Manual Ciências Ambientais Espetaculares - Bloco IV by Ciências Ambientais Espetaculares

Ciências Ambientais Espetaculares Verão em Projeto – BLOCO IV Prof. Dr. Joaquim C. G. Esteves da Silva Dr.ª Sónia de Jesus Rocha Faculdade de Ciências da Universidade do Porto Julho, 2018

Ciências Ambientais Espetaculares – BLOCO IV

2018

Índice

Extração de iodo a partir de algas ------------------------------------------------------------------------------------

Síntese de pérolas de alginato ----------------------------------------------------------------------------------------

Observação à lupa de Daphnia magna Straus -------------------------------------------------------------------

Extração de ADN ----------------------------------------------------------------------------------------------------------

Densidade da água e do gelo ------------------------------------------------------------------------------------------

Densidade da água fria e da água quente -------------------------------------------------------------------------

Densidade da água doce e salgada ----------------------------------------------------------------------------------

Eletrólise da água do mar -----------------------------------------------------------------------------------------------

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Extração de iodo de algas marinhas ... e as aplicações do iodo Material 

Funil



Gobelé de vidro



Papel de filtro



Proveta



Balança



Pipeta graduada



Suporte universal



Placa de aquecimento



Anel adaptado a um funil



Vareta de vidro



Tubo de ensaio



Matráz



Suporte para tubos de ensaio



Suporte para pipetas

Reagentes 

Algas marinhas secas



Solução aquosa de ácido sulfúrico 1 mol/dm3



Água desionizada



Ciclohexano



Água oxigenada 20 volumes

Esquema de montagem

Figura 1 – Extração do iodo das algas marinhas.

Procedimento experimental 1. Medir 1 g de algas marinhas secas ou obtidas durante a saída de campo. 2. Cortar as algas marinhas em pedaços muito pequenos. 3. Colocar as algas num gobelé e adicionar 10 mL de água desionizada. 4. Levar à ebulição suave durante alguns minutos. 5. Filtrar a solução. 6. Recolher o filtrado num tubo de ensaio. 7. Adicionar ao filtrado 2 mL de uma solução aquosa de ácido sulfúrico 1 mol/dm3, 2 mL de água oxigenada 20 volumes. 8. Juntar à solução 2 mL de ciclohexano e agitar. 9. Observar o aparecimento da cor púrpura na fase orgânica. (O iodo livre dissolve-se na fase orgânica e adquirindo uma cor púrpura.) Faculdade de Ciências da Universidade do Porto

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Síntese de pérolas de alginato Polímeros biodegradáveis Notas introdutórias As pérolas de alginato produzidas laboratorialmente são polímeros biodegradáveis de alginato. Define-se polímero como sendo uma molécula de grandes dimensões «macromolécula» constituída por unidades estruturais repetitivas, unidas entre si por ligações químicas. Os polímeros têm vindo a ser utilizados como aditivos na indústria alimentar. Os polímeros de alginato são constituídos por polissacarídeos e podem ser facilmente biotransformados. Atualmente têm inúmeras aplicações, nomeadamente, espessantes de gelados, recheios de pimentos e azeitonas, etc. As propriedades destes polímeros podem ser alteradas por adição de determinados sais metálicos. Os alginatos são extratos das algas castanhas da classe das Phacophyceae em particular das seguintes espécies: Ascophyllum nodosum, Laminaria digitata e Fucus serratus. O alginato de sódio tem vindo a ser usado na gastronomia molecular.

Material 

Pipeta conta-gotas



Coador



3 Gobelés de 100 mL



Placa com agitação magnética



Barra magnética

Reagentes 

Solução aquosa de alginato de sódio



Solução aquosa de cloreto de cálcio



Solução aquosa de sulfato de cobre (II) penta-hidratado



Solução aquosa de cloreto de níquel

Esquema de montagem A

Figura 1 – (A) queda de gotas de alginato sobre a solução aquosa de sulfato de cobre (II) (B) pérolas de alginato.

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Procedimento experimental 1. Colocar a solução aquosa de alginato de sódio no interior de uma pipeta conta-gotas. 2. Colocar no gobelé 1 a solução aquosa de cloreto de cálcio. 3. Colocar no gobelé 2 a solução aquosa de sulfato de cobre (II). 4. Colocar no gobelé 3 a solução aquosa de cloreto de níquel. 5. Adicionar ao gobelé 1 uma barra magnética. 6. Colocar o gobelé 1 em cima da placa com agitação magnética. Se a placa tiver as duas funções (aquecimento e agitação magnética) ligar apenas a parte da agitação magnética. 7. Deixar cair no interior do gobelé 1 uma gota de solução aquosa de alginato de sódio. 8. Observar o que acontece. 9. Adicionar várias gotas. 10. Coar a mistura obtida. 11. Observar o que fica no coador. 12. Repetir o mesmo procedimento para os gobelés 2 e 3.

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Observação à lupa de Daphnia magna Straus. Estudo do efeito de certas substâncias no seu batimento cardíaco.

Material 

Lupa ou microscópio



Papel absorvente



Caixas de Petri



Papel de filtro



Pipeta conta-gotas



Gobelé

Reagentes 

Frasco contendo Dáfnias e água



Álcool etílico 96%



Amostras de água para consumo humano



Água da torneira



Bebida energética



Água desionizada (ℓ)



Café com cafeína



Coca-cola com cafeína



Café sem cafeína



Coca-cola sem cafeína



Saquetas de chá preto

Esquema de montagem

Figura 1 – Observação de Daphnia magna Straus à lupa.

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Procedimento experimental A – Ensaio de controlo 1. Colocar numa caixa de Petri, uma a duas gotas de água do recipiente que contém as Dáfnias. 2. Transferir, cuidadosamente, com a mesma pipeta conta-gotas uma dáfnia para a zona da caixa de Petri onde foram colocadas as gotas de água. (Nota: Não exceder as duas gotas de água.) 3. Observar à lupa ou ao microscópio o batimento cardíaco da Daphnia magna Straus. (Nota: Se a Dáfnia se deslocar do campo de visão, repetir a preparação colocando alguns fios de algodão no início da preparação para a aprisionar.) a. Colocar a preparação na platina e acender a luz (menor intensidade possível). b. Mover o parafuso macrométrico e, observando através da(s) ocular(es), focar a preparação. c. Utilizando apenas o parafuso micrométrico, corrigir a focagem até obter uma imagem nítida. d. Observar a Dáfnia, prestando particular atenção à localização do coração. 4. Fazer a contagem dos batimentos cardíacos, durante 10 segundos. (Nota: Para contar o batimento cardíaco, pode-se usar um lápis, uma folha de papel e um cronómetro. Um aluno faz um ponto com o bico de um lápis numa folha de papel por cada batimento cardíaco que observar, enquanto outro aluno controla o tempo. Se repetir a contagem, ou demorar mais tempo, adicionar mais uma ou duas gotas de água à preparação.) 5. Calcular o ritmo cardíaco por minuto (BPM) multiplicando o valor obtido por 6. (Nota: O valor do ritmo cardíaco das Dáfnias deve estar compreendido entre 200 e 300 batimentos cardíacos por minuto. Caso o valor obtido esteja fora deste intervalo repetir a contagem dos batimentos cardíacos.) 6. Se optar por realizar três ensaios, preencher a tabela 1. (Nota: As contagens devem ser sempre realizadas pela mesma pessoa.) 7. Determinar o valor médio do ritmo cardíaco por minuto (BPM). (tabela 2) 8. Desenhar e legendar a Daphnia magna Straus. 9. Desligar a luz do microscópio, caso não esteja a observar a Dáfnia ou a efetuar contagens. 10. Selecionar dáfnias com tamanho e idade diferente e comparar o batimento cardíaco. Tabela 1 – Ritmo cardíaco por minuto nos ensaios.

Ensaio

Ritmo cardíaco por 10 segundos

Ritmo cardíaco por minuto (BPM)

1 2 3 Tabela 2 – Ritmo cardíaco por minuto.

Média do ritmo cardíaco por minuto (BPM)

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B – Alterações no batimento cardíaco na presença de amostras de água 1. Observar, à lupa ou ao microscópio, o que acontece quando a Daphnia está na presença de amostras de água usada para consumo humano. 2. Determinar o ritmo cardíaco por minuto (BPM). 3. Observar, à lupa ou ao microscópio, o que acontece quando a Daphnia está na presença de amostras de água da torneira. 4. Determinar o ritmo cardíaco por minuto (BPM). Nota: Para substituir a água da preparação, pode-se colocar no lado direito da dáfnia uma a duas gotas da amostra de água e colocar posteriormente papel absorvente ou papel de filtro do lado esquerdo para absorver a água que estava inicialmente na preparação. Difundir a amostra de água, para que a dáfnia entre em contacto com ela. Voltar a colocar a preparação no microscópio e observar a Dáfnia com baixa intensidade luminosa.

C – Alterações no batimento cardíaco na presença de determinadas drogas Verificar as alterações no batimento cardíaco na presença de determinadas substâncias como: cafeína, álcool. 1. Preparar as soluções de cafeína a 10%, 20% e 30% a partir de uma solução preparada com um café (café expresso, café solúvel com cafeína, café solúvel descafeinado). 2. Preparar as soluções de cafeína a 10%, 20% e 30% a partir de chá preto. 3. Preparar as soluções de cafeína a 10%, 20% e 30% a partir de refrigerantes (coca-cola com cafeína e coca-cola sem cafeína). (Nota: deixar o recipiente aberto durante a noite para que o gás se liberte.) Nota: As soluções de cafeína apenas têm a duração de 2 a 3 dias. 4. Preparar soluções aquosas de álcool etílico, para simular bebidas alcoólicas, de acordo com a tabela 3. Tabela 3 – Preparação de soluções aquosas de álcool etílico.

Bebida

% Álcool

V (álcool etílico 96%) (mL)

V (água destilada) (mL)

Cerveja sem álcool

0,5%

0,52

99,48

Cerveja

5,6 %

5,83

94,17

Vinho

12 %

12,50

87,50

Vodka

40 %

41,6

58,33

5. Observar, à lupa ou ao microscópio, o que acontece quando a Daphnia está na presença de determinadas substâncias como: cafeína, álcool. 6. Determinar o ritmo cardíaco por minuto (BPM).

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Tópicos de reflexão 

Pesquisar na internet a utilização de Daphnia magna Straus em ensaios toxicológicos.



Importância da utilização do controlo.



Explicar a vantagem em utilizar três ensaios para a determinação do BPM.



Prever, testar e analisar a influência de algumas drogas, como por exemplo: cafeína, nicotina e álcool no ritmo cardíaco da Dáfnia.



As previsões e as observações devem conter um dos seguintes registos: (a) grande aumento do ritmo cardíaco, (b) aumento do ritmo cardíaco, (c) pequeno aumento do ritmo cardíaco, (d) ritmo cardíaco sem alteração, (e) pequena diminuição do ritmo cardíaco, (f) diminuição do ritmo cardíaco, (g) grande diminuição do ritmo cardíaco, (h) paragem do coração.



Testar uma das drogas, fazendo variar o tempo de exposição às mesmas, por exemplo 1 e 5 minutos.



Classificar as drogas em estimulantes ou depressoras, comparando os resultados obtidos do BPM na presença e na ausência de drogas (Nota: Comparar o BPM na presença de drogas com o ensaio de controlo.) Pode-se usar a seguinte expressão matemática para classificar as drogas: Variação BPM = média BPM (solução experimental) – média BPM (controlo)  Valor negativo, significa que ocorreu uma diminuição do ritmo cardíaco  droga depressora  Valor positivo, significa que ocorreu um aumento do ritmo cardíaco  droga estimulante



Explicar a necessidade de utilizar soluções diluídas das soluções experimentais testadas (drogas).



Refletir sobre o modo como as drogas afetam um organismo vivo e inclusive o ser humano.



Pesquisar sobre os possíveis efeitos destas drogas no ser humano.



Planear uma experiência que permita avaliar a influência de diferentes concentrações de detergentes domésticos na sobrevivência da dáfnia, usando uma solução de hipoclorito de sódio 0,16%; uma solução de amoníaco a 1% e tripolifosfato de sódio no estado sólido.



Explicar a seleção dos reagentes: solução de hipoclorito de sódio 0,16%; solução de amoníaco a 1% e tripolifosfato de sódio no estado sólido.



Realizar a atividade experimental planeada.



Vantagens em utilizar as dáfnias no estudo.

Cada grupo de trabalho faz o ensaio de controlo e estuda o efeito de uma das substâncias no batimento cardíaco nas dáfnias.

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Extração de ADN … usando legumes e frutas Notas introdutórias O significado da sigla ADN é ácido desoxirribonucleico. Em inglês, representa-se por DNA, deoxyribonucleic acid. A molécula de ADN está presente em todos os seres vivos, vegetais e animais.

Material           

Almofariz Bisturi Banho de gelo Papel de filtro Proveta 10 mL Balança Suporte para tubos de ensaio Pipeta conta-gotas Sacos Placa de aquecimento Noz

         

Proveta 50 mL Tubo de ensaio Espátula Vareta de vidro Anel adaptado a um funil Funil Suporte universal Matráz Gaze Gobelé

 

Kiwi, cebola, ervilha, morango, banana, tomate Etanol 96% frio

Reagentes   

Detergente da loiça Água desionizada (ℓ) Sal de cozinha

Procedimento experimental A – Preparação da solução de extração de ADN 1. Preparar uma mistura contendo 50 mL de água desionizada, 5 mL de detergente da loiça e 1,5 g de sal de cozinha. 2. Agitar lentamente para evitar a formação de espuma.

B – Extração de ADN 1. Descascar a amostra e cortá-la em pedaços. 2. Transferir os pedaços da amostra para um almofariz e com o auxílio de um pilão, triturar. (Em alternativa, pode colocar a amostra dentro de um saco de plástico, fechá-lo e pressionar a amostra.) 3. Adicionar a solução de extração de ADN à amostra triturada. 4. Continuar a triturar a mistura no almofariz, de modo a obter um líquido espesso e homogéneo. 5. Colocar a mistura em banho-maria, durante cerca de 15 minutos. Faculdade de Ciências da Universidade do Porto

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6. Arrefecer a mistura, à temperatura ambiente ou em banho de gelo. 7. Filtrar, através de uma filtração por gravidade, o preparado. (Em vez do papel de filtro, pode usar uma gaze para substituir o papel de filtro.) 8. Retirar uma pequena quantidade de filtrado para um tubo de ensaio (cerca de ½ da capacidade do tubo de ensaio. 9. Adicionar, lentamente, uma pequena quantidade (cerca de 5 mL) de etanol 96% frio (proveniente do frigorífico ou congelador) até se observar duas fases. A adição de etanol pode ser feita com uma pipeta conta-gotas. O etanol deve escorrer lenta e cuidadosamente através das paredes do tubo de ensaio. Não deve ocorrer mistura do etanol com o líquido que se encontra na fase inferior. 10. Colocar o tubo de ensaio num banho de gelo durante aproximadamente 2 a 3 minutos. 11. Deixar repousar. 12. Observar a interface entre as duas fases. 13. Com o auxílio de uma vareta de vidro, retirar com cuidado uma amostra de ADN. Nota: Observar cuidadosamente a consistência da camada. O ADN precipita com o álcool e fica na parte inferior da fase alcoólica, logo acima da fase aquosa. A pectina fica na superfície da fase alcoólica, apresenta consistência gelatinosa e abundante com abundantes bolhas de ar.

Tópicos de reflexão                  

Função de cada um dos reagentes, sal das cozinhas, detergente da loiça e do etanol. Motivo pelo qual se filtra a mistura. Temperatura do álcool etílico Extração de ADN a partir de células vegetais e animais Uso de diferentes fontes de ADN: morango, kiwi, banana, ervilhas (demolhadas) Modo de procedimento de trituração da amostra: almofariz, liquidificadora, varinha mágica ou esmagamento num saco de plástico Quantidade de solução de extração de ADN Uso de diferentes detergentes ou sabões: sabão, detergentes em pó, detergentes líquidos, champô, gel de banho, sabonete líquido Uso de álcool isopropílico em vez de álcool etílico Uso de álcool etílico 70% Necessidade do banho-maria Utilidade da centrifugação após a precipitação do ADN O método usado permite extrair exclusivamente ADN? Vantagens da extração de ADN vegetal Problemas na identificação do ADN após a conclusão da atividade experimental Dificuldades em discernir entre ADN e pectinas Elencar um conjunto de vegetais onde seja mais fácil identificar o ADN Elencar um conjunto de vegetais onde seja mais difícil identificar o ADN Faculdade de Ciências da Universidade do Porto

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Densidade da água e do gelo A fusão do gelo e a subida do nível da água do mar Material 

Recipiente



Copo de plástico



Proveta



Pipeta conta-gotas

Reagentes 

Corante alimentar



Água (ℓ)

Esquema de montagem

Figura 1 – Sequência de etapas.

Figura 2 – Posição do bloco de gelo no recipiente contendo água.

Procedimento experimental Parte I 1. Determinar a capacidade do copo de plástico a usar. 2. Colocar água da torneira no interior do copo de plástico. 3. Adicionar 1 gota de corante alimentar à água contida no copo. 4. Colocar o copo no congelador. Faculdade de Ciências da Universidade do Porto

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Parte II 1. Medir uma quantidade de água líquida com uma proveta. 2. Registar o volume de água líquida medido. 3. Transferir a água líquida para um recipiente. 4. Desenhar uma marca na parede lateral do recipiente, de forma a indicar o nível de água inicial. Legendar com a sigla NA1. 5. Desenformar o bloco de gelo. 6. Colocar o bloco de gelo no recipiente contendo água. (Nota: Certificar que o bloco de gelo fica a flutuar. Caso isso não aconteça, retirar imediatamente o bloco de gelo da água líquida, adicionar mais água líquida, usando uma proveta. Registar o volume total de água líquida contida no recipiente. Retificar a marca na parede lateral do recipiente.) 7. Após colocar o bloco de gelo a flutuar na água líquida, desenhar uma nova marca na parede lateral do recipiente, para o conjunto (água líquida + gelo). Legendar com a sigla NA2. 8. Comparar o volume de gelo que fica abaixo do nível da água líquida com o que fica acima do nível de água líquida. 9. Observar o que acontece à medida que o gelo funde, relativamente ao nível da água e ao volume do gelo que está dentro e fora da água. 10. Após a fusão do gelo, desenhar uma nova marca na parede lateral do recipiente. Legendar com a sigla NA3. 11. Comparar as marcas desenhadas na parede lateral do recipiente.

Tópicos de reflexão 

Refletir sobre o impacto da fusão do gelo no nível da água do mar.

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Densidade da água fria e da água quente As correntes oceânicas e o clima da Terra Material 

Recipiente



Pipeta conta-gotas



Jarro elétrico



Quadrado de folha de acetato

Reagentes 

Água



Corante alimentar azul



Corante alimentar vermelho

Esquema de montagem

Figura 1 – Posição dos recipientes com água corada.

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Procedimento experimental 1. Aquecer água num jarro elétrico. 2. Transferir a água quente para o interior de um recipiente, de modo a preencher cerca de metade do recipiente (recipiente 1). 3. Colocar 1 gota de corante alimentar vermelho. 4. Homogeneizar. 5. Adicionar água ao recipiente, de modo a encher totalmente o recipiente. 6. Colocar água à temperatura ambiente dentro de outro recipiente (recipiente 2). 7. Colocar 1 gota de corante alimentar azul. 8. Ajustar o nível da água, de modo a que o recipiente fique totalmente cheio. 9. Homogeneizar. 10. Colocar o quadrado de folha de acetato sobre o recipiente 1. 11. Inverter o recipiente 1, sem verter o líquido. 12. Colocar o recipiente 1 invertido sobre o recipiente 2, com a folha de acetato a separar o conteúdo dos dois recipientes. 13. Certificar que os contornos dos dois recipientes ficam totalmente ajustados. 14. Deslizar lentamente a folha de acetato, de modo a que a superfície dos dois líquidos fique em contacto. 15. Retirar completamente a folha de acetato. 16. Observar o que acontece. 17. Repetir os procedimentos anteriores, colocando o recipiente com água quente e corante alimentar vermelho por baixo e o recipiente com água à temperatura ambiente e corante alimentar azul por cima.

Tópicos de reflexão 

Comparar a densidade da água quente com a densidade da água fria (ou à temperatura ambiente).



Explicar as diferenças observadas por trocar a posição dos recipientes. Formular uma explicação para o sucedido.



Contextualizar esta situação no quotidiano.



Estudar as implicações desta situação no quotidiano.



Associar os resultados desta atividade experimental às correntes oceânicas e ao clima da Terra.

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Densidade da água doce (água da torneira) e água salgada (água do mar) O efeito no clima da Terra dos desequilíbrios da precipitação (corrente do Golfo) Material 

Recipiente



Pipeta conta-gotas



Quadrado de folha de acetato

Reagentes 

Água do mar



Água da torneira



Corante alimentar

Procedimento experimental 1. Transferir a água do mar para o interior de um recipiente, de modo a preencher cerca de metade do recipiente (recipiente 1). 2. Colocar 1 gota de corante alimentar vermelho. 3. Homogeneizar. 4. Adicionar água do mar ao recipiente 1, de modo a encher totalmente o recipiente. 5. Colocar água da torneira dentro de outro recipiente (recipiente 2). 6. Colocar 1 gota de corante alimentar azul. 7. Ajustar o nível da água no recipiente 2, de modo a que o recipiente fique totalmente cheio. 8. Homogeneizar. 9. Colocar o quadrado de folha de acetato sobre o recipiente 2. 10. Inverter o recipiente 2, sem verter o líquido. 11. Colocar o recipiente 2 invertido sobre o recipiente 1, com a folha de acetato a separar o conteúdo dos dois recipientes. 12. Certificar que os contornos dos dois recipientes ficam totalmente ajustados. 13. Deslizar lentamente a folha de acetato, de modo a que a superfície dos dois líquidos fique em contacto. 14. Retirar completamente a folha de acetato. 15. Observar o que acontece. 16. Repetir os procedimentos anteriores, colocando o recipiente com água do mar e corante alimentar vermelho por cima e o recipiente com água da torneira e corante alimentar azul por baixo.

Tópicos de reflexão 

Comparar a densidade da água doce com a densidade da água do mar. Faculdade de Ciências da Universidade do Porto

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Eletrólise da água salgada para desinfeção da água Objetivos 

Realizar a eletrólise de uma solução aquosa de cloreto de sódio.



Observar e interpretar o que se forma junto de cada elétrodo.



Escrever as equações relativas às reações envolvidas na eletrólise.



Medir o valor de pH e a concentração de cloro livre da solução antes e após a realização da eletrólise.

Notas Introdutórias Na eletrólise da água, observa-se junto de cada elétrodo a formação de bolhas gasosas, evidência de que se forma um gás em ambos os elétrodos. Ânodo (oxidação) Cátodo (redução) Equação global

Na eletrólise da solução aquosa de cloreto de sódio, também se observa junto de cada elétrodo a formação de bolhas gasosas, evidência de que se forma um gás em ambos os elétrodos. No entanto, no cátodo forma-se o gás hidrogénio e no ânodo forma-se o gás cloro. Neste caso, sente-se um cheiro caraterístico a cloro e verifica-se que o valor de pH aumenta durante a eletrólise. Ânodo (oxidação) Cátodo (redução) Equação global

Durante a eletrólise a concentração de iões

diminui e a concentração de iões

verificando-se o aumento do valor de pH. Para além de produto secundário

e de

aumenta,

, pode-se obter um

, evaporando a solução aquosa no fim da eletrólise.

Figura 1 – Eletrólise da solução aquosa de cloreto de sódio.

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Material 

Garrafa de esguicho



Painel solar



Crocodilos



Fios condutores



Elétrodos



Gobelé



Kit de cloro livre



Pilha



Água desionizada,

Reagentes 

Cloreto de sódio,



Indicador universal em papel

(s)

(ℓ)

Esquema de montagem

Figura 2 – Eletrólise da solução aquosa de cloreto de sódio, usando como fonte de energia uma pilha.

Procedimento experimental 1. Preparar uma solução aquosa de cloreto de sódio. Medir o valor de pH e o valor da concentração de cloro livre desta solução. 2. Efetuar a eletrólise da solução salina, usando um painel solar. Se não estiver sol, usar em alternativa uma pilha. 3. Observar a libertação de bolhas gasosas junto a cada elétrodo e medir ao fim de alguns minutos o valor pH e a concentração de cloro livre na solução.

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