Curso Necropsia

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Programa de Educación Continua Producción Bovinos de Carne

Curso de necropsia en rumiantes y Metodología de Resolución Diagnóstica

DISERTANTES Catena, María García, Jorge Pablo Odriozola, Ernesto Riccio, María Belén

Agosto de 2010

INDICE

1. Técnica de necropsia 2. Toma de muestra y remisión al laboratorio 3. Tanatología Forense 4. Casos clínicos: a. Intoxicación con nitratos b. Intoxicación por ionoforos – monensina c. Polioencefalomalacia d. Septicemia por E. coli e. Enterotoxemia 5. Necropsia y toma de muestra en abortos bovinos

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Curso de necropsia en rumiantes y Metodología de Resolución Diagnóstica Objetivos de la realización del curso Realizar cursos satélites, complementarios del Programa de Educación Continua - Producción Bovinos de Carne Generar recursos para incorporar material, bibliografía y equipamiento para el servicio de diagnostico que ofrece la facultad a los veterinarios de la actividad privada.

Introducción Este curso esta destinado a veterinarios que trabajan en la actividad privada y tienen contacto con problemas de rodeos o casos individuales.

La muerte de animales y/o mortandades, requiere y debe ser dilucidada no solo para efectuar una explicación razonable al propietario, sino también, para tomar las medidas necesarias en caso de enfermedades contagiosas y/o exóticas, así como también enfermedades que poner en riesgo la salud publica.

Objetivos del curso • Capacitar a los veterinarios con respecto a la metodología a utilizar en una necropsia de fetos y animales adultos.

• Capacitar a los profesionales en la toma de muestra y envío a los laboratorios correspondientes.

• Enseñar a distinguir cambios post Morten y hallazgos sin significancia patológica, de aquellos cambios ante Morten.

• Discutir la relación de las lesiones de los distintos órganos con respecto a las causas de muerte.

• Enseñar a confeccionar un protocolo de necropsia, en base a las lesiones macroscópicas observadas durante la necropsia, utilizando nomenclatura especifica.

Disertantes Vet. Odriozola, Ernesto Responsable del Servicio de Diagnóstico Especializado INTA Balcarce Titular de la cátedra de Clínica Médica y Quirúrgica de Grandes Animales - UNCPBA Vet. Catena María Profesor Asociado - Área de Enfermedades Infecciosas - UNCPBA

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Vet. Riccio, María Belén Especialista en Sanidad Animal – INTA Balcarce Ayudante de primera en la cátedra de Patología I y IV - UNCPBA Becaria de CONICET Vet. García, Jorge Pablo Especialista en Sanidad Animal – INTA Balcarce Ayudante de primera en la cátedra de Clínica Medica de Grandes Animales UNCPBA Responsable del Servicio Veterinario de la FCV de Tandil

Cronograma de actividades DIA 1 09:00-10:30 Teórico de técnica de necropsia. Toma y remisión de muestras al laboratorio.

Responsable: Riccio, María Belén 10:30-11:00 Descanso 11:00-13:00 Teórico sobre cambios post Morten y lesiones de poca significancia diagnóstica.

Responsable: Riccio, María Belén 13:00-14:00 Almuerzo libre 14:00-15:00 Teórico practico procesamiento muestras obtenidas durante una necropsia.

Responsable: García, Jorge Pablo 15:00-15:30 Descanso 15:30-18:00 Discusión de casos clínicos de mortandades recibidas por el Servicio Diagnostico Veterinario de la Facultad de Cs Veterinarias de Tandil.

Responsable: García, Jorge Pablo DIA 2 08:00 - 09:00 Causas infecciosas de fallas reproductivas en bovinos Responsable: María Catena 09:15 – 10:15 Teórico práctico - Necropsia demostrativa en un feto bovino. Toma de muestras.

Responsable: María Catena Comentarios: M.B. Riccio y J.P. Garcia.

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10: 30 – 13:00 Necropsia demostrativa en un bovino adulto.

Responsable: E. Odriozola Comentarios: M.B. Riccio y J.P. Garcia 13:00 – 13:45 Almuerzo 13:45 – 18:00 Práctica de necropsia con evaluación (no mas de 5 personas por animal).

Instructores: E. Odriozola, M.B. Riccio y P.G. Garcia.

Carga horario: 18 horas (Certificado avalado por FCV - UNCPBA)

Materiales indispensable que deben traer los participantes •Mameluco •Botas de goma •Cuchillo/s afilados •Tijeras •Pinzas diente de ratón

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TÉCNICA DE NECROPSIA Vet. Riccio, María Belén Especialista en Sanidad Animal – INTA Balcarce Ayudante de primera en la cátedra de Patología I y IV - UNCPBA Becaria de CONICET

La necropsia es un procedimiento o una herramienta más de diagnóstico, que conjuntamente con la anamnesis y toma de muestra nos ayudaran a arribar al diagnostico de la enfermedad.

Esta técnica debe ser realizada metódicamente, con prolijidad y observando adecuadamente cada órgano y cada lesión que se presente.

Requiere del conocimiento general y especial de la patología de órganos y sistemas, así como también del conocimiento de la normalidad de los órganos y la identificación de cambios post mortem que eventualmente se produzcan en el animal.

Al realizar la necropsia se deberá • Contar con todo el instrumental necesario y en correctas condiciones.

• Contar con un protocolo de necropsia que le permitirá realizar una necropsia completa, rápida y sin olvidos.

• Proceder ordenadamente examinando los diferentes órganos y tejidos sistemáticamente.

• Efectuar cortes netos y con seguridad.

• No destruir tejidos con cortes inadecuados sin previa observación de los mismos.

• No lavar tejidos ni órganos antes de observarlos.

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Se deberá tener siempre en cuenta el riesgo de manipular material peligroso para la salud propia o de quienes nos rodean, así como la posibilidad de adquirir una zoonosis.

ANTECEDENTES DEL CASO (Anamnesis) Previamente a comenzar la necropsia se deberá recolectar la mayor cantidad de datos posibles relacionados no solo al caso clínico sino también al establecimiento en general.

Algunos de estos datos serian: • Datos completos del productor y del establecimiento • Nombre del veterinario a cargo • Hectáreas totales del establecimiento • Hectáreas destinadas a ganadería y agricultura • Tipo de alimentación según categoría • Cantidad de animales según categoría • Manejo realizado • Plan sanitario según categorías • Datos referidos al problema o Categoría afectada o Edad, sexo, raza, peso, estado general o Inicio de los signos o Descripción de los signos o Cantidad de animales afectados/ total o Otros

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EXAMEN PREVIO En caso que contemos con animales vivos debemos realizar un examen previo al sacrificio, el cual consiste en la observación de las mucosas y aberturas naturales, evaluación de ciertos parámetros fisiológicos tales como temperatura rectal, frecuencia cardiaca y respiratoria; revisación de articulaciones, masas musculares y ganglios superficiales, mediante palpación, entre otros.

En caso de ser necesario tomar muestras de hisopados, sangre, materia fecal y cualquier otra muestra que nos pueda servir para arribar al diagnostico.

TECNICA DE NECROPSIA 1.1 POSICIÓN DEL CADÁVER Bovinos y pequeños rumiantes: decúbito lateral izquierdo con el objeto de que el rumen no dificulte la visualización de órganos abdominales.

Equinos: decúbito lateral derecho, por la ubicación del ciego.

Porcinos y caninos: decúbito dorsal, o en su defecto el decúbito lateral izquierdo.

• En la mayoría de los casos se utiliza el decúbito lateral izquierdo para realizar la técnica de necropsia en las distintas especies; sin embargo, existen otras posiciones como las mencionadas anteriormente.

1.2 INCISIONES PRIMARIAS 1. Levantar la extremidad anterior derecha, realizar un corte a lo largo de la axila, abordando piel y músculos subscapulares, hasta el borde posterior del cartílago complementario de la escápula, desarticular hacia arriba y atrás, dejando expuesta la parrilla costal. Revisar los ganglios de dicha zona.

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2. Levantar el miembro posterior derecho, e incidir piel por el pliegue inguinal entre los músculos abdominales y los de la región crural interna hasta abordar la articulación coxo-femoral.

