cũng quan sát thấy sự suy thoái của anthocyanin quả mâm xôi chính, cyanidin-3diglucoside được làm chậm rõ rệt ở các giá trị pH thấp. Tinsley và Bockian (1960) đã quan sát thấy một hiệu ứng ổn định mạnh mẽ trên pelargonidin-3-glucoside trong các hệ thống mô hình được làm nóng trong không khí bằng cách hạ thấp độ pH. Bằng chứng đã được trình bày trước đó cho sự tồn tại của một trạng thái cân bằng giữa các ion hydronium và một anthocyanin, pelargonidin-3-glucoside, ở dạng flavylium cation đỏ và pseudobase không màu, ngậm nước trong khoảng pH từ 1,2 đến 4,0 (Sondheimer 1953) . Sự cân bằng này sau đó được xác nhận bởi Lukton et al. (1956).

9

Tỷ lệ phá hủy pelargonidin-3-glucoside trong sự hiện diện của oxy, cả trong dung dịch đệm và nước ép dâu tây ở 45oC, đã được chứng minh là có liên quan trực tiếp đến lượng sắc tố ở dạng pseudobase, nhưng tỉ lệ nghịch với số lượng flavylium cation đỏ (Lukton et af. 1956) Adams (1972, 1973b) tương tự đã chứng minh sự phá hủy anthocyanin gia tăng trong sự hiện diện của oxy ở pH 2 đến 4. Ngược lại, sự phá hủy anthocyanin đã được chứng minh là hầu như phụ thuộc vào pH trong phạm vi pH từ 2,0 đến 4,5 trong trường hợp không có oxy (Adams 1972, 1973b; Lukton et al. 1956) 4. SỰ TRÙNG HỢP VÀ PHẢN ỨNG NGƯNG TỤ Markakis (1974) đã lưu ý rằng màu xanh anthocyanin của các sản phẩm thực vật không phải do ảnh hưởng pH, mà đúng hơn là sự lên men và sự tạo phức kim loại. Anthocyanin đã được chứng minh là hình thành các phức hợp yếu với một số hợp chất như gallotannin, các flavonoid khác (đặc biệt là quercetin và ruth) và polysaccharides (Asen et al. 1972) thông qua sự trùng hợp giữa các phân tử, hoặc với các chất tạo thành một phần của một sắc tố anthocyanin phân tử thông qua sự trùng hợp nội phân tử. Cần lưu ý rằng màu sắc tăng cường quan sát cho các hệ thống chứa anthocyanin tự nhiên với gallotannin gần đây đã được gọi là một hiệu ứng trùng hợp, cũng như sự tương tác của gallotannin với polyphenol oxidase để tạo thành phức hợp mà không có hoạt động của oxidase (Sakuraba và Ichinose 1982). Polyphenol oxidase là một loại enzyme được biết là gây ra một hiệu ứng sự khử màu trên anthocyanins.

Cơ chế liên kết giữa anthocyanin và chất trùng hợp được cho là liên quan đến liên kết hydro (Timberlake và Bridle 1975; Asen 1976). Theo Brouillard (1982), sự trùng hợp nội phân tử (tức là acyl hóa) hiệu quả hơn trong việc ổn định anthocyanin so với sự trùng hợp liên phân tử. Các anthocyanin được acetyl hóa thường cho thấy phản ứng nhỏ hơn đối với các phản ứng trùng hợp so với các sắc tố không được khử ion (Hrazdina 1981).

Hiệu ứng trùng hợp có thể xảy ra kết hợp với kim loại phức tạp, một trường hợp đặc biệt của trùng hợp nội phân tử (Jurd và Asen 1966; Van Teeling et al. 1971), nhưng theo Nakayama và Powers (1972), điều này thường là ngoại lệ hơn so với quy tắc .Tạo phức chất hoặc sự trùng hợp, kết quả trong một sự thay đổi bathochromic trong bước sóng có thể nhìn thấy hấp thụ tối đa, từ màu đỏ sang màu xanh (Asen et al. 1972).

10

Asen et al. (1972) báo cáo rằng sự trùng hợp gây ra một sự thay đổi bathochromic với cả cation flavylium và cơ sở quinoidal, nhưng sẽ tăng độ ổn định màu. Hiệu ứng này có xu hướng rõ rệt hơn là nồng độ anthocyanin, và tỷ lệ chất trùng hợp với anthocyanin, tăng lên (Asen và cộng sự 1972; Asen 1974, 1976; Timberlake 1980). Khi nồng độ sắc tố trở nên tương đối cao, bản thân anthocyanin có thể đóng vai trò như các chất trùng hợp (Nakayama và Powers 1972). Scheffeldt và Hrazdina (1978) đã đo màu sắc của các dung dịch có chứa một lượng flavonol không đổi, rutin, như là chất trùng hợp với một loạt các nồng độ anthocyanin. Họ đã chứng minh rằng anthocyanin ở nồng độ thấp (cô lập từ Vitis spp.), Tăng màu bằng cách trùng hợp được tăng cường, nhưng giảm sự gia tăng tương ứng trong nồng độ anthocyanin. Việc giảm anthocyanin cho sự trùng hợp với rutin là do sự ổn định của ion dương flavylium thông qua tự liên kết (Scheffeldt và Hrazdina 1978). Một kết tủa màu nâu đỏ, được phát triển trong chiết xuất axit hóa của puree dâu tây trong quá trình bảo quản, được cho là kết quả của pelargonidin-3-glucoside polyme hóa (Erlandson và Wrolstad 1972). Spayd et al. (1984) do tăng độ đục và màu polyme, và giảm tỷ lệ màu sắc do tanin, để ngưng tụ anthocyanin trong nước táo và lê trộn với nước trái cây có chứa anthocyanin. Họ nhận thấy rằng trong một nước ép cơ bản nhất định, độ đục tương quan cao với màu polyme.

Theo Timberlake và Bridle (1982a), ảnh hưởng của sự tự kết hợp, có xu hướng xảy ra ở mức độ pH thấp và sự trùng hợp, nổi bật hơn ở pH cao hơn, có thể xảy ra đồng thời khi nồng độ anthocyanin tăng lên. Kết quả là màu sắc có thể tăng hơn tỷ lệ để tập trung sắc tố. Timberlake (1980) và Timberlake và Bridle (1982a) do đó, nhấn mạnh tầm quan trọng của việc ngăn chặn sự mất đi anthocyanin thông qua pha loãng hoặc suy thoái trong quá trình xử lý, vì điều này có thể dẫn đến mất màu sản phẩm tương đối lớn hơn.

Ngoài nồng độ anthocyanin (Scheffeldt và Hrazdina 1978; Asen 1976; Asen và các cộng sự 1971, 1972), một loạt các yếu tố khác có thể ảnh hưởng đến hiệu ứng trùng hợp (Osawa 1982). Bản chất của anthocyanin đã được chứng minh là có ảnh hưởng lớn đến sự thay đổi về sắc tố (xanh da trời) gắn liền với một sự điều chỉnh cho trước (Asen và cộng sự 1972; Yazaki 1976; Williams và Hrazdina 1979). Williams và Hrazdina (1979) lưu ý rằng những thay đổi về cường độ màu của dung dịch anthocyanin không đồng đều trong phạm vi pH từ 1 đến 7, nhưng bị ảnh hưởng bởi các mẫu thay thế của vòng B và bản chất của các nhóm thế ở vị trí 3 và 5 . Bản chất của chất trùng hợp (Asen et al. 1972) 11

và nồng độ của nó (Asen et al. 1971, 1972; Asen 1976) cũng đã được chứng minh là ảnh hưởng đến hiệu ứng sự trùng hợp. Ảnh hưởng của pH đến màu sắc và độ ổn định của anthocyanin thuần túy đã được đề cập trước đây trong tổng quan này; tuy nhiên, ảnh hưởng của nó đối với sự trùng hợp không kém phần quan trọng (Asen er al 1972; Yazaki 1976). pH ảnh hưởng không chỉ ở dạng anthocyanin có sẵn để tham gia vào phản ứng trùng hợp, mà còn là bản chất ion của (các) chất trùng hợp. Một số yếu tố khác có thể ảnh hưởng đến sự trùng hợp và sự gia tăng màu sắc liên quan với hiện tượng này đã được thảo luận bởi Osawa (1982), và hướng đến đánh giá của ông cho phạm vi bao quát rộng hơn của chủ đề. Bên cạnh những bông hoa khác nhau có màu sắc là do sự trùng hợp (Saito và các cộng sự 1961, 1972; Yoshitama và các cộng sự 1975; Yoshitama và Abe 1976; Yoshitama 1977; Asen và cộng sự 1970, 1971, 1972, 1975, 1977), màu sắc chung của nước trái cây và rượu vang đỏ cũng được cho là kết quả của hiện tượng này. Nước ép trái cây thu được từ các loại quả mọng được xử lý bằng men đã được mô tả là có màu cao hơn so với nước ép không được xử lí bằng enzyme. Điều này là không đáng ngạc nhiên, cho rằng các thành phần tế bào khác nhau chẳng hạn như flavonoid, alkaloids, axit amin và nucleotide hoạt động như các chất trùng hợp với các mức độ khác nhau (Asen và cộng sự, 1972; Timberlake và Bride 1977; Osawa 1982) được phân tách trong quá trình, và do đó có sẵn để kết hợp với các sắc tố anthocyanin. Co và Markakis (1% 8) đã xác định một số hợp chất flavonoid từ chiết xuất từ quả dâu tây, bao gồm catechin, quercetin-3-glucoside và kaempferol-3-glucoside, tất cả đều được Asen và cộng sự xác định là các mẫu có khả năng. (1972). Chất flavonoid polymer và anthocyanin đóng một vai trò quan trọng trong việc tạo màu nho và rượu vang đỏ (Somers 1966b, 1967, 1971; McCloskey và Yengoyan 1981). Sastry và Tischer (1952) và Somers (1971) tìm thấy tannin nho (flavonoid ngưng tụ) có tác dụng bảo vệ anthocyanins của nước ép nho Concord và rượu vang đỏ. Phân tử nhỏ anthocyanin, ban đầu chịu trách nhiệm cho sắc tố của các loại rượu vang đỏ trẻ, đã được chứng minh là dần dần và không thể phục hồi trong quá trình lão hóa bởi các sắc tố polymer ổn định hơn (Somers 1971; McCloskey và Yengoyan 1981). Somers (1971) đã báo cáo vật liệu polymer trong rượu vang đỏ (tuổi) này ít nhạy cảm với pH hơn và tương đối chống lại sự khử màu bằng sulfur dioxide. Bằng cách sử dụng tất cả các kiến thức, một phương pháp đã được phát triển để xác định sự đóng góp của 12

anthocyanin monomeric (và cũng polyme, bởi sự khác biệt) với màu tổng thể của rượu vang đỏ (Somers và Evans 1974). Một số phản ứng ngưng tụ đã được chứng minh trong các nghiên cứu với muối flavylium tổng hợp. Các muối này dễ dàng ngưng tụ với phloroglucinol (Jurd và Waiss 1965) và catechin (Jurd 1% 7) trong dung dịch nước để tạo thành flavanylphloroglucinol và 4-flavanyl-flavylium muối, tương ứng. Các liên kết có liên quan tương tự như các liên quan đến tannin cô đặc (Jurd 1967). Ngoài ra, Jurd (1972b) cho thấy các muối flavylium tổng hợp để trải qua quá trình nhị trùng hóa dung dịch nước, các sắc tố nhị trùng hóa, kết quả hiển thị các tính chất quang phổ tương tự như các hợp chất gốc của chúng. Phản ứng nhị trùng hóa được cho là liên quan đến sự ngưng tụ ban đầu của các muối flavylium và cơ sở carbinol của nó để tạo ra một sản phẩm mà sau đó đã trải qua một loạt các phản ứng chuyển giao ion hydride liên phân tử (Jurd 1972b). Những phản ứng ngưng tụ này chưa được chứng minh cho anthocyanins tự nhiên và / hoặc anthocyanidins. Thủy phân các thành phần ở vị trí 3 hoặc 3 và 5 trước tiên sẽ cần thiết cho các phản ứng trên diễn ra (Hrazdina 1974). Tuy nhiên, các phản ứng thủy phân như vậy có thể xảy ra trong điều kiện axit (tức là pH 2-5) của nước trái cây và rượu vang, khiến cho các phản ứng ngưng tụ đề xuất hoàn toàn khả thi trong các hệ thống tự nhiên trong quá trình chế biến và bảo quản (Hrazdina 1974). Trong khi nhiều phản ứng ngưng tụ liên quan đến anthocyanin đã được quan sát để tăng sắc tố, các phản ứng ngưng tụ khác đã được chứng minh là làm giảm sắc tố. Như đã chỉ ra bởi Jurd (1972a), các muối flavylium đã được chứng minh là dễ dàng ngưng tụ với các axit amin, phioroglucinol, catechin và các nucleophile khác để tạo ra 4 flav-2enes thay thế, có thể phản ứng và có thể trải qua những thay đổi tiếp theo tùy thuộc vào bản chất của 4 nhóm thế (Jurd và Waiss 1965; Jurd 1967). Cuối cùng, sự mất màu anthocyanin sẽ được quan sát.

Sự ngưng tụ axit anthocyanin-ascorbic là một ví dụ về phản ứng khử màu (Jurd 1972a; Poei-Langston và Wrolstad 1981). Việc bổ sung axit ascorbic vào các loại thạch anthwyaninsont đã được Freedman và Francis (1984) đưa ra để dẫn đến việc tẩy trắng các sản phẩm này. Sulfite tẩy trắng anthocyanin cũng được cho là do sự tấn công nucleophilic của cation flavylium bởi ion bisulfit tích điện âm, tạo ra một axit sunphur4 (hoặc 2) - sulfonic (Jurd 1964a; Timberlake và Bride 1967b). Timberlake và Bridle

13

(1968) đã cho thấy các muối flavylium có chứa các nhóm methyl hoặc phenyl ở vị trí 4 hầu như không bị ảnh hưởng bởi các tác dụng tẩy trắng của sulfur dioxide.

Hiện tượng trùng hợp, và một số phản ứng ngưng tụ có liên quan, đưa ra một giải thích cho các biến thể màu vô hạn xuất hiện trong các mô thực vật trong phạm vi pH, vị trí anthocyanin đơn lẻ hầu như không màu (Asen et al. 1972). Mặc dù sự ổn định của các phức hệ màu này chưa được nghiên cứu một cách có hệ thống trong điều kiện thực tế (Marlrakis 1982a), dường như chúng không đơn thuần như hầu hết các anthocyanin không điều chỉnh (Timberlake 1980; Timberlake và Bridle 1982a; Ribereau-Gayon 1982). Flavonol và flavon, như chất trùng hợp, luôn được tìm thấy kết hợp với anthocyanin trong trái cây và nước trái cây (Hooper và Ayres 1950; Harborne 1959; Chiriboga và Francis 1973), có khả năng là kết quả của các con đường sinh tổng hợp tương tự (Harborne 1967; Grisebach 1982). Việc áp dụng ngày càng cao các enzym vào dịch chiết quả đã dẫn đến tăng hiệu ứng trùng hợp như là kết quả trực tiếp của sự phân tách, giúp nước ép trái cây nhiều màu sắc và hấp dẫn. Quá trình điều chỉnh cũng đã được chứng minh là làm giảm hiệu ứng khử màu của acid ascorbic (Shrikhande và Francis 1974). Có lẽ, sự ngưng tụ của anthocyanin với flavonol ngăn cản sự hình thành phức chất giữa anthocyanin và acid ascorbic.

5. PHỨC HỢP KIM LOẠI Dung dịch anthocyanin xuất hiện không màu dưới điều kiện sinh lý bình thường (pH 37) do sự bất ổn tương đối của anhydrobase. Sao chép và các phản ứng ngưng tụ khác đã được chứng minh là hoạt động ổn định sắc tố anthocyanin và màu liên quan của chúng; tuy nhiên, ổn định có thể cũng là kết quả của sự phức tạp với sắt, thiếc, nhôm, đồng hoặc nhiều loại ion kim loại khác. Theo Markakis (1974), các loại chelate và muối kim loại này (metallo-anthocyanins) thường gây ra sự dịch chuyển giống như đồng nhiễm sắc tố, từ màu đỏ sang màu xanh và tím ổn định. Không giống như đồng nhiễm sắc tố, tuy nhiên, chỉ những anthocyanin có nhóm orthodiphenolic trong B-ring có khả năng phức tạp với các ion kim loại (Geissman et al. 1953). Do đó có thể phân biệt những anthocyanin phổ biến có nhóm này (cyanidin-, delphinidin- và petunidin-glycosides) từ những không, bởi sự xuất hiện của một sự thay đổi bathochromic trong tối đa hấp thụ khi thêm một số kim loại, ví dụ, sắt hoặc nhôm (Harborne 1973; Francis 1977).

14

Cyanidin-3,5diglucoside được thể hiện bởi Bayer et al. (1966) không ổn định hoặc các phức hợp màu xanh với các kim loại hóa trị hai coban, niken, canxi, magiê hoặc bari trong phạm vi pH từ 4 đến 6. Các phức hợp sắt và nhôm, tuy nhiên, đã được quan sát là tương đối ổn định với một màu xanh đậm, tương tự như chelate hình thành với thiếc, titan, crom, urani và chì (Bayer et al. 1966). Những kim loại sau này có xu hướng hiện diện chỉ trong một lượng nhỏ, nếu có, hầu hết các nhà máy, dẫn đến một đề nghị của Asen (1974, 1976) rằng nó không chắc rằng các kim loại khác ngoài sắt hoặc nhôm có liên quan đến màu hoa hoặc quả. Pyysalo (1973) cho thấy cyanidin-3-galactoside và delphinidin tạo thành màu xanh đậm phức tạp trong sự hiện diện của các ion sắt và thiếc.

Cyanidin-3-glucoside cũng tạo thành một phức hợp màu sắc bền vững với sự hiện diện của các ion nhôm, với sự hình thành phức tạp tối đa xảy ra ở pH 5.5 (Jurd và Asen 1966). Độ pH đã được chứng minh là có ảnh hưởng rõ rệt đến màu sắc của nhôm (Asen et al.

1969), sắt và thiếc chelates (Pyysalo 1973). Trong phạm vi hẹp (pH 3.0 đến 3.5) thay đổi độ pH nhẹ chỉ 0,1 đơn vị có thể thay đổi màu sắc của nhôm chelates từ màu đỏ sang màu xanh tím (Asen et al. 1969). Các phức hợp của cyanidin-3-glucoside và nhôm có màu đỏ dưới độ pH 3.0, thay đổi thành màu xanh lam lên đến pH 3,5 và giữ lại màu trên độ pH 3.5 (Asen et al. 1969). Quan sát tương tự với liên quan đến màu sắc và độ nhạy pH đã được ghi nhận cho sắt chelates (Pyysalo 1973; Jurd và Asen 1966).

Mặc dù có sự hiện diện của kim loại trong một số sắc tố xanh phức tạp cô lập (Saito và các cộng sự 1961; Asen và Jurd 1967; Hayashi và Talc & 1970; Van Teeling et al. 1971), Asen (1974, 1976) đã gợi ý rằng chelates kim loại chỉ chơi vai trò nhỏ trong màu sắc của các sản phẩm thực vật. Tuy nhiên, một số nghiên cứu đã được tiến hành để điều tra các tác động ổn định của kim loại trong điều kiện sinh lý. Sistrunk và Cash (1970) đã có thể ổn định màu sắc của dâu tây nghiền bằng cách thêm muối stannic. Wrolstad và Erlandson (1973) đề xuất rằng màu đỏ ổn định của nước ép dâu tây là do một tincyanidin phức tạp hơn là một phức tạp thiếc với anthocyanin dâu lớn, pelargonidin-3-glucoside.

Pelargonidin không có khả năng phức tạp với kim loại vì nó thiếu một nhóm orthodiphenolic (Geissman ef al. 1953). Các cyanidin được cho là đã được giải phóng khỏi leucocyanidin không màu được xác định trong dâu tây của Co và Markakis (1968).

Một phức hợp màu đỏ tương tự thiếc và cyanidin đã được báo cáo trong quả lê đóng hộp (Chandler và Clegg 197Oa, b). Chandler và Clegg (197Oc) lưu ý rằng, mặc dù sự tham 15

gia của tin vào điều này phức tạp, bổ sung các ion stannous để nghiền nhuyễn lê trước khi chế biến một phần hoặc hoàn toàn ức chế sự phát triển của sắc tố đỏ. Họ đã lưu ý rằng việc bổ sung các chất khử khác như SOz cũng có hiệu quả trong việc ức chế sự đổi màu.

Sự ổn định tương đối cao và sức mạnh tinctorial của kim loại-anthocyanin các khu phức hợp trước đó đã dẫn đến một đề xuất cho việc sử dụng tiềm năng của chúng như là tự nhiên chất màu thực phẩm (Jurd 1972a). Các kim loại hoạt động bằng cách chelating các anthocyanin trong một cấu trúc quinoidal ổn định ở các giá trị pH từ 3 đến 6 (Nakayama và Powers 1972), độ pH thông thường của nước ép thực vật. Tuy nhiên, Starr và Francis (1973) có báo cáo rằng mặc dù đồng, sắt, nhôm và thiếc cung cấp sự bảo vệ tốt hơn, hoặc sự ổn định, đối với anthocyanin của nước ép nam việt quất, hiệu quả không có lợi vì sự đổi màu xanh và nâu cũng là kết quả của hình thành đồng thời các phức hợp tannin kim loại. Segal và Oranescu (1978) báo cáo cải thiện sự ổn định màu sắc trong nước anh đào chua, nho và nước ép dâu tây mà nhôm và muối thiếc đã được thêm vào. Coffey et al. (1981), điều tra tính ổn định và màu sắc của tinh khiết cyanidin-3-glucoside và chiết xuất nước mâm xôi trong sự hiện diện của các ion thiếc ( 〖Sn)2+) và nhôm (〖Al(3+)), kết luận rằng mặc dù sự phức tạp kim loại xảy ra, sự ổn định sắc tố của các phức hợp này không đủ để biện minh cho ứng dụng thực tế.

6. ASCORBIC ACID Beattie et al. (1943) là một trong những nhà nghiên cứu đầu tiên quan sát sự biến mất đồng thời của axit ascorbic và anthocyanin trong các loại nước ép trái cây được lưu trữ, và đề xuất một sự tương tác có thể có giữa hai hợp chất. Quan sát tương tự đã được báo cáo bởi một số nhà điều tra (Sondheimer và Kertesz 1952; Meschter 1953; Pratt và cộng sự 1954; Markakis và cộng sự 1957; Starr và Francis 1968). Các nghiên cứu của Sondheimer và Kertesz (1953) cho rằng sự mất mát tối đa của anthocyanins xảy ra trong điều kiện thuận lợi nhất đối với sự oxy hóa acid ascorbic. Điều này cho thấy tầm quan trọng của các sản phẩm oxy hóa, chứ không phải là axit ascor-bic, trong sự phá hủy anthocyanin. Mặc dù hydrogen peroxide là một thành phần của quá trình oxy hóa acid ascorbic, sự hình thành của nó trong nước ép dâu tây vẫn chưa được chứng minh. Mặc dù vậy, Sondheimer và Kertesz (1952) đã chứng minh sự mất mát đáng kể về màu sắc 16

do sự hiện diện của Hz02 bổ sung trong nước ép dâu tây. Pratt et al. (1954) sau đó đã hạn chế sự tham gia của acid ascorbic trong sự phân tích anthocyanin và đề xuất sự tham gia của riboflavin trong các phản ứng này.

Markakis et al. (1957) đã chứng minh một tác dụng hiệp đồng giữa axit ascorbic và oxy trên sự suy thoái sắc tố. Starr và Francis (1968) tương tự quan sát thấy rằng sự mất sắc tố tối đa trong cocktail nam việt quất xảy ra khi mức độ cao hoặc nồng độ oxy và axit ascorbic được thêm vào nước ép.

Một sự tương tác giữa anthocyanin và acid ascorbic đã được ghi nhận trong mô hình hệ thống của anthocyanin dâu tây, ngay cả khi không có oxy (MarMs et al. 1957). Jurd (1972a) đã đề xuất một phản ứng ngưng tụ giữa anthocyanin và acid ascorbic tương tự như giữa các muối flavylium và dimedone. Các sản phẩm thoái hóa được hình thành từ phản ứng như vậy không ổn định và suy thoái hơn nữa thành các hợp chất không màu (Jurd 1972a). Poei-Langston và Wrolstad (1981), sử dụng hệ thống axit-floconol ascorbic-flavonol, cũng trình bày bằng chứng rằng các sắc tố anthocyanin và axit ascorbic bị phân hủy bởi một cơ chế ngưng tụ. Sử dụng các phương pháp phân cực, Harper (1968) đã chỉ ra rằng các muối flavylium có khả năng chấp nhận các electron có điện thế âm thấp. Shrikhande và Francis (1974) sau đó đã đề xuất rằng anthocyanin, giống như các ion đồng (Silverblatt et al. 1943), hoạt động như những người khởi xướng có thể trong các phản ứng dây chuyền trong sự suy thoái axit ascorbic.

Wrolstad et d. (1970) tìm thấy ảnh hưởng của axit ascorbic đến chất lượng màu của dâu tây đông lạnh không đáng kể trong điều kiện bảo quản ở nhiệt độ thấp. Axit ascorbic thực sự được cho là ổn định anthocyanin ở nhiệt độ thấp hơn, sự hủy diệt nhanh chóng của anthocyanin trong sự hiện diện của axit ascorbic ở nhiệt độ cao thường được cho là do các sản phẩm suy thoái hiệu chỉnh của axit ascorbic (Sondheimer và Kertesz 1953; Wrolstad et al. 1970; Eskin 1979). Trong khoảng thời gian 24 giờ ở 50 ° C, Sistrunk và Cash (1970) quan sát thấy không có tác dụng của axit ascorbic (đã thêm 4 ppm) trên màu đỏ (CDM a) của dâu tây xay nhuyễn. Màu sắc đã được công bố là được cải thiện trong nửa đầu thời gian bằng cách thêm axit ascorbic.

17

7. ĐƯỜNG VÀ SẢN PHẨM THOÁI HÓA CỦA ĐƯỜNG Ảnh hưởng của đường và các sản phẩm suy thoái của chúng đã được nghiên cứu bởi một số nhà nghiên cứu. Đường thường tăng tốc sự suy thoái của chính anthocyanin dâu tây, pelargonidin-3-glucoside (Meschter 1953; Mackinney) et al. 1955; Tinsley và Bockian 1960). Fructose, arabinose, lactose và sorbose chứng minh tác dụng phân hủy lớn hơn nhiều trên sắc tố hơn glucose, sucrose hoặc maltose. Oxy tăng cường tác dụng phân hủy của tất cả những loại đường này. Theo Meschter (1953), khi có mặt đường, tỷ lệ phân tích sắc tố có liên quan đến tốc độ mà đường xuống cấp thành các hợp chất dạng furfural. Các hợp chất này, furfural (có nguồn gốc chủ yếu từ aldo-pentoses) và 5 hydroxymethylfurfural (HMF; được hình thành từ keto-hexoses), có thể được hình thành thông qua phản ứng Maillard (Hodge 1953), hoặc bởi quá trình oxy hóa axit ascorbic (Kurata và Sakurai 1967; Sloan et al. 1969), axit polyuronic (Starr và Francis 1968) hoặc thậm chí là anthocyanins. Những sản phẩm phân hủy này có thể ngưng tụ với anthocyanin để hình thành phức tạp hợp chất màu nâu (Debicki-Pospisil et al. 1983).

Sử dụng hệ thống mô hình anthocyanins dâu tây, Tinsley và Bockian (1960) thấy rằng, bằng cách tăng nồng độ đường, lượng chiết sắc tố nói chung giảm. Họ gây ra sự mất mát một phần cho sản phẩm phân hủy furfural, HMF, và levulinic và axit formic. HMF phân hủy thành axit levulinic và formic trong môi trường axit nhất các loại trái cây có chứa anthocyanin và nước ép của chúng (Eskin 1979). Ngược lại với báo cáo của Calvi và Francis (1978) rằng sự hiện diện của furyl aldehyde (furfural và HMF) không nhất thiết ảnh hưởng đến sự suy thoái sắc tố, một số lượng lớn của các nhà nghiên cứu (Meschter 1953; Markakis và cộng sự 1957; Tinsley và Bockian 1960; Daravingas và Cain 1968; Segal và Negutz 1969; Debicki-Pospisil et al. 1983) đã phát hiện rằng furfural và HMF đẩy nhanh sự thoái hóa anthocyanin, ngay cả ở nồng độ thấp.

Daravingas và Cain (1968) đã chứng minh rằng các sản phẩm suy thoái đường hiệu quả hơn nhiều so với đường mẹ trong việc tăng tốc anthocyanin phá vỡ. Họ đã nghiên cứu ảnh hưởng của glucose và các sản phẩm phân hủy của nó về sự ổn định của anthocyanin mâm xôi đen chính, cyanidin-3- diglucoside. Một sự mất mát tối thiểu của sắc tố đã được quan sát thấy trong sự hiện diện của glucose trong khi một mất mát tối đa đã được ghi nhận trong sự hiện diện của furfural (Daravingas và Cain 1968). Nói chung, các sản phẩm xuống cấp đường cao cấp (levulinic và axit formic) không phản ứng gần như 18

nhanh chóng với anthocyanin như các furyl aldehyd mẹ (Mackinney et af. 1955; Markakis và cộng sự, 1957; Tinsley và Bockian 1960; Daravingas và Cain 1965, 1968; Debicki-Pospisil et al. 1983). Debicki-Pospisil et al. (1983) mô tả sắc tố tăng tốc suy thoái trong sự hiện diện của furfural và HMF như là nhiệt độ trực tiếp phụ thuộc, rõ rệt hơn trong nước trái cây và giảm đáng kể ở nitơ. Các nghiên cứu động học đã chỉ ra rằng tỷ lệ phân tích sắc tố trong sự hiện diện của monosaccharides là thứ tự đầu tiên (Tinsley và Bockian 1960; Daravingas và Cain 1968).

SO2 Sulphur dioxide, thường được sử dụng như một chất bảo quản trong ngành công nghiệp thực phẩm, có được tìm thấy để ổn định anthocyanin của một số loại quả mọng ở nồng độ thấp, và rõ ràng là hiệu quả hơn khi kết hợp với axit ascorbic hoặc rutin, một bản sao (Adams 1973a; Williams và Hrazdina 1979). Mặc dù điều này ổn định hiệu quả, tuy nhiên, việc áp dụng thực tế của một điều trị như vậy là hạn chế do hiệu ứng decolorizing của sulfite trên các sắc tố (axit hóa đến khoảng pH 1 là cần thiết để phục hồi màu đỏ) (Jurd 1964a). Jurd (1964a) đã đề xuất rằng anthocyanin ở dạng cation flavylium tham gia vào một phản ứng đảo ngược với các ion bisulfite để tạo thành axit flaven-4-sulfonic không màu, một cấu trúc tương tự với pseudobase anthocyanic (Hình 6). Timberlake và Bridle (196%) đã xác nhận một phần giả thuyết này bằng cách chứng minh sự hình thành phức tạp giữa sulfur dioxide và các cation của các muối flavylium, anthocyanidin, và anthocyanin trong tỷ lệ mol 1: 1. Brouillard và El Hage Chahine (1980b) đã chỉ ra rằng bổ sung nucelophilic của hydrogen sulfite vào muối flavylium của cyanin dẫn đến sự hình thành chất ổn định cao, không màu Phụ gia kiểu Meisenheimer. Các hằng số hình thành cho phức hợp anthocyanin-bisulfit đã được xuất bản bởi Timberlake và Bridle (1967b) và Brouillard và El Hage Chahine (1980b). Các giá trị lớn của các hằng số này cho thấy rằng rất nhỏ lượng điôxít lưu huỳnh tự do có thể làm giảm số lượng đáng kể anthocyanin (Brouillard và El Hage Chahine 198Ob; Markakis 1982a). Động học các nghiên cứu đã chỉ ra phức hợp anthocyanin-bisulfite rất ổn định; các bisulfite moiety có lẽ là nguyên nhân gây ngừng hoạt động của liên kết đường aglycone, do đó ngăn chặn sự thủy phân và sự hình thành sau đó của sự suy thoái nâu sản phẩm (Admas 1972, 1973a). Timberlake và Bridle (1968) cho rằng ion bisulfit liên kết ở vị trí 4, vì các muối flavylium chứa metyl hoặc các gốc phenyl ở vị trí này.

19

8. O2 và H2O2 Những ảnh hưởng có hại của O2 lên anthocyanin đã được được một số nhà nghiên cứu quan sát. Nebesky et al. (1949) gọi oxy và nhiệt độ như các chất tác động đặc hiệu nhất trong sự hủy diệt anthocyanins trong nước trái cây từ việt quất, nho, anh đào, mâm xôi và quả dâu tây. Starr và Francis (1968) đã chứng minh tác động bất lợi của oxy trên anthocyanins có trong quả việt quất. Daravingas và Cain (1968) đã chỉ ra rằng anthocyanins của quả mâm xôi đóng gói bằng nitơ hoặc ghép mí chân không được ổn định hơn so với những quả mâm xôi được đóng gói thông thường. Oxy có thể gây ra các tác dụng có hại của nó trên anthocyanins thông qua một cơ chế oxy hóa trực tiếp và / hoặc thông qua quá trình oxy hóa gián tiếp nhờ đó các thành phần bị oxy hóa của môi trường có khả năng phản ứng với anthocyanins để sản xuất các sản phẩm sắc tố không màu hoặc sắc tố nâu.

Hình 6: Chuyển hóa thuận nghịch của (a) anthocyanins (muối flavilium) với HSO3- từ mẫu (b) FLAVEN-4-sulfonic acid Gly đại diện cho một phân nữa glycosyl (Jurd 1964b) H202 cũng đã được chứng minh là có hại cho anthocyanin. Sondheimer và Kertesz (1952, 1953) đã nghiên cứu động học của quá trình oxy hóa anthocyanin của H202 cả trong dung dịch tinh khiết của anthocyanin trong quả dâu tây (elargonidin-3-glucoside) và trong nước ép dâu tây. Các tác giả cho rằng sự phá hủy axit anthocyanin do ascorbic gây ra trong các sản phẩm dâu tây là do H202 hình thành trong quá trình oxy hóa hiếu khí của axit ascorbic. H202 vẫn chưa được phát hiện trong nước ép dâu tây; tuy nhiên, nó 20

được cho là phản ứng với các sắc tố anthocyanin để tạo ra các sản phẩm phân hủy dẫn đến sự hình thành kết tủa nhựa nâu trong nước trái cây (Sondheimer và Kertesz 1952, 1953). Markakis et ul. (1957) thu hồi 85% anthocyanin có nhãn 14C từ một kết tủa như vậy.

Hình 7: Lukton et ul. (1956) gợi ý rằng kết tủa và đục nước trong nước ép trái cây được hình thành từ quá trình oxy hóa trực tiếp dạng pseudobase của anthocyanins, tiếp theo là thủy phân và hình thành các hợp chất không tan. Hrazdina (1970) đã chỉ ra rằng, khi tấn công nucleophilic của malvidin-3,5diglucoside với H202 trong dung dịch nước, vòng dị vòng được cắt giữa vị trí 2 và 3 để tạo thành các este axit acetic 0-benzoyloxyphenyl của malvone hoặc este của axit trihydroxymadelic (Hình 7 (b)).

Tương tự, các anthocyanidin-3,5diglucosides acyl hóa khác nhau bị oxy hóa với H202 trong điều kiện có tính axit để estyl hóa este axit o-benzolyphenyl acyl hóa (Hrazdina và Franzese 1974). Tuy nhiên, khi phản ứng tương tự được thực hiện trong điều kiện trung tính sản phẩm phản ứng là 3-0-acyl-glucosyl-5-0-glucosyl-7-hydroxy coumarin (Hrazdina và Franzese 1974) (Hình 7 (c)). Hiệu ứng được đánh dấu của các thành phần trên hạt nhân flavylium, và pH và bản chất của hệ dung môi, tiếp tục được chứng minh bằng quá trình oxy hóa các muối 3-methylflavylium thành 3-acetyl benzofurans trong dung dịch nước metanolic (Jurd 1964b) và để enol benzoat trong dung dịch axit (Jurd 1966). Các sản phẩm oxy hóa có thể tham gia thêm phản ứng suy thoái.

9. NHIỆT ĐỘ

21

Như với hầu hết các phản ứng, tỷ lệ suy thoái anthocyanin, trong các hệ thống tự nhiên và mô hình, đã bị ảnh hưởng rõ rệt bởi nhiệt độ xử lý và lưu trữ (Nebesky, 1949; Meschter 1953; Decareau al. 1956; Markakis al. 1957; Ponting al. 1960; Daravingas và Segal và Negutz 1969; Hrazdina al 1970; Adams và Ongley 1973; Polesello và Bonzini 1977; Mishkin và Saguy 1982; Simard al. 1982).

Meschter (1953) đã chứng minh một mối quan hệ tuyến tính giữa tỷ lệ log của sự suy giảm màu sắc thocyanin trong bảo quản dâu tây và nhiệt độ bảo quản. Từ những dữ liệu phá hủy nhiệt này, ông đã chỉ ra rằng thời gian 50% hủy màu anthocyanin trong bảo quản dâu tây là 1 giờ ở 100°C; 240 giờ ở 38°C; và 1300 giờ ở 20°C. Kết quả tương tự thu được cho pelargonidin-3- glucoside trong dung dịch đệm của Markakis al. (1957), người đã đề nghị chế biến các sản phẩm trái cây và rau quả ở nhiệt độ cao trong thời gian ngắn để đạt được sự giữ lại sắc tố tối đa. Đề xuất này đã được Adams và Ongley (1973) ủng hộ cho thấy sự phá hủy sắc tố trong dâu tây đóng hộp là không đáng kể trong quá trình khử trùng ở nhiệt độ cao so với quá trình làm nguội chậm và lưu trữ nhiệt độ môi trường xung quanh.

Keith và Powers (1965) đã báo cáo tỷ lệ suy thoái của pelargonidh-3- glucoside, rnalvidin-3-glucoside và petunidin-3-glucoside theo động học bậc nhất. Pelargonidin-3glucoside được ghi nhận là ổn định nhất trong ba loại. Tinsley và Bockian (1960) trước đó đã cho thấy sự suy thoái pelargonidin-3-glucoside theo động học bậc nhất trong một hệ thống mô hình; Wrolstad al. (1970) cho thấy sự suy thoái cyanidin-3-glucoside cũng là thứ tự đầu tiên. Một số nhà nghiên cứu khác đã chỉ ra rằng đối với một số anthoyanian khác nhau, trong mô hình và hệ thống tự nhiên, suy thoái theo cơ chế phản ứng bậc 1 (Meschter 1953; Markakis al. 1957; Segal và Negutz 1969; Tanchev 1983).

Sự phụ thuộc của tốc độ suy thoái anthocyanin về nhiệt độ có thể được xác định từ thứ tự đầu tiên và đường cong phá hủy nhiệt, cung cấp thông tin cần thiết để tính toán các thông số động học như năng lượng kích hoạt (Ea), Qlo và z. Các tham số khác nhau này có liên quan, như được chỉ ra trong phương trình.

(2) và (3) (Lund 1975):

22

Trong đó Ea là năng lượng kích hoạt (cal / mol); R là hằng số khí phổ quát (1.987 cal / mol K); T là nhiệt độ (K) T1 thường được thực hiện khi nhiệt độ 100C trên TK z là độ dốc của đường phá hủy nhiệt, là" thay đổi nhiệt độ C cần thiết để thay đổi thời gian hủy nhiệt bằng hệ số 10 (0C ) Qlo là tỷ số của tốc độ phản ứng ở (T+10)0C Bằng cách sắp xếp lại phương trình (2) và (3) Labuza và Riboh (1982) cũng cho thấy rằng:

Dữ liệu được cung cấp bởi Meschter (1953) được sử dụng để tính giá trị 25,60C. Theo Lund (1975), giá trị này tương ứng với một Ea khoảng 16 kcal / mol.

Tanchev (1983), nghiên cứu sự suy giảm động học của anthocyanin màu (như đo quang phổ) trong một loạt các loại trái cây được lưu trữ ở 10, 20, 30 và 400C, tương ứng, báo cáo một Ea của 16,6 ± 0,4 kcal / mol, và z và Qlo giá trị 24,50C và 2,5 ± 0,7.

23

Tuy nhiên, Tanchev (1983) báo cáo một Ea 23,2 ± 1,1 kcal / mol, và z và Qlo giá trị của 27,50C và 2,4 ± 0,6, tương ứng, cho anthocyanin màu sắc trong các loại trái cây nóng ở nhiệt độ xử lý của 78, 88, 98 và 108 ° C. Sử dụng phương trình. (2), (3) và các giá trị z và Qlo được Tanchev (1983) báo cáo tương ứng với các giá trị Ea tương ứng trong phạm vi nhiệt độ được nghiên cứu. Những kết quả này sẽ cho thấy một sự thay đổi rõ ràng trong Ea với nhiệt độ, một hiện tượng được thảo luận bởi Labuza và Riboh (1982). Markakis (1982a) và Mishkin và Saguy (1982) cũng đã báo cáo giá trị Ea là 27 và 25 kcal / mol, tương ứng, cho sự thoái hóa màu anthocyanin ở nhiệt độ xử lý (tức là > 70 0C) Các kết quả trên cho thấy màu anthocyanin ổn định hơn trong điều kiện xử lý so với suy nghĩ đầu tiên. Điều này có thể là kết quả của phản ứng ngưng tụ, nhờ đó nồng độ của các sắc tố polymer tăng theo nhiệt độ và thời gian lưu trữ. Các chất màu polyme như vậy đã được chứng minh là góp phần tạo màu nho và rượu vang đỏ (Somers 1966b, 1967, 1971; McCloskey và Yengoyan 1981) và nước ép nho Concord (Sastry và Tischer 1952), và sự hiện diện của chúng nhằm bảo vệ anthocyanin trong các các sản phẩm. Rất có thể là các sắc tố polymer phân hủy khác với các chất monocicyanin monomeric, như được phản ánh trong các giá trị Ea tương ứng cho sự thoái hóa màu anthocyanin trong điều kiện lưu trữ và xử lý. Tỷ lệ biến mất của anthocyanin monomer của quả việt quất đã được điều chỉnh theo phương trình hồi quy bậc 1, tức là, dường như theo động học phản ứng bậc 0, khi nước được bảo quản ở 10 ° C (Simard et al. 1982). Tuy nhiên, Simard et al. (1982) báo cáo tỷ lệ biến mất của sắc tố tương ứng với phương trình hồi quy bậc hai, tức là xuất hiện lần đầu tiên, khi nước quả được trữ ở 27 và 37 "C. Điều này một lần nữa cho thấy rằng anthocyanin bị thoái hóa bởi các cơ chế khác nhau Có thể ảnh hưởng đến các thành phần khác nhau trong môi trường (Le., các flavonoid khác, protein, ion kim loại, vv).

Một số lượng lớn các yếu tố ảnh hưởng đến sự thoái hóa anthocyanin trong các hệ thống tự nhiên đã ngăn cản việc làm sáng tỏ bất kỳ chương trình suy thoái đơn nào đối với các sắc tố này. Nó đã được chứng minh rằng anthocyanin nguyên chất, trong trường hợp không có các hợp chất bổ sung khác hơn so với các axit và bộ đệm được sử dụng để điều chỉnh pH, làm suy giảm bởi một cơ chế phản ứng trật tự đầu tiên (Adams 1973b). Ít nhất hai con đường cho sự thoái hóa thocyanin là có thể. Theo Markakis et al. (1957), 24

vòng dị vòng của pseudobase không màu mở ra để tạo thành một chalcone không màu trước khi thủy phân liên kết glycosidic (Hình. (A)). Cơ chế này được đề xuất để đáp ứng với việc thiếu anthocyanidin có thể phát hiện được trong quá trình phân hủy pelargonidin-3-glucoside tinh khiết (Markakis và cộng sự, 1957). Sự suy thoái đã được chứng minh là phụ thuộc vào nhiệt độ. Adams (1972, 1973a, b) đưa ra một cơ chế thay thế. Anthocyanin được làm nóng trong khoảng pH từ 2 đến lần đầu tiên trải qua quá trình thủy phân glycosid sau đó chuyển đổi anthocyanidin thành chalcone, sau đó tạo ra adiketone (Hình. Adams (1972, 1973b) cho rằng anthocyanidin nói chung không ổn định trong khoảng pH 2. Tỷ lệ hình thành các loại đường tự do được thể hiện chặt chẽ theo tỷ lệ biến mất của màu đỏ, chứng minh rằng glycosidic thủy phân anthocyanins là nguyên nhân chính gây mất màu đỏ (Adams Nó được giả định rằng sự suy thoái thêm của các sản phẩm phân tích chính, được hình thành bởi một trong hai con đường được đề xuất, dẫn đến các sản phẩm có màu nâu (Lukton và cộng sự, 1956; Markakis và cộng sự 1957; Erlandson và Wrolstad 1972; Abers và Wrolstad 1979) ).

Cơ chế phân hủy anthocyanin, như được trung gian bởi quá trình gia tăng và lưu trữ nhiệt độ, đã được chứng minh là phụ thuộc vào bản chất của anthocyanin. Hrazdina (1971) đã xác định một diglycoside coumarin như một sản phẩm thoái hóa đơn thuần của malvidin-, cyanidin-, delphinidin-, petunidin- và peonidin-3,5diglycosides trong khoảng pH 3 đến 7. Nhiệt độ tăng ac- celerated phản ứng tổng thể ( Hrazdina 1971).

Tuy nhiên, như đã lưu ý trước đây, anthocyanidm-3-glycosides không tạo thành dẫn xuất coumarin (Hrazdina và Franzese 1974). Markakis (1982a), được hỗ trợ bởi dữ liệu trình bày bởi Brouillard (1982) và Timberlake (1980), ghi nhận tầm quan trọng của thời gian cân bằng giữa cấu trúc chalcone và flavylium. Các phản ứng cân bằng giữa các dạng antho-cyanic có khuynh hướng tỏa nhiệt từ trái qua phải trong sơ đồ sau (Brouillard 1982):

25

Cân bằng được dịch chuyển về phía chalcone khi đun nóng. Tuy nhiên, sự phản xạ trở lại cation flavylium đã được chứng minh là tương đối chậm. Các flavylium cation đỏ thường được thực hiện như một thước đo tổng số anthocyanin tập trung trong phân tích định lượng. Do đó, như Markakis (1982a) đã đề xuất có liên quan đến các nghiên cứu suy thoái trước đó, nếu không có đủ thời gian cho việc chuyển đổi chalcone thành flavylium, kết quả của những nghiên cứu này có thể không chính xác.

10. SỰ SUY THOÁI ENZYME Có một số enzyme, nội sinh trong hầu hết các mô thực vật, có liên quan đến sự đổi màu của anthocyanin. Nói chung, chúng đã được xác định là glycosidases (Huang 1955; Forsyth và Quensel 1957) hoặc phenolases (Peng và Markakis 1963), mặc dù vậy,Grommeck và Markakis (1964) cũng đã báo cáo sự thoái hóa anthocyanin bỏi enzyme xúc tác peroxidase.

Huang (1955, 1956a) đã điều tra hành động khử màu của một số chế phẩm enzyme nấm thô trên các dung dịch của anthocyanin tinh khiết trong khoảng pH từ 3,0 đến 4,5. Sự biến đổi này là do tác động của glycosidases (anthocyanases) đã thủy phân anthocyanin thành anthocyanidin và đường, với sự mất ổn định một cách tự nhiên của aglycone làm suy giảm các dẫn xuất không màu (Huang 1955, 1956a; Forsyth và Quesnel 1957). Sự biến đổi của aglycone giải phóng thành các dẫn xuất không màu và sự khử anthocyanin bằng enzyme anthocyanase nấm đã được tìm thấy theo động học bậc nhất ở pH 3,95 và 30 ° C (Huang 1956b).

Một chế phẩm anthocyanase nấm được sử dụng bởi Yang và Steele (1958) để loại bỏ anthocyanin dư thừa từ các sản phẩm tập trung (mứt và thạch nham lê đen), nơi sắc tố quá tối và không hấp dẫn. Huang (1955) đã đề nghị sử dụng các chế phẩm enzyme như vậy trong sản xuất rượu vang trắng từ nho đỏ. Wagenknecht et al. (1960) do sự mất màu đỏ kết hợp với vết bỏng trong anh đào chua để anthocyanase nội sinh hoạt động.

Harborne (1965) sử dụng các chế phẩm B-glucosidase và anthocyanase để mô tả các glycosides flavonoid khác nhau. Tỷ lệ deglycosyl hóa đã được tuyên bố là hữu ích trong việc phân biệt O- từ C-glycoside và trong việc mô tả flavonoid có chứa nhiều hơn một loại đường (Harborne 1965).

26

Tanchev et al. (1969) báo cáo sự phá hủy anthocyanin trong nước mâm xôi và dâu tây đã được xử lý bằng một số chế phẩm enzyme pectolytic thương mại. Sự mất mát màu sắc quan sát trong các loại nước ép này có thể là kết quả của hoạt động gây ô nhiễm glycosidase (hoặc phenolase) trong các chế phẩm thương mại. Trong hầu hết các trường hợp, hoạt động thứ cấp trong các chế phẩm enzyme thương mại là mong muốn, và chi phí thanh lọc thường ngăn cản việc loại bỏ tổng số hoạt động đó.

Phenolase hầu như phổ biến ở vương quốc thực vật, xúc tác quá trình oxy hóa các hợp chất phenolic như catechol và các o-dihydroxyphenol khác thành oquinones, sau đó có thể (a)phản ứng với nhau tạo thành các polyme màu nâu có trọng lượng phân tử cao hơn ; (b) phản ứng với các axit amin/protein để hình thành các phức phân tử có màu nâu; hoặc (c) oxy hóa các hợp chất có khả năng khử oxy hóa thấp hơn (Mathew và Parpia 1971). Anthocyanin là chất nền kém cho enzyme (Markakis 1982a). Peng và Markakis (1963) đã chỉ ra rằng, mặc dù hai anthocyanin chính được phân lập từ quả anh đào màu đỏ được chứng minh là chất nền nghèo cho phenolase nấm. Trên cơ sở của quan sát này, các tác giả đề xuất một chương trình của các phản ứng liên tiếp để giải thích tác dụng của các phenol trung gian (Hình 9). Catechol bị oxy hóa bởi phenolase thành 0-benzoquinone, sau đó nó sẽ oxy hóa anthocyanin thành một sản phẩm không màu (Peng và Markakis 1963). Một cơ chế oxy hóa kết hợp tương tự được đưa ra như là lời giải thích cho hiệu ứng tăng tốc mà axit chlorogenic và catechin có trong sự suy thoái anthocyanin bởi phenolase trong cà tím (Sakamura và Obata 1963; Sakamura và cộng sự. 1965) và anh đào ngọt (Pifferi và Cultrera 1974). Trong một nghiên cứu gần đây điều tra vai trò của phenolase dâu trong suy thoái anthocyanin, Wesche-Ebeling (1984) cho rằng anthocyanin dâu đã bị phá hủy hoặc thông qua quá trình oxy hóa trực tiếp bởi quinones được hình thành từ catechin bởi phenolase nội sinh hoặc qua quá trình đồng trùng hợp của anthocyanin thành các chất màu nâu polyme ( tannin) được hình thành từ quá trình trùng hợp catechin-quinone.

27

Hình 9: cơ chế oxy hóa kết hợp đến sự khử màu anthocyanin của phenolase (Peng và Markakis 1963) Pifferi và Cultrera (1974) cho thấy acid ascorbic có tác dụng bảo vệ trên anthocyanin và màu liên quan của chúng do bị oxy hóa ưu việt bởi o-quinone được hình thành thông qua quá trình oxy hóa enzym của phenol trung gian. Anthocyanin không bị phá hủy miễn là axit ascorbic có trong hệ thống. Markakis (1982a) cho rằng điều này là tương tự như sự ức chế của màu nâu phenolase xúc tác nơi axit ascorbic làm giảm oquinone trước khi nó có thể polime hóa.

Pifferi và Cultrera (1974) đã phân lập được hai phenolaza chiếm ưu thế từ quả anh đào ngọt cho thấy hoạt động tối đa đối với chất nền catechol ở pH 4.2 và 6.5, tương ứng.

Tuy nhiên, sự phá hủy tối đa sắc tố đã được quan sát thấy ở pH 5.6, và không ở pH tối ưu của một trong hai chế phẩm phenolase cô lập. Theo các tác giả này, anhydrobase của anthocyanin, dễ bị tác động trực tiếp hoặc gián tiếp của phenolase hơn là flavylium cation. Sakuraba và Ichinose (1982) cho rằng tỷ lệ khử sắc tố anthocyanin bởi phenolase phụ thuộc vào mẫu hydroxyl hóa của vòng beta, và mức độ glycosyl hóa. Ngoài cà tím, anh đào ngọt và dâu tây, phenolase đã được chứng minh là chịu trách nhiệm cho sự đổi màu anthocyanin trong anh đào chua (Van Buren et d. 1960; Shrikhande 1973), nho (Segal và Segal 1969), và trong hoa và lá của một số các cây cao cấp khác (Proctor và Creasy 1969; Schumacker và Bastin 1974).

Một số phương pháp ức chế hoặc tiêu diệt các enzym khử chất anthocyanin đã được thử nghiệm. Siege1 er al. (1971) và Shrikhande (1973) sử dụng hơi nước chần của anh đào chua trong 45-60 giây trước khi đóng băng để cung cấp sự phá hủy anthocyanin tối thiểu 28

trong thời gian tiếp theo tan băng và pha trộn trong không khí. Goodman và Markakis (1965) đã ức chế hoạt tính phenolase trong nước ép anh đào chua bằng cách thêm 30 ppm SO2. Họ báo cáo rằng ở mức độ ức chế thấp pH tương tự có thể được thực hiện bằng cách bổ sung nồng độ SO2 thấp hơn. Na2S2O5, dithiothreitol, phenylhydrazine và cysteine là các chất ức chế hiệu quả phenolase trong nước ép nho Concord (Cash er al.

1976). Sakuraba và Ichinose (1982) đã báo cáo rằng gallotannin đã khử hoạt tính phenolase thông qua một cơ chế ngưng tụ trực tiếp. Sự ổn định anthocyanin tiếp tục bị ảnh hưởng bởi quá trình , nơi mà quá nhiều gallotannin và anthocyanin phức tạp thông qua tương tác kỵ nước (Sakuraba và Ichinose 1982).

11. TÍNH ỔN ĐỊNH CỦA ANTHOCYANIN VÀ SỬ DỤNG CHÚNG TRONG THỰC PHẨM Màu sắc đã được coi là một trong những thuộc tính chất lượng quan trọng nhất của sản phẩm thực phẩm thường tạo thành cơ sở chấp nhận của người tiêu dùng (Clydesdale 1978). Với điều này trong tâm trí, các nhà sản xuất thực phẩm thường yêu cầu thuốc nhuộm nhân tạo và / hoặc màu sắc tự nhiên được thêm vào sản phẩm của họ để đảm bảo xuất hiện mong muốn / chấp nhận được trong suốt thời hạn sử dụng của họ. Mối quan tâm về sự an toàn độc tính của thuốc nhuộm tổng hợp được sử dụng trong ngành công nghiệp thực phẩm đã dẫn đến nhiều sự quan tâm trong việc phát triển các sắc tố tự nhiên, ổn định để sử dụng làm nguyên liệu thực phẩm. Nhiều chất màu tổng hợp trên thị trường có một đối tác tự nhiên có thể được sử dụng tại chỗ của chúng mà không làm mất chất lượng sản phẩm. Ngoài màu xanh lá cây và màu xanh, tuy nhiên, màu đỏ không có sắc tố tự nhiên đã được chấp nhận rộng rãi để sử dụng trong ngành công nghiệp thực phẩm.

Anthocyanin có lẽ là chất được biết đến nhiều nhất trong các chất màu thực phẩm tự nhiên, tạo ra các loại trái cây và rau quả đỏ, tím và xanh như là kết quả trực tiếp của sự hiện diện của chúng trong các mô này (Shrikhande 1976). Tuy nhiên, như đã nêu trước đây, anthocyanin là tương đối không ổn định, các hợp chất phức tạp, một thực tế mà đã hạn chế sử dụng rộng rãi của họ như là phụ gia thực phẩm. Ngoài ra, tính không sẵn sàng thương mại của họ và khó khăn và chi phí liên quan đến việc khai thác và thanh lọc từ các nguồn tự nhiên đã góp phần hạn chế ứng dụng của họ như chất màu thực phẩm (Shrikhande 1976).

29

Việc phân loại anthocyanin là chất phụ gia thực phẩm màu tự nhiên khi chiết xuất từ một nguồn "tự nhiên" sẽ loại bỏ các hợp chất này khỏi thử nghiệm độc hại nghiêm ngặt và tốn kém, thuốc nhuộm tổng hợp phải trải qua trước khi chúng được làm sạch. Francis (1977) đã coi tiêu chuẩn an toàn kép này, một cho các hợp chất tự nhiên và một cho các hợp chất tổng hợp, phi logic. Tuy nhiên, nó đã cung cấp nhiều imptus cho sự phát triển của các chất thay thế, các chất màu tự nhiên phù hợp để bổ sung cho một loạt các sản phẩm thực phẩm. Một số nguồn sắc tố cao đã được sử dụng để khai thác anthocyanin.

Cả bột xịt và dung dịch đậm đặc chứa anthocyanins nho hiện đang được bán trên thị trường từ Ý dưới tên thương mại Enocolor (trước đây là Enocianina) (Anonymous 1981). Những sản phẩm này có màu đỏ sẫm, do phần lớn là nồng độ malvine chloride, và được sử dụng trong mỹ phẩm, dược phẩm, rượu vang và các loại đồ uống khác.

Lancrenon (1978) tuyên bố rằng chúng chứa quá nhiều tạp chất. Tuy nhiên, các tạp chất này có thể được loại bỏ bằng cách đi qua các chiết xuất nho đã được làm rõ thông qua các loại nhựa có chọn lọc để hấp phụ các polyphenol (Lancrenon 1978; Codounis và cộng sự, 1983).

Peterson và Jaffe (1969) đã cấp bằng sáng chế một quá trình mà anthocyanin được chiết xuất từ bã nho với một dung môi có cồn chứa 200-2000 ppm SOz. Các nhà nghiên cứu nhận thấy rằng việc bổ sung SO2 vào dung môi chiết xuất dẫn đến tăng sản lượng sắc tố. Palamidis và Markakis (1975) đã chứng minh rằng, bên cạnh việc chứa anthocyanin có độ tinh khiết cao hơn chiết xuất nước nóng, anthocyanin được chiết xuất từ rượu vang nho với 500 ppm SOz ổn định hơn như một chất màu cho đồ uống có ga. Philip (1974) đã sử dụng dung môi có chứa cồn 0,1-1 .O% axit tartaric để chiết xuất anthocyanin từ vỏ nho hoặc bã nhờn. Calvi và Francis (1978) đã thu hồi sắc tố anthocyanin từ Concord (Vitis labncscu) nước nho ép bằng cách chiết xuất axit-rượu truyền thống của bánh ép lọc. Chính et ul. (1978) đã thành công trong các chiết xuất phun từ bùn nước ép nho Concord, và Clydesdale et al. (1978) đã chứng minh tiềm năng của họ để sử dụng trong các sản phẩm thực phẩm khô như hỗn hợp nước giải khát dạng bột và các món tráng miệng gelatin.

Một bằng sáng chế gần đây của Hoa Kỳ đã được cấp cho Langston (1985) để sản xuất một sắc tố anthocyanin đơn sắc 'màu' cao từ bã nho. Chất chiết xuất sắc tố, không có đường, axit hữu cơ, anthocyanin polyme hóa và các vật liệu hòa tan trong nước khác, 30

thu được bằng dung môi chiết chứa bisulfit, tiếp theo là tách sắc ký trên chất hấp phụ không ion. Vitis spp. chiết xuất chứa hàm lượng malvidindiglycosides tương đối cao (Koeppen và Basson 1966; Singleton và Esau 1969). Hrazdina et ul. (1970) đã cho thấy các anthocyanin này ổn định hơn với quá trình oxy hóa và nhiệt hơn các anthocyanin khác thường được tìm thấy trong chiết xuất các loại trái cây khác.

Chiriboga và Francis (1970) sử dụng cranberry (Vuccinium macrucurpun) pomace như là một nguồn cho anthocyanin, với chiết xuất cồn sau đó được tinh chế bằng nhựa trao đổi ion. Các sản phẩm đông lạnh phù hợp để củng cố màu sắc của cocktail nước ép nam việt quất nhạt (Chiriboga và Francis 1973). Chính et al. (1978) đã phun thành công chiết xuất tinh khiết từ bánh ép nam việt quất, nhưng tìm thấy ứng dụng của nó trong hỗn hợp nước giải khát và các loại thực phẩm khô gói gelatin được giới hạn bởi một hương vị làm se mà nó truyền cho các sản phẩm này (Clydesdale et al. 1979a). Khoảng 40% sắc tố anthocyanin đỏ của nam việt quất, monogalactosides và monoarabinosides của cyanidin và peonidin (Zapsalis và Francis 1% 5), vẫn còn trong bánh ép sau khi chiết (Staples và Francis 1% 8).

Esselen và Sammy (1973, 1975) đã chuẩn bị một chiết xuất nước của anthocyanin của hồng cầu (Hibiscus sub & r @) calyces. Các sắc tố chính trong roselle là các dẫn xuất cyanidin và delphinidin (Du và Francis 1973), tạo ra màu sắc tương tự như của dền (Màu đỏ số 2) (Esselen và Sammy 1973). Chất cô đặc của dung dịch roselle chứa rất ổn định trong kho đông lạnh, và khi được sử dụng trong mứt và thạch, sắc tố và hương vị được bảo quản tốt ở 35 và 84 ° F trong thời gian bảo quản sáu tháng (Esselen và Sammy 1973, 1975). Clydesdale er al. (1979b) đã chuẩn bị một chất chiết xuất bột màu dạng bột được phun từ một tinh chất lỏng roselle. Tuy nhiên, họ thấy rằng mặc dù thể hiện sự ổn định tốt trong hỗn hợp nước giải khát và thức ăn đóng gói gelatin, bột roselle truyền đạt một hương vị không thể chấp nhận cho các sản phẩm.

Lá và vỏ trái cây của anh đào-mận (Pncnus cerusiferu), một cây cảnh, đã được nghiên cứu như một nguồn cho anthocyanin (Baker et ul. 1974a, b). Các anthocyanin anh đàomận, trong đó bao gồm các cyanidin và peonidin 3-glucosides và 3-rutinosides (Tanchev và Vasilev 1973), được chiết xuất bằng cách sử dụng ethanol axit hóa. Chúng được trình bày bởi Baker et al. (1974b) có tính chất cảm quan được chấp nhận và không gây dị ứng.

31

Quả việt quất (Vuccinium spp.) Là một nguồn giàu anthocyanin, chứa malvidin, delphinidin và petunidin 3-galactosides và 3-arabinosides. Mặc dù quá đắt để được trồng chỉ để chiết xuất sắc tố, các sản phẩm phế thải từ các hoạt động quả việt quất đông lạnh có thể cung cấp một nguồn sắc tố tự nhiên khả thi về mặt kinh tế (Shewfelt và Ahmed 1977). Cải bắp đỏ cũng được cho là nguồn cung cấp anthocyanin thương mại tiềm năng, chứa cyanidin-3,5-diglucoside và cyanidin-3-sophoroside-5-glucoside được acyl hóa với axit sinapic (Tanchev và Timberlake 1969). Shewfelt và Ahmed (1978) đã chiết xuất anthocyanins từ quả việt quất và bắp cải đỏ bằng cách sử dụng quy trình chiết SO2 và quy trình làm sạch trao đổi chiết xuất methanol. Các chất chiết xuất từ đông lạnh từ cả hai quy trình cho thấy sự ổn định màu sắc lớn hơn trong hỗn hợp nước giải khát khô so với đồ uống đã hoàn nguyên. Điều này phù hợp với Erlandson và Wrolstad (1972), người đã báo cáo anthocyanin dâu tây tương đối ổn định trong môi trường ẩm thấp, tức là bột trái ngược với đồ uống đã hoàn nguyên. Shewfelt và Ahmed (1977) đã tìm thấy chiết xuất methanolic của bắp cải đỏ để có độ tinh khiết và độ tin cậy cao hơn so với anthocyanin chiết xuất bằng cách sử dụng SOz. Họ cho rằng bột chiết xuất metanol có thể cung cấp các chất thay thế có thể cho các chất tạo màu đỏ tổng hợp (Đỏ số 2 và Đỏ số 40) nếu tổn thất sắc tố được giảm thiểu trong quy trình và tác nhân bảo vệ được thêm vào để làm chậm quá trình thoái hóa axit ascorbic.

Quả mọng đỏ nhiệt đới được gọi là "mimclefirtit" (Synsepulum dulciJicwn) chứa một chất bổ trợ vị giác đã được nghiên cứu như chất tạo ngọt tiềm năng; Tuy nhiên, một sản phẩm phụ của sản xuất bổ sung hương vị là sắc tố anthocyanin (Buckmire và Francis 1976). Buckmire và Francis (1978) đã chuẩn bị chiết xuất sắc tố từ trái cây kỳ diệu bằng cách sử dụng quy trình của Chiriboga và Francis (1970), và nhận thấy nó truyền đạt màu cam đỏ cho đồ uống có ga. Sự ổn định anthocyanin tương đương với anthocyanin từ các nguồn khác. Cyanidin-3-glycosides đã được báo cáo là chất anthocyanin chính có trong các chất chiết xuất từ trái cây kỳ diệu (Buckmire và Francis 1976).

Francis (1975) đã gợi ý rằng các quả mọng của Vibernwn dentutzun, chứa các sắc tố anthocyanin chiếm khoảng 1% trọng lượng tươi của quả mọng, có thể được sử dụng như một nguồn anthocyanin thương mại. Các sắc tố chính của quả cà phê Vibemum dentuzum là tất cả các dẫn xuất cyanidin, và do đó, chất chiết xuất có xu hướng có màu đỏ cam (Francis 1975) 32

Martinez và Valle (1981) đã nghiên cứu việc sử dụng anthocyanins duhat (Sysyium cumini Linn.) Như một chất màu thực phẩm. Đặc tính của anthocyanins trái cây duhat chưa được báo cáo. Một chiết xuất anthocyanin thô của trái cây duhat có tính chất màu sắc chấp nhận được khi so sánh với chất màu tổng hợp màu đỏ, nhưng một phát hiện sau hương vị đã được truyền đạt cho các loại nước trái cây màu (Martinez và Valle 1981).

Bilberries (Vucciniwn myrtillus) của Massif Miền Trung đã được sử dụng bởi một nhà máy ở Pháp để sản xuất anthocyanin cao cấp được sử dụng cho mục đích dược phẩm (Anonymous 1975). Mặc dù thông tin chi tiết về danh tính anthocyanin của loại quả này thiếu (Timberlake và Bridle 1982b), Suomalainen và Keranen (1961) ghi nhận sự hiện diện của glucose và các dẫn xuất arabinose của cyanidin, delphinidin, petunidin và malvidin.

Lowry và Chew (1974) đã báo cáo việc sử dụng chất chiết xuất anthocyanin từ hoa khô của Clitoreu ternutiu như một chất màu cho ricecakes Malaysia. Đáng ngạc nhiên, hoa Clitoreu chỉ chứa glycosides của delphinidin, ít ổn định nhất trong các anthocyanidin thông thường (Lowry và Chew 1974). Tính ổn định của chiết xuất anthocyanin được cho là được kết nối với sự hấp phụ của các sắc tố lên gel tinh bột của gạo nếp (Lowry và Chew 1974).

Markakis (1982b) đã đề cập đến việc thấy chất lỏng và các chế phẩm anthocyanin được phun có nguồn gốc từ da ôliu ở Oreece. Codounis et ul. (1983) đã mô tả một quá trình mà các sắc tố anthocyanin từ nước thải của cây chiết xuất oliveoil được chiết xuất và tinh chế. Các anthocyanin của quả ô liu chín đã được xác định là glycosides của cyanidin và peonidin, thường được acyl hóa với axit caffeic, khiến trái cây có màu xanh đậm hoặc màu tím (Timberlake và Bridle 1982b).

Một bằng sáng chế Nhật Bản đã được thu được (Kikuchi et ul. 1977) cho một quá trình mà một anthocyanin phun + ontaining màu thực phẩm thu được từ ngô màu tím (Maiz morado). Cyanidin-3-glucoside đã được xác định là anthocyanin chính trong lõi ngô và hạt ngô (Timberlake và Bridle 1982b).

Một bằng sáng chế của Hoa Kỳ đã được Asen et al. (1978) cho việc sử dụng một anthocyanin, peonidin-3- (dicaffeyl-sophoroside) -5-glucoside, trong đó sản xuất một 33

loạt các màu sắc, và ổn định trong thực phẩm và đồ uống trên phạm vi pH 2,0-8,0. Sắc tố này được tìm thấy trong hoa hồng rực rỡ "Trời xanh" (Ipomea tricolor), và được chiết xuất / tinh chế bằng phương pháp ba bước sắc ký cột tiếp theo là kết tủa ethyl ether (Asen et al. 1977).

Timberlake (1980) nói rằng các chế phẩm anthocyanin chiết xuất từ nhiều nguồn khác nhau được cho là có chất lượng đa dạng, chứa các anthocyanin bị phân hủy một phần, cô đặc và / hoặc polyme hóa, ngoài các loại tannin và copigments khác nhau. Với bản chất của các chế phẩm này, các chất chiết xuất sắc tố sẽ được dự kiến sẽ chịu chung số phận như các sắc tố gốc của thực phẩm (Timberlake 1980). Việc bổ sung các chất chiết xuất anthocyanin vào các hệ thống thực phẩm có thể khuyến khích các phản ứng với các thành phần nội sinh, có thể dẫn đến một sản phẩm có chất lượng giảm. Tuy nhiên, bằng cách kiểm soát cẩn thận các điều kiện chế biến và bảo quản, chất lượng cao của các sản phẩm có chứa các sắc tố anthocyanin tự nhiên có thể được duy trì, do đó cung cấp cho người tiêu dùng các sản phẩm dễ chịu, đầy màu sắc. Một kiến thức về hành vi của các sắc tố dưới nhiều điều kiện khác nhau và trong một loạt các hệ thống thực phẩm là cần thiết nếu chiết xuất thương mại có sẵn sẽ được sử dụng để tận dụng.

Một số muối flavylium tổng hợp đã được đề xuất là phụ gia màu sắc tiềm năng (Jurd 1964c; Timberlake và Bridle 1% 8). Jurd (1964c) đã đề xuất sử dụng thuốc nhuộm benzopyrylium tổng hợp, có cấu trúc liên quan đến sắc tố anthocyanin tự nhiên, thay thế cho một số thuốc nhuộm "nhựa than" thông thường. Bốn thuốc nhuộm benzopyrylium màu vàng và hai màu đỏ đã được Jurd (19%) tuyên bố là dễ dàng hơn và ít tốn kém hơn để tổng hợp hơn thuốc nhuộm "than nhựa". Chúng hiển thị màu sắc mãnh liệt và ổn định trong môi trường axit. Tuy nhiên, sự ổn định của chúng đối với SOz và acid ascorbic thấp. Timberlake và Bridle (1968) đã cải thiện sự ổn định của các muối flavylium tổng hợp của Jurd (19%) thành SO 2 và axit ascorbic, bằng cách thay thế một nhóm methyl hoặc phenyl ở vị trí 4 của phân tử flavylium. Flavylia tổng hợp tất cả yêu cầu kiểm tra độc tính rộng rãi trước khi giải phóng mặt bằng của họ như là phụ gia màu thực phẩm.

Vì vậy, việc sử dụng các sắc tố tự nhiên như chất màu thực phẩm là mong muốn, mặc dù thiếu sót của chúng.

Theo Hrazdina (1981), anthocyanin có thể được sử dụng thành công trong các loại thực phẩm giàu axit như nước ngọt, mứt và thạch, và trong rượu vang đỏ, nơi chúng đóng 34

một vai trò quan trọng trong quá trình lão hóa. "Ngoài điều này, chúng ta sẽ phải sống với những hạn chế của họ và chấp nhận sự suy giảm màu sắc khi chế biến và lưu trữ các sản phẩm thực phẩm chứa anthocyanin" (Hrazdina 1981). Việc mua các loại trái cây và rau có màu sắc mạnh là cần thiết để đảm bảo rằng nếu một số sắc tố bị phá hủy thông qua quá trình chế biến hoặc bảo quản, một phần đủ sẽ vẫn truyền đạt màu sắc đặc trưng của sản phẩm (Markakis 1974; Timberlake và Bridle 1982a).

Rất ít chất đã được tìm thấy làm chất ổn định thực tế cho anthocyanin. Việc sử dụng sulfite như một tác nhân ổn định không chỉ giới hạn bởi các hiệu ứng khử màu (mà có thể hoặc không thể đảo ngược), mà còn bởi mùi và hương vị không mong muốn đặc trưng có thể được phát hiện ở mức rất thấp trong một số sản phẩm nhất định. , tại SO ppm trong nước ép quả mọng (Jackman et al. 1984). Cysteine ức chế sự thoái hóa anthocyanin trong nước ép nho Concord dưới nhiệt độ 75 "C, và ngoài ra, bảo vệ axit amrbic khỏi quá trình oxy hóa (Skalski và Sistrunk 1973). Cysteine được coi là tác nhân khử, cũng như chất ức chế enzyme cho polyphenol oxidas (Skalski và Sistrunk 1973) Trong một cuộc điều tra về tác dụng của 19 chất phụ gia khác nhau để duy trì màu sắc trong nước ép dâu tây và dung dịch sắc tố đệm, Markakis và cộng sự (1957) chỉ tìm thấy thiourea, propyl gallate và quercetin để cho thấy tác dụng có lợi. , Maccarone và cộng sự (1985) đã cải thiện sự ổn định của màu đỏ của nước ép trái cây màu cam bằng cách dán với lò vi sóng và thêm axit tartaric và glutathione có tác dụng như các tác nhân chống oxy hóa và axit nhẹ, tương ứng. và axit caffeic, cũng có màu sắc ổn định rõ rệt, có lẽ là do phương pháp copigmentation (Maccarone et al. 1985). Điều quan trọng là các nghiên cứu về hóa học của anthocyanin tiếp tục để chúng ta có thể khai thác các môi trường tự nhiên, trong đó những sắc tố này được sửa đổi thành lợi thế (Timberlake 1980). Điều này sẽ làm tăng kiến thức của chúng ta về hành vi của các sắc tố nội sinh, và chiết xuất thu được từ các nguồn tự nhiên mà sau đó có thể được xử lý theo cách sao cho tạo ra sắc tố với các đặc tính mong muốn. Như Timberlake (1980) đã tuyên bố, "vẫn còn rất nhiều điều cần tìm hiểu về cơ chế tăng cường màu sắc và ổn định anthocyanin, nhưng nếu có đủ nỗ lực để làm sáng tỏ những hiệu ứng này, dường như mọi triển vọng phát triển sắc tố của các đặc tính được cải thiện , thích hợp như chất phụ gia màu.

35

PHẦN B: TÓM TẮT NỘI DUNG CHÍNH Sắc tố anthocyanin hầu như phổ biến trong giới thực vật. Chúng có đặc điểm cấu trúc bằng cách sở hữu một bộ xương carbon và nó có thể được coi là hợp chất flavonoid (Geissman 1962). Tuy nhiên, mặc dù cũng có nguồn gốc sinh tổng hợp tương tự như các flavonoid tự nhiên khác (Harborne 1967; Grisebach 1982), anthocyanin khác với các hợp chất này bằng cách hấp thụ mạnh ánh sáng khả kiến (Brouillard 1982). Màu sắc và tính ổn định của anthocyanin là các chức năng của cấu trúc phân tử vốn có của chúng, ngoài các yếu tố bên ngoài khác nhau.

1. ẢNH HƯỞNG CỦA CẤU TRÚC Các anthocyanins tự nhiên luôn được glycosyl hóa ở vị trí C-3 (Harborne 1958a) (Hình 1).

Vì anthocyanidin nói chung không ổn định và ít hòa tan trong môi trường nước hơn anthocyanin (Timberlake và Bridle 1966), glycosyl hóa được giả định là mang lại sự ổn định và độ hòa tan cho phân tử sắc tố (Harborne 1979). Mất phân tử glycosyl ở vị trí 3 đi kèm với sự phân hủy nhanh chóng của aglycone trong các hệ thống mô hình, với sự mất màu không thể đảo ngược (Jurd 1972a).

2. ẢNH HƯỞNG PH PH có ảnh hưởng đến màu sắc của dung dịch anthocyanin. Dưới pH 3, dung dịch anthocyanin hiển thị màu đỏ mạnh nhất của chúng. Khi pH của dung dịch này tăng lên, màu đỏ của chúng thường mờ dần đến điểm chúng xuất hiện không màu trong khoảng 36

pH từ 4 đến 5. Tăng thêm pH làm dung dịch anthocyanin có màu tím và xanh, và sau khi lưu trữ hoặc xử lý nhiệt, đã được quan sát thấy thay đổi trong sắc tố xanh da trời sang màu vàng.

Theo Brouillard và cộng sự những thay đổi quan sát về sắc tố với các biến thiên về pH là do phương trình phản ứng cân bằng được trình bày trong phương trình (1).

Trong sơ đồ này, trong điều kiện axit, có một trạng thái cân bằng giữa cation flavyium (AH +) và dạng carbinol pseudobase (B) của anthocyanin, với sự tồn tại của một dạng tạm thời, cấu trúc anhydrobase quinoidal (A) thu được bởi deprotonation của flavylium cation. Trong các nghiên cứu về sự suy thoái nhiệt của anthocyanin thì chalcone được mô tả như một hợp chất không màu tuy nhiên dạng ion hóa của nó có liên quan với màu vàng nhạt và nó không ổn định do đó màu vàng quan sát có xu hướng biến mất theo thời gian, tùy thuộc vào pH của dung dịch.

Hình 4. Cơ chế phân hủy anthocyanidin-3, 5 diglucosides, tại pH 3.7 (a) Dẫn xuất coumarin và (b) Một cấu trúc tương tự cấu trúc của gốc anthocyanin Bất kỳ sự gia tăng nhiệt độ nào cũng sẽ tạo thuận lợi cho sự hình thành của chalcone với sự tiêu tốn của các dạng quinoidal, flavylium và carbinol của anthocyanin.

37

Hình 5. Phân bố bốn cấu trúc anthocyanin khác nhau với ph dưới điều kiện cân bằng Malvidin-3-glucoside: 25 "C. AH+ = flavylium cation đỏ, B = carbinol pseudobase không màu, C = chalcone không màu, A = quinoidal anhydrobase màu xanh (adapted from Timberlake 1980).

Sự hình thành của chalcone không màu và anhydrobase quinoidal màu xanh bắt đầu từ độ pH hơi thấp hơn tương ứng với đặc trưng pK của sự cân bằng giữa các cation flavyloium và base carbinol (khi có một lượng tương đương của mỗi dạng).Tỷ lệ của mỗi cơ sở chalcone, quinoidal và carbinol tiếp tục tăng khi pH tăng (nói chung là pH 4,5) với sự tiêu tốn của flavylium cation màu đỏ. Trong khoảng pH từ 4 đến 5, hàm lượng của hai dạng anthocyanin màu có xu hướng rất nhẹ, tổng hiệu ứng của chúng góp phần ít vào sắc tố của dung dịch.

Tỷ lệ suy thoái anthocyanin cho là phụ thuộc vào pH. Giảm độ pH trong khoảng từ 5 đến 1 làm tăng khả năng giữ lại anthocyanin trong nước ép dâu tây, với sự ổn định tối đa được quan sát ở pH 1,8. Có sự tồn tại của một trạng thái cân bằng giữa các ion hydronium và một anthocyanin, pelargonidin-3-glucoside, ở dạng flavylium cation đỏ và pseudobase không màu, ngậm nước trong khoảng pH từ 1,2 đến 4,0.

Tỷ lệ phá hủy pelargonidin-3-glucoside trong sự hiện diện của oxy có liên quan trực tiếp đến lượng sắc tố ở dạng pseudobase, nhưng tỉ lệ nghịch với số lượng flavylium cation đỏ, sự phá hủy anthocyanin gia tăng trong sự hiện diện của oxy ở pH 2 đến 4. Ngược 38

lại, sự phá hủy anthocyanin đã được chứng minh là hầu như phụ thuộc vào pH trong phạm vi pH từ 2,0 đến 4,5 trong trường hợp không có oxy.

3. SỰ TRÙNG HỢP VÀ PHẢN ỨNG NGƯNG TỤ Markakis (1974) đã lưu ý rằng màu xanh anthocyanin của các sản phẩm thực vật không phải do ảnh hưởng của pH, mà đúng hơn là sự lên men và sự tạo phức kim loại.

Anthocyanin đã được chứng minh là hình thành các phức hợp yếu với một số hợp chất như gallotannin, các flavonoid khác (đặc biệt là quercetin và ruth) và polysaccharides (Asen et al. 1972) thông qua sự trùng hợp giữa các phân tử, hoặc với các chất tạo thành một phần của một sắc tố anthocyanin phân tử thông qua sự trùng hợp nội phân tử. Cơ chế liên kết giữa anthocyanin và chất trùng hợp được cho là liên quan đến liên kết hydro (Timberlake và Bridle 1975; Asen 1976). Theo Brouillard (1982), sự trùng hợp nội phân tử (tức là acyl hóa) hiệu quả hơn trong việc ổn định anthocyanin so với sự trùng hợp liên phân tử. Các anthocyanin được acetyl hóa thường cho thấy phản ứng nhỏ hơn đối với các phản ứng trùng hợp so với các sắc tố không được khử ion (Hrazdina 1981). Hiệu ứng trùng hợp có thể xảy ra kết hợp với kim loại phức tạp, một trường hợp đặc biệt của trùng hợp nội phân tử (Jurd và Asen 1966; Van Teeling et al. 1971), nhưng theo Nakayama và Powers (1972), điều này thường là ngoại lệ hơn so với quy tắc. Asen et al. (1972) báo cáo rằng sự trùng hợp gây ra một sự thay đổi bathochromic với cả cation flavylium và cơ sở quinoidal, nhưng sẽ tăng độ ổn định màu. Hiệu ứng này có xu hướng rõ rệt hơn là nồng độ anthocyanin, và tỷ lệ chất trùng hợp với anthocyanin, tăng lên (Asen và cộng sự 1972; Asen 1974, 1976; Timberlake 1980). Khi nồng độ sắc tố trở nên tương đối cao, bản thân anthocyanin có thể đóng vai trò như các chất trùng hợp (Nakayama và Powers 1972). Tăng màu bằng cách trùng hợp được tăng cường, nhưng giảm sự gia tăng tương ứng trong nồng độ anthocyanin. Theo Timberlake và Bridle (1982a), ảnh hưởng của sự tự kết hợp, có xu hướng xảy ra ở mức độ pH thấp và sự trùng hợp, nổi bật hơn ở pH cao hơn, có thể xảy ra đồng thời khi nồng độ anthocyanin tăng lên. Kết quả là màu sắc có thể tăng hơn tỷ lệ để tập trung sắc tố. Timberlake (1980) và Timberlake và Bridle (1982a) do đó, nhấn mạnh tầm quan trọng của việc ngăn chặn sự mất đi anthocyanin thông qua pha loãng hoặc suy thoái trong quá trình xử lý, vì điều này có thể dẫn đến mất màu sản phẩm tương đối lớn hơn. Ngoài nồng độ anthocyanin (Scheffeldt và Hrazdina 1978; Asen 1976; Asen và các cộng sự 1971, 1972), một loạt 39

các yếu tố khác có thể ảnh hưởng đến hiệu ứng trùng hợp (Osawa 1982). Bản chất của anthocyanin đã được chứng minh là có ảnh hưởng lớn đến sự thay đổi về sắc tố (xanh da trời). Williams và Hrazdina (1979) lưu ý rằng những thay đổi về cường độ màu của dung dịch anthocyanin không đồng đều trong phạm vi pH từ 1 đến 7, nhưng bị ảnh hưởng bởi các mẫu thay thế của vòng B và bản chất của các nhóm thế ở vị trí 3 và 5 .

Bản chất của chất trùng hợp (Asen et al. 1972) và nồng độ của nó (Asen et al. 1971, 1972; Asen 1976) cũng đã được chứng minh là ảnh hưởng đến hiệu ứng của sự trùng hợp. (Asen er al 1972; Yazaki 1976). pH ảnh hưởng không chỉ ở dạng anthocyanin có sẵn để tham gia vào phản ứng trùng hợp, mà còn là bản chất ion của (các) chất trùng hợp. Nước ép trái cây thu được từ các loại quả mọng được xử lý bằng men đã được mô tả là có màu cao hơn so với nước ép không được xử lí bằng enzyme. các thành phần tế bào khác nhau chẳng hạn như flavonoid, alkaloids, axit amin và nucleotide hoạt động như các chất trùng hợp với các mức độ khác nhau (Asen và cộng sự, 1972; Timberlake và Bride 1977; Osawa 1982) được phân tách trong quá trình, và do đó có sẵn để kết hợp với các sắc tố anthocyanin. ). Chất flavonoid polymer và anthocyanin đóng một vai trò quan trọng trong việc tạo màu nho và rượu vang đỏ (Somers 1966b, 1967, 1971; McCloskey và Yengoyan 1981).

Một số phản ứng ngưng tụ đã được chứng minh trong các nghiên cứu với muối flavylium tổng hợp. Các muối này dễ dàng ngưng tụ với phloroglucinol (Jurd và Waiss 1965) và catechin (Jurd 1% 7) trong dung dịch nước để tạo thành flavanylphloroglucinol và 4flavanyl-flavylium muối, tương ứng. Phản ứng nhị trùng hóa được cho là liên quan đến sự ngưng tụ ban đầu của các muối flavylium. . Như đã chỉ ra bởi Jurd (1972a), các muối flavylium đã được chứng minh là dễ dàng ngưng tụ với các axit amin, phioroglucinol, catechin và các nucleophile khác để tạo ra 4 flav-2enes thay thế, có thể phản ứng và có thể trải qua những thay đổi tiếp theo tùy thuộc vào bản chất của 4 nhóm thế (Jurd và Waiss 1965; Jurd 1967). Cuối cùng, sự mất màu anthocyanin sẽ được quan sát.

Sự ngưng tụ axit anthocyanin-ascorbic là một ví dụ về phản ứng khử màu (Jurd 1972a; Poei-Langston và Wrolstad 1981). Hiện tượng trùng hợp, và một số phản ứng ngưng tụ có liên quan, đưa ra một giải thích cho các biến thể màu vô hạn xuất hiện trong các mô thực vật trong phạm vi pH, vị trí anthocyanin đơn lẻ hầu như không màu (Asen et al.

1972). Việc áp dụng ngày càng cao các enzym vào dịch chiết quả đã dẫn đến tăng hiệu 40

ứng trùng hợp như là kết quả trực tiếp của sự phân tách, giúp nước ép trái cây nhiều màu sắc và hấp dẫn. Quá trình điều chỉnh cũng đã được chứng minh là làm giảm hiệu ứng khử màu của acid ascorbic (Shrikhande và Francis 1974). Có lẽ, sự ngưng tụ của anthocyanin với flavonol ngăn cản sự hình thành phức chất giữa anthocyanin và acid ascorbic.

4. PHỨC HỢP KIM LOẠI Dung dịch anthocyanin xuất hiện không màu dưới điều kiện sinh lý bình thường (pH 37) do sự bất ổn tương đối của anhydrobase.

Theo Markakis (1974), các loại chelate và muối kim loại này (metallo-anthocyanins) thường gây ra sự dịch chuyển giống như đồng nhiễm sắc tố, từ màu đỏ sang màu xanh và tím ổn định. Không giống như đồng nhiễm sắc tố, tuy nhiên, chỉ những anthocyanin có nhóm orthodiphenolic trong B-ring có khả năng phức tạp với các ion kim loại (Geissman et al. 1953). Do đó có thể phân biệt những anthocyanin phổ biến có nhóm này (cyanidin-, delphinidin- và petunidin-glycosides).

Cyanidin-3,5diglucoside được thể hiện bởi Bayer et al. (1966) không ổn định hoặc các phức hợp màu xanh với các kim loại hóa trị hai coban, niken, canxi, magiê hoặc bari trong phạm vi pH từ 4 đến 6. Cyanidin-3-glucoside cũng tạo thành một phức hợp màu sắc bền vững với sự hiện diện của các ion nhôm, với sự hình thành phức tạp tối đa xảy ra ở pH 5.5 (Jurd và Asen 1966).

Trong phạm vi hẹp (pH 3.0 đến 3.5) thay đổi độ pH nhẹ chỉ 0,1 đơn vị có thể thay đổi màu sắc của nhôm chelates từ màu đỏ sang màu xanh tím (Asen et al. 1969). Các phức hợp của cyanidin-3-glucoside và nhôm có màu đỏ dưới độ pH 3.0, thay đổi thành màu xanh lam lên đến pH 3,5 và giữ lại màu trên độ pH 3.5 (Asen et al. 1969).

Các kim loại hoạt động bằng cách chelating các anthocyanin trong một cấu trúc quinoidal ổn định ở các giá trị pH từ 3 đến 6 (Nakayama và Powers 1972), độ pH thông thường của nước ép thực vật.

5. ASCORBIC ACID

41

Beattie et al. (1943) là một trong những nhà nghiên cứu đầu tiên quan sát sự biến mất đồng thời của axit ascorbic và anthocyanin trong các loại nước ép trái cây được lưu trữ, và đề xuất một sự tương tác có thể có giữa hai hợp chất.

Các nghiên cứu của Sondheimer và Kertesz (1953) cho rằng sự mất mát tối đa của anthocyanins xảy ra trong điều kiện thuận lợi nhất đối với sự oxy hóa acid ascorbic.

Sondheimer và Kertesz (1952) đã chứng minh sự mất mát đáng kể về màu sắc do sự hiện diện của Hz02 bổ sung trong nước ép dâu tây.

Pratt et al. (1954) sau đó đã hạn chế sự tham gia của acid ascorbic trong sự phân tích anthocyanin và đề xuất sự tham gia của riboflavin trong các phản ứng này.

Markakis et al. (1957) đã chứng minh một tác dụng hiệp đồng giữa axit ascorbic và oxy trên sự suy thoái sắc tố.

Starr và Francis (1968) tương tự quan sát thấy rằng sự mất sắc tố tối đa trong cocktail nam việt quất xảy ra khi mức độ cao hoặc nồng độ oxy và axit ascorbic được thêm vào nước ép.

Một sự tương tác giữa anthocyanin và acid ascorbic đã được ghi nhận trong mô hình hệ thống của anthocyanin dâu tây, ngay cả khi không có oxy (MarMs et al. 1957).

Jurd (1972a) đã đề xuất một phản ứng ngưng tụ giữa anthocyanin và acid ascorbic tương tự như giữa các muối flavylium và dimedone.

Wrolstad et d. (1970) tìm thấy ảnh hưởng của axit ascorbic đến chất lượng màu của dâu tây đông lạnh không đáng kể trong điều kiện bảo quản ở nhiệt độ thấp.

Trong khoảng thời gian 24 giờ ở 50 ° C, Sistrunk và Cash (1970) quan sát thấy không có tác dụng của axit ascorbic (đã thêm 4 ppm) trên màu đỏ (CDM a) của dâu tây xay nhuyễn. Màu sắc đã được công bố là được cải thiện trong nửa đầu thời gian bằng cách thêm axit ascorbic.

6. ĐƯỜNG VÀ SẢN PHẨM THOÁI HÓA CỦA ĐƯỜNG Fructose, arabinose, lactose và sorbose chứng minh tác dụng phân hủy lớn hơn nhiều trên sắc tố hơn glucose, sucrose hoặc maltose. Oxy tăng cường tác dụng phân hủy của 42

tất cả những loại đường này. Theo Meschter (1953), khi có mặt đường, tỷ lệ phân tích sắc tố có liên quan đến tốc độ mà đường suy thoái thành các hợp chất dạng furfural. Các hợp chất này, furfural (có nguồn gốc chủ yếu từ aldo-pentoses) và 5 hydroxymethylfurfural, có thể được hình thành thông qua phản ứng Maillard, hoặc bởi quá trình oxy hóa axit ascorbic, axit polyuronic hoặc thậm chí là anthocyanins.

Những sản phẩm phân hủy này có thể ngưng tụ với anthocyanin để hình thành phức tạp hợp chất màu nâu (Debicki-Pospisil et al. 1983). Một số lượng lớn của các nhà nghiên cứu đã phát hiện rằng furfural và HMF đẩy nhanh sự thoái hóa anthocyanin, ngay cả ở nồng độ thấp. Nói chung, các sản phẩm xuống cấp đường cao cấp (levulinic và axit formic) không phản ứng gần như nhanh chóng với anthocyanin như các furyl aldehyd mẹ.

Sulphur dioxide, thường được sử dụng như một chất bảo quản trong ngành công nghiệp thực phẩm, nó được tìm thấy để ổn định anthocyanin của một số loại quả mọng ở nồng độ thấp và rõ ràng là hiệu quả hơn khi kết hợp với axit ascorbic hoặc rutin. Mặc dù điều này ổn định hiệu quả, tuy nhiên, việc áp dụng thực tế của một điều trị như vậy là hạn chế do hiệu ứng decolorizing của sulfite trên các sắc tố (axit hóa đến khoảng pH 1 là cần thiết để phục hồi màu đỏ) (Jurd 1964a).

Jurd (1964a) đã đề xuất rằng anthocyanin ở dạng cation flavylium tham gia vào một phản ứng đảo ngược với các ion bisulfite để tạo thành axit flaven-4-sulfonic không màu, xác nhận một phần giả thuyết này bằng cách chứng minh sự hình thành phức tạp giữa sulfur dioxide và các cation của các muối flavylium, anthocyanidin, và anthocyanin trong tỷ lệ mol 1: 1.

Brouillard và El Hage Chahine (1980b) đã chỉ ra rằng bổ sung nucelophilic của hydrogen sulfite vào muối flavylium của cyanin dẫn đến sự hình thành chất ổn định cao, không màu Phụ gia kiểu Meisenheimer.

Các giá trị lớn của các hằng số hình thành cho phức hợp anthocyanin-bisulfit cho thấy rằng rất nhỏ lượng điôxít lưu huỳnh tự do có thể làm giảm số lượng đáng kể anthocyanin, phức hợp anthocyanin-bisulfite rất ổn định. Các bisulfite moiety có thể là nguyên nhân gây ngừng hoạt động của liên kết đường aglycone, do đó ngăn chặn sự thủy phân và sự 43

hình thành sau đó của sự suy thoái nâu sản phẩm ion bisulfit liên kết ở vị trí 4, vì các muối flavylium chứa metyl hoặc các gốc phenyl ở vị trí này.

7. O2 và H2O2 Nebesky et al. (1949) gọi oxy và nhiệt độ như các chất tác động đặc hiệu nhất trong sự hủy diệt anthocyanins trong nước trái cây từ việt quất, nho, anh đào, mâm xôi và quả dâu tây. Starr và Francis (1968) đã chứng minh tác động bất lợi của oxy trên anthocyanins có trong quả việt quất. Oxy có thể gây ra các tác dụng có hại của nó trên anthocyanins thông qua một cơ chế oxy hóa trực tiếp hoặc thông qua quá trình oxy hóa gián tiếp nhờ đó các thành phần bị oxy hóa của môi trường có khả năng phản ứng với anthocyanins để sản xuất các sản phẩm sắc tố không màu hoặc sắc tố nâu.

H202 cũng đã được chứng minh là có hại cho anthocyanin. Sự phá hủy axit anthocyanin do ascorbic gây ra trong các sản phẩm dâu tây là do H202 hình thành trong quá trình oxy hóa hiếu khí của axit ascorbic. H202 vẫn chưa được phát hiện trong nước ép dâu tây; tuy nhiên, nó được cho là phản ứng với các sắc tố anthocyanin để tạo ra các sản phẩm phân hủy dẫn đến sự hình thành kết tủa nhựa nâu trong nước trái cây (Sondheimer và Kertesz 1952, 1953). Markakis et ul. (1957) thu hồi 85% anthocyanin có nhãn 14C từ một kết tủa như Lukton et ul. (1956) gợi ý rằng kết tủa và đục nước trong nước ép trái cây được hình thành từ quá trình oxy hóa trực tiếp dạng pseudobase của anthocyanins, tiếp theo là thủy phân và hình thành các hợp chất không tan Hrazdina (1970) đã chỉ ra rằng, khi tấn công nucleophilic của malvidin-3,5diglucoside với H202 trong dung dịch nước, vòng dị vòng được cắt giữa vị trí 2 và 3 để tạo thành các este axit acetic 0-benzoyloxyphenyl của malvone hoặc este của axit trihydroxymadelic. Các anthocyanidin-3,5diglucosides acyl hóa khác nhau bị oxy hóa với H202 trong điều kiện có tính axit để estyl hóa este axit o-benzolyphenyl acyl hóa (Hrazdina và Franzese 1974).

8. NHIỆT ĐỘ Tỷ lệ suy thoái anthocyanin trong các hệ thống tự nhiên và mô hình đã bị ảnh hưởng rõ rệt bởi nhiệt độ xử lý và lưu trữ. (Nebesky, 1949; Meschter 1953; Decareau al. 1956; Markakis al. 1957; Ponting al. 1960; Daravingas và Segal và Negutz 1969; Hrazdina al 44

1970; Adams và Ongley 1973; Polesello và Bonzini 1977; Mishkin và Saguy 1982; Simard al. 1982) Meschter (1953) đã chứng minh một mối quan hệ tuyến tính giữa tỷ lệ log của sự suy giảm màu sắc anthocyanin trong bảo quản dâu tây và nhiệt độ bảo quản. Thời gian hủy 50% màu anthocyanin trong bảo quản dâu tây: 1 giờ ở 100°C 240 giờ ở 38°C 1300 giờ ở 20°C Đề xuất này đã được Adams và Ongley (1973) ủng hộ cho thấy sự phá hủy sắc tố trong dâu tây đóng hộp là không đáng kể trong quá trình khử trùng ở nhiệt độ cao so với quá trình làm nguội chậm và lưu trữ nhiệt độ môi trường xung quanh.

Sự phụ thuộc của tốc độ suy thoái anthocyanin về nhiệt độ có thể được xác định từ thứ tự đầu tiên và đường cong phá hủy nhiệt, cung cấp thông tin cần thiết để tính toán các thông số động học như năng lượng kích hoạt (Ea), Ql0 và z. Các tham số khác nhau này có liên quan, như được chỉ ra trong phương trình: (2) và (3) (Lund 1975):

Trong đó Ea là năng lượng kích hoạt (cal / mol) R là hằng số khí phổ quát (1.987 cal / mol K); T là nhiệt độ (K) T1 thường được thực hiện khi nhiệt độ 100C trên TK

45

z là độ dốc của đường phá hủy nhiệt, là 0C nhiệt độ cần thiết để thay đổi thời gian hủy nhiệt bằng hệ số 10 (0C ) Q10 là tỷ số của tốc độ phản ứng ở (T+10)0C Bằng cách sắp xếp lại phương trình (2) và (3) Labuza và Riboh (1982) cũng cho thấy rằng:

Dựa vào phương trình trên, Tanchev (1983) đã chứng minh và dựa vào các kết quả chứng minh được cho thấy màu anthocyanin ổn định hơn trong điều kiện xử lý so với suy nghĩ đầu tiên.

Tỷ lệ biến mất của anthocyanin monomer của quả việt quất đã được điều chỉnh theo phương trình hồi quy bậc 1, tức là dường như theo động học phản ứng bậc 0, khi nước được bảo quản ở 10°C (Simard et al. 1982).

Tuy nhiên, Simard et al. (1982) báo cáo tỷ lệ biến mất của sắc tố tương ứng với phương trình hồi quy bậc hai, tức là xuất hiện lần đầu tiên, khi nước quả được trữ ở 27 và 37°C. Điều này một lần nữa cho thấy rằng anthocyanin bị thoái hóa bởi các cơ chế khác nhau có thể bị ảnh hưởng bởi các thành phần khác nhau trong môi trường (Le., các flavonoid khác, protein, ion kim loại, vv).

Cơ chế phân hủy anthocyanin, như được trung gian bởi quá trình gia tăng và lưu trữ nhiệt độ, đã được chứng minh là phụ thuộc vào bản chất của anthocyanin.

9. SỰ SUY THOÁI ENZYME Nhiều enzym nội sinh trong tế bào thực vật có khả năng làm mất màu anthocyanin. Nói chung, chúng đã được xác định là glycosidases (Huang 1955; Forsyth và Quensel 1957) hoặc phenolases (Peng và Markakis 1963), mặc dù vậy, Grommeck và Markakis (1964) cũng đã báo cáo sự thoái hóa của anthocyanin bởi enzyme xúc tác peroxidase.

46

 Glycosidase: thủy phân liên kết glycoside của anthocyanin tạo thành đường tự do và aglycone kém bền. Aglycone mất ổn định sẽ tự thủy phân thành các sản phẩm không màu (Huang 1955, 1956a; Forsyth và Quesnel 1957).

-

Sự mất mát màu sắc quan sát trong các loại nước ép dâu tây có thể là kết quả của

hoạt động gây ô nhiễm glycosidase (hoặc phenolase) trong các chế phẩm thương mại (Tanchev et al. (1969).  Phenolase hầu như phổ biến ở vương quốc thực vật, xúc tác quá trình oxy hóa các hợp chất phenolic như catechol và các o-dihydroxyphenol khác thành o-quinones

Hình: Sự khử màu của anthocyanin bởi phenolase thông qua cơ chế oxy hóa kết hợp -

Catechol bị oxy hóa bởi phenolase thành 0-benzoquinone, sau đó nó sẽ oxy hóa

anthocyanin thành một sản phẩm không màu (Peng và Markakis 1963). Một cơ chế oxy hóa kết hợp tương tự được đưa ra như là lời giải thích cho hiệu ứng tăng tốc mà axit chlorogenic và catechin có trong sự suy thoái anthocyanin bởi phenolase trong cà tím (Sakamura và Obata 1963; Sakamura và cộng sự. 1965) và anh đào ngọt (Pifferi và Cultrera 1974).

-

Theo các tác giả này, anhydrobase của anthocyanin, dễ bị tác động trực tiếp hoặc

gián tiếp của phenolase hơn là flavylium cation. Sakuraba và Ichinose (1982) cho rằng tỷ lệ khử sắc tố anthocyanin bởi phenolase phụ thuộc vào mẫu hydroxyl hóa của vòng beta và mức độ glycosyl hóa.

Một số phương pháp ức chế hoặc tiêu diệt các enzym khử chất anthocyanin đã được thử nghiệm 47

 Siege1 er al. (1971) và Shrikhande (1973) sử dụng hơi nước chần của anh đào chua trong 45-60 giây.  Goodman và Markakis (1965) đã ức chế hoạt tính phenolase trong nước ép anh đào chua bằng cách thêm 30 ppm SO2.  Na2S2O5, dithiothreitol, phenylhydrazine và cysteine là các chất ức chế hiệu quả phenolase trong nước ép nho (Cash er al. 1976).  Sakuraba và Ichinose (1982) đã báo cáo rằng gallotannin đã khử hoạt tính phenolase thông qua một cơ chế ngưng tụ trực tiếp.

10. TÍNH ỔN ĐỊNH CỦA ANTHOCYANIN VÀ SỬ DỤNG CHÚNG TRONG THỰC PHẨM Màu sắc đã được coi là một trong những thuộc tính chất lượng quan trọng nhất của sản phẩm thực phẩm thường tạo thành cơ sở chấp nhận của người tiêu dùng (Clydesdale 1978).

Mối quan tâm về sự an toàn độc tính của thuốc nhuộm tổng hợp được sử dụng trong ngành công nghiệp thực phẩm đã dẫn đến nhiều sự quan tâm trong việc phát triển các sắc tố tự nhiên, ổn định để sử dụng làm nguyên liệu thực phẩm.

Anthocyanin có lẽ là chất được biết đến nhiều nhất trong các chất màu thực phẩm tự nhiên, tạo ra các loại trái cây và rau quả đỏ, tím và xanh như là kết quả trực tiếp của sự hiện diện của chúng trong các mô này (Shrikhande 1976).

Tuy nhiên, như đã nêu trước đây, anthocyanin là tương đối không ổn định, các hợp chất phức tạp, một thực tế mà đã hạn chế sử dụng rộng rãi của họ như là phụ gia thực phẩm.

Francis (1977) đã coi tiêu chuẩn an toàn kép này, một cho các hợp chất tự nhiên và một cho các hợp chất tổng hợp, phi logic.

Tuy nhiên, nó đã cung cấp nhiều imptus cho sự phát triển của các chất thay thế, các chất màu tự nhiên phù hợp để bổ sung cho một loạt các sản phẩm thực phẩm.

Một số nguồn sắc tố cao đã được sử dụng để khai thác anthocyanin.Rất ít chất đã được tìm thấy làm chất ổn định thực tế cho anthocyanin.

48

Điều quan trọng là các nghiên cứu về hóa học của anthocyanin tiếp tục để chúng ta có thể khai thác các môi trường tự nhiên, trong đó những sắc tố này được sửa đổi thành lợi thế (Timberlake 1980).

Như Timberlake (1980) đã tuyên bố, "vẫn còn rất nhiều điều cần tìm hiểu về cơ chế tăng cường màu sắc và ổn định anthocyanin, nhưng nếu có đủ nỗ lực để làm sáng tỏ những hiệu ứng này, dường như mọi triển vọng phát triển sắc tố của các đặc tính được cải thiện, thích hợp như chất phụ gia màu.

49

PHẦN C: ỨNG DỤNG TRONG THỰC PHẨM  Trong lĩnh vực thực phẩm, với khả năng chống oxy hóa cao, anthocyanin được sử dụng để bảo quản thực phẩm, kháng khuẩn, kháng nấm, chống oxy hóa cho thực phẩm.  Kết quả nghiên cứu cho thấy, với một lượng nhỏ nguyên liệu vỏ khoai lang (1% khối lượng), khả năng bảo quản của các sản phẩm thực phẩm có chứa mỡ được kéo dài khá lâu và có thể so sánh với chất chống oxy hóa tổng hợp BHA.  Ngoài các tác dụng chống oxy hóa, anthocyanin còn được sử dụng như chất màu tự nhiên tạo ra nhiều màu sắc hấp dẫn cho thực phẩm và khá an toàn.  Ví dụ: dịch chiết anthocyanin từ các loại rau củ có màu đỏ như vỏ quả nho, dâu tây, vỏ khoai lang… đã được dùng để làm chất màu thay thế màu tổng hợp trong sản xuất kẹo cứng.

50

51

See discussions, stats, and author profiles for this publication at: https://www.researchgate.net/publication/227918544

Anthocyanins as food colorants – A review Article in Journal of Food Biochemistry · September 1987 DOI: 10.1111/j.1745-4514.1987.tb00123.x

CITATIONS

READS

214

2,179

4 authors, including: Robert Jackman 37 PUBLICATIONS 1,209 CITATIONS SEE PROFILE

Rickey Y Yada University of Guelph 182 PUBLICATIONS 3,480 CITATIONS SEE PROFILE

Robert Alexander Speers Dalhousie University 82 PUBLICATIONS 1,116 CITATIONS SEE PROFILE

Some of the authors of this publication are also working on these related projects:

Nanotechnological Examination of the SMA strain of Saccharomyces pastorianus View project

Garlic-containing Natural Health Products View project

All content following this page was uploaded by Robert Alexander Speers on 15 October 2017.

The user has requested enhancement of the downloaded file.

ANTHOCYANINS AS FOOD COLORANTS

- A REVIEW

ROBERT L. JACKMA"

and RICKEY Y. YADA

Department of Foai Science, University of Guelph, Guelph, Ontario N1G 2W1 and MARVIN A. TUNG and R. ALEX SPEERS Department of Food Science, University of British Columbia Suite 248-2357 Main Mall, Vancouver, B. C. V6T 2A2 Received for Publication Gptember 8, 1986 Accepted for Publication January 12, 1987

ABSTRACT A number of factors affecting anthocyanin stability and color are discussed in this review. 13re anthocyanins are probably the most spectacular of plant pigments since they are responsiblefor most of the red, purple and bluepigmentation ofjlowers, h i t s and vegetables. However, because of their highly reactive nature, anthocyanins readily degrade, or react with other constituents in the media, to form colorless or brown colored compounds. lhe presence of an oxonium ion adjacent to carbon 2 makes the anthocyanins patticularly susceptible to nucleophilic attack by such compounds as sulfur dioxide, ascorbic acid, hydrogen peroxide and even water. Loss of anthocyanin pigmentation also occurs in the presence of oxygen and various enzymes, and as a result of high temperatureprocessing. A certain degree ofpigment stabilization may be conferred by acylation with various organic acidr, copigmentation, self-association and/or metal chelation. In addition, p H has a marked effect on anthocyanin stability, and on the color of media containing these pigments. A number of anthocyanin-richsources have been investigatedfor their potential as commercial pigment extracts. Although their application is primarily limited to acidic 'To whom correspondence should be directed.

Journal of Food Biochemistry ll(1987) 201-247. All Rights Reserved. @Copyright 1987byFood & Nutrition Press, Inc., Wesrpon, Connecticut.

201

202

R.L. JACKMAN, R.Y. YADA, M.A. TUNG AND R.A. SPEERS

media, continued research on the chemistry of anthocyanins m a y lead to application and stabilization of these pigments in a wider variety of food prducts.

INTRODUCTION Anthocyanins comprise a group of naturally occurring pigments which are responsible for the blue, red, purple, violet and magenta coloration of most species in the plant kingdom. These polyphenolic substances are glycosides of anthocyanins, polyhydroxy and polymethoxy derivatives of 2-phenylbenzopyrylium or flavylium salts. The large number of glycosyl and acyl groups which may bind to the sixteen different naturally occurring anthocyanidins (Timberlake and Bridle 1975) has contributed to the more than 247 different anthocyanin pigments which have been reported in the literature. The structural diversity of these pigments, in addition to their highly reactive and amphoteric nature, has made their identification and quantitation tedious and difficult.

Qualitative and quantitative methods used for anthocyanin analysis have been reviewed by several authors (Markakis 1974; Shrikhande 1976; Timberlake 1980; Francis 1982).

The safety of synthetic pigments has been in question for a number of years, leading to progressive interest in the use of natural coloring compounds in food processing and manufacture (Francis 1984). A major problem, however, is their inherent instability, especially in complex systems such as food. The anthocyanins show greatest stability under acidic conditions, but are generally unstable and degrade by one of several possible mechanisms to form first colorless, then insoluble brown colored products. These changes may occur under normal conditions of processing and storage. Therefore, a knowledge of the factors governing the stability of anthocyanins, and the possible mechanisms by which they may degrade, is important if these pigments are to be utilized as ingredients in the manufacture of products for which maximum color retention is desired throughout their shelf-life.

A number of factors influence anthocyanin pigment stability including pH and temperature, as well as the presence of ascorbic acid, sugars, metal ions and copigments. Several comprehensive reviews have been published (Jurd 1972a; Adams 1973a; Markakis 1974; Shrikhande 1976; Francis 1977; Eskin 1979; Hrazdina 1974, 1981) which deal with the stability and color of anthocyanins as influenced by these factors. This paper will review the factors known to influence anthocyanin color and degradation, and the attempts which have been made to stabilize anthocyanin pigments in light of their possible use as colorants in a variety of food systems.

ANTHOCYANINS AS FOOD COLORANTS

-A REVlEW

203

FACTORS AFFECTING ANTHOCYANIN COLOR AND STABILITY Structural Effects Anthocyanin pigments are virtually ubiquitous in the plant kingdom. They are structurally characterized by possessing a C&c6 carbon skeleton, and because of this, may be regarded as flavonoid compounds (Geissman 1962). However, despite also having the same biosyntheticorigin as other natural flavonoids (Harborne 1967; Grisebach 1982), anthocyanins differ from these latter compounds by strongly absorbing visible light (Brouillard 1982). The color and stability of anthocyanins are functions of their inherent molecular structure, in addition to various external factors.

The naturally occurring anthocyanins are glycosides of mainly six anthocyanidins, these being polyhydroxy and polymethoxy derivatives of 2-phenylbenzopyrylium (flavylium) salts (Fig. 1). These, however, cannot explain the infinite color variations observed in tissues of higher plants (Asen 1976). The high reactivity of the aglycone moiety is largely responsible for the various structural modifications which anthocyanins undergo in acidic media (Timberlake and Bridle 1967a; Brouillard 1982). The nature of constituent sugars, acyl and methoxy groups has little effect on reactions which induce structural modifications (Timberlake 1980), but their positions of attachment in the pigment molecule may have a profound influence. According to Asen (1976), the various structural modifications are generally obscure, and as yet, illdefined, although they are assumed to be responsible for the range of colors associated with anthyocyanins.

Naturally occurring anthocyanins are always glycosylated at the C-3position (Harborne 1958a) (Fig. 1). The glycosyl moiety may be any of a number of different monosaccharides (mainly glucose, rhamnose, galactose, xylose or arabinose), disaccharides (mainly rutinose, sambubiose or sophorose; lathyrose, gentiobiose or laminariobioseoccur less frequently) or trisaccharides; however, glucose is the most common. Since anthocyanidins are generally unstable and less soluble in aqueous media than anthocyanins (Timberlake and Bridle 1966), glycosylation is assumed to confer stability and solubility to the pigment molecule (Harborne 1979). Loss of the glycosyl moiety at position 3 is accompanied by rapid decomposition of the aglycone in model systems, with irreversible loss of color (Jurd 1972a).

If a second site in the anthocyanin molecule is glycosylated, it is often located at the 5 position (Brouillard 1982). Each glycosyl substitution is associated with a characteristic bathochrornic shift, such that the difference in the absorption maxima of anthocyanidin-3-glycosidesand anthocyanidin-3,5diglycosideshas

204

R.L. JACKMAN, R.Y. YADA, M.A. TIJNO AND R.A. SPEERS

4

T3’

Anion -

6H

Pelargonidin

H

H

Cyan id in

OH

H

Peon id in

OCH3

H

Delphinidin

OH

OH

P e t un id in

OCH3

OH

Malvidin

OCH3

OCH3

FIG.1. STRUCTURES OF THE SIX COMMON ANTHOCYANIDINS IN WHICH R3 I and RS r ARE HYDROXYL GROUPS Structures of the corresponding anthocyanins contain moieties as indicated. The anthocyanins are always glycosylated at position 3 (adapted from Timberlake 1980).

been used as a means for differentiation by spectral methods (Harborne 1958b).

Based on the position of attachment and number of sugars, Harborne (1963) has classified the anthocyanins into 18 groups (i.e., 3-monosides, 3-biosides, 3-triosides, 3,5dimonosides, 3-bioside-5-monosides, 3-bioside-7-monosides, etc.).

Besides the 3 and 5 positions, glycosylation may also occur in positions 7 , 3 I, 4 ’ and/or 5 ’ (Brouillard 1982). However, steric hindrance generally precludes glycosylation at both the 3 ’ and 4’ positions of a pigment molecule. Brouillard (1982) noted that no anthocyanin has been reported where glycosylation or methylation occurs in all of positions 3, 5 , 7 and 4 ’. A free hydroxyl group at any of the 5 , 7 or 4 ’ positions is essential for the formation of a quinoidal

ANTHOCYANINS AS FOOD COLORANTS

- A REVIEW

205

(anhydrobase) structure (Brouillard 1982). This structure is derived from the flavylium cation form of the anthocyanin, by loss of an acidic hydroxyl hydrogen, generally above pH 3 (Fig. 2). The quinoidal structure of anthocyanins is primarily responsible for the pigmentation of flower (Jurd and Asen 1966; Asen et al. 1970, 1972, 1975, 1977) and fruit tissues (Scheffeldt and Hrazdina 1978; Williams and Hrazdina 1979).

f -

A

t -

C

OH B

FIG.2. STRUCTURAL TRANSFORMATIONS OF ANTHOCYANINS (ANTHOCYANIDIN-3-GLYCOSIDES) At low pH, the flavylium cation (AH'), and its numerous resonance structures, is the dominant form. With increases in pH, the carbinol pseudobase (B) forms with a proportional decrease in the concentration of AH+.The colorless pseudobase (B) exists in tautomeric equilibrium with its colorless chalcone (C). As the pH rises above 5 the blue quinoidal anhydrobase (A)begins to form, resulting in a blue solution. R3I and R, t are normally H, OH or OCH, moieties; Gly represents a glycosyl moiety (adapted from Brouillard and Delaporte 1977).

The flavylium cation, from which the quinoidal structure is derived, is relatively stable under acidic conditions @H 1-3). This cation has been described as a heterocyclic carboxonium cation, its positive charge delocalized over the entire heterocyclic structure, giving rise to six contributing resonance forms (Fig. 3) (Ingold 1969; Brouillard 1982). According to Ben& et al. (1967), the highest partial positive charges occur at the 2 and 4 positions of the flavylium cation. The stability of the cation is highly dependent upon nucleophilic attack at either position, by such compounds as water and sulfite ions (Ben& et al. 1%7; Brouillard and El Hage Chahine 198Oa). In addition, protons of hydroxyl groups at positions 5, 7 and 4 ' may easily be removed with only slight increases in pH.

206

R.L. JACKMAN, R.Y. YADA, M.A. TUNG AND R.A. SPEERS

woH -

H

H

\

Ho

O

\

-

e

H

/

/ o

g

\

HO'

HO

FIG. 3. THE SIX MAJOR CONTRIBUTING RESONANCE FORMS OF 5,7,4 '-TREIYDROXYFLAVYLIUMCATION (adapted from Brouillard 1982).

The presence of the oxonium ion adjacent to the 2 position in the molecule is responsible for the characteristic amphoteric nature of anthocyanins and their ability to form salts with acids (Fuleki 1967). Due to this property, anthocyanins exist as either an acid or a base, depending on the pH of the medium. This has proven useful for electrophoretic separation of these pigments (Markakis 1960; Von Elbe et al. 1969).

The structural changes of ordinary anthocyanins do not contribute much color to systems of slightly acidic or neutral pH. Stabilizationof anthocyanin color and structure is influenced by the presence of acyl groups linked to the sugar moieties of the pigment molecule, in addition to a number of other factors.

Acylation of glycosylated anthocyanidins occurs primarily at the C-3 sugar (Harborne 1964; Somers 1966a). Anthocyanins containing two or more acyl groups have been discovered (Saito et al. 1972; Asen et al. 1972, 1977; Du and Francis 1975; Asen 1976). These pigments display excellent color stability throughout the entire pH range (Asen 1976).

Brouillard (1982) has suggested the presence of hydrophobic interactions between the pyrylium ring and the aromatic moieties of the acyl groups protects the pyrylium ring from nucleophilic attack (by water). Brouillard (1982) proposed that one acyl group was situated above the pyrylium ring and the other beneath it. Monoacylated anthocyanins have not displayed the color stability of anthocyanins containing more than one acyl group, suggesting that the presence of two constituent acyl groups is required for good color retention in aqueous media (Brouillard 1982). Deacylation results in fading that occurs immediately after dissolution in slightly acidic or neutral media, similar to the behavior of normal anthocyanins(Yoshitama 1978). Yoshitama and Hayashi (1974) reported that, in neutral aqueous solutions, anthocyanins acylated with p-coumaric acid

ANTHOCYANINS AS FOOD COLORANTS - A REVIEW

207

were unstable in comparison to those acylated with caffeic acid. These authors assumed the vicinal hydroxy grouping of the caffeic acid to be important in the stability of the anthocyanins, especially above pH 3.

The pH dependent association of acyl groups with anthocyanins has led Williams and Hrazdina (1979) and Scheffeldt and Hrazdina (1978) to assume the mechanism of attachment to be through hydrogen bond formation. Additional unsaturation at the 2 and 3 positions in the complex forming structure of the flavonoid, electrostatic forces, and configurational or steric effects have also been deemed important (Hrazdina 1981).

The main acylating groups tend to be the phenolic acids, pcoumaric ,caffeic, ferulic or sinapic acids (Harbome 1964; Albach et al. 1965; Francis and Harborne 1966; Somers 1966a), but may sometimes be p-hydroxybenzoic (Shibata and Yoshimata 1968), malonic (Bloom and Geissman 1973) or acetic acids (Anderson et al. 1970). Harbome (1964) proposed that all anthocyanins are ionically bound in the cell vacuole to aliphatic organic acids such as malonic, malic or citric acid.

Under acidic conditions the color of anthocyanins is determined largely by the degree of hydroxylation in the B-ring of the aglycone (Fig. l), the greater the substitution the bluer the color (Asen 1976). Thus, glycosides of delphinidin are bluer than those of cyanidin, which themselves are bluer than those of pelargonidin. Methylation of one or more of these constituent hydroxyl groups tends to have the opposite effect of hydroxylation, causing pigments to become more red in color (Francis 1977). Aqueous extracts containing primarily pelargonidin- and/or cyanidin-glycosides, therefore, tend to be orange-red, those with glycosides of peonidin are deep red and those containing delphinidin-, petunidin- and/or malvidin-glycosides display a bluish-red color (Francis 1977).

Hrazdina et al. (1970) have shown that a greater degree of methoxylation of the anthocyanidin-3,5diglucosidesof grapes was associated with increased pigment stability, but an increase in aglycone hydroxylation had the opposite effect. pH Effects

pH has a marked influence on the color of anthocyanin solutions. Anthocyanins behave somewhat like pH indicators as a result of their amphoteric nature. Below pH 3,anthocyanin solutions display their most intense red coloration. When the pH of such solutions is raised, their red color normally fades to the point where they appear colorless in the pH range of 4 to 5. Further increases in pH give rise to anthocyanin solutions which are purple and blue, and these, upon storage or heat treatment, have been observed to change in pigmentation h m blue to yellow.

Prior to studies carried out by Brouillard and coworkers (Brouillard and Dubois 1977; Brouillard and Delaporte 1977; Brouillard er al. 1978), the

208

R.L. JACKMAN, R.Y. YADA, M.A. TUNG AND R.A. SPEERS

observed changes in pigmentation with variations in pH were attributed to the equilibrium reaction scheme presented in Eq. (1) (Jurd 1963).

-H+ AH+

*

A

7

B

(1)

+H+ (flavylium cation)

(quinoidal anhydrobase)

(carbinol pseudobase)

In this scheme, under acidic conditions, there is an equilibrium between the flavyium cation(AH+)and the carbinol pseudobase (B) form of the anthocyanin, with the supposed existence of a transient species, the quinoidal anhydrobase(A) structure obtained by the deprotonation of the flavylium cation (Sondheimer 1953; Timberlake and Bridle 1966; 1967a; Harper 1968; Jurd 1963, 1972a).

Pigment solutions above pH 7, held for an extended perior or at elevated temperatures, were presumed to gradually change in pigmentation from blue to yellow as an indirect result of the formation of a chalcone (C) structure via ring fission of the anhydrobase (A)(Hrazdina 1974). The existence of the chalcone structure was postulated by Markakis et al. (1957) and Adams (1972, 1973b) in studies of the thermal degradation of anthocyanins. The chalcone has been described as a colorless compound (Timberlake 1980); however, its ionized form is associated with a pale yellow color (Brouillard 1982). This ionized species is not particularly stable, and therefore, the observed yellow color tends to disappear with time, depending on the solution pH (Brouillard 1982).

Hrazdina (1971) demonstrated the formation of 3,5-di-(O-&D-glucosy1)-7hydroxycoumarin from anthocyanidin-3,5-diglucosidesin heated aqueous solutions at pH 3 to 7, presumably by structural transformation of the anhydrobase (Fig. 4). However, the validity of the proposed mechanism is questioned since the structural transformations of anthocyanins (Fig. 2) favor the formation of chalcone at elevated temperatures (Brouillard and Delaporte 1977). Thus, direct involvement of the chalcone, or its precursor, the carbinol base, is proposed in the formation of coumarin derivatives from the anthocyanidin-3,5-diglucosides.

It should be noted that anthocyanidin-3-glucosides do not form coumarin derivatives (Hrazdina and Franzese 1974).

The scheme illustrated in Eq. (1) was questioned by Brouillard and Dubois (1977) on the basis of (a) the lack of evidence for anhydrobase formation below an acidity threshold @H 3-4), and (b) the fact that the flavylium cationcarbinol equilibrium was shown to exist even when the cation lacked a hydroxyl group.

Using chemical relaxation methds, Brouillard and Dubois (1977) showed that equilibrium between the carbinol and quinoidal base forms of malvin occurred exclusively by way of the flavylium cation, contrary to previous reports (Jurd and Ckissmann 1963; Jurd and Asen 1966; Timberlake and Bridle 1967a;

ANTHOCYANINS AS FOOD COLORANTS - A REVIEW

209

FIG. 4. MECHANISM OF BREAKDOWN OF ANTHOCYANIDIN-3,S-DIGLUCOSIDES, AT pH 3.7, TO (a) COUMARIN DERIVATIVES AND (b) A STRUCTURE RESEMBLING THE B-RING OF THE PARENT ANTHOCYANIN G1 represents a glucose moiety (adapted from Hrazdina 1971).

Harper and Chandler 1967; Jurd 1972a) that the quinoidal base did not hydrate.

Brouillard and Delaporte (1977) demonstrated that in acidic aqueous media @H 1-6) at 25 OC,malvidin-3-glucosideexisted in four forms in equilibrium: the the carbinol pseudobase (B) and quinoidal base (A), the flavylium cation (AH+), the chalcone (C). The general transformation mechanisms involved are illustrated in Fig. 2. The flavylium cation has been shown to yield the quinoidal base through loss of a proton. The nucleophilic addition of water to this cation yields the carbinol structure which exists in a ringchain watercatalyzed tautomeric equilibrium with the chalcone form of the anthocyanin. The cation deprotonation by the solvent is exothermic, whereas the cation hydration and pyrylium ring opening are both endothermic and associated with positive entropy changes (Brouillard and Delaporte 1977). Thus, any rise in temperature will favor formation of the chalcone at the expense of the quinoidal, flavylium and carbinol forms of a particular anthocyanin. This is consistent with earlier work by Markakis et al. (1957) and Adams (1972, 1973b).

Timberlake (1980) and Brouillard (1982) suggested that the distributionof the four different anthocyanin structures at a particular pH, under equilibrium conditions, may lead to some interesting conclusions. Research by Brouillard and Delaporte (1978) and Brouillard et al. (1982) has shown that in very acidic media @H0.5), the red flavyliumcation exists as the only species at equilibrium (Fig. 5 ) . With an increase in solution pH, both the concentration of this species and the pigmentation of the solution decrease, as the cation hydrates to the colorless carbinol base.

The formation of colorless chalcone and blue quinoidal anhydrobase begins at a pH slightly below that corresponding to the pK characteristic of the equilibrium between the flavylium cation and carbinol base (when an equal amount of each form is present). The proportions of each of the chalcone, quinoidal base and carbinol base continue to increase with increasing pH (generally to pH 4.5) at the expense of the red flavylium cation. In the pH range

210

R.L. JACKMAN, R.Y. YADA, M.A. TUNG ANDR.A. SPEERS

"

1

2

t

3

pK=2 60 (AH': 8 )

4

t

5

6

pK=4 25 (A $ AH')

PH

FIG. 5. DISTRIBUTION OF THE FOUR DIFFERENT ANTHOCYANIN STRUCTURES WITH pH UNDER EQUILIBRIUM CONDITIONS Malvidin-3-glucoside: 25 "C.AH+ = red flavylium cation, B = colorless carbinol pseudobase, C = colorless cbalcone, A = blue quinoidal anhydrobase (adapted from Timberlake 1980).

of 4 to 5 , the concentrations of the two colored anthocyanin forms tend to be very small, their total effect contributing little to the pigmentation of the solution.

Markakis (1960) showed that anthocyanins display minimum coloration at their isoelectric point, or when the anthocyanin is predominantly in its carbinol pseudobase form. The equilibrium between the red flavylium cation and blue quinoidal base is associated with a second characteristicpK value (i.e., pH 4.25 in Fig. 5). Above pH 5, the blue quinoidal base is the only colored anthocyanin form present; however, it is present at very low relative concentrations. It is evident that as the pH of a given system increases, the red pigmentation associated with the anthocyanins is reduced. Unless some stabilizing factor is present to augment the coloration of flavylium cation and quinoidal base forms (i.e., by acylation, copigmentation, etc.) or at least maintaintheir concentrations, the use of anthocyanins as food colorants would appear to be ineffective given that most foods normally have a pH in the range of 3 to 7 (Timberlake 1980).

The rate of anthocyanin degradation has been shown by Meschter (1953) to be pH dependent. Lowering the pH in the range of 5.0 to 1.O was shown to increase the retention of anthocyanins in strawberryjuice, with maximum stability being observed at pH 1.8 (Meschter 1953). Daravingas and Cain (1968) also observed that the degradation of the major raspberry anthocyanin, cyanidin-3diglucoside,

ANTHOCYANINS AS FOOD COLORANTS - A REVIEW

211

was markedly retarded at low pH values. Tinsley and Bockian (1960)observed a strong stabilizing effect on pelargonidin-3-glucosidein model systems heated in air by lowering the pH. Evidence had been presented earlier for the existence of an equilibrium between hydronium ions and an anthocyanin, pelargonidin-3-glucoside,in the forms of the red flavylium cation and the hydrated, colorless pseudobase in the pH range of 1.2 to 4.0 (Sondheimer 1953).This equilibrium was later confirmed

by Lukton et al. (1956).

The rate of destruction of pelargonidin-3-glucosidein the presence of oxygen, both in buffered solutions and strawberry juice at 45 "C,has been shown to be directly related to the amount of pigment in the pseudobase form, but inversely proportional to the amount of red flavylium cation (Lukton et af. 1956). Adams (1972,1973b)similarly demonstrated accelerated anthocyanin destruction in the presence of oxygen at pH 2 to 4.In contrast, anthocyanin destruction has been shown to be virtually pH indendent in the range of pH 2.0to 4.5in the absence of oxygen (Adams 1972, 1973b;Lukton et al. 1956).

Copigmentationand Condensation Reactions Markakis (1974)noted that blue anthocyanin coloration of plant products was not due to a pH effect, but rather, to copigmentationand metal chelation. Anthocyanins have been shown to form weak complexes with a number of compounds such as gallotannins, other flavonoids (especially quercetin and ruth) and polysaccharides (Asen et al. 1972)through what is referred to as intermolecular copigmentation, or with substances which form part of an anthocyanin pigment molecule through intramolecular copigmentation. It should be noted that the color augmentation observed for natural anthocyanin containing systems with gallotannin has recently been attributed to a copigmentationeffect, as well as to the interaction of gallotannin with polyphenol oxidase to form a complex without oxidase activity (Sakuraba and Ichinose 1982). Polyphenol oxidase is among several enzymes known to cause a decolorizing effect on anthocyanins, a topic to be discussed later.

The mechanism of association between anthocyanin and copigment is presumed to involve hydrogen bonding (Timberlake and Bridle 1975;Asen 1976). According to Brouillard (1982),intramolecular copigmentation (i.e., acylation) is more efficient in the stabilization of anthocyaninsthan intermolecular copigmentation. Acylated anthocyanins generally display a lesser response to copigmentation reactions than the nonacylated pigments (Hrazdina 1981). The copigmentation effect may occur in conjunction with metal complexing, a special case of intramolecular copigmentation (Jurd and Asen 1966;Van Teeling et al. 1971),but according to Nakayama and Powers (1972),this is more often the exception than the rule.

Complex formation, or copigmentation, results in a bathochromic shift in the visible wavelength of maximum absorption, from red to blue (Asen et al. 1972).

212

R.L. JACKMAN, R.Y. YADA, M.A. TUNG AND R.A. SPEERS

Asen et al. (1972) reported that copigmentation caused a bathochromicshift with both the flavylium cation and the quinoidal base, but that increases in tinctorial strength were due only to stabilizationof the latter. This effect tended to be more pronounced as anthocyanin concentration, and the ratio of copigment to anthocyanin, increased (Asen et al. 1972; Asen 1974, 1976; Timberlake 1980).

When pigment concentration becomes relatively high, anthocyanins themselvesmay act as copigments (Nakayama and Powers 1972). Scheffeldt and Hrazdina (1978) measured the color of solutions containing a constant amount of the flavonol, rutin, as copigment over a wide range of anthocyanin concentrations. They demonstrated that at low levels of anthocyanin (isolated from Vitis spp.), color augmentationby copigmentation was intensified, but decreased with corresponding increases in anthocyanin concentration. The reduced availability of anthocyanin for copigmentation with rutin was attributed to stabilization of the flavylium cation through self-association (Scheffeldt and Hrazdina 1978). A reddish-brown precipitate, which developed in the acidified extract of strawberry puree during storage, was presumed to be the result of polymerized pelargonidin-3-glucoside(Erlandson and Wrolstad 1972). Spayd et al. (1984) attributed increased turbidity and polymeric color, and a reduction in the proportion of color due to tannin, to condensation of anthocyanins in apple and pear juices blended with anthocyanin-containingfruit juices. They found that within a given base juice, turbidity was highly correlated with polymeric color.

According to Timberlake and Bridle (1982a), the effects of self-association, which tends to occur at low pH levels, and copigmentation, which is more prominent at higher pH, may occur simultaneously as concentrationsof anthocyanin are increased. The net result is that color may increase more than proportionally to pigment concentration. Timberlake (1980) and Timberlake and Bridle (1982a) have, therefore, stressed the importance of preventing the loss of anthocyanins through dilution or degradation during processing, since this may result in a proportionally greater loss of product color.

Aside from anthocyanin concentration (Scheffeldt and Hrazdina 1978; Asen 1976; Asen et al. 1971, 1972), a variety of other factors may influence the copigmentation effect (Osawa 1982). The nature of the anthocyanin has been shown to have a large effect on the bathochromic shift (bluing) associated with a given copigment (Asen et al. 1972; Yazaki 1976; Williams and Hrazdina 1979).

Williams and Hrazdina (1979) noted that changes in tinctorial intensity of anthocyanin solutions were not uniform in the pH range of 1 to 7, but were influenced by the substitution patterns of the B-ring and the nature of substituents in the 3 and 5 positions. The nature of the copigment (Asen et al. 1972) and its concentration (Asen et al. 1971, 1972; Asen 1976) have also been shown to influence the copigmentation effect.

The effect of pH on the color and stability of pure anthocyanins has been covered previously in this review; however, its effect on copigmentation is no

ANTHOCYANINS AS FOODCOLORANTS

- AREVLEW

213

less important (Asen er al. 1972; Yazaki 1976). pH affects not only the form of anthocyanin which is available for participation in a copigmentation reaction, but also the ionic nature of the copigment(s). Several other factors which may affect copigmentation and the color augmentation associated wtih this phenomenon have been discussed by Osawa (1982), and one is directed to his review for more extensive coverage of the subject.

Besides the various flowers whose colors have been attributed to copigmentation (Saito et al. 1961, 1972; Yoshitama et al. 1975; Yoshitama and Abe 1976; Yoshitama 1977; Asen et al. 1970, 1971, 1972, 1975, 1977), the tinctorial strength and general color of fruit juices and red wines are also thought to be the result of this phenomenon. Fruit juices obtained from enzymatically treated fruit mashes have been described as being more highly colored than nonenzyme treated press-juice. This is not surprising, given that various cellular constituents such as flavonoids, alkaloids, amino acids, and nucleotides which act as copigments to varying degrees (Asen et al. 1972; Timberlake and Bride 1977; Osawa 1982) are decompartmentalized in the process, and thereby made available for association with anthocyanin pigments. Co and Markakis (1%8) identified a number of flavonoid compounds from extracts of strawberry fruit, including catechin, quercetin-3-glucoside, and kaempferol-3-glucoside, all of these having been identified as potential copigments by Asen et al. (1972).

Polymeric flavonoids and anthocyanins play an important role in the coloration of grapes and red wines (Somers 1966b, 1967, 1971; McCloskey and Yengoyan 1981). Sastry and Tischer (1952) and Somers (1971) found grape tannins (condensed flavonoids) to have a protective effect on the anthocyanins of Concord grape juice and red wines. Monomeric anthocyanins, initially responsible for the pigmentation of young red wines, have been shown to be progressively and irreversibly displaced during aging by more stable polymeric pigments (Somers 1971; McCloskey and Yengoyan 1981). Somers (1971) has reported such polymeric material in (aged) red wines to be less pH sensitive and relatively resistant to decolorization by sulfur dioxide. Utilizing this latter property, a method has been developed for determining the contribution of monomeric (and also polymeric, by difference) anthocyanins to the overall color of red wines (Somers and Evans 1974).

A number of condensation reactions have been demonstrated in studies with synthetic flavylium salts. These salts readily condense with phloroglucinol (Jurd and Waiss 1965) and catechin (Jurd 1%7) in aqueous solution to form flavanylphloroglucinol and 4-flavanyl-flavyliumsalts, respectively. The linkages involved were similar to those involved in condensed tannins (Jurd 1967). In addition, Jurd (1972b) showed synthetic flavylium salts to undergo dimerization in aqueous media, the resulting dimeric pigments displaying similar spectral properties as those of their parent compounds. The dimerization reaction was thought to involve initial condensationof the flavylium salts and its carbinol base

214

R.L. JACKMAN, R.Y. YADA, M.A. TUNG AND R.A. SPEERS

to yield a product which subsequently underwent a series of intermolecular hydride ion transfer reactions (Jurd 1972b). These condensation reactions have yet to be demonstrated for naturally occurring anthocyanins and/or anthocyanidins. Hydrolysis of constituents in the 3 or 3 and 5 positions would first be necessary for the above reactions to take place (Hrazdina 1974). However, such hydrolytic reactions may occur under the acidic conditions (i.e., pH 2-5) of fruit juices and wines, making the proposed condensation reactions entirely feasible in natural systems during processing and storage (Hrazdina 1974).

While many condensation reactions involving anthocyanins have been observed to enhance pigmentation, other condensation reactions have been shown to reduce it. As indicated by Jurd (1972a), flavylium salts have been shown to readily condense with amino acids, phioroglucinol, catechin and other nucleophiles to yield 4-substituted flav-2enes which are reactive and may undergo further changes depending on the nature of the 4-substituent (Jurd and Waiss 1965; Jurd 1967). Ultimately, loss of anthocyanincolor would be observed.

The anthocyanin-ascorbicacid condensation is an example of a decolorizing reaction (Jurd 1972a; Poei-Langston and Wrolstad 1981). The addition of ascorbic acid to anthwyaninsontainingjellies was shown by Freedman and Francis (1984) to result in marked bleaching of these products. Sulfite bleaching of anthocyanins has also been attributed to nucleophilic attack of the flavylium cation by the negatively charged bisulfite ion, yielding a chromen-4 (or 2)- sulfonic acid (Jurd 1964a; Timberlake and Bride 1967b). Timberlake and Bridle (1968) have shown flavylium salts containing methyl or phenyl moieties in position 4 to be virtually unaffected by the bleaching effects of sulfur dioxide.

The phenomenon of copigmentation, and a number of related condensation reactions, offers one explanation for the infinite color variations that occur in plant tissues in the pH range where anthocyanins alone are known to be virtually colorless (Asen et al. 1972). Although the stability of such colored complexes has not been systematicallystudied under practical conditions (Marlrakis 1982a), it appears as if they are not as labile as most of the uncondensed anthocyanins (Timberlake 1980; Timberlake and Bridle 1982a; Ribereau-Gayon 1982).

Flavonols and flavones, as copigments, are always found in conjunction with anthocyanins in fruits and fruit juices (Hooper and Ayres 1950; Harborne 1959; Chiriboga and Francis 1973), likely as a result of similar biosynthetic pathways (Harborne 1967; Grisebach 1982).

The increasing application of enzymes to fruit mashes has resulted in increased copigmentation effects as a direct result of copigment decompartmentalization, yielding more colorful and attractive fruit juices. Copigmentation has also been shown to reduce the decolorizing effect of ascorbic acid (Shrikhande and Francis 1974). Presumably, the condensation of anthocyanin with flavonol prevents complex formation between anthocyanin and ascorbic acid.

ANTHOCYANINS AS FOOD COLORANTS - A REVEW

215

Metal Complexing Anthocyanin solutions appear colorless under normal physiological conditions @H 3 to 7) due to the relative instability of the anhydrobase. Copigmentation and various other condensation reactions have been shown to act in stabilizing anthocyanin pigments and their associated color; however, stabilization may also result from complexing with iron, tin, aluminum, copper or various other metal ions. According to Markakis (1974), these metal chelates and salts (metallo-anthocyanins) normally cause a bathochromic displacement similar to copigmentation, from red to stable blue and violet colors. Unlike copigmentation, however, only those anthocyanins with an orthodiphenolic group in the B-ring are capable of complexing with metal ions (Geissman et al. 1953). It is therefore possible to differentiate those common anthocyanins which possess this group (cyanidin-, delphinidin- and petunidin-glycosides) from those which do not, by the appearance of a bathochromic shift in the absorption maximum upon addition of certain metals, i.e., iron or aluminum (Harborne 1973; Francis 1977).

Cyanidin-3,5diglucoside was shown by Bayer et al. (1966) not to form stable or blue colored complexes with the divalent metals cobalt, nickel, calcium, magnesium or barium in the pH range of 4 to 6. Iron and aluminum complexes, however, were observed to be relatively stable with a deep blue color, similar to chelates formed with tin, titanium, chromium, uranium and lead (Bayer et al.

1966). These latter metals tend to be present in only trace amounts, if at all, in most plants, leading to a suggestion by Asen (1974, 1976)that it is unlikely that metals other than iron or aluminum are involved in flower or fruit color. Pyysalo (1973) showed cyanidin-3-galactosideand delphinidin to form intensely bluecolored complexes in the presence of iron and tin ions. Cyanidin-3-glucoside also formed a stable, colored complex in the presence of aluminum ions, with maximum complex formation occurring at pH 5.5 (Jurd and Asen 1966). pH has been shown to markedly affect the color of aluminum (Asen et al.

1969), iron and tin chelates (Pyysalo 1973). Within a narrow range @H 3.0 to 3.5) a slight pH change of only 0.1 unit may alter the color of aluminum chelates from red to blue-violet (Asen et al. 1969). Complexes of cyanidin-3-glucoside and aluminum were red below pH 3.0, changed to blue-violet up to pH 3.5, and retained that color above pH 3.5 (Asen et al. 1969). Similar observations with respect to color and pH sensitivity have been noted for iron chelates (Pyysalo 1973; Jurd and Asen 1966).

Despite the presence of metals in a number of isolated complex blue pigments (Saito et al. 1961;Asen and Jurd 1967; Hayashi and Talc& 1970; Van Teeling et al. 1971), Asen (1974, 1976) has suggested that metal chelates play only a minor role in the color of plant products. However, a number of studies have been carried out to investigate the stabilizing effects of metals under

216

R.L. JACKMAN, R.Y. YADA, M.A. TUN0 AND R.A. SPEERS

physiological conditions. Sistrunk and Cash (1970) were able to stabilize the color of strawberry puree by the addition of stannic salts. Wrolstad and Erlandson (1973) proposed that the stabilized red color of strawberryjuice was due to a tincyanidin complex rather than to a tin complex with the major strawberry anthocyanin, pelargonidin-3-glucoside.Pelargonidin is incapable of complexing with metals since it lacks an orthodiphenolic group (Geissman ef al. 1953). The cyanidin was assumed to have been released from the colorless leucocyanidin identified in strawberries by Co and Markakis (1968). A similar red complex of tin and cyanidin has been reported in canned pears (Chandler and Clegg 197Oa, b) . Chandler and Clegg (197Oc) noted that, despite the involvement of tin in this complex, addition of stannous ions to susceptible pear puree prior to processing partly or completely inhibited the development of red pigmentation. They noted that the addition of other reducing agents such as SOz was also effective in inhibiting the discoloration.

The relatively high stability and tinctorial strength of the metal-anthocyanin complexes have previously led to a proposal for their potential use as natural food colorants (Jurd 1972a). The metals act by chelating the anthocyanins in a stable quinoidal structure at pH values of 3 to 6 (Nakayama and Powers 1972), the usual pH range of plant juices. Starr and Francis (1973), however, have reported that although copper, iron, aluminum and tin provided greater protection, or stability, for anthocyanins of cranberry juice, the effect was not beneficial since blue and brown discoloration also resulted from the simultaneous formation of metal-tannin complexes. Segal and Oranescu (1978) reported improved color stability in sour cherry, grape and strawberry juices to which aluminum and tin salts were added. Coffey et al. (1981), investigatingthe stability and color of purified cyanidin-3-glucosideand raspberryjuice extract in the presence of tin (Sn2+)and aluminum (A13+)ions, concluded that although metal complexing occurred, the pigment stability conferred by these complexes was not sufficient to justify practical application.

Ascorbic Acid Beattie et al. (1943) were among the first researchers to observe the concurrent disappearance of ascorbic acid and anthocyanin in stored fruit juices, and to suggest a possible interaction between the two compounds. Similar observations have since been reported by several investigators (Sondheimer and Kertesz 1952; Meschter 1953; Pratt et al. 1954; Markakis et al. 1957; Starr and Francis 1968). Studiesby Sondheimerand Kertesz (1953) suggested that maximal loss of anthocyanins occurred under conditions most favorable to ascorbic acid oxidation. This indicates the importance of oxidation products, rather than the ascorbic acid itself, in anthocyanin destruction. Although hydrogen peroxide is a product of ascorbic acid oxidation, its formation in strawberry juice has not been demonstrated. Despite this, Sondheimer and Kertesz (1952) demonstrated

ANTHOCYANINS AS FOOD COLORANTS - A REVIEW

217

significant losses in color due to the presence of added Hz02in strawberry juice.

Pratt et al. (1954)subsequently confmed the participation of ascorbic acid in anthocyanin breakdown and suggested the participation of riboflavin in these reactions.

Markakis et al. (1957)demonstrated a synergistic effect between ascorbic acid and oxygen on pigment degradation. Starr and Francis (1968)similarly observed that maximum pigment losses in cranberry cocktail occurred when high levels or concentrations of oxygen and ascorbic acid were added to the juice.

An interaction between anthocyanin and ascorbic acid was noted in model systems of strawberry anthocyanins, even in the absence of oxygen ( M a r M s et al. 1957).Jurd (1972a)suggested a condensation reaction between anthocyanin and ascorbic acid similar to that between flavylium salts and dimedone.

Degradation products formed from such a reaction were unstable and degraded further to colorless compounds (Jurd 1972a). Poei-Langston and Wrolstad (1981),using an anthocyanin-ascorbic acid-flavonol system, also presented evidence that anthocyanin pigments and ascorbic acid degrade by a condensation mechanism. Using polarographic methods, Harper (1968)showed that flavylium salts were capable of accepting electrons at low negative potential. Shrikhande and Francis (1974)subsequently proposed that anthocyanins, like copper ions (Silverblatt et al. 1943),acted as possible initiators in the chain reactions involved in ascorbic acid degradation.

Work by Hooper and Ayres (1950),Timberlake (lW) Clegg , and Morton (1968) and Shrikhande and Francis (1974) indicated that flavonols retarded ascorbic acid oxidation in anthocyanincontainingsystems. Harper et al. (1%9) suggested that the antioxidant activity of flavonols was a function of their ability to act as free radical acceptors. Their ability to act as copigments may also explain the observed antioxidant activity of these compounds.Theweak association between flavonoid compounds and anthocyanins would inhibit, or at least reduce, complex formation between ascorbic acid and anthocyanin, thereby resulting in both pigment and ascorbic acid stabilization. Meschter (1953) reported that dehydro-ascorbic acid had a decolorizing effect on anthocyanin solutions as well, but noted that the rate was markedly slower than with equal concentrations of ascorbic acid.

Wrolstad et d.(1970)found the effects of ascorbic acid on the color quality of frozen strawberriesto be insignificantunder low temperature storage conditions.

Ascorbic acid was actually thought to stabilize anthocyanins at lower temperatures, The accelerated destruction of anthocyanins in the presence of ascorbic acid at high temperatureshas generally been attributed to the corresponding degradation products of the ascorbic acid (Sondheimer and Kertesz 1953; Wrolstad et al. 1970;Eskin 1979).Over a 24 h period at 50°C, Sistrunk and Cash (1970)observed no effect of ascorbic acid (4 ppm added) on the redness (CDM a) of strawberry puree. The color was claimed to be improved during the first half of the holding period by the addition of ascorbic acid.

218

R.L. JACKMAN, R.Y. YADA, M.A. TUNG AND R.A. SPEERS

Sugars and Their Degradation Products

The effects of sugars and their degradation products have been investigated by a number of researchers. Sugars generally accelerated the degradation of the major strawberry anthocyanin, pelargonidin-3-glucoside (Meschter 1953;Mackinney et al. 1955;Tinsley and Bockian 1960). Fructose, arabinose, lactose and sorbose demonstrated far greater degradative effects on the pigment than glucose, sucrose or maltose. Oxygen enhanced the degradative effects of all of these sugars. According to Meschter (1953),in the presence of sugars, the rate of pigment breakdown was associated with the rate at which the sugar was degraded to furfural-type compounds. These compounds, furfural (derived mainly from aldo-pentoses) and 5-hydroxymethylfurfural (HMF; formed from keto-hexoses), may be formed via the Maillard reaction (Hodge 1953),or by the oxidation of ascorbic acid (Kurata and Sakurai 1967; Sloan et al. 1969), polyuronic acids (Starr and Francis 1968) or even anthocyanins themselves.

These degradation products may condense with anthocyanins to form complex brown colored compounds (Debicki-Pospisil et al. 1983).

Using a model system of strawberry anthocyanins, Tinsley and Bockian (1960)found that, by increasing the sugar concentration, the amount of extractable pigment was generally decreased. They attributed the loss in part to the breakdown products furfural, HMF, and levulinic and formic acids. HMF decomposes to levulinic and formic acids in the acidic environments of most anthocyanin-containing fruits and their juices (Eskin 1979). In contrast to the report by Calvi and Francis (1978)that the presence of the furyl aldehydes (furfural and HMF) does not necessarily affect pigment degradation, a large number of researchers (Meschter 1953; Markakis et al. 1957; Tinsley and Bockian 1960;Daravingas and Cain 1968;Segal and Negutz 1969;Debicki-Pospisil et al. 1983)have found that furfural and HMF accelerate anthocyanindegradation, even at low concentrations.

Daravingas and Cain (1968)demonstrated that sugar degradation products were far more effective than their parent sugars in accelerating anthocyanin breakdown. They investigated the effect of glucose and its degradation products on the stability of the major black raspberry anthocyanin, cyanidin-3diglucoside. A minimum loss of pigment was observed in the presence of glucose whereas a maximum loss was noted in the presence of furfural (Daravingas and Cain 1968). Generally, the advanced sugar degradation products (levulinic and formic acids) do not react nearly as rapidly with anthocyanins as the parent furyl aldehydes (Mackinney et af. 1955; Markakis et al. 1957; Tinsley and Bockian 1960;Daravingas and Cain 1965,1968;Debicki-Pospisil et al. 1983). Debicki-Pospisil et al. (1983) described the accelerated pigment degradation in the presence of furfural and HMF as being directly temperature dependent, more pronounced in fruit juice and considerably decreased in

ANTHOCYAMNS AS FOOD COLORANTS - A REVIEW

219

nitrogen. Kinetic studies have indicated that the rate of pigment breakdown in the presence of monosaccharides was first order (Tinsley and Bockian 1960; Daravingas and Cain 1968).

Sulfur Dioxide Sulfur dioxide, commonly used as a preservative in the food industry, has been found to stabilize the anthocyanins of some berry fruits at low concentrations, and is evidently more efficient in combination with ascorbic acid or rutin, a copigment (Adams 1973a; Williams and Hrazdina 1979). Despite this stabilizing effect, however, the practical applicationof such a treatment is limited due to the decolorizing effect of sulfite on the pigments (acidification to about pH 1 is required for restoration of the red color)(Jurd 1964a). Jurd (1964a) suggested that anthocyanins in the flavylium cation form participated in a reversible reaction with bisulfite ions to form colorless flaven-4-sulfonic acid, a structure analogous to the anthocyanic pseudobase (Fig. 6). Timberlake and Bridle (196%) partially confirmed this hypothesis by demonstratingthe formation of a complex between sulfur dioxide and the cations of flavylium salts, anthocyanidins, and anthocyanins in 1:1 molar ratios. Brouillard and E l Hage Chahine (1980b) have shown that nucelophilic addition of hydrogen sulfite to the flavylium salt of cyanin results in the formation of a highly stable, colorless Meisenheimer-type adduct.

The formation constants for the anthocyanin-bisulfite complexes have been published by Timberlake and Bridle (1967b) and Brouillard and El Hage Chahine (1980b). The large values of these constants suggest that very small amounts of free sulfur dioxide can decolorize significant quantities of anthocyanin (Brouillard and El Hage Chahine 198Ob; Markakis 1982a). Kinetic studies have shown the anthocyanin-bisulfite complex to be very stable; the bisulfite moiety presumably causes deactivation of the aglycone-sugar bond, thereby preventing hydrolysis and subsequent formation of brown degradation products (Admas 1972, 1973a). Timberlake and Bridle (1968) suggested that the bisulfite ion binds at position 4, since flavylium salts containing methyl or phenyl moieties at this position were essentially unaffected by sulfur dioxide.

Oxygen and Hydrogen Peroxide The deleterious effects of molecular oxygen on anthocyanins have been observed by a number of researchers. Nebesky et al. (1949) referred to oxygen and temperature as the most specific accelerating agents in the destruction of anthocyanins in juices from blueberry, currant, cherry, raspberry, grape and strawberry fruits. Starr and Francis (1968) demonstrated the detrimental effect of oxygen on cranberry anthocyanins. Daravingas and Cain (1968) showed that anthocyanins of raspberries canned under nitrogen or vacuum were more

220

R.L.JACKMAN,R.Y.YADA,M.A.TUNGANDR.A. SPEERS

FIG.6.REVERSIBLE FORMATION OF (a) ANTHOCYANINS (FLAVYLIUM SALTS) WITH BISULFITE ION TO FORM (b) FLAVEN-4-SULFONICACID Gly represents a glycosyl moiety (Jurd 1964b).

stable than those canned under air. Oxygen may cause its deleterious effects on anthocyanins through a direct oxidative mechanism and/or through indirect oxidation whereby oxidized constituents of the medium are capable of reacting with the anthocyanins to yield colorless or brown pigmented products.

Hydrogen peroxide has also been shown to be detrimental to anthocyanins.

Sondheimerand Kertesz (1952,1953) studied the kinetics of the oxidation of anboth in pure solutions of the major strawberry anthocyanin thocyanins by H202 @elargonidin-3-glucoside) and in strawberry juice. The authors postulated that ascorbic acid-induced destruction of anthocyanins in strawberry products was formed during the aerobic oxidation of ascorbic acid. H202 has yet due to H202 to be detected in strawberry juice; however, it is presumed to react with anthocyanin pigments to produce breakdown products which lead to the formation of a brown resinous precipitate in fruit juices (Sondheimer and and Kertesz 1952, 1953). Markakis et ul. (1957) recovered 85% of 14C-labelledanthocyanin from such a precipitate.

Lukton et ul. (1956) suggested that precipitate and haze development in fruit juices formed from direct oxidation of the pseudobase form of anthocyanins, followed by hydrolysis and subsequent formation of insoluble compounds. Hrazdina (1970) showed that, upon nucleophilic attack of malvidin-3,5diglucoside in aqueous solution, the heterocyclic ring was cleaved between the 2 with H202 and 3 positions to form 0-benzoyloxyphenyl acetic acid esters of the malvone type or esters of trihydroxymadelic acid (Fig. 7 (b)). Similarly, various acylated

FIG.7. NUCLEOPHILIC AlTACK OF (a) FLAVYLIUM SALT BY H202TO FORM

(c) 3,5-di-(O-&D-GLUCOSUL)-7-HYDROXYCOUMARIN UNDER NEUTRAL CONDITIONS R3' and % I are normally H, OH or OCH3 moieties; Gly represents a glycosyl moiety (Hrazdinaand Prazese 1974).

ACIDIC CONDITIONS, AND

(b) 0-BENZOYLOXYPHENYLACETIC ACID ESTERS OF THE MALVONE TYPE UNDER

222

R.L. JACKMAN, R.Y. YADA, M.A.TUN0 AND R.A. SPEERS

anthocyanidin-3,5diglucosideswere oxidized with H202under acidic conditions to acylated o-benzolyphenyl acetic acid esters (Hrazdina and Franzese 1974). However, when the same reaction was carried out under neutral conditions the reaction product was 3-0-acyl-glucosyl-5-0-glucosyl-7-hydroxy coumarin (Hrazdina and Franzese 1974)(Fig. 7(c)). The marked effect of constituents on the flavylium nucleus, and of pH and the nature of the solvent system, is further demonstrated by the oxidation of 3-methylflavylium salts to 3-acetyl benzofurans in aqueous methanolic solution (Jurd 1964b) and to enol benzoate in acidic solution (Jurd 1966). The oxidation products may participate in further degradation reactions.

Temperature As with most reactions the rate of anthocyanin degradation, in natural and model systems, was found to be influenced markedly by processing and storage temperatures (Nebesky et al. 1949; Meschter 1953; Decareau et al. 1956; Markakis et al. 1957; Ponting et al. 1960; Daravingas and Cain 1965; Segal and Negutz 1969; Hrazdina et al. 1970; Adams and Ongley 1973; Polesello and Bonzini 1977; Mishkin and Saguy 1982; Simard et al. 1982).

Meschter (1953) demonstrated a linear relationship between the log rate of anthocyanin color deterioration in strawberry preserves and storage temperature.

From these thermal destruction data, he showed that the time for 50% destruction of anthocyanin color in strawberry preserves was 1 h at 100°C; 240 h at 38 "C; and 1300 h at 20 "C.Similar results were obtained for pelargonidin-3glucoside in buffered solution by Markakis et al. (1957) who recommendedhigh temperature-short time processing of fruit and vegetable products in order to achieve maximum pigment retention. This recommendation has been supported

by Adams and Ongley (1973) who showed that pigment destruction in canned strawberries was negligible during a high temperature sterilization process compared to that occurring during slow cooling and subsequent ambient temperature storage.

Keith and Powers (1965) reported the degradation rates of pelargonidh-3glucoside, rnalvidin-3-glucoside and petunidin-3-glucoside followed first order kinetics. Pelargonidin-3-glucosidewas noted to be the most stable of the three.

Tinsley and Bockian (1960) had previously shown pelargonidin-3-glucoside degradation followed first order kinetics in a model system; Wrolstad et al.

(1970) showed that cyanidin-3-glucoside degradation was also first order.

Several other researchers have indicated that for a number of different anthocyanins, in model and natural systems, degradation followed a first order reaction mechanism (Meschter 1953; Markakis et al. 1957; Segal and Negutz 1969; Tanchev 1983).

ANTHOCYANINS AS FOOD COLORANTS - A REVIEW

223

The dependence of anthocyanindegradation rate on temperaturemay be determined from first order and thermal destruction curves, which provide information needed to calculate such kinetic parameters as activation energy (Ea), Qlo and z values. These various parameters are related, as shown in Eq. (2)and (3) (Lund 1975): Ea = 2.303 R T Ti Z N

10°C

(3) log Qio where Ea is the activation energy (cal/mol); R is the universal gas constant (1.987cal/mol K); T is the temperature (K); TI is normally taken as the temperature 10"Cabove T (K); l/zis the slope of the thermal destruction curve; z is the the "C temperature change required to change the thermal destruction time by a factor of 10 ("C);and Qlo is the ratio of reaction rate at (T + 10)"C to that at T "C.By rearrangement of Eq. (2)and (3)Labuza and Riboh (1982)have also shown that: 2.2 Ea log Qio = (4) T (T + 10) The data provided by Meschter (1953)were used to calculate a z value of 25.6"C.According to Lund (1975),this value correspondsto an Ea of about 16 kcal/mol. Tanchev (1983),studying kinetic degradation of anthocyanin color (as measured spectrophotometrically)in a variety of fruits stored at 10,20, 30 and 40°C, similarly reported an Ea of 16.6 f 0.4 kcal/mol, and z and Qlovalues of 24.5"C and 2.5 f 0.7, respectively. However, Tanchev (1983)reported an Ea of 23.2 f 1.1 kcal/mol, and z and Qlovalues of 27.5 "C and 2.4 f 0.6,respectively, for anthocyanin color in various fruits heated at processing temperatures of 78, 88, 98 and 108°C.Using Eq. (2),(3)and (4), the z and Qlo values reported by Tanchev (1983)correspond to the respective Ea values over the temperature ranges studied. These results would indicate a definite change in Ea with temperature, a phenomenon discussed by Labuza and Riboh (1982).

Markakis (1982a)and Mishkin and Saguy (1982)have also reported Ea values of 27 and 25 kcal/mol, respectively, for anthocyanin color degradation at processing temperatures (i.e., > 70"C).

The above results suggest anthocyanin color to be more stable under processing conditions than first thought. This may be the result of condensation reactions, whereby the concentration of polymeric pigments increases with temperature and storage time. Such polymeric pigments have been shown to contribute to the coloration of grapes and red wines (Somers 1966b,1967,1971; Z=

224

R.L.JACKMAN, R.Y.YADA, M.A. TUNG AND R.A. SPEERS

McCloskey and Yengoyan 1981) and Concord grape juice (Sastry and Tischer 1952), and their presence serves to protect the anthocyanins in these products. It is very likely that polymeric pigments degrade differently from monomeric anthocyanins, as reflected in the respective Ea values for anthocyanin color degradation under storage and processing conditions.

The rate of disappearance of monomeric anthocyanins of blueberries correspond to a first order regression equation, i.e., seemed to follow zero order reaction kinetics, when juice was stored at 4 and 10°C (Simard et al. 1982).

However, Simard et al. (1982) reported the rate of pigment disappearance to correspond to a second order regression equation, i.e., appeared to be first order, when juices were stored at 27 and 37 "C. This would again suggest that anthocyanins undergo degradation by different mechanisms with increased processing and storage temperatures. The possible influence of various constituents in the media (Le., other flavonoids, protein, metal ions, etc.) cannot be overlooked.

The large number of factors affecting anthocyanin degradation in natural systems has prevented the elucidation of any single degradation scheme for these pigments. It has been shown that pure anthocyanins, in the absence of added compounds other than those acids and buffers used to adjust the pH, degrade by a first order reaction mechanism (Adams 1973b). At least two pathways for anthocyanin degradation are possible. According to Markakis et al. (1957), the heterocyclic ring of the colorless pseudobase opens to form a colorless chalcone before hydrolysis of the glycosidic bond occurs (Fig. 8 (a)). This mechanism was proposed in response to the lack of detectable anthocyanidin during the breakdown of purified pelargonidin-3-glucoside (Markakis et al. 1957). The degradation has been shown to be temperature dependent.

Adams (1972, 1973a,b) offered an alternative mechanism. Anthocyanins heated in the pH range of 2 to 4 first undergo glycosidic hydrolysis followed by conversion of anthocyanidin to a chalcone, which subsequently yields an adiketone (Fig. 8(b)). Adams (1972, 1973b) contended that anthocyanidins were generally unstable in the pH range 2 to 4, thus explaining why they had not been detected under these conditions previously. The rate of formation of free sugars was shown to closely follow the rate of disappearance of red color, providing evidence that glycosidic hydrolysis of anthocyanins was the main cause of red color loss (Adams 1972, 1973b). It was assumed that further degradation of the primary breakdown products, formed by either pathway proposed, led to brown colored products (Lukton et al. 1956; Markakis et al. 1957; Erlandson and Wrolstad 1972; Abers and Wrolstad 1979).

The mechanism of anthocyaninbreakdown, as mediated by increased processing and storage temperatures, has been shown to be dependent on the nature of the anthocyanin. Hrazdina (1971) identified a coumarin diglycoside as a common degradation product of malvidin-, cyanidin-, delphinidin-, petunidin- and

ANTHOCYANINS AS FOOD COLORANTS - A REVIEW

HO / OGly

-

H

O

Gly

Q

Y

OH

/- OH

H OGly O W

225

OGly

(4

OH

(b)

* OH

OH

FIG. 8. MECHANISMS OF ANTHOCYANIN DEGRADATION AS PROPOSED BY (a) Markakis et al. (1957),and (b) Adams (1972;1973a,b).

peonidin-3,5diglycosidesin the pH range 3 to 7. Temperature increases accelerated the overall reaction (Hrazdina 1971). However, as previously noted, anthocyanidm-3-glycosidesdid not form coumarin derivatives (Hrazdina and Franzese 1974).

Markakis (1982a), supported by data presented by Brouillard (1982) and Timberlake (1980), noted the importance of an equilibration time between the chalcone and flavylium structures. The equilibrium reactions among the anthocyanic forms tend to be endothermic from left to right in the following scheme (Brouillard 1982): blue quinoidal base

+

red flavylium cation

A

colorless carbinol base

A

7

colorless chalcone

The equilibrium is shifted toward the chalcone upon heating. However, reversion back to the flavylium cation has been shown to be relatively slow. The red flavylium cation has usually been taken as a measure of total anthocyanin concentration in quantitative analyses. Therefore, as Markakis (1982a) suggested with reference to previous degradation studies, if insufficient time had been given for the chalcone to flavylium transformation, the results of these studies could have been inaccurate.

Enzymatic Degradation There are a number of enzymes, endogenous in most plant tissues, which have been implicated in the decoloration of anthocyanins. Generally, these have been identified as either glycosidases (Huang 1955; Forsyth and Quensel 1957) or

226

R.L. JACKMAN, R.Y.YADA,M.A. TUNG AND R.A. SPEERS

phenolases (Peng and Markakis 1963), although Grommeck and Markakis (1964) have also reported a peroxidase-catalyzed anthocyanin degradation.

Huang (1955, 1956a) investigated the decolorizing action of several crude fungal enzyme preparations on solutions of pure anthocyanin within a pH range of 3.0to 4.5. Enzymatic decoloration was attributed to the action of glycosidases (anthocyanases) which hydrolyzed the anthocyanin to anthocyanidin and sugar, with the destabilized aglycone spontaneously degrading to colorless derivatives (Huang 1955, 1956a; Forsyth and Quesnel 1957). The transformation of liberated aglycone to colorless derivatives and the enzymatic deglycosylationof anthocyanins by fungal anthocyanase was found to follow first order kinetics at pH 3.95 and 30°C (Huang 1956b).

A fungal anthocyanase preparation was used by Yang and Steele (1958) to remove excess anthocyanin from concentrated products (blackberry jams and jellies) where pigmentation was too dark and unattractive. Huang (1955) had suggested the use of such enzyme preparations in the manufacture of white wines from mature red grapes. Wagenknecht et al. (1960) attributed the loss of red color associated with scald in sour cherries to endogenous anthocyanase activity.

Harborne (1%5) utilized fl-glucosidase and anthocyanase preparations to characterize various flavonoid glycosides. The rate of deglycosylation has been claimed to be useful in distinguishing 0- from C-glycosides and in characterizing flavonoids containing more than one sugar moiety (Harborne 1965).

Tanchev et al. (1%9) reported the destruction of anthocyanins in raspberry and strawberryjuices which had been treated with several commercial pectolytic enzyme preparations. The observed loss of color in these juices may have been the result of contaminating glycosidase (or phenolase) activity present in the commercial preparations. In most cases secondary activity in commercial enzyme preparations is desirable, and costs of purification often preclude the total removal of such activity.

Phenolases are virtually ubiquitous in the plant kingdom, catalyzing the oxidation of phenolic compounds such as catechol and other o-dihydroxyphenols to oquinones, which may subsequently (a) react with one another to form brown colored, higher molecular weight polymers; (b) react with amino acids and/or proteins to form macromolecular complexes which are also brown in color; or (c) oxidize compounds of lower oxidation-reduction potentials (Mathew and Parpia 1971). Anthocyanins serve as poor substrates for the enzyme (Markakis 1982a). Peng and Markakis (1963) showed that, although the two major anthocyanins isolated from red tart cherries proved to be poor substrates for mushroom phenolase, rapid decolorization occurred in the presence of catechol.

On the bssis of this observation, these authors proposed a scheme of sequential reactions to explain the effect of mediating phenols (Fig. 9). The catechol is oxidized by phenolase to 0-benzoquinonewhich itself then oxidizes anthocyanin to a colorless product (Peng and Markakis 1963). A similar coupled oxidation

ANTHOCYANINSAS FOOD COLORANTS - A REVIEW

221

mechanism was offered as explanation for the accelerating effect which chlorogenic acid and catechin had on the degradation of anthocyanins by phenolases in eggplant (Sakamura and Obata 1963; Sakamura et al. 1965) and sweet cherries (Pifferi and Cultrera 1974). In a recent study investigating the role of strawberry phenolase in anthocyanin degradation, Wesche-Ebeling (1984) suggested that strawberry anthocyanins were destroyed either through direct oxidation by quinones formed from catechin by endogenous phenolase, or through copolymerization of the anthocyanins into brown polymeric pigments (tannins) formed from catechin-quinone polymerization.

Degraded Anthocyanin

02YaY Enzymic

Nonenzvmic

FIG.9. COUPLED OXIDATION MECHANISM INVOLVED IN PHENOLASE DECOLORIZATION OF ANTHOCYANINS (Peng and Markakis 1%3).

Pifferi and Cultrera (1974) showed ascorbic acid to have a protective effect on anthocyanins and their associated color by being preferentially oxidized by the oquinone formed through the enzymatic oxidation of the mediating phenol. Anthocyanin was not destroyed as long as ascorbic acid was present in the system.

Markakis (1982a) suggested that this was analogous to the inhibition of phenolase-catalyzed browning where ascorbic acid reduces the oquinone before it can polymerize.

Pifferi and Cultrera (1974) isolated two predominant phenolases from sweet cherries which displayed maximum activity toward a catechol substrate at pH 4.2 and 6.5, respectively. However, maximum pigment destruction was observed at pH 5.6, and not at the pH optimum of either of the isolated phenolase preparations. According to these authors, the anhydrobase of the anthocyanin was, therefore, more susceptible to the direct or indirect action of phenolase, than the flavylium cation. Sakuraba and Ichinose (1982) suggested that the rate

228

R.L. JACKMAN, R.Y. YADA,M A . TUNG AND R.A.SPEERS

of anthocyanin decoloration by phenolases is dependent upon the hydroxylation pattern of the B-ring, and the extent of glycosylation. In addition to eggplant, sweet cherries and strawberries, phenolase has been shown to be responsible for anthocyanin decoloration in sour cherries (Van Buren et d.1960; Shrikhande 1973), grapes (Segal and Segal 1969), and in flowers and leaves of several other higher plants (Proctor and Creasy 1969; Schumacker and Bastin 1974).

Several methods for inhibiting or destroying anthocyanindegrading enzymes have been attempted. Siege1 er al. (1971) and Shrikhande (1973) used steam blanching of sour cherries for 45-60 s prior to freezing to provide minimal anthocyanin destruction during subsequent thawing and blending in air. Goodman and Markakis (1965) inhibited phenolase activity in sour cherry juice by addition of 30 ppm SOz. They reported that at low pH similar inhibition could be accomplished by addition of even lower SO2concentrations. NaZSzO5,dithiothreitol, phenylhydrazine and cysteine were effective inhibitors of phenolase in Concord grape juice (Cash er al. 1976). Sakuraba and Ichinose (1982) reported that gallotannin deactivated phenolase through a direct condensation mechanism.

Anthocyanin stabilization was further affected by copigmentation, where excess gallotannin and anthocyanin complexed through hydrophobic interaction (Sakuraba and Ichinose 1982).

STABILIZATION OF ANTHOCYANINS AND THEIR USE As FOOD COLORS Color has been regarded as one of the most important quality attributes of food products often forming the basis of consumer acceptability (Clydesdale 1978).

With this in mind, food manufacturers often require that artificial dyes and/or natural colors be added to their products to ensure desirable/acceptable appearance throughout their shelf-life. Concern over the toxicological safety of the synthetic dyes used in the food industry has led to much interest in the development of stable, natural pigments for use as food ingredients. Many of the synthetic colorants on the market have a natural counterpart which may be used in their place without sacrificing product quality. In addition to green and blue, however, the color red has no natural pigment which has gained wide acceptance for use in the food industry.

Anthocyanins are probably the best known of the natural food pigments, rendering fruits and vegetables red, purple and blue as a direct result of their presence in these tissues (Shrikhande 1976). However, as stated previously, anthocyanins are relatively unstable, complex compounds, a fact which has limited their wide use as food additives. In addition, their commercial unavailability and the difficulty and costs involved in their extraction and purification from natural sources have contributed further to restricting their application as food colorants (Shrikhande 1976).

The classification of anthocyanins as natural food color additives when extracted from a "natural " source exempts these compounds from rigorous and

ANTHOCYANINS AS FOOD COLORANTS - A REVIEW

229

costly toxicological testing, which synthetic dyes must undergo prior to their clearance as safe food ingredients. Francis (1977) has regarded this double standard of safety, one for natural compounds and another for synthetic compounds, as illogical. However, it has provided much imptus for the development of alternative, natural coloring agents suitable for addition to a variety of food products. A number of highly pigmented sources have been utilized for extraction of anthocyanins.

Both a spraydried powder and a concentrated solution containing grape anthocyanins are presently being marketed from Italy under the trade name of Enocolor (formerly Enocianina)(Anonymous 1981). These products are dark reddish-blue, due largely to high concentrations of malvine chloride, and have been used in cosmetics, pharmaceuticals, wines and various other beverages.

Lancrenon (1978) claimed that these contained excessive amounts of impurities.

However, these impurities may be removed by passing clarified grape extracts through resins selective for adsorbing polyphenols (Lancrenon 1978; Codounis et al. 1983).

Peterson and Jaffe (1969) patented a process by which anthocyanins were extracted from grape pomace with an alcoholic solvent containing 200-2000 ppm SOz. These researchers found that the addition of SO2to the extraction solvent resulted in an increased pigment yield. Palamidis and Markakis (1975) demonstrated that, besides containing anthocyanin of higher purity than a hot water extract, anthocyanin extracted from grape wine pomace with 500 ppm SOz was more stable as a colorant for a carbonated beverage. Philip (1974) used an alcoholic solvent containing 0.1-1 .O% tartaric acid to extract anthocyaninsfrom grape skins or pomace. Calvi and Francis (1978) recovered anthocyaninpigment from Concord (Vitis labncscu) grapejuice lees by traditional acid-alcoholextraction of the filter-press cake. Main et ul. (1978) succeeded in spraydrying extracts from Concord grape juice sludge, and Clydesdale et al. (1978) demonstrated their potential for use in dry pack food products such as powdered beverage mix and gelatin desserts.

A recent United States patent was granted to Langston (1985) for the production of a highly ‘colored’ monomeric anthocyanin pigment from grape pomace.

The pigment extract, devoid of sugars, organic acids, polymerized anthocyanin and other water soluble material, was obtained using an aqueous extraction solvent containing bisulfite, followed by chromatographic separationon a nonionic adsorbant. Vitis spp. extracts contain relatively high concentrations of malvidindiglycosides (Koeppen and Basson 1966; Singleton and Esau 1969). Hrazdina et ul. (1970) have shown these anthocyaninsto be more stable to oxidation and heat than other anthocyanins which are commonly found in extracts of other fruits.

Chiriboga and Francis (1970) used cranberry (Vuccinium macrucurpun) pomace as a source for anthocyanins, with the alcoholic extract subsequently purified using ion-exchange resins. The freezedried product was suitable for fortifying the color of pale cranberry juice cocktail (Chiriboga and Francis

230

R.L. JACKMAN, R.Y. YADA, M.A. TUNG AND R.A. SPEERS

1973). Main et al. (1978) successfully spraydried the purified extract from cranberry press-cake, but found its application in beverage mix and gelatin dessert dry pack foods to be limited by an astringent flavor which it imparted to these products (Clydesdale et al. 1979a). Approximately 40% of the red anthocyanin pigments of cranberries, monogalactosides and monoarabinosides of cyanidin and peonidin (Zapsalis and Francis 1%5), remain in the press cake following extraction (Staples and Francis 1%8).

Esselen and Sammy (1973, 1975) prepared an aqueous extract of the anthocyanins of roselle (Hibiscussub&r@) calyces. The major pigments in roselle are cyanidin and delphinidin derivatives (Du and Francis 1973) which produce a hue similar to that of amaranth (Red No. 2)(Esselen and Sammy 1973). A concentrate of the aqueous roselle extract was very stable in frozen storage, and when used in jams and jellies, pigmentation and flavor were well preserved at 35 and 84°F over the course of six months storage (Esselen and Sammy 1973, 1975). Clydesdale er al. (1979b) prepared a spraydried powdered pigment extract from a roselle liquid concentrate. They found, however, that despite displaying good stability in reconstituted beverage mix and gelatin dessert dry pack foods, the roselle powder imparted an unacceptable flavor to the products.

The leaves and fruit skins of cherry-plum (Pncnus cerusiferu), an ornamental plant, have been investigated as a source for anthocyanins (Baker et ul. 1974a, b). The cherry-plum anthocyanins, which include the cyanidin and peonidin 3-glucosides and 3-rutinosides (Tanchev and Vasilev 1973), were extracted using acidified ethanol. These were shown by Baker et al. (1974b) to have acceptable organoleptic properties and to be nonmutagenic.

Blueberries (Vuccinium spp.) are a very rich source of anthocyanins, containing malvidin, delphinidin and petunidin 3-galactosides and 3-arabinosides.

Although too expensive to be grown solely for pigment extraction, waste products from frozen blueberry operations may provide an economically feasible source of natural pigment (Shewfelt and Ahmed 1977). Red cabbage has also been suggested as a potential commercial source of anthocyanins, containing cyanidin-3,5-diglucosideand cyanidin-3-sophoroside-5-glucosideacylated with sinapic acid (Tanchev and Timberlake 1969). Shewfelt and Ahmed (1978) extracted anthocyanins from blueberries and red cabbage using a SO2 extraction procedure and a methanol extractionhon exchange purification procedure. The freeze-dried extracts from both procedures showed greater color stability in dry soft drink mixes than in reconstituted beverages. This is in agreement with Erlandson and Wrolstad (1972) who reported strawberry anthocyanins to be relatively stable in a low moisture environment, i.e., powder as opposed to reconstituted beverage. Shewfelt and Ahmed (1977) found methanolic extracts of red cabbage to have greater purity and tinctorial strength than anthocyanins extracted using SOz. They suggested that methanol-extracted powders could provide possible replacements for the red synthetic colorants (Red No. 2 and

ANTHOCYANINS AS FOOD COLORANTS - A REVEW

23 1

Red No.40)if pigment losses were minimized in the procedure and a protective agent added to retard ascorbic acid degradation.

The tropical red berry known as the "mimclefirtit"(Synsepulum dulciJicwn) contains a taste modifier that has been investigated as a potential sweetener; however, a byproduct of taste modifier production is anthocyanin pigment (Buckmire and Francis 1976). Buckmire and Francis (1978) prepared a pigment extract from the miracle fruit using the procedure of Chiriboga and Francis (1970), and found it imparted an orange-red color to a carbonated beverage. The anthocyanin stability was comparable to that of anthocyanins from other sources. Cyanidin-3-glycosides have been reported as the major anthocyanin present in miracle fruit extracts (Buckmire and Francis 1976).

Francis (1975) has suggested that berries of Vibernwn dentutzun, which contain anthocyanin pigments amounting to about 1% of the berry fresh weight, could be used as a commercial source of anthocyanins. The major pigments of Vibemum dentuzum berries are all cyanidin derivatives, and therefore, extracts tend to be orange-red in color (Francis 1975).

Martinez and Valle (1981) investigated the use of duhat (Sysyium cumini Linn.) anthocyanins as a food colorant. Characterization of duhat fruit anthocyanins has not been reported. A crude anthocyanin extract of duhat fruits had acceptable color properties when compared with red synthetic colorants, but a detectable after-taste was imparted to colored fruit drinks (Martinez and Valle 1981).

Bilberries (Vucciniwn myrtillus) of the Central Massif have been used by a factory in France to manufacture high grade anthocyanin used for pharmaceutical purposes (Anonymous 1975). Although detailed information regarding the identity of anthocyanins of this fruit is lacking (Timberlake and Bridle 1982b), Suomalainen and Keranen (1961) noted the presence of glucose and arabinose derivatives of cyanidin, delphinidin, petunidin and malvidin.

Lowry and Chew (1974) reported the use of anthocyanin extracts from the dried flowers of Clitoreu ternutiu as a colorant for Malaysian ricecakes. Suprisingly, the Clitoreu flower contained only glycosides of delphinidin, the least stable of the common anthocyanidins (Lowry and Chew 1974). Stability of the anthocyanin extract was thought to be connected with adsorptionof the pigments onto the starch gel of the glutinous rice (Lowry and Chew 1974).

Markakis (1982b) mentioned having seen liquid and spraydried anthocyanin preparations originating from olive skins in Oreece. Codounis et ul. (1983) described a process by which anthocyanin pigments from the effluents of oliveoil extracting plants were extracted and purified. The anthocyanins of the ripe olive fruit have been identified as glycosides of cyanidin and peonidin, often acylated with caffeic acid, rendering the fruit dark blue or purple in color (Timberlake and Bridle 1982b).

A Japanese patent has been obtained (Kikuchi et ul. 1977) for a process by

232

R.L. JACKMAN, R.Y. YADA, M.A. TUNG AND R.A. SPEERS

which a spraydried anthocyanin+ontaining food colorant was obtained from purple corn (Maiz morado). Cyanidin-3-glucosidehas been identified as the major anthocyanin in the cobs and kernels of purple corn (Timberlake and Bridle 1982b).

A U.S.patent was applied for by Asen et al. (1978) for the use of an anthocyanin, peonidin-3-(dicaffeyl-sophoroside)-5-glucoside, which produces a wide range of colors, and is stable in foods and beverages over the pH range of 2.0 to 8.0. The pigment is found in "Heavenly Blue " morning glory flowers (Ipomea tricolor), and is extracted/purified by means of three column chromatographic steps followed by ethyl ether precipitation (Asen et al. 1977).

Timberlake (1980) stated that the anthocyanin preparations extracted from the various sources mentioned were likely of varied quality, containing partially degraded, condensed and/or polymerized anthocyanins, in addition to various tannins and copigments. Given the nature of these preparations, the pigment extracts would be expected to suffer the same fate as the original pigments of the foodstuff (Timberlake 1980). The addition of anthocyanin extracts to food systems may encourage reactions with endogenous constituents, quite possibly resulting in a product of reduced quality. However, by carefully controlling processing and storage conditions, the high quality of products containing naturally occurring anthocyanin pigments may be maintained, thereby providing the consumer with pleasing, colorful products. A knowledge of the behavior of these pigments under a wide variety of conditions and in a variety of food systems is required if commercially available extracts are to be used to advantage.

A number of synthetic flavylium salts have been suggested as potential color additives (Jurd 1964c; Timberlake and Bridle 1%8). Jurd (1964c) proposed the use of synthetic benzopyrylium dyes, structurally related to natural anthocyanin pigments, as replacements for some of the common "coal tar " dyes. Four yellow and two red benzopyrylium dyes were claimed by Jurd (19%) to be easier and less costly to synthesize than the "coal tar " dyes. They displayed intense coloration and were stable in acidic media. However, their stability to SOz and ascorbic acid was low. Timberlake and Bridle (1968) improved the stability of the synthetic flavylium salts of Jurd (19%) to SO2 and ascorbic acid, by substituting a methyl or phenyl group at position 4 of the flavylium molecule.

The synthetic flavylia all require extensive toxicological testing prior to their clearance as food color additives. Thus, the use of natural pigments as food colorants is desirable, despite their shortcomings.

According to Hrazdina (1981), anthocyanins may be successfully used in high acid foods such as soft drinks, jams and jellies, and in red wines where they play an important role in the ageing process. "Beyond this, we will have to live with their limitations and accept the deterioration of color upon processing and storage of the anthocyanin-containingfood products " (Hrazdina 1981). The procurement of intensely colored fruits and vegetables is necessary to ensure that if

ANTHOCYANINS AS FOOD COLORANTS - A REVIEW

233

some of the pigment were destroyed through processing or storage, a sufficient portion would remain to impart the characteristic color of the product (Markakis 1974; Timberlake and Bridle 1982a).

Few substanceshave been found which serve as practical stabilizing agents for the anthocyanins. The use of sulfite as a stabilizing agent is limited not only by its decolorizing effects (which may or may not be reversible), but also by its characteristic undesirable odor and flavor which may be detected at very low levels of use in certain products, i.e., at SO ppm in berry juices (Jackman et al.

1984). Cysteine inhibited anthocyanin degradation in Concord grapejuice below a temperature of 75 "C, and in addition, protected amrbic acid from oxidation (Skalski and Sistrunk 1973). Cysteine was presumed to act as a reducing agent, as well as an enzyme inhibitor for polyphenol oxidas (Skalski and Sistrunk 1973). In an investigationinto the effects of 19 differentadditives on color retention in strawberryjuice and buffered pigment solutions, Markakis et d.(1957) found only thiourea, propyl gallate and quercetin to show beneficial effects.

Recently, Maccarone et al. (1985) improved the stability of the red color of pigmented orange fruit juice by pasteurizing with microwaves and adding tartaric acid and glutathione which acted as mildiy acidic and antioxidant agents, respectively. The addition of phenolic compounds, such as rutin and caffeic acid, also markedly stabilized color, presumably by means of copigmentation (Maccarone et al. 1985).

It is important that investigations into the chemistry of anthocyanins continue in order that we may exploit natural media in which these pigments are modified to advantage (Timberlake 1980). This will increase our knowledge of the behavior of endogenous pigments, and extracts obtained from natural sources which may then be manipulated in such a way as to produce pigments with desired properties. As Timberlake (1980) has stated, "there is still a lot to learn about the mechanism of anthocyanin color augmentation and stabilization, but if sufficient effort is devoted to unravelling these effects, there would seem to be every prospect of developing pigments of improved characteristics, suitable as color additives. "

REFERENCES ABERS, J.E. and WROLSTAD, R.E. 1979. Causative factors of color deterioration in strawberry preserves during processing and storage. J. Food Sci. 44,75-78, 81.

ADAMS, J.B. 1972. Changes in the polyphenols of red fruits during processing - the kinetics and mechanism of anthocyanin degradation. Campden Food Pres. Res. Assoc. Tech. Bull. p. 22, Chipping Campden, Gloucestershire, Eng .

234

R.L. JACKMAN, R.Y. YADA, M.A. TUNG AND R.A. SPEERS

ADAMS,J.B. 1973a. Colour stability of red fruits. Food Manuf., Feb., 19-20, 41.

ADAMS, J.B. 1973b. Thermal degradation of anthocyanins with particular reference to the 3-glycosides of cyanidin. I. In acidified aqueous solution at 100OC. J. Sci. Food Agric. 24,747-762.

ADAMS,J.B. and ONGLEY, M.H. 1973. The degradation of anthocyanins in canned strawberries. I. The effect of various processing parameters on the retention of pelargonidin-3-glucoside.J. Food Technol. 8, 139-145.

ALBACH, R.F., WEBB, A.D. and KEPNER, R.E. 1965. Structures of acylated anthocyanin pigments in Vitis vinifera variety Tinta Pinheira. II. Position of acylation. J. Food Sci. 30, 620-626.

ANDERSON, D.W., GUEFFROY, D.E., WEBB. A.D. and KEPNER, R.E. 1980. Identification of acetic acid as an acylating agent of anthocyanin pigments in grapes. Phytochem. 9, 1579-1583.

ANON. 1975. Vignes et vins. Numero special consacre aux anthocyanes du raisin et du vin, 25. Cited by Timberlake, C.F. 1980. Anthocyaninsoccurrence, extraction and chemistry. Food Chem. 5, 69-80.

ANON. 1981. Enocolor. ?‘he importance of the natural colour, Reggiana Antociani, Industria Coloranti Naturali, Italy.

ASEN, S. 1974. Factors affecting flower colour. Acta Hortic. 41, 57-68.

ASEN, S . 1976. Known factors responsible for infinite flower color variations.

Acta Hortic. 63, 217-223.

ASEN, S. and JURD, L. 1967. The constitution of crystalline, blue cornflower pigment. Phytochem. 6, 577-584.

ASEN, S.,NORRIS, K.H. and STEWART, R.N. 1969. Absorption spectra and color of aluminum-cyanidin 3-glucoside complexes as influenced by pH. Phytochem. 8, 653-659.

ASEN, S.,NORRIS, K.H. and STEWART, R.N. 1971. Effect of pH and concentration of the anthocyanin-flavonol co-pigment complex on the color of ‘Better Times’ roses. J. Am. SOC. Hort. Sci. 96, 770-773.

ASEN, S.,STEWART, R.N. and NORRIS, K.H. 1972. Co-pigmentation of anthocyanins in plant tissues and its effect on color. Phytochem. 11, 1139-1 144.

ASEN, S.,STEWART, R.N. and NORRIS, K.H. 1975. Anthocyanin, flavonol copigments, and pH responsible for Larkspur flower color. Phytochem. 14, 2677-2682.

ASEN, S., STEWART, R.N. and NORRIS, K.H. 1977. Anthocyanin and pH involved in the color of ‘Heavenly Blue’ morning glory. Phytochem. 16, 1118-1 119.

ASEN, S . , STEWART, R.N. and NORRIS, K.H. 1978. Naturally occurring colorant for food and beverages. US. Pat. Appl. 910,152.

ASEN, S., STEWART, R.N., NORRIS, K.H. and MASSIE, D.R. 1970. A stable blue nonmetallic co-pigment complex of delphanin and C-glycosylflavones in Prof. Blaauw Iris. Phytochem. 9, 619-627.

ANTHOCYANINS AS FOOD COLORANTS - A REVIEW

235

BAKER, C.H., JOHNSTON, M.R. and BARBER, W.D. 1974a. Cherry-plum pigment as a natural food colorant: Instrumental evaluation. Food Prod. Dev. 8(3), 83-84, 86-87.

BAKER, C.H., JOHNSON, M.R. and BARKER, W.D. 1974b. Cherry-plum pigment as a natural red food colorant: Sensory evaluation and mutagenicity tests. Food Prod. Dev. 8(4), 65-70.

BAYER, F., FINK, A., NETHER, K. and WEGMA", K. 1966. Complex formation and flower colors. Angew. Chem. Inter. Edit. 5,791-798. Cited by Asen, S. 1976. Known factors responsible for infinite flower color variations.

Acta Hort. 63, 217-223.

BEATTIE, H.G., WHEELER, K.A. and PEDERSON, C.S. 1943. Changes occurring in fruit juices during storage. Food Res. 8, 395404.

BENDZ, G., MARTENSSON, 0. and NILSSON, E. 1967. Studies of flavylium compounds. I. Some flavylium compounds and their properties.

Ark. Kemi 27(7), 65-77.

BLOOM, M. and GEISSMAN, T.A. 1973. Malonic acid: The acyl moiety of the Mimulus luteus anthocyanin. Phytochem. 12, 2005-2006.

BROUILLARD, R. 1982. Chemical structure of anthocyanins. In Anthocyanins as Food Colors, (P.Markakis, ed.) pp. 1-40, Academic Press, New York.

BROUILLARD, R. and DELAPORTE, B. 1977. Chemistry of anthocyanin pigments. 2. Kinetic and thermodynamic study of proton transfer, hydration, and tautomeric reactions of malvidin 3-glucoside. J. Am. Chem. Soc. 99, 8461-8468.

BROUILLARD, R. and DELAPORTE, B. 1978. Etude par relaxation chimique des equilibres de transfert de proton, d'hydration et de tautomerie prototropique de l'anthocyane majoritaire de Vitis vinifem, la glucoside-3malvidine. In Protons and Ions Involved in Fast Dynamic Phenomena, (P.Lazlo, ed.) pp.

403-412, Elsevier Scientific Publishing Co., Amsterdam.

BROUILLARD, R. and DUBOIS, J.E. 1977. Mechanism of the structural transformations of anthocyanins in acidic media. J. Am. Chem. Soc. 99, 1359-1364.

BROUILLARD, R. and EL HAGE CHAHINE, J.M. 198Oa. Chemistry of anthocyanin pigments. 5 . Stability of colored forms and reactivity with sulfur dioxide. Bull. Liaison - Groupe Polyphenols 9, 77-88.

BROUILLARD, R. and EL HAGE CHAHINE, J.M. 198Ob. Chemistry of anthocyanin pigments. 6. Kinetic and thermodynamic study of hydrogen sulfite addition to cyanin. Formation of a highly stable Meisenheimer-type adduct derived from a 2-phenylbenzopyrylium salt. J. Am. Chem. Soc. 202, 5375-5378.

BROUILLARD, R.,DELAPORTE, B. and DUBOIS, J.E. 1978. Chemistry of anthocyanin pigments. 3. Relaxation amplitudes in pH-jump experiments. J. Am. Chem. Soc. 100, 6202-6205.

236

R.L.JACKMAN, R.Y. YADA, M.A. TUNG AND R.A. SPEERS

BROUILLARD, R., IACOBUCCI, G.A. and SWEENY, J.G. 1982. Chemistry of anthocyanin pigments. 9. UV-visible spectrophotometric determination of the acidity constants of apigeninidin and three related 3-deoxyflavylium salts.

J. Am. Chem. Soc. 104, 7585-7590.

BUCKMIRE, R.E. and FRANCIS, F.J. 1976. Anthacyanins and flavonols of miracle fruit, Synsepulum dufcgcum, Schum. J. Food Sci. 42, 1363-1365.

BUCKMIRE, R.E. and FRANCIS, F.J. 1978. Pigments of miracle fruit, Synsepulum dufcgcum, Schum, as potential food colorants. J. Food Sci. 43, 908-91 1.

CALVI, J.P. and FRANCIS, F.J. 1978. Stability of Concord grape (V. labwcu) anthocyanins in model systems. J. Food Sci. 43, 1448-1456.

CASH, J.N., SISTRUNK, W.A. and STUTTE, C.A. 1976. Characteristics of Concord grape polyphenoloxidase involved in juice color loss. J. Food Sci. 41, 1398-1402.

CHANDLER, B.V. and CLEGG, K.M. 197Oa. Pink discoloration in canned pears. I. Role of tin in pigment formation. J. Sci. Food Agric. 21, 315-319.

CHANDLER, B.V. and CLEGG, K.M. 1970b. Pink discoloration in canned pears. II. Measurement of potential and developed color in pear samples. J. Sci. Food Agric. 21, 319-323.

CHANDLER, B.V. and CLEGG, K.M. 197Oc. Pink discoloration in canned pears. III. Inhibition by chemical additives. J. Sci. Food Agric. 21, 323-328.

CHIRIBOGA, C. and FRANCIS, F.J. 1970. An anthocyanin recovery system from cranberry pomace. J. Am. Soc. Hort. Sci. 95, 233-236.

CHIRIBOGA, C. and FRANCIS, F.J. 1973. Ion exchange purified anthocyanin pigments as a colorant for cranberry juice cocktail. J. Food Sci. 38,464467.

CLEGG, K.M. and MORTON, A.D. 1968. The phenolic compounds of blackcurrant juice and their protective effect on ascorbic acid. J. Food Technol. 3, 277-284.

CLYDESDALE, F.M. 1978. Colorimetry - methodology and applications.

CRC Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 10, 243-301.

CLYDESDALE, F.M., MAIN, J.H. and FRANCIS, F.J. 1979a. Cranberry pigments as colorants for beverages and gelatin desserts. J . Food Protect. 42, 196-201.

CLYDESDALE, F.M., MAIN, J.H. and FRANCIS, F.J. 1979b. Roselle (Hibiscussubdunflu L.) anthocyanins as colorants for beverages and gelatin desserts. J. Food Protect. 42, 204-207.

CLYDESDALE, F.M., MAIN, J.H., FRANCIS, F.J. and DAMON JR., R.A. 1978. Concord grape pigments as colorants for beverages and gelatin desserts.

J. Food Sci. 43, 1687-1692, 1697.

CO, H. and MARKAKIS, P. 1%8. Flavonoid compounds in the strawberry fruit. J. Food Sci. 33, 281-283.

ANTHOCYANINS AS FOOD COLORANTS - A REVIEW

231

CODOUNIS, M., KATSABOXAKIS, K. and PAPANICOLAOU, D. 1983.

Progress in extraction and purification of anthocyanin pigments from the effluents of olive+il extracting plants. In Progress in Food Engineering. Solid Extruction, Isolation and PuriJication, Texturizution, (C. Cantarelli and C. Peri, eds.) pp. 567-572, Forster Publishing Ltd., Kusnacht, Switzerland.

COFFEY, D.G., CLYDESDALE, F.M., FRANCIS, F.J. and DAMON JR., R.A. 1981. Stability and complexation of cyanidin-3-glucosideand raspberry juice extract in the presence of selected cations. J. Food Protect. 44,516-523.

DARAVINGAS, G. and CAIN, R.F. 1965. Changes in the anthocyanin pigments of raspberries during processing and storage. J. Food Sci. 3 0 , 4 0 0 4 5 .

DARAVINGAS, G. and CAIN, R.F.1968. Thermal degradation of black raspberry anthocyanin pigments in model systems. J. Food Sci. 33, 138-142.

DEBICKI-POSPISIL, J., LOVRIC, T., TRINAJSTIC, N. and SABLJIC, A. 1983. Anthocyanin degradation in the presence of furfural and 5-hydroxymethylfurfural. J. Food Sci. 48, 411416.

DECAREAU, R.V., LIVINGSTON, G.E. and FELLERS, C.R. 1956. Color changes in strawberry jellies. Food Technol. 10, 125-128.

DU, C.T. and FRANCIS, F.J. 1973. Anthocyanins of roselle (Hibiscus sabdariffu L.). J. Food Sci. 38, 810-812.

DU, C.T. and FRANCIS, F.J. 1975. Anthocyanins of garlic (Allium sativum L.). J. Food Sci. 40,1101-1102.

ERLANDSON, J.A. and WROLSTAD, R.E. 1972. Degradation of anthocyanins at limited water concentration. J. Food Sci. 37, 592-595.

ESKIN, N.A.M. 1979. Plant Pigments, Flavors and Textures: The Chemistry and Biochemistry of Selected Compounds, pp. 2842, Academic Press, New York.

ESSELEN, W.B. and SAMMY, G.M. 1973. Roselle - a natural red colorant for foods? Food Prod. Dev. 7(1), 80, 82, 86.

ESSELEN, W.B. and SAMMY, G.M. 1975. Applications for roselle as a red food colorant. Food Prod. Dev. 9(8), 37-38, 40.

FORSYTH, W.G.C. and QUESNEL, V.C. 1957. Cacao polyphenolic substances. 4. The anthocyanin pigments. Biochem. J. 65, 177-179.

FRANCIS, F.J. 1975. Anthocyanins as food colors. Food Technol. 29,52,54.

FRANCIS, F.J. 1977. Anthocyanins. In Current Aspects of Food Colorants, (T.E. Furia, ed.) pp. 19-27, CRC Press, Cleveland, OH. FRANCIS, F.J. 1982. Analysis of anthocyanins. In Anthocyanins As Food Colors, (P. Markakis, d.)pp. 182-208, Academic Press, New York.

FRANCIS, F.J. 1984. Future trends. In Developments in Food Colors-2, (J. Walford, ed.) pp. 233-247, Applied Science Publishers, New York.

FRANCIS, F.J. and HARBORNE, J.B. 1966. Anthocyanins of the garden huckleberry, Solanum guineese. J. Food Sci. 31, 524-528.

238

R.L. JACKMAN, R.Y. YADA, M.A. TUNG AND R.A. SPEERS

FREEDMAN, L. and FRANCIS, F.J. 1984. Effect of ascorbic acid on color of jellies. J. Food Sci. 49, 1212-1213.

FULEKI, T. 1967. Development of Quantitative Methodr for Individual Anthocyanins in Cranberry and Cranberry Products, pp. 1-286, Ph.D. thesis, University of Massachusetts, Amherst, MA. GEISSMAN, T.A. (4.)1962. l?re Chemistry of Flavonoid Compounds, pp.

1-666, The MacMillan Co., New York.

GEISSMAN, T.A., JORGENSON, E.C. and HARBORNE, J.B. 1953. The effect of aluminum chloride on absorption spectra of anthocyanins. Chem. Ind., Dec., 1389.

GOODMAN, L.P. and MARKAKIS, P. 1965. Sulfur dioxide inhibition of anthocyanin degradation by phenolase. J. Food Sci. 30, 135-137.

GRISEBACH, H. 1982. Biosynthesis of anthocyanins. In Anthocyanins as Food Colors, (P. Markairis, ed.) pp. 69-92, Academic Press, New York.

GROMMECK, R. and MARKAKIS, P. 1964. The effect of peroxidase on anthocyanin pigments. J. Food Sci. 29, 53-57.

HARBORNE, J.B. 1958a. The chromatographic identification of anthocyanin pigments. J. Chromatog. 1, 473488.

HARBORNE, J.B. 1958b. Spectral methods of characterizing anthocyanins.

Biochem. J. 70, 22-28.

HARBORNE, J.B. 1959. The chromatography of flavonoid pigments. J. Chromatog. 2, 581-604.

HARBORNE, J.B. 1963. Distribution of anthocyanins in higher plants. In Chemical Plant Tawnomy, (T. Swain, ed.) pp. 359-388, Academic Press, New York.

HARBORNE, J.B. 1964. Plant polyphenols - XI.The structure of acylated anthocyanins. Phytochem. 3, 151-160.

HARBORNE, J.B. 1965. Plant polyphenols - XIV. Characterization of flavonoid glycosides by acidic and enzymic hydrolyses. Phytochem. 4, 107- 120.

HARBORNE, J.B. 1967. Comparative Biochemistry of l?re Flavonoids, pp.

1-36, Academic Press, London, England.

HARBORNE, J.B. 1973. Phytochem’cal Methods, pp. 38-88, Chapman & Hall Ltd., London, England.

HARBORNE, J.B. 1979. Variation in and functional significance of phenolic conjugation in plants. In Recent Advances in Phytochemistry, VoZ. 12.

Biochemistry of Plant Phenolics, (T. Swain, J.B. Harborne and C.F. Van Sumere, 4 s . ) pp. 457-474, Plenum Press, New York.

HARPER, K.A. 1968. Structural changes of flavylium salts. IV.Polarographic and spectrometric examination of pelargonidin chloride. Aust. J. Chem. 21, 221-227.

ANTHOCYANINS AS FOOD COLORANTS - A REVIEW

239

HARPER, K.A. and CHANDLER, B.V. 1%7. Structural changes of flavylium salts. Aust. J. Chem. 20,745-756.

HARPER, K.A., MORTON, A.D. and ROLFE, E.J. 1969.The phenolic compounds of blackcurrent juice and their protective effect on ascorbic acid. III. The mechanism of ascorbic acid oxidation and its inhibition by flavonoids. J. Food T~hn01.4, 255-267.

HAYASHI, K. and TAKEDA, K. 1970.Studies on anthocyanins. LXII. Further purification and component analysis of commelinin showing the presence of magnesium in the blue complex molecule. Roc. Jap. Acad. 46, 535-540.

HODGE,J .E . 1953.Chemistry of browning reactions in model systems. J . Agr .

Food Chem. 2, 928-943.

HOOPER, F.C. and AYRES, A.D. 1950.The enzymatic degradation of ascorbic acid. Part I. - The inhibition of the enzymatic oxidation of ascorbic acid by substances occurring in blackcurrents. J. Sci. Food Agric. 1, 5-8.

HRAZDINA, G. 1970. Oxidation of the anthocyanidin-3,5diglucosideswith H,Oz: The structure of malvone. Phytochem. 9, 1647-1652.

HRAZDINA, G. 1971. Reactions of the anthocyanidin-3,5diglucosides:Formation of 3,5di-(O-~-D-glucosyl)-7-hydroxycoumarin.Phytochem. 10, 1125-1130.

HRAZDINA, G. 1974.Reactions of anthocyanins in food products. Lebensm.

-Wiss. u. Technol. 7(4), 103-108.

HRAZDINA, G. 1981.Anthocyaninsand their role in food products. Lebensm.

-Wiss. u. Technol. 24(6), 283-286.

HRAZDINA, G.,BORZELL, A.J. and ROBINSON, W.B. 1970. Studies on the stability of the anthocyanidin-3,5diglucosides.Am. J. Enol. Vitic. 21, 201-204.

HRAZDINA, G. and FRANZESE, A.J. 1974.Oxidation products of acylated anthocyanins under acidic and neutral conditions. Phytochem. 13,231-234.

HUANG, H.T. 1955. Decolorization of anthocyanins by fungal enzymes. J. Agr. Food Chem. 3, 141-146.

HUANG, H.T. 19%. Enzymatic identification of the anthocyanin pigment of blackberry. Nature 277,39.

HUANG, H.T. 1956b.The kinetics of the decolorization of anthocyanins by fungal “anthocyanase”.J. Am. Chem. Soc. 78,2390-2393.

INGOLD, C.K. 1969.Structure and Mechanism in Organic Chemistry, p. 847, Cornell University Press, Ithaca, New York.

JACKMAN, R.L., SPEERS, R.A. and TUNG, M.A. 1984.Unpublished data.

University of British Columbia, Vancouver, BC. JURD, L. 1%3. Anthocyanins and related compounds. I. Structural transformations of flavylium salts in acidic solutions. J. Org. Chem. 28,987-991.

240

R.L. JACKMAN, R.Y. YADA, M.A. TUNGAhDR.A. SPEERS

JURD, L. 1964a. Reactions involved in sulfite bleaching of anthocyanins. J. Food Sci. 29, 16-19.

JURD, L. 1964b. Anthocyanins and related compounds. III. Oxidation of substituted flavylium salts to 2-phenylbenzofurans. J. Org. Chem. 29, 2602-2605.

JURD, L. 1964c. Some benzopyrylium compounds potentially useful as color additives for fruit drinks and juices. Food Technol. 18, 559-561.

JURD, L. 1966. Anthocyanins and related compounds X. Peroxide oxidation products of 3-alkylflavylium salts. Tetrahedron 22, 2913-2921.

JURD, L. 1967. Anthocyanins and related compounds XI. Catechin-flavylium salt condensation reactions. Tetrahedron 23, 1057-1064.

JURD, L. 1972a. Some advances in the chemistry of anthocyanin-type plant pigments. In Ihe Chemistry of Pkant Pigments, (C.O. Chichester, ed.) pp.

123-142, Academic Press, New York.

JURD, L. 1972b. Anthocyanins and related compounds XVI. The dimerization of flavylium salts in aqueous solutions. Tetrahedron 28, 493-504.

JURD, L. and ASEN, S. 1966. The formation of metal and "copigment " complexes of cyanidin 3-glucoside. Phytochem. 5, 1263-1271.

JURD, L. and OEISSMAN, T.A. 1963. Anthocyanins and related compounds.

II. Structural transformations of some anhydro bases. J. Org. Chem. 28, 2394-2397.

JURD, L. and WAISS JR., A.C. 1965. Anthocyanins and related compounds VI. Flavylium salt-phloroglucinol condensation products. Tetrahedron 21, 1471-1483.

KEITH, E.S. and POWERS, J.J. 1965. Polarographic measurement and thermal decomposition of anthocyanin compounds. J. Agr. Food Chem. 13, 577-579.

KIKUCHI, K., CHIBA, A., MIYAKE, K., NAKAI, T. and TOKUDA, M. 1977. Anthocyanin food coloring agent from purple corn. Japan. Kokai 77, 130, 824.

KOEPPEN, B.H. and BASSON, D.S. 1966. The anthocyanin pigments of Barlinka grapes. Phytochem. 5, 183-187.

KURATA, T. and SAKURAI, Y. 1967. Degradation of L-ascorbic acid and mechanism of non-enzymic browning reaction. Part II. Non-oxidative degradation of L-ascorbic acid including the formation of 3deoxy-Lpentosone. Agr. Biol. Chem. 31, 170-176.

LABUZA, T.P. and RIBOH, D. 1982. Theory and application of Arrhenius kinetics to the prediction of nutrient losses in foods. Food Technol. 36(10), 66-74.

LANCRENON, X. 1978. Recent trends in the manufacturingof natural red colors. Process Biochem. 16(10), 16.

ANTHOCYANINS AS FOOD COLORANTS

-A REVIEW

241

LANGSTON, M.S.K. 1985. Anthocyanin colorant from grape pomace. U.S. Patent 4,500,556.

LOWRY, J.B. and CHEW, L. 1974.On the use of extracted anthocyanin as a food dye. E o n . Bot. 28, 61-62.

LUKTON, A,, CHICHESTER, C.O. and MACKINNEY, G. 1956. The breakdown of strawberry anthocyanin pigment. Food Technol. 10,427-432.

LUND, D.B. 1975. Heat processing. In PrincipZes of Food Science. Part ZZ. Physical Principles of Food Preservation, (O.R. Fennema, ed.) pp. 31-92, Marcel Dekker, New York.

MACCARONE, E., MACCARRONE, A. and RAPISARDA, P. 1985. Stabilization of anthocyanins of blood orange fruit juice. J. Food Sci. 50,

901-904.

MACKINNEY, G.,LUKTON, A. and CHICHESTER, C.O. 1955.Strawberry preserves by a low temperature process. Food Technol. 9, 324-326.

MAIN, J.H., CLYDESDALE, F.M. and FRANCIS, F.J. 1978. Spray drying anthocyanin concentrates for use as food colorants. J. Food Sci. 43,

1693-1694, 1697.

MARKAKIS, P. 1960. Zone electrophoresis of anthocyanins. Nature 187, 1092-1093.

MARKAKIS, P. 1974. Anthocyanins and their stability in foods. CRC Crit.

Rev. Food Technol. 4, 437-456.

MARKAKIS, P. 1982a.Stability of anthocyanins in foods. In Anthocyanins As Food Colors, (P. Markakis, ed.) pp. 163-181,Academic Press, New York.

MARKAKIS, P. 1982b. Anthocyanins as food additives. In Anthocyanins As Food Colors, (P. Markakis, ed.) pp. 245-253,Academic Press, New York.

MARKAKIS, P., LMNGSTON, G.E. and FELLERS, C.R. 1957. Quantitative aspects of strawberry pigment degradation. Food Res. 22, 117-129.

MARTINEZ, S.B. and DEL VALLE, M.J. 1981. Storage stability and sensory quality of duhat (Sysyim cumini Linn.) anthocyanins as a food colorant. UP Home &on. J. 9, 7-10.

MATHEW, A.G. and PARPIA, H.A.B. 1971.Food browning as a polyphenol reaction. Adv. Food Res. 19, 75-145.

MCCLOSKEY, L.P. and YENGOYAN, L.S. 1981. Analysis of anthocyanins in Vitis viniferu wines and red color versus aging by HPLC and spectrophotometry. Am. J. Enol. Vitic. 32, 257-261.

MESCHTER, E.E. 1953. Effects of carbohydrates and other factors on strawberry products. J. Agr. Food Chem. 1 , 574-579.

MISHKIN, M. and SAGUY, I. 1982. Thermal stability of pomegranate juice.

Z. Lebensm. u. Forsch. 175, 410-412.

NAKAYAMA, T.O.M. and POWERS, J.J. 1972.Absorption spectra of anthocyanin in vivo. Adv. Food Res., Supp. 3, 193-199.

242

R.L.JACKMAN, R.Y. YADA, M.A. TUNG AND R.A. SPEERS

NEBESKY, E.A., ESSELEN, W.B. JR., MCCONNELL, J.E. W. and FELLERS, C.R. 1949. Stability of color in fruit juices. Food Res. 14, 26 1-274.

OSAWA, Y. 1982. Copigmentation of anthocyanins. In Anthocyanins As Food Colors, (P. Markakis, ed.) pp. 41-86, Academic Press, New York.

PALAMIDIS, N. and MARKAKIS, P. 1975. Stability of grape anthocyanin in a carbonated beverage. J. Food Sci. 40, 1047-1049.

PENG, C.Y. and MARKAKIS, P. 1963. Effect of phenolase on anthocyanins.

Nature 199, 597-598.

PETERSON, R.J. and JAFFE, E.B. 1969. Berry and fruit treatment process for pigment and flavor extraction. U.S. Patent 3,484,254.

PHILIP, T. 1974. An anthocyanin recovery system from grape wastes. J. Food Sci. 39, 859.

PIFFERI, P.G. and CULTRERA, R. 1974. Enzymatic degradation of anthocyanins: The role of sweet cherry polyphenol oxidase. J. Food Sci. 39, 786-791.

POEI-LANGSTON, M.S.and WROLSTAD, R.E. 1981. Color degradation in an ascorbic acid-anthocyanin-flavonol model system. J. Food Sci. 46, 1218-1236.

POLESELLO, A. and BONZINI, C. 1977. Observations on pigments of sweet cherries and on pigment stability during frozen storage. I. Anthocyanin composition. Confructa 22, 170-175.

PONTING, J.D., SANSHUCK, D.W. and BREKKE, J.E. 1960. Color measurement and deterioration in grape and berry juices and concentrates.

Food Res. 25, 471478.

PRATT, D.E., BALKCOM, C .M., POWERS, J. J. and MILLS, L.W. 1954.

Interaction of ascorbic acid, riboflavin, and anthocyanin pigments. J. Agr. Food Chem. 2, 367-372.

PROCTOR, J.T.A. and CREASY, L.L. 1969. An anthocyanindecolorizing system in florets of Cichon'm intybus. Phytochem. 8, 1401-1403.

PYYSALO, H. 1973. The dependence of the colour of anthocyanins on the pH of aqueous solutions. An absorptiometric study of complexes of cyanidin-3galactoside and delphinidin with iron and tin. Suomen Kemistilehti B 46, 103- 105.

RIBEREAU-GAYON, P. 1982. The anthocyanins of grapes and wines. In AnthocyaninsAs Food Colors, (P. Markakis, ed.) pp. 209-244, Academic Press, New York.

SAITO, N., MITSUI,S. andHAYASHI, K. 1%1. Anthocyanins. XXXV. Further analysis of organic and inorganic components in crystalline protocyanin.

Proc. Japan Acad. 37, 485490.

ANTHOCYANLNS AS FOOD COLORANTS - A ReVIEW

243

SAITO, N., OSAWA, Y. and HAYASHI, K. 1972. Isolation of a blue-violet pigment from the flowers of Platycoabn grandiflorum. Bot. Mag. Tokyo 85, 105-1 10.

SAKAMURA, S. and OBATA, Y. 1963. Anthocyanase and anthocyanins in eggplant, Solanum meZongena L. Part II. Isolation and identification of chlorogenic acid and related compounds from eggplant. Agr. Biol. Chem.

27(2), 121-127.

SAKAMURA, S., WATANABE, S. and OBATA, T. 1965. Anthocyanase and anthocyanins occurring in the eggplant (Solanurn molengena). III. Oxidative decolorization of the anthocyanin by polyphenol oxidase. Agr. Biol. Chem.

29(3), 181-190.

SAKURABA, H. and ICHINOSE, H. 1982. Deactivation of polyphenol oxidase and stabilization of anthocyanins with tannins. Agric. Chem. Soc. Jap. 56, 5 17-524.

SASTRY, L.V.L. and TISCHER, R.G. 1952. Stability of the anthocyanin pigments in Concord grade juice. Food Technol. 6, 264-268.

SCHEFFELDT, P. and HRAZDINA, 0. 1978. Co-pigmentation of anthocyanins under physiological conditions. J. Food Sci. 43, 517-520.

SCHUMACKER, R. and BASTIN, M. 1974. Anthocyanin decolorizing system in leaves of Perilla naukinensis. Bull. Soc. R. Sci. Liege 34, 42. Cited by Shrikhande, A.J. 1976. Anthocyanins in foods. CRC Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 7, 193-218.

SEGAL, B. and NEGUTZ, G. 1969. Zur thermischen zersetzung von keracyanin. N a h m g 13, 531-535.

SEGAL, B. and ORANESCU, E. 1978. The effect of aluminum(3+) and tin(2+) on the juice color of anthocyanin rich fruit juices. Bul. Univ. Galati, Fasc. 6(1), 53-62.

SEGAL, B. and SEGAL, R.M. 1969. Enzymic degradation of grape anthocyanins. Rev. Ferment. Ind. Aliment. 24, 22-24.

SHEWFELT, R.L. and AHMED, E.M. 1977. Anthocyanin extracted froh red cabbage shows promise as coloring for dry beverage mixes. Food Prod. Dev. 11(4), 52, 57-59, 62.

SHEWFELT, R.L. and AHMED, E.M. 1978. Enhancement of powdered soft drink mixes with anthocyanin extracts. J. Food Sci. 43, 435438.

SHIBATA, M. and YOSHIMATA, K. 1968. On anthocyanins found in the flowers of larkspur. Kumamoto J. Sci. 9,49. Cited by Shirkhande, A.J. 1976.

Anthocyanins in foods. CRC Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 7, 193-218.

SHRIKHANDE, A.J. 1973. The Isolation and Identification of Anthocyanin and Flavonol Pigments of Sour Cherries and Some Studies On me Anthocyanin Stability In Model Systems, Ph.D. thesis, University of Massachusetts, Amherst, MA.

244

R.L.JACKMAN, R.Y. YADA, M.A. TUNG AND R.A. SPEERS

SHRIKHANDE, A.J. 1976. Anthocyanins in foods. CRC Crit. Rev. Food Sci. Nutr. 7, 193-218.

SHRIKHANDE,A.J. and FRANCIS, F.J. 1974. Effect of flavonols on ascorbic acid and anthocyanin stability in model systems. J. Food Sci. 39, 904-906.

SIEGEL, A., MARKAKIS, P. and BEDFORD, C.L. 1971. Stabilizationof anthocyanins in frozen tart cherries by blanching. J. Food Sci. 36, 962-963.

SILVERBLATT, E., ROBINSON, A.L. and KING, C.G. 1943. The kinetics of the reaction between ascorbic acid and oxygen in the presence of copper ion. J. Am. Chem. Soc. 65, 137-141.

SIMARD, R.E., BOURZEIX, M. and HEREDIA, N. 1982. Factors influencing color degradation in blueberry juice. Lebensm. -Wiss. u. Technol. 25, 177- 180.

SINGLETON, V .L . and ESAU ,P. L . 1969. Phenolic Substunces In Grapes and Wines and l k i r Signflcance, pp. 1-282, Academic Press, New York.

SISTRUNK, W.A. and CASH, J.N. 1970. The effect of certain chemicals on the color and polysaccharides of strawberry puree. Food Technol. 24, 169-173.

SKALSKI, C. and SISTRUNK, W.A. 1973. Factors influencing color degradation in Concord grape juice. J. Food Sci. 38, 1060-1062.

SLOAN, J.L., BILLS, D.D. and LIBBEY, L.M. 1969. Heat-induced compounds in strawberries. J. Agr. Food Chem. 27, 1370-1372.

SOMERS, T.C. 1966a. Grape phenolics: The anth~yaninsof Vitis vinifea, variety Shiraz. J. Sci. Food Agric. 27, 215-219.

SOMERS, T.C. 1966b. Wine tannins - isolation of condensed flavonoid pigments by gel-filtration. Nature 209, 368-370.

SOMERS, T.C. 1967. Resolution and analysis of total phenolic constituents of grape pigment. J. Sci. Food Agric. 28, 193-1%.

SOMERS, T.C. 1971. The polymeric nature of wine pigments. Phytochem. 10, 2175-2 186.

SOMERS, T.C. and EVANS, M.E. 1974. Wine quality: Correlations with color density and anthocyanin equilibria in a group of young red wines. J . Sci. Food A@. 25, 1369-1379.

SONDHEIMER, E. 1953. On the relation between spectral changes and pH of the anthocyanin pelargonidin 3-monoglucoside. J. Am. Chem. Soc. 75, 1507-1508.

SONDHEIMER, E. and KERTESZ, Z.I. 1952. The kinetics of the oxidation of strawberry anthocyanin by hydrogen peroxide. Food Res. 27,288-297.

SONDHEIMER, E. and KERTESZ, Z.I. 1953. Participationof ascorbic acid in the destruction of anthocyanin in strawberry juice and model systems. Food Res. 218, 475-479.

ANTHOCYANINS AS FOOD COLORANTS - A REVIEW

245

SPAYD, S.E., NAGEL, C.W., HAYRYNEN, L.D. and DRAKE, S.R. 1984.

Color stability of apple and pear juices blended with fruit juices containing anthocyanins. J. Food Sci. 49, 411-414.

STAPLES, L.C. and FRANCIS, F.J. 1968. Colorimetry of cranberry cocktail by wide range spectrophotometry. Food Technol. 22, 611-614.

STARR, M.S. and FRANCIS, F.J. 1968. Oxygen and ascorbic acid effect on the relative stability of four anthocyanin pigments in cranberry juice. Food T~hn01.22, 91-93.

STARR, M.S. and FRANCIS, F.J. 1973. Effect of metallic ions on color and pigment content of cranberry juice cocktail. J. Food Sci. 38, 1043-1046.

SUOMALAINEN, H. and KERANEN, A.J.A. 1961. The frrst anthocyanins appearing during the ripening of blueberries. Nature 292,498499.

TANCHEV, S . 1983. Kinetics of thermal degradation of anthocyanins. In Basic Studies In Food Science, Volume 2. Proceedings of the Sixth International Congress of Food Science and Technology, (J.V. McLoughlin and B.M. McKenna, eds.) p. 96, Boole Press, Dublin, Ireland.

TANCHEV, S.S. and TIMBERLAKE, C.F. 1%9. The anthocyanins of red cabbage (Brassicu oleruceu). Phytochem. 8, 1825-1827.

TANCHEV, S.S. and VASILEV, V.N. 1973. Gradinar. Lozar. Nauka 20, 23-28. Cited by Timberlake, C.F. and Bridle, P. 1982b. Distribution of anthocyanins in food plants. In Anthocyanins as Food Colors, (P. Markakis, ed.) pp. 125-162, Academic Press, New York.

TANCHEV, S., VLADIMIROV, G. and IONCHEVA, N. 1%9. Effect of some pectolytic enzymes on the destruction of anthocyanins. Nauchni Trudove, Vissh Inst. Khranit. Vkusova Promyshl. 26, 77-82.

TIMBERLAKE, C.F. 1960. Metallic components of fruit juices. III. Oxidation and stability of ascorbic acid in model systems resembling blackcurrant juice.

J. Sci. Food Agric. 11, 258-267.

TIMBERLAKE, C .F . 1980. Anthocyanins-occurence, extraction and chemistry. Food Chem. 5, 69-80.

TIMBERLAKE, C.F. and BRIDLE, P. 1966. Spectral studies of anthocyanin and anthocyanidin equilibria in aqueous solution. Nature 222, 158-159.

TIMBERLAKE, C.F. and BRIDLE, P. 1967a. Flavylium salts, anthocyanidins and anthocyanins. I. Structural transformations in acid solutions. J. Sci. Food Agric. 18,473-478.

TIMBERLAKE, C.F. and BRIDLE, P. 1967b. Flavylium salts, anthocyanidins and anthocyanins. II. Reactions with sulphur dioxide. J. Sci. Food Agric. 18, 479-485.

TIMBERLAKE, C.F. and BRIDLE, P. 1968. Flavylium salts resistant to sulphur dioxide. Chem. Ind., a t . , 1489.

246

R.L. JACKMAN, R.Y. YADA, M.A. TUNG AND R.A. SPEERS

TIMBERLAKE, C.F. and BRIDLE, P. 1975. The anthocyanins. In Ihe Flavonoids, (J.B. Harbome, T.J. Mabry and H. Mabry, 4 s . ) pp. 215-266, Chapman & Hall Ltd., London.

TIMBERLAKE, C.F. and BRIDLE, P. 1977.Anthocyanins: Colour augmentation with catechin and acetaldehyde. J. Sci. Food Agric. 28, 539-544.

TIMBERLAKE, C.F. and BRIDLE, P. 1982a.Colour in beverages. In Sensory Quality In Foods and Beverages: DeJinition, Measurement and Control, (A.A. Williams and R.K. Atkin, eds.) pp. 140-154,Ellis Horwood Limited, Chichester, England.

TIMBERLAKE, C.F. and BRIDLE, P. 1982b.Distribution of anthocyanins in food plants. In Anthocyanins as Food Colors, (P. Markakis, ed.) pp. 125-162, Academic Press, New York.

TINSLEY, I.J. and BOCKIAN, A.H. 1960. Some effects of sugars on the breakdown of pelargonidin-3-glucosidein model systems at 90°C. Food Res. 25, 161-173.

VAN BUREN, J.P., SCHEINER, D.M. and WAGENKNECHT, A.C. 1960.

An anthocyanindecolorizing system in sour cherries. Nature 185, 165-166.

VAN TEELING, C.G., CANSFIELD, P.E. and GALLOP, R.A. 1971.An anthocyanin complex isolated from the syrup of canned blueberries. J . Food Sci. 36, 1061-1063.

VON ELBE, J.H., BIXBY, D.G. and MOORE, J.D. 1%9. Electrophoretic comparison of anthocyanin pigments in eight varieties of sour cherries. J. Food Sci. 34, 113-115.

WAGENKNECHT, A.C., SCHEINER, D.M. and VAN BUREN, J.P. 1960.

Anthocyanase activity and its possible relation to scald in sour cherries. Food Technol. 14, 47-49.

WESCHE-EBELING, P.A.E. 1984.PuriJicationOfStrawberryPolyphenol Oxiduse and Its Role In Anthocyanin Degradation, pp. 1-180, Ph.D. thesis, Oregon State University, Corvallis, OR. WILLIAMS, M. and HRAZDINA, G. 1979.Anthocyanins as food colorants: Effect of pH on the formation of anthocyanin-rutin complexes. J. Food Sci.

44,6648.

WROLSTAD, R.E. and ERLANDSON, J.A. 1973.Effect of metal ions on the color of strawberry puree. J. Food Sci. 38, 460463.

WROLSTAD, R.E., PUTMAN, T.P. and VARSEVELD, G.W. 1970.Color quality of frozen strawberries: Effect of anthocyanin, pH, total acidity and ascorbic acid variability. J. Food Sci. 35,448-452.

YANG, H.Y. and STEELE, W.F. 1958.Removal of excess anthocyanin pigment by enzyme. Food Technol. 12, 517-519.

YAZAKI, Y . 1976.Co-pigmentationand the color change with age in petals of Fuchsia hydrida. Bot. Mag. Tokyo 89,45-57.

ANTHOCYANINS AS FOOD COLORANTS - A REVIEW

247

YOSHITAMA, K. 1977. An acylated deiphinidin 3-rutinoside-5,3'5'triglucoside from Lobelia erinus. Phytochem. 16, 1857-1858.

YOSHITAMA, K. 1978. Blue and purple anthocyanins isolated from the flowers of Tradescantia reflexa. Bot. Mag. Tokyo 91, 207-212.

YOSHITAMA, K. and ABE, K. 1976. Chromatographic and spectral characterization of 3 '-glycosylation in anthocyanidins. Phytochem. 16, 591-593.

YOSHITAMA, K. and HAYASHI, K. 1974. Concerning the structure of cinerarin, a blue anthocyanin from garden cineraria. Studies on anthocyanins, LXVI. Bot. Mag. Tokyo 87, 33-40.

YOSHITAMA, K., HAYASHI, K., ABE, K. and KAKISAWA, H. 1975. Further evidence for the glycoside structure of cinerarin. Studieson anthocyanins, LXVII. Bot. Mag. Tokyo 88, 213-217.

ZAPSALIS, C. and FRANCIS, F.J. 1965. Cranberry anthocyanins. J. Food Sci. 30, 396-399.

View publication stats