3. Continuar la primera incisión desde la escápula por línea media hacia caudal hasta el periné haciéndolo por arriba del pene o de la ubre según corresponda. Separar la piel de la glándula mamaria, exponiendo la misma. Proceder a la inspección de la glándula mamaria, previo a continuar con el cuereado del animal.

4. Cuerear hacia arriba y atrás hasta la línea dorsal sobre la cavidad abdominal y torácica.

5. En el cuello ampliar la incisión hacia craneal, siguiendo la gotera yugular hacia la mandíbula y la quijada.

1.3 INCISIONES SECUNDARIAS 1.3.1.ABORDAJE DE CAVIDADES Y ÓRGANOS INTERNOS 1. Cortar cuidadosamente a través de la pared abdominal desde el borde de la última costilla y a lo largo de los procesos lumbares transversos hasta la pelvis, incidiendo el área inguinal. Una vez expuestos los órganos de la cavidad abdominal, retirar el omento sin tocar los órganos y observar los órganos “in situ”, el peritoneo y líquido peritoneal.

2. Levantar parrilla costal por la última costilla y desde cavidad abdominal punzar diafragma en proximidad a su inserción costal derecha. Luego incidir todo ese lateral del diafragma exponiendo cavidad torácica desde su visualización por cavidad abdominal, observando contenido de la cavidad torácica y órganos de la misma. De ser necesario este puede ser un momento para la toma de muestras de los órganos de dicha cavidad.

3. Con un costótomo cortar las costillas en su inserción costo-esternal desde atrás hacia delante, luego por las articulaciones costo-vertebrales. Retirar la parrilla costal derecha, observando la pleura parietal y las costillas. Finalmente y sin tocar, observar “in situ” los órganos, serosas y contenidos de la cavidad torácica.

Si carece de costótomo y como alternativa de abordaje, una vez incidido el diafragma, incidir los músculos intercostales que separan las dos últimas costillas, desde su

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inserción costo-vertebral hasta la costo-esternal, levantar la costilla y desarticular, traccionando hacia atrás. De igual forma y de a una proceder con el resto de las falsas costillas. Luego se procede con una sierra a separar por la unión costo-esternal a las costillas fijas, desde atrás hacia adelante.

4. Se toma la cabeza y se apoya en el piso su porción craneal. Se realizan dos incisiones separando las masas musculares de las caras internas de la mandíbula. Se corta el frenillo para poder separar la lengua, traccionando hacia atrás. Posteriormente se cortan las dos articulaciones entre las ramas del hioides. Se continúa traccionando hacia atrás, separando tráquea y esófago de las masas musculares del cuello hasta la entrada del pecho, quedando de esta manera separados de la carcaza lengua, faringe, laringe, traquea y esófago.

1.3.2 ÓRGANOS DE LA CAVIDAD TORÁCICA Se cortan los músculos de la entrada del pecho, liberando tráquea y esófago. Se toman ambos órganos con una mano y se traccionan hacia atrás, cortando simultáneamente el mediastino en su inserción vertebral hasta proximidades del diafragma, lo que permite la visualización del pulmón izquierdo. Para poder retirar los órganos de la cavidad torácica, es necesario seccionar tres estructuras tubulares: • la aorta abdominal al inicio de su recorrido por la región subvertebral.

• el esófago en proximidad al hiato.

• la cava posterior en proximidad al diafragma.

Finalmente se separan las inserciones que adhieren el saco pericárdico a la zona esternal, con cuidado de no perforar dicho saco. Se retiran en forma conjunta y unidos, lengua, faringe, laringe, tráquea, esófago, pulmones y corazón con su saco pericárdico intacto, para su posterior inspección.

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1.3.3 ÓRGANOS DE LA CAVIDAD ABDOMINAL Inicialmente se levanta el hígado y se lo separa en su cara diafragmática. Posteriormente incidir por su hilio y cortar vena cava posterior para liberarlo del resto de los órganos abdominales junto con la vesícula biliar. Debe tenerse precaución al momento de cortar el ligamento hépato-renal que se ubica inmediatamente por detrás del ángulo posterior del hígado, de no involucrar a la glándula adrenal derecha.

Acto seguido se separa el riñón derecho de la masa grasa que lo rodea y se incide el uréter, liberando dicho riñón; simultáneamente se retira la adrenal derecha que se encuentra en el espacio que queda entre el polo anterior del riñón y ángulo posterior del hígado.

Retirado el riñón derecho, se levantan las asas intestinales, desplazándolas hacia arriba (hacia dorsal), lo que permite visualizar el riñón izquierdo. Separar y retirar riñón y adrenal izquierda (esta última ubicada en craneal del riñón).

Inmediatamente por delante del área pélvica se toma, separa y secciona recto.

Posteriormente se separa abomaso de los preestómagos, retirando las vísceras de la cavidad abdominal, traccionando hacia ventral y abordando las inserciones del peritoneo visceral del área sublumbar abdominal. Los preestómagos pueden ser inspeccionados sin retirarlos de la carcaza cuando el tamaño de los mismos sea muy grande, caso contrario pueden retirárselos para su inspección.

En la zona diafragmática y adherido al rumen se encuentra el bazo que debe ser separado del mismo para su posterior inspección.

1.3.4 ÓRGANOS DEL ÁREA PÉLVICA Con una sierra se efectúa dos cortes paralelos a la sínfisis pubiana, el primero en la rama ilio-pubiana derecha hacia el foramen obturatriz y el segundo corte por el área isquiopubiana.

De igual forma se procede del lado izquierdo, lo que permite retirar la sínfisis pubiana.

Efectuar un corte en piel bordeando por afuera los labios vulvares y el esfínter anal.

Inmediatamente por dentro de la cavidad pelviana y ayudado por cuchillo ir debridando y liberando los órganos. Traccionar hacia arriba para retirar conjuntamente la última porción de

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recto, aparato reproductor y la vejiga.

1.3.4 ÓRGANOS DE LA CABEZA Antes de separar la cabeza introducir una aguja en la cisterna magna (dilatación de canal medular a nivel de la articulación atlanto occipital) hasta que la aguja haga tope; retirar levemente y aspirar con la jeringa para obtener líquido cefalorraquídeo (poco denso y traslúcido), teniendo la precaución de no sacar la aguja del canal medular aspirando.

Desollar la cabeza, dejando algo de piel alrededor de los ojos, para poder retirar los globos oculares. Cortar los cartílagos auriculares de ambas orejas y continuar desollando.

Efectuar cortes en lateral y dorsal del cuello inmediatamente por debajo de la articulación de la cabeza, luego desde dorsal incidir médula espinal.

Una vez retirada la cabeza se efectúan tres cortes con sierra. El primero transversal al cráneo por detrás de los agujeros orbitales. Los otros dos en forma sagital hacia la parte interna de los condilos del occipital. Introducir levemente un elemento duro (puede ser el cuchillo) en el corte transversal y hacer palanca hacia arriba hasta levantar la calota. Traccionar hacia atrás hasta retirar la calota. Con una pinza levantar las meninges entre los dos hemisferios y por delante del cerebelo y con una tijera cortar meninges hacia frontal. Retirar el triángulo, trabajando con pinza y tijera que conforma el tentorium cerebelli (que separa los hemisferios cerebrales y el cerebelo). Colocar la cabeza apoyada en su área occipital y hacia el operador.

Desde frontal y por debajo de las meninges, comenzar a retirar la masa encefálica. Cortar ambos nervios olfatorios, luego las cuatro ramas del quiasma óptico. A medida que la masa encefálica se va retirando de la caja craneana ir inclinando la cabeza de modo que el cerebro apoye suavemente sobre la mesa.

Para retirar la hipófisis, se toma con una pinza la dura del basoesfenoides y se efectúan cuatro cortes, dos transversales y dos laterales. Se tracciona hacia arriba, debridando de la zona ósea con tijera, hasta retirar la hipófisis que queda adherida a la duramadre del basoesfenoides por su cara dorsal. Al retirarla se observa la silla turca.

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Para retirar los globos oculares, se toma con la mano o con pinza la piel de alrededor de los ojos, traccionando firmemente hacia afuera y con cuchillo, bisturí o tijera curva, se cortan los tejidos que quedan en el margen orbital, hasta llegar al nervio óptico que debe ser cortado para liberar finalmente el globo ocular.

1.4 INSPECCIÓN DE LOS ÓRGANOS Lengua: Se efectúan varios cortes transversales paralelos y en ventral de la lengua, desde su porción libre a la base.

Esófago: Se efectúa un corte a lo largo de toda su extensión desde craneal a caudal.

Corazón: Se efectúa un corte en el saco pericárdico de unos tres a cinco centímetros y se observa volumen y aspecto del líquido pericárdico que debe ser poco denso y de color ligeramente ambarino. Se alarga el corte y se corre el pericardio hacia la base del corazón.

Se toma el corazón con una mano por su base y se cortan los grandes vasos y de esta forma se lo libera de los pulmones.

Se efectúa un corte en la porción medial del ventrículo izquierdo, a dos centímetros del tabique interventricular que involucre las tres capas (epi, mio y endocardio), pasando por la base y continuado hasta medial de la otra cara del ventrículo.

Se introduce el cuchillo desde la zona de la incisión pasando por la válvula auriculoventricular, llegando a la aurícula izquierda y se efectúa el corte que involucra aurícula y ventrículo izquierdos permitiendo la inspección de ambas cavidades y de las válvulas.

Se introduce el cuchillo desde el ventrículo con su dorso apoyado en el tabique interventricular, hacia la base del corazón llegando a la arteria aorta y se realiza un nuevo corte.

Se gira el corazón y se aborda el ventrículo derecho, se efectúa un corte desde la porción medial a dos centímetros del tabique interventricular hacia abajo continuando con la otra cara del ventrículo hasta la porción medial.

Se introduce el cuchillo desde ventrículo derecho hasta aurícula derecha pasando el mismo por la válvula aurículo ventricular y se efectúa un corte que permite inspeccionar ambas cavidades y válvulas.

Desde ventrículo derecho y hacia la base se introduce el cuchillo hasta ingresar a arteria pulmonar, efectuando luego un nuevo corte.

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Tráquea, bronquios y pulmones: Se observan los pulmones y se los palpa en toda su extensión, (color y textura). Se toma la tráquea por su cara ventral, se introduce el cuchillo desde el interior de la laringe y se corta hacia afuera continuando con la incisión por la zona ventral (anillo incompleto) hasta la bifurcación de los bronquios. Realizar la observación completa del interior de la laringe y de la tráquea en todo su recorrido. Continuar cortando a lo largo de los bronquios menores hasta llegar a los lóbulos diafragmáticos.

Hígado: Luego de su observación y palpación, se presiona la vesícula biliar para observar su permeabilidad. La bilis debe ser densa y de coloración amarillento verdosa. Abrir la vesícula y observar su mucosa.

Efectuar varios cortes transversales en todo el parénquima hepático.

Bazo: Se lo observa y palpa. Se efectúan varios cortes transversales a lo largo de toda su superficie.

Riñones: Se realiza un corte superficial que involucre a la cápsula y con cuchillo se procede a retirar la misma. Una vez retirada la cápsula se efectúa un corte longitudinal, incidiendo corteza y médula.

Vejiga: obtener muestra de orina (observar color y consistencia) previo a realizar un corte para observar su mucosa.

Adrenales: Se efectúa un corte longitudinal que afecte sus distintas capas y se observa la relación que debe ser 1/2/1 (corteza, médula y corteza).

Porciones del intestino: el duodeno es ligado y cortado, el resto del intestino delgado y grueso es disecado afuera cortando las raíces mesentéricas. Se efectúan cortes en las diferentes porciones de intestinos, observando características del contenido y el aspecto de la mucosa y otras capas. Observar la válvula íleo cecal en las distintas especies. Para evitar contaminación de guantes y equipo, el examen del aparto digestivo debería realizarse al final.

Abomaso: hacer un corte a lo largo de su curvatura, vaciar el contenido en un recipiente para conteo de parásitos adultos. Observar el estado de las mucosas.

Preestómagos: abrir el retículo sobre su cara anterior. Hacer un corte en la curvatura mayor del rumen. Cortar el canal esofágico y abrir el librillo. Observar el estado de las mucosas.

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Aparato reproductor: Se lo separa de la última porción del recto. Luego se lo abre de adentro hacia afuera en todo su recorrido desde vulva y vagina, hasta las distintas porciones del útero, de igual forma con los cuernos uterinos. Posteriormente se efectúa un corte longitudinal a cada ovario.

Articulaciones: cuerear y desarticular las articulaciones (ej: coxofemoral, atlanto occipital, escápulo humeral, tarsianas, femoro tibio patelar entre otras).

Masas musculares: deberán ser palpadas y examinadas mediante cortes transversales y longitudinales.

Glándula mamaria: palpar y cortar todos los cuartos. Abrir los pezones y las cisternas.

Revisar los ganglios linfáticos supra mamarios.

Cerebro: hacer un corte longitudinal separando ambos hemisferios y luego cortes transversales cada 1 cm en profundidad para permitir el ingreso del fijador (formol al 10%).

2. DESCRIPCIÓN MACROSCÓPICA DE LAS LESIONES 2.1 PAUTAS Y NOMENCLATURA Todas las lesiones deben describirse referidas a ciertos aspectos como son: localización: posición anatómica real y su relación con otros órganos y tejidos (craneal, caudal, derecha, izquierda, etc) color: se recomienda utilizar colores primarios tamaño: deben utilizarse unidades métricas. Se puede utilizar el mango del cuchillo marcado cada ½ o 1 cm. como elemento de medida. forma: utilizar términos descriptivo comunes (redondo, nodular, plano, punteados, otros). consistencia y estructura: en ciertos órganos la palpación es de gran importancia (ej: pulmones). Debe utilizarse palabras como blando, firme, duro, gelatinoso, espeso, caseoso, crepitante, entre otros. número o porcentaje del compromiso de un órgano específico: contar si es posible el número de lesiones presentes. En caso de órganos como hígado o pulmón o en

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órganos donde las porciones son grandes, se puede definir la extensión por su % de extensión afectado.

Contenido: cantidad y naturaleza del contenido en cualquier cavidad en términos volumétricos, así como el color, olor, consistencia y contenido del mismo.

Descripción y aspecto de la superficie: focal o multifocal, difuso o local, total, veteado. También el uso de términos como liso, rugoso, deprimido, erosionado, brillante, opaco, escamoso, etc.

2.2 TIPOS DE DIAGNOSTICO MACROSCOPICO Existen distintos formatos para el diagnostico: 2.2.1 Diagnóstico morfológico: es un resumen de las lesiones, pero generalmente no describe que es lo que esta causando la lesión (Ej.: enteritis granulomatosa difusa severa).

2.2.2 Diagnóstico etiológico: este tipo de diagnostico esta restringido a dos palabras solamente, el agente causal y el sitio de la lesión (Ej. Enteritis micobacteriana).

2.2.3 Etiología: este es solamente el agente causal, también se lo puede encontrar como causa, agente etiológico. No nos informa sobre el órgano, la distribución, o cualquier otro tipo de información (Ej. Micobacterium paratuberculosis).

2.2.4 Nombre de la enfermedad: este tipo de diagnostico nos indica el nombre de la enfermedad usado mas comúnmente (Ej. Enfermedad de Johne) REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS • The necropsy book. Fourth Edition. John M. King, Lois Roth-Johnson, David C. Dodd; Marion E. Newson. 2005. Charles Louis Davis, D.V.M Foundation publisher • Elements of macroscopic description. 2009 C.L Davis foundation gross course.

Washington, dc • Guía temática. Residencia interna en Salud Animal. INTA Balcarce.

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TOMA DE MUESTRA Y REMISIÓN AL LABORATORIO Vet. Riccio, María Belén Especialista en Sanidad Animal – INTA Balcarce Ayudante de primera en la cátedra de Patología I y IV - UNCPBA Becaria de CONICET

Los síntomas asociados a muchas enfermedades son similares entre si, siendo por tanto difícil diferenciar, en ciertas ocasiones, enfermedades bacterianas, virales o intoxicaciones. La simple observación de los animales afectados no es suficiente para arribar al diagnóstico final, es necesario realizar, no solo una correcta anamnesis y necropsia, sino también una correcta toma de muestra así como una correcta remisión de las mismas al laboratorio en tiempo y forma.

La extracción de muestras adecuadas es fundamental para el éxito de toda tarea analítica. Deben tenerse en cuenta ciertos detalles con respecto a la muestra en si y a factores relacionados con el caso en cuestión.

LABORATORIO DE BACTERIOLOGÍA Se considera importante que cualquier muestra este acompañada de una historia clínica (anamnesis). En cualquier situación, de ser posible, la mejor muestra proviene de la necropsia de un animal enfermo sacrificado. También hay que recordar que en un estadio agónico ocurre invasión de bacterias intestinales, las que difunden en los tejidos y por ende dificultan el diagnostico bacteriológico, ya que en algunas casos, son patógenos potenciales.

Tamaño de las muestras Las muestras de órganos deben tener un tamaño aproximado de 5 cm de largo, 5 cm de ancho y 5 cm. de espesor. Deben extremarse las medidas de esterilidad del instrumental y recipientes, a efectos de no contaminar las muestras; como así también mantener las condiciones que permitan la sobrevida del agente hasta su llegada al laboratorio de diagnóstico

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(fotos nº 1 )

Foto nº 1 : TOMA DE MUESTRA DE ORGANOS PARA BACTERIOLOGIA

Recipientes Se utilizan envases de vidrio (frascos de dulces, mayonesa, café, etc) de boca ancha con cierre hermético, limpio y estéril. El esterilizado se puede lograr mediante la utilización de un autoclavado (a 121º Cº durante 20 minutos) u horno (a 160º-180º Cº durante 2 horas). Hay que tener en cuenta que también hay envases plásticos comerciales (bristeriles).

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Foto nº 2 : TOMA DE MUESTRA DE ORGANOS PARA BACTERIOLOGIA

Condiciones del muestreo Para la toma de muestras se debe utilizar instrumental limpio, seco y bien afilado. El instrumental debe ser sumergido en alcohol y flameado antes de su utilización. También es aconsejable flamear ligeramente el órgano previo a la toma de muestra y posteriormente, la muestra, previo a su introducción en el recipiente estéril.

Las muestras de intestino se realizaran por separado. Se corta la porción de interés y luego se atan sus extremos para evitar la pérdida de contenido (foto nº 3)

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Foto Nº 3: TOMA DE MUESTRA DE INTESTINO

La muestra de cerebro se remite medio cerebro refrigerado.

Las muestras de líquidos o contenidos de cavidades deben tomarse con jeringas y agujas estériles y preferentemente traspasadas a tubos estériles y de cierre hermético ( foto nº 4 y 5)

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Foto n潞 4 : TOMA DE MUESTRA DE LIQUIDOS O CONTENIDO DE CAVIDADES

Foto n潞 5: TOMA DE MUESTRA DE LIQUIDOS O CONTENIDO DE CAVIDADES

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Las muestras de secreciones deben tomarse con hisopos de algodón estériles, los que a posterioridad se los coloca en tubos con medios de transporte o solución fisiológica estéril (según corresponda).

Las muestras de suero se deben obtener con material seco y limpio ya que los restos de humedad y partículas de suciedad provocan hemólisis. Rotular con claridad cada muestra con etiquetas y birome (el lápiz se borra fácilmente).

Remisión de las muestras Las distintas muestras deberán ser colocadas en una heladera de telgopor acondicionada con aserrín o papel de diario y serán enviadas refrigeradas (4ºCº a 8ºCº) con buena cantidad de refrigerantes, tratando de que transcurra el menor tiempo posible entre la toma y el arribo al laboratorio. Todas las muestras deben estar correctamente identificadas.

LABORATORIO DE VIROLOGÍA El diagnostico de una enfermedad viral se basa principalmente en tres métodos: •Aislamiento viral •Demostración del virus, antígeno viral en tejidos, secreciones o excreciones •Detección y cuantificación de anticuerpos específicos El éxito del aislamiento viral depende del momento de la toma de muestra (la mejor es la proveniente de la etapa inicial de la enfermedad, cuando el virus se encuentra en el pico máximo de concentración en los tejidos y fluidos corporales), el tipo de muestra y las condiciones de envío de la muestra.

El diagnostico serológico se basa en demostrar anticuerpos específicos hacia un virus mediante seroconversión entre dos muestras obtenidas a determinado intervalo. Los sueros deben remitirse al laboratorio, preferentemente, congelados. En caso que se envíe sangre, esta debe enviarse refrigerada, nunca congelada. Para realizar el diagnostico serológico de un caso

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clínico se necesitan dos muestras pareadas. La primera debe tomarse ni bien se detecta la enfermedad (fase sintomática), antes de que se formen anticuerpos y la segunda debería obtenerse a las tres semanas posteriores (fase convaleciente).

En términos generales, las características de las muestras, de los recipientes, del instrumental y de la toma de muestras son similares a las descriptas para bacteriología, pero existen condiciones particulares en lo que respecta a los medios de transporte utilizados y condiciones de remisión de muestras.

Medios de Transporte Algunos de los medios utilizados por el laboratorio de virologia son: Hanks – PBS pH 7,2 - Glicerina Buferada al 33 % pH 7,2.

LABORATORIO DE HISTOPATOLOGÍA Características de la muestra Las muestras para histopatología deben ser cortadas con un mínimo de de manipuleo y distorsión con instrumental limpio y bien filoso sobre una tabla para tal fin. La muestra debe incluir una parte de tejido lesionado y una parte de tejido sano.

El tamaño ideal de la muestra es de 1,5-2 cm de largo; 1,5-2 cm de ancho y 0,5 cm de espesor (foto nº 6). Es importante que el espesor no supere 1 cm para permitir una correcta penetración del fijador.

Se pueden remitir muestras de distintos órganos en el mismo recipiente.

En caso de tumores deben remitirse varias muestras del tamaño antes mencionado tomadas de distintas zonas del tumor.

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Foto nº 6: TAMAÑO CORRECTO DE MUESTRA PARA HISTOPATOLOGIA Características del recipiente Se utilizan recipientes de vidrio o de plástico, de boca ancha, tapa a rosca, cierre hermético y limpio. No son necesarias condiciones de esterilidad. Es muy importante que en muestras como las de cerebro se utilicen tarros de boca ancha ya que una vez fijado el tejido se endurece y si no es ancha la boca se puede romper el cerebro cuando se realiza la extracción del mismo para su procesamiento (foto nº 7)

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Foto nยบ 7: RECIPIENTES ADECUADOS PARA EL ENVIO DE MUESTRAS

Fijador El fijador mรกs utilizado es el formol, el cual es una sustancia que penetra en los tejidos e inhibe los procesos de autรณlisis. Se lo prepara diluyendo una (1) parte de formol comercial en nueve (9) partes de agua destilada. Lo ideal es solicitar a un laboratorio de diagnรณstico una soluciรณn de formol bufferado. Una vez preparada la diluciรณn puede almacenarse en bidones plรกsticos.

La relaciรณn รณptima muestra/ fijador es de una (1) parte de muestra en diez (10) partes de fijador.

Remisiรณn de las muestras Las muestras se envรญan a temperatura ambiente.

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Precauciones a tener en cuenta El formol puro e incluso la solución preparada son muy irritantes para piel y las mucosas, de igual modo la aspiración de sus vapores. Por tal motivo deben extremarse precauciones para su manipulación. En casos de exposición de ojos o mucosas, lavarse con abundante agua.

LABORATORIO DE TOXICOLOGÍA Recipientes y condiciones del muestreo Se deben enviar las muestras en recipientes separados, limpios, identificados y que puedan congelarse (por ejemplo bolsas plásticas). No usar ningún preservativo químico.

Remisión de las muestras Las distintas muestras deberán ser colocadas en una heladera de telgopor acondicionada con aserrín o papel de diario y serán enviadas congeladas de ser posible.

Cuadro: muestras para estudios específicos en toxicología

Toxico

Muestra necesaria

Observaciones

Alcaloides en plantas

Plantas sospechosas

Material verde congelado (en floración si es posible)

arsénico

Hígado Riñón Alimento Contenido estomacal/ruminal Orina Agua de bebida

estricnina

Contenido

congelado

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estomacal/ ruminal

micotoxinas

Alimento Forraje silos

nitrato

Forraje/silo Sangre entera

clorados

Grasa Contenido estomacal/ruminal Sangre entera Higado

Fosforados y carbamatos

Grasa Contesnido ruminal/ estomacal Sangre heparinizada Orina Alimento

Material verde congelado (en floración si es posible)

Enviar en recipientes de vidrio (no plásticos)

LABORATORIO DE PARASITOLOGÍA En el caso de las enfermedades parasitarias hay ciertas consideraciones a tener en cuenta, como son: Edad: el bovino después de los 9/11 meses de edad es muy relativo el dato del HPG (huevos por gramo), sobre todo si es bajo porque indica que la inmunidad puede estar actuando en forma importante, pero si el HPG es alto se interpreta el conteo y su importancia como tal.

Estado general: es conveniente recorrer los potreros para observar el o los lotes de animales problemas, de esta manera se tiene una mejor visión del conjunto.

Manejo del rodeo: es importante saber la marca del producto administrado por ultima vez y a que tipo de potrero se lo envío (es mas peligroso un potrero bajo que uno alto) Condiciones climáticas: que puedan producir alteraciones en la supervivencia de las larvas (la humedad favorece la supervivencia pero el sol intenso y la sequedad no)

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Tipos de pasturas: algunas como el trébol y las leguminosas mantienen mejor la humedad y por tanto la sobrevivencia de las larvas.

Tamaño de las muestras El número de animales a muestrear debe ser representativo del lote afectad; si los animales afectados pertenecen a potreros distintos deben tomarse muestras independientes. En general se consideran de 12/15 muestras por lote.

La cantidad de materia fecal debe ser entre 80/100 gramos por animal ya que la cantidad de huevos no esta distribuida homogéneamente Condiciones del muestreo Las muestras deben ser individuales, no es conveniente realizar pool de muestras, ya que los análisis individuales permiten apreciar si hay animales con altos HPG con respecto a otros. No se deberían elegir animales solo con diarrea (indicador del final de la enfermedad). Si se apartan los animales con caballos, tener en cuenta que los enfermos llegaran últimos. Siempre se debe sacar la muestra directamente del recto estimulando el reflejo anal introduciendo los dedos. Una vez recolectada la muestra hay que sacarle todo el aire posible a la bolsa de nylon.

Remisión de las muestras Las muestras se envían en las bolsitas refrigeradas en una caja de telgopor. Se aconseja su remisión al laboratorio dentro de las 24 horas de extraídas, aunque a 4º C pueden conservarse por varios días. Sólo debe tenerse en cuenta que el frío prolongado puede afectar el desarrollo en los coprocultivos del género Haemonchus spp.

Para el análisis de ectoparásitos (pulgas, piojos garrapatas, ácaros, etc) se envían los especimenes recolectados o el raspado de piel en un recipiente con alcohol al 70 %.

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LABORATORIO DE BIOQUÍMICA Algunas de las muestras que se pueden obtener para el laboratorio de bioquímica son muestras de sangre, suero, alimentos, agua de bebida entre otros. A continuación se detalla la toma de muestra y condiciones de envío de las mismas.

Sangre Las muestras de sangre pueden obtenerse con distintos objetivos: análisis hematológicos, bioquímicos, aislamientos virales y bacterianos, determinación de anticuerpos, etc.

Las muestras de sangre pueden remitirse al laboratorio de las siguientes formas: 1. sangre entera con anticoagulante (EDTA) para exámenes hematológicos.

2. sangre entera con anticoagulante e inhibidor enzimático (EDTA + NaF) para glicemia.

3. suero o plasma para exámenes serológicos o bioquímicos.

Las muestras de sangre se obtienen según la especie de: Bovinos/ovinos /equinos: vena yugular Porcinos: de vena auricular o de cava anterior desplazando paleta hacia posterior y por delante de la entrada del pecho.

Caninos/felinos: de vena safena externa, de vena braquial anterior o de vena yugular (también para).

Aves: de vena braquial, en la porción antero-interna del ala, desplumando la zona.

En todos los casos se deberá tener la precaución de que la sangre se deslice por las paredes del tubo y no que caiga en el formando espuma lo que provocaría hemólisis y disminución de la cantidad de suero. También es conveniente no utilizar tapones de goma.

Si se va a extraer sangre con anticoagulante tener la precaución de no llenar el tubo

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completamente para poder mezclar el anticoagulante con la sangre (4 o 5 inversiones; nunca agitar). Se recomienda no congelar o enfriar excesivamente los tubos con sangre entera para evitar su hemólisis. Los anticoagulantes mas usados en medicina veterinaria son: EDTA se utiliza a una concentración de 1 mg por ml de sangre o de 0.1 ml de solución al 1 % por mI de sangre.

HEPARINA: Se utiliza a una concentración de 0.2 ml de heparina saturada por cada ml de sangre. Es excelente para determinaciones de perfiles bioquímicos.

Para la obtención de suero es aconsejable, inmediatamente de tomada la muestra de sangre, mantener la misma a una temperatura cercana a los 37ºC por 1-2 horas, luego de lo cual se procede al refrigerado a 4-8º C durante 30 minutos, lo que favorece la producción y retracción del coágulo. La muestra debe remitirse refrigerada a 4-8º C. De no poder garantizarse su correcta llegada a laboratorio se aconseja enviarla congelada.

Pasto Deberá ser una muestra representativa de lo que come el animal en ese momento. Se den tomar entre 15/20 submuestras de los distintos sitios del potrero. La muestra se corta a la altura de lo que come el animal y no deberá salir de raíz. Se coloca la muestra en bolsa de plástico y se envía refrigerada.

Agua Las muestras de agua se deben tomar del lugar de donde consumen los animales ya sea bebedero, chupete, arroyo, laguna, ríos o de cualquier otra fuente de abrevado para los animales.

La muestras se puede colocar en una botella de plástico de dos litros, la cual se deberá enjuagar previo a la toma de muestra, tres o cuatro veces con el agua a muestrear. Si la muestra no se envía rápidamente al laboratorio se puede refrigerar a 4º C hasta su envío.

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TANATOLOGIA FORENSE: el fenómeno de la muerte Vet. Riccio, María Belén Especialista en Sanidad Animal – INTA Balcarce Ayudante de primera en la cátedra de Patología I y IV - UNCPBA Becaria de CONICET

En el estudio de la patología se tratan los cambios antemortem, utilizando las alteraciones post mortem, solamente para determinar cuanto tiempo ha transcurrido desde la muerte del animal. Sin embargo, es indispensable un buen conocimiento de las alteraciones cadavéricas para no confundirlas con lesiones patológicas.

La necropsia debe ser realizada lo más próximo a la muerte o al sacrificio del animal y no debe demorarse, en lo posible, más de veinticuatro horas. Cuanto antes se haga menor será el riesgo de confundir una lesión provocada por la enfermedad con un simple cambio post mortem.

La palabra tanatología proviene del griego: tanatos: muerte y logos: tratado y es la parte de la medicina legal que estudia las modificaciones del organismo a partir del momento mismo de haberse producido la muerte. La tanatología intenta diagnosticar de forma inequívoca la muerte, así como también, precisar las causas de la misma y determinar el tiempo transcurrido desde que esta se ha producido.

La vida, desde el punto de vista biológico la entendemos como el conjunto de fenómenos bioquímicos que se rigen por una serie de leyes físicas, químicas y biológicas, que dotan al organismo de un equilibrio interno y de unos valores constantes.

La muerte, en sentido negativo de la vida, la definimos como el cese de este equilibrio y la desaparición de los valores constantes por la no existencia de estas leyes que los rigen dejando el cuerpo inerte bajo la influencia de los factores ambientales tanto internos como externos. Pero la muerte, no es un momento, es un “proceso”, y por lo tanto no todos los

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sistemas vitales dejan de funcionar a la vez, aunque aceptemos legalmente que cuando cesa la función cardio-circulatoria, el individuo no respira y cesan las funciones neurológicas, se produce la muerte.

Para el veterinario forense resulta de suma importancia reconocer los cambios post mortem, ya que sus efectos sobre los tejidos deben ser diferenciados de las lesiones producidas durante la vida del animal.

Estos cambios se manifiestan con distinta velocidad de aparición, según distintos factores o variables que se tienen que tener en cuenta, entre los cuales, son especialmente importantes: Animal (especie, estado nutricional, tipo de cobertura, peso corporal, etc) Factores ambientales (temperatura, humedad, otros) Para llegar hasta el momento en que se produce la muerte, los organismos vivos pasan por un periodo intermedio, en el que se advierten una serie de cambios fisiológicos que se denominan “pródromo de la muerte” y que englobados constituyen el periodo agónico o agonía.

De forma general, la agonía se caracteriza por una serie de alteraciones que fundamentalmente afectaran al sistema circulatorio, respiratorio y nervioso. Resulta importante conocer si este periodo agónico, ha sido breve o si por el contrario, ha sido dilatado en el tiempo, ya que en muchos casos los cambios post mortem sufren variaciones dependientes de este aspecto.

Durante el proceso agónico se producen una serie de cambios físicos, químicos y humorales en el organismo, que en su conjunto se conocen como docimasia de la agonía, siendo algunos estudiados para determinar el tiempo transcurrido durante el proceso agónico.

Algunos de estos cambios son: Glucógeno hepático (disminuye en procesos agónicos dilatados) Concentración de adrenalina en las glándulas suprarrenales (aumenta cuando el organismo sufre alguna injuria) Volumen del líquido en el saco pericárdico

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Para llegar al diagnóstico de muerte nos basamos en dos grandes grupos de signos.

Llamamos signo de muerte a la comprobación, instrumental o no, de determinadas condiciones o estados capaces de demostrar la muerte. Existen dos grandes grupos: Signos negativos de vida o también llamados fenómenos abióticos inmediatos: se caracterizan porque han desaparecido todas las funciones vitales: cardíacas, respiratorias y fundamentalmente hay una irreversibilidad definitiva y comprobada de las funciones nerviosas.

Signos positivos de muerte o también llamados fenómenos abióticos consecutivos, son signos más tardíos denominados también como fenómenos cadavéricos.

1. FENÓMENOS ABIÓTICOS INMEDIATOS Se engloban todos los aspectos que provocan el cese de las funciones respiratorias, circulatorias y nerviosas.

1.1 El cese de la función respiratoria, y por tanto la falta de oxigeno, produce gradualmente lesiones irreversibles que según el tiempo vaya transcurriendo ira afectando las células de los distintos órganos. El reconocimiento de la cese de la función respiratoria resulta sencillo por mera auscultación.

1.2 El cese de la función circulatoria se caracteriza por la paralización en el funcionamiento del corazón. Su reconocimiento también resulta fácil mediante procedimientos de auscultación cardiaca 1.3 Para certificar el cese de la función nerviosa se buscan, la inmovilidad, falta de tono muscular (siempre y cuando el cadáver no se encuentre en periodo de rigidez cadavérica) la perdida sensitiva y parálisis de los esfínteres.

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2. FENÓMENOS ABIÓTICOS CONSECUTIVOS Los fenómenos cadavéricos o también llamados abióticos son los cambios producidos en el cadáver a partir del momento en que se extinguen los procesos bioquímicas vitales, sufriendo pasivamente la acción de las influencias ambientales. Estos son: Enfriamiento Deshidratación Livideces e hipóstasis Rigidez.

2.1 ENFRIAMIENTO CADAVÉRICO O ALGOR MORTIS Tras la muerte se produce un enfriamiento progresivo del cadáver, de una forma gradual y progresiva hasta que se alcanza la temperatura del medio ambiente que le rodea.

El enfriamiento es un proceso que comienza en las extremidades y en rostro, que están fríos a las dos horas. Al final se enfrían las zonas abdominales, axilas, cuello y órganos abdominales internos que pueden tardar en enfriarse incluso 24h, debido a la protección que supone al estar incluidos dentro de la cavidad abdominal. El enfriamiento es completo al tacto, alrededor de las 10 - 12 horas.

Este fenómeno sigue una curva exponencial, denominada "curva de dispersión térmica" según la cual el cuerpo pierde en un primer periodo de 3 - 4 horas, alrededor de 0,5 grados/hora, durante las 6 - 10 horas siguientes lo que pierde es 1 grado/hora y finalmente en una tercera fase pierde 0,75 - 0,50 - 0,25 grados/hora hasta que alcanza la temperatura ambiente.

Hay casos en los que el cadáver experimenta una hipertermia post mortem, en la mayoría de los casos debido a muerte por insolación, o cuando el animal hubiera padecido un periodo agónico con trastornos nerviosos y convulsiones. Así mismo las enfermedades crónicas, las hemorragias, grandes quemaduras, entre otras, dan lugar a un rápido enfriamiento.

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También influyen en el curso de la curva de enfriamiento las características individuales como la edad, estado nutricional, peso, tipo de cobertura (lana, pelo, grasa).

La influencia que el medioambiente ejerce en la marcha del enfriamiento esta en intima dependencia del mecanismo físico de la perdida de calor corporal, con sus 4 componentes: irradiación, conducción, convección y evaporación.

2.2 DESHIDRATACIÓN CADAVERICA Se presenta a partir de la 8va hora post mortem. Esta dada por la evaporación del agua corporal, que es alrededor de 10 a15 gramos por kilogramo de peso corporal al día.

Este proceso de deshidratación se hace muy acentuado en las mucosas, que se desecan rápidamente y se denomina desepitelización de las mucosas. Se presenta a las 72 horas post mortem y consiste en signos de deshidratación a nivel de las mucosas, siendo las más afectadas la región interna de los labios de la boca Esto produce que los labios aparezcan con un ribete rojizo, o negruzco si se trata de neonatos La deshidratación también es muy marcada en los globos oculares en donde se observa la opacidad en la córnea y se inicia aproximadamente a la 12ª hora post mortem. (foto nº 1)

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Foto nº 1: OPACIDAD CORNEAL También se observa una mancha negra esclorotical o denominada signo de Sommer, que es una mancha irregular de color negro que se debe a la oxidación de la hemoglobina de los vasos coroideos y la deshidratación. Se presenta a partir de la 5ª hora post mortem si los párpados se encuentran abiertos. Esta mancha se localiza a nivel de los ángulos externos del segmento anterior de los ojos y posteriormente aparece en los internos.

2.3 LIVIDEZ CADAVÉRICA o CONGESTION HIPOSTATICA También denominado manchas hipostáticas, manchas de posición. Consiste en la aparición de manchas color rojo vino que se presentan entre la 3ra y 4ta primeras horas post

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mortem, alcanzan su máxima intensidad entre la 6a y 8a hora y a partir de las 25a horas se fijan y no cambian de situación anatómica. Se localizan en las partes más declives del cuerpo, salvo en los sitios de apoyo (foto nº 2)

Foto nº 2: LIVIDEZ CADAVÉRICA o CONGESTION HIPOSTATICA EM LA SUPERFICIE CUTANEA

Este fenómeno se inicia a partir del cese de la actividad cardiaca y la sangre queda sometida, de forma exclusiva, a la influencia de la gravedad, por lo que tiende a ir ocupando las partes declives del organismo, produciendo en la superficie cutánea mancha de color rojo violáceo. Aunque se observa en forma general, los órganos internos, también sufren el fenómeno hipostático (foto nº 3)

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Foto nº 3 : LIVIDEZ CADAVÉRICA o CONGESTION HIPOSTATICA EM ORGANOS INTERNOS El signo antes descrito puede no aparecer debido a una hemorragia externa severa o variar en su coloración debido a intoxicación, como por ejemplo son más claras cuando existe monóxido de carbono en la sangre.

La intensidad de las livideces depende de la fluidez de la sangre, es por consiguiente, mayor en los casos de asfixia porque la sangre no se coagulo con rapidez y menos marcada en la muerte por hemorragias y anemias debido a la reducida cantidad de sangre y de pigmento sanguíneo.

Como regla general, las livideces se localizan en las regiones declives del cuerpo, indicando así la posición en que ha permanecido el cadáver.

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2.4 RIGIDEZ CADÁVERICA o RIGOR MORTIS Inmediatamente después de la muerte se produce, en las circunstancias ordinarias, un estado de relajación y flacidez de todos los músculos del cuerpo. Pero al cabo de un cierto tiempo, variable aunque en general breve, se inicia un proceso lento de contractura muscular.

La rigidez cadavérica fue definida como ¨un estado de dureza, de retracción, y de tiesura que sobreviene en los músculos después de la muerte¨ (foto nº 4)

Foto nº 4 : RIGIDEZ CADÁVERICA o RIGOR MORTIS

Los conocimientos sobre el mecanismo bioquímico de la rigidez cadavérica han variado notablemente a lo largo del tiempo. Se habló de una coagulación de la miosina, por un mecanismo similar al de la coagulación sanguínea. Finalmente, se demostró que ésta iba acompañada de unos cambios de reacción del tejido muscular, que se hace ácido, aumentando

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la acidez paralelamente con la intensificación de la rigidez haciéndose alcalino al desaparecer ésta.

Esta acidificación fue atribuida inicialmente a la formación post mortem de ácido láctico en el músculo. Pero los orígenes de esta acidificación es la destrucción del ácido adenosín-trifosfórico (ATP), que pasa a ácido adenosín-difosfórico (ADP), liberándose una molécula de ácido fosfórico.

El momento de iniciarse la rigidez es variable según diversas circunstancias. Por otra parte, los distintos sistemas musculares entran en rigidez en un orden determinado; aparece primero en los músculos de fibra lisa (miocardio y diafragma), y es algo más tardía en los músculos estriados esqueléticos.

En el corazón y diafragma se inicia generalmente de media a 2 horas después de la muerte, lo mismo en los músculos lisos.

En la musculatura estriada esquelética suele iniciarse de las 3 a las 6 horas después de la muerte.

Empieza, generalmente, por los músculos maseteros, orbicular de los párpados y otros músculos de la cara; sigue por el cuello, tórax y miembros superiores. Finalmente, se manifiesta en el abdomen y en los miembros inferiores.

La rigidez cadavérica suele ser completa en un periodo de 8 a 12 horas, alcanza su máxima intensidad a las 24 horas y casi siempre inicia su desaparición a las 36 o 48 horas, siguiendo el mismo orden en que se propagó.

La rigidez del diafragma provoca la expulsión del aire pulmonar originando oscilaciones de la glotis y, como consecuencia, un ruido apagado especial, que ha sido llamado el sonido de la muerte.

Al entrar en rigidez los músculos pilo erectores, se origina a menudo la conocida cutis anserina (“piel de gallina”) que no debe atribuirse a un proceso vital.

Las articulaciones quedan fijadas por la contracción muscular; por ello es necesario ejercer mucha fuerza para conseguir vencerlas y en algunos casos no se consigue si no es a cambio de producir fracturas.

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* Espasmo cadavérico El fenómeno de rigor mortis debe ser diferenciado de otro proceso denominado como espasmo cadavérico.

Es espasmo cadavérico es un tipo de rigidez cadavérica que se manifiesta de manera instantánea, sin que tenga lugar la fase de relajación muscular, pudiendo ser generalizado o localizado en grupos musculares Entre las causas de muerte que dan lugar al espasmo se encuentran: procesos convulsivantes (intoxicaciones con estricnina, tétanos), heridas por arma de fuego que produzcan la muerte repentina por lesión de los centros nerviosos superiores o del corazón, muerte por lesiones espontáneas del sistema nervioso central, más especialmente, las hemorragias cerebrales y la fulguración por la electricidad atmosférica (muerte por rayo) (foto nº 5)

Foto nº 5: ESPAMO CADAVERICO – MUERTE POR RAYO

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3. CAMBIOS POST MORTEM

Los cambios más importantes desde el punto de vista forense, son los siguientes: Rigor mortis Autolisis Coagulación sanguínea post mortem Congestión hipostática Cambios de coloración tisular Rotura y desplazamiento del tracto gastrointestinal. *Rigidez cadavérica al igual que congestión hipostática fueron descriptos en el apartado de fenómenos abióticos consecutivos. **El proceso de rotura y desplazamiento del tracto gastrointestinal será detallado ampliamente en el proceso de autolisis en la fase de formación de gases.

3.1 COAGULACIÓN SANGUÍNEA POST MORTEM Este proceso se produce rápidamente después de la muerte, si bien en algunos casos, puede comenzar durante el proceso agónico.

Los coágulos post mortem tienen una coloración roja, son elásticos o gelatinosos, de superficie lisa y estructura uniforme y no se adhieren a las paredes de los vasos sanguíneos o del corazón. Se encuentran divididos en dos partes: • Parte inferior friable de formación rápida y coloración roja • Parte superior elástica de formación lenta y coloración amarilla (coágulos en grasa de pollo).

Debemos diferenciar los coágulos post mortem de aquellos producidos ante mortem que normalmente son denominados trombos. Estos últimos tienen un desarrollo más lento e irregular. Son de una coloración rojiza o grisácea según estemos frente a un trombo rojo o blanco; están laminados irregularmente siendo su superficie áspera y granulosa. Una parte de

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ellos se encuentra adherida a la pared endotelial del vaso sanguíneo, siendo esta una de las principales características para su diferenciación (foto nº 6)

Foto nº 6 : COAGULACIÓN SANGUÍNEA POST MORTEM

3.2 CAMBIOS DE COLORACION TISULAR Los cambios de color producidos en el cadáver se agrupan en cuatro aspectos Imbibición de hemoglobina Pseudo melanosis Inhibición de bilis Livor mortis

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Las livideces cadavéricas fueron tratadas en el apartado de fenómenos abióticos consecutivos 3.2.1 IMBIBICION DE HEMOGLOBINA

El proceso de inhibición comienza a las 12 horas de producirse la muerte, y aparecerá muy marcada a las 30-36 horas. Una generalización de este proceso es normal encontrarla en los fetos muertos in útero.

Este proceso provoca la coloración de los tejidos con los pigmentos sanguíneos y de sus derivados después de la muerte. Se produce por la hemólisis eritrocitaria, lo cual libera la hemoglobina y pasa a través de las paredes de los vasos para llegar a los tejidos. La imbibición resulta más evidente en las zonas de congestión y como resultado de shock o septicemias (foto nº 7)

Foto nº 7: IMBIBICION DE HEMOGLOBINA EN ORGANOS INTERNOS

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3.2.2 PSEUDOMELANOSIS Es el proceso de coloración de los tejidos adyacentes a todo el tracto digestivo, como resultado de la producción de sulfuro de hidrogeno formado por la putrefacción de la ingesta y combinado con el hierro liberado de los eritrocitos. El sulfuro de hidrogeno producido da una tonalidad azul grisácea, verde o negra, e inmediatamente después de la muerte la sangre con productos de desechos y el sulfuro de hierro pueden gravitar en el interior de los vasos venosos y dar esta coloración en la piel y pared abdominal.

La pseudomelanosis puede ser observada en el hígado y en los riñones en los cuales el proceso de pseudomelanosis y congestión se dan simultáneamente (foto nº 8)

Foto nº 8: PSEUDOMELANOSIS

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3.2.3 IMBIBICION DE BILIS

Este proceso se produce por el paso de la bilis a través de las paredes de la vesícula biliar, dando una coloración amarillenta tanto a la zona más cercana del hígado como al tracto gastrointestinal adyacente. Este proceso no debe ser confundido con otros que también provocan una coloración amarillenta difusa (foto nº 9)

Foto nº 9: IMBIBICION DE BILIS 4. FENOMENOS DE AUTOLISIS Autolisis se denomina al conjunto de procesos fermentativos anaeróbicos que tienen lugar en el interior de las células por la acción de las propias enzimas celulares, sin intervención bacteriana. Es el más precoz de los procesos cadavéricos, sucediendo

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posteriormente la putrefacción. Desde el punto de vista estructural, la autolisis es una necrosis celular, muy semejante en su esencia a la que ocurre en el ser vivo cuando un órgano sufre alteraciones isquémicas. Las enzimas responsables de la autolisis provienen de los lisosomas.

Los procesos de necrosis celular que acontecen en la autolisis producen una serie de modificaciones en los tejidos, en los órganos y también en diversos fluidos corporales: sangre, líquido cefalorraquídeo, pericárdico, sinovial entre otros.

Una buena manera de reconocer el estado de la autolisis post mortem es examinando el estado de conservación de los eritrocitos en los vasos sanguíneos, especialmente su contorno y el grado en que toma el colorante. La membrana de los eritrocitos, que es lipoide, se altera rápidamente y se hace permeable, permitiendo la salida de los elementos intraeritrocitarios, principalmente electrolitos y la hemoglobina. La hemólisis es evidente en las primeras horas que siguen a la muerte. A las 2 hs post mortem solo es evidente en el suero, después se van coloreando la intima de los vasos y la de las válvulas cardiacas.

La autolisis aparece muy rápidamente en aquellos tejidos que tienen una alta actividad enzimática, caso de la mucosa intestinal, páncreas, medula adrenal, y por el contrario su aparición se dilata en tejidos como el óseo o la piel (foto nº 10)

Foto nº 10: AUTOLISIS RENAL

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El páncreas, es entre los órganos glandulares, el asiento más acusado de transformaciones autolíticas, que lo reblandecen y lo hacen friable, al mismo tiempo que toma una coloración rojiza debido a la hemólisis.

La autolisis se la puede dividir en cuatro fases: 1. fase de mancha verde 2. fase de formación de gases 3. fase pútrida y, 4. fase de reducción cadavérica.

4.1 FASE DE MANCHA VERDE Es la primer manifestación objetiva de la putrefacción. Normalmente aparece en el abdomen, iniciándose por la fosa iliaca derecha. Al principio tiene una extensión reducida y su color es verde claro o ligeramente azulado, que se va haciendo mas intenso, al mismo tiempo que se extiende. También en los órganos internos puede comprobarse la coloración verde, principalmente en las vísceras abdominales (hígado).

La mancha verde aparece normalmente a las 24 o 40 horas de la muerte, pudiendo adelantarse o retrasarse según las condiciones ambientales. Normalmente de los 3 a 15 días la mancha verde se ha extendido a todo el vientre.

Se sabe que la mancha verde es producida por la acción del acido sulfhídrico, producido por la putrefacción de los tejidos, sobre la hemoglobina sanguínea en presencia de oxigeno del aire; en esta reacción se produce sulfahemoglobina, de color verdoso en presencia de aire.

En la superficie cutánea del cadáver se suceden, después de la formación de la mancha verde, una serie de fenómenos. Entre ellos, y en orden cronológico:

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Transformación de la coloración verdosa o otra roja negruzca Los vasos superficiales se dibujan en la superficie cutánea en un color verdoso La epidermis se arruga en ciertos sitios, desprendiéndose posteriormente con facilidad, es lo que se denomina desprendimiento dermoepidérmico.

La dermis y tejido celular presentan primero el periodo de enfisema putrefactivo.

4.2 FASE DE FORMACION DE GASES O ENFISEMATOSA Las bacterias intestinales, luego de producida la muerte, invaden los tejidos y participan de su degradación. Acompañando a este proceso se produce la formación de gas (sulfuro de hidrogeno, amoniaco, etc) que es denominado como enfisema post mortem y se caracteriza por la formación de ampollas de gas en la superficie de las membranas mucosas y en la serosa del tracto digestivo, dando una apariencia sucia, irregular y de color grisáceo.

La fermentación del rumen y retículo continúa después de la muerte, especialmente cuando el tiempo es caluroso y el animal ha comido alimentos muy fermentecibles antes de morir. Como el gas que se produce ya no puede ser eliminado, provoca un timpanismo post mortem que ha de ser diferenciado del verdadero timpanismo. A su vez como consecuencia de esta acumulación de gas puede producirse roturas o desplazamiento del tracto gastrointestinal.

En rumiantes la profunda distensión causa frecuentes roturas de diafragma y músculos de la región inguinal, esto se puede diferenciar si hubiera sido antemortem ya que esto último estaría acompañada de un proceso inflamatorio en el punto de rotura, y la ingesta se encontraría en cavidad peritoneal, provocando un proceso de peritonitis generalizada

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A nivel intestinal existe una extensa distensión post mortem por gas (foto nº 11)

Foto nº 11: FASE DE FORMACION DE GASES O ENFISEMATOSA A NIVEL INTESTINAL

El timpanismo post mortem, especialmente del ciego y colon de los caballos, produce timpanismo de la cavidad abdominal, empujando hacia delante al diafragma, el que se puede romper con facilidad como también lo puede hacer la pared abdominal, si el caballo fue cuereado.

Las bacterias anaeróbicas que llegan al hígado durante la agonía, o después de la muerte, producen burbujas de gas en las venas, pero también en el parénquima hepático y estas pueden ser tantas que el órgano se parece a una esponja (hígado esponjoso).

Si antes de la muerte ha existido un periodo de agonía con invasión de bacterias, especialmente saprofitas, lo que se conoce como sapremia, estas bacterias van a colonizar el

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miocardio y producir gas, dándole un aspecto esponjoso. Si esto se produce en el sistema respiratorio se puede observar enfisema intersticial de putrefacción.

4.3 FASE PÚTRIDA La putrefacción consiste en un proceso de fermentación pútrida de origen bacteriano.

Los gérmenes responsables de la putrefacción pueden proceder directamente del exterior a través de la boca, nariz y órganos respiratorios. Pero el papel principal es desempeñado por los gérmenes existentes en el tracto intestinal, cuya flora es relativamente fija. La putrefacción se inicia por la acción de las bacterias aeróbicas (principalmente del genero Bacillus, Proteus y E. coli), a continuación se desarrollan ciertos gérmenes aerobios facultativos que acaban de consumir el oxigeno, permitiendo el desarrollo de gérmenes anaeróbicos.

La consistencia blanda puede ser debida en parte a la acción de las enzimas tisulares autolíticas, y en parte a las enzimas proteolíticas de las bacterias saprofitas que causan la putrefacción. Estas bacterias pasan a sangre desde el intestino y provocan la descomposición de los órganos parenquimatosos como el hígado, pulmón, etc. El resultado es la trasformación de los tejidos en blandos y licuados. La suma de los cambios ocurridos, incluidos la autolisis y putrefacción, es lo que comúnmente se denomina descomposición post mortem (foto nº 12).

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Foto nº 12: FASE PÚTRIDA

En la fase pútrida aparece una grasa adipocira, o grasa cadavérica,, que provoca que las grasas se conviertan en glicerina y ácidos grasos; formándose jabones con calcio, potasio y sales. Aparece entre los tres y seis meses post mortem y se completa a los dieciocho a veinte meses. En si es la transformación jabonosa de la grasa subcutánea y el cadáver adquiere una coloración blanco amarillenta de consistencia pastosa y olor rancio.

4.4 FASE DE REDUCCION CADAVERICA Es el proceso de licuación de los tejidos, formándose así una masa denominada putrílago. La formación de este proceso que es normalmente de 2 a 3 años, depende de las condiciones ambientales (calor, humedad, etc), del tipo de suelo donde se encuentra el cadáver,

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el padecimiento de enfermedades infecciosas anteriores a la muerte, etc. De una forma u otra, al cabo de 4 a 4 años ya solo quedaran los huesos.

El tipo de superficie donde se encuentra el cadáver es un factor condicionante de la reducción cadavérica. Para establecer una comparación entre distintas superficies, y a igualdad de condiciones de temperatura, una semana de putrefacción al aire equivale a 2 semanas en agua y a 8 semanas enterrado (foto nº 13)

Foto nº 13: FASE DE REDUCCION CADAVERICA

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4.5 CONSERVACIÓN CADAVÉRICA En ciertas ocasiones el proceso de putrefacción suele verse modificado, provocando que se acelere el proceso o que en caso contrario se detenga; en este último caso es cuando aparecen los fenómenos de conservación cadavérica.

Existen distintos tipos de conservación cadavérica: Momificación (1 a 12 meses) es la desecación del cadáver por evaporación del agua de sus tejidos. La totalidad del cuerpo disminuye de volumen, pierde peso, se hace tieso y quebradizo. Las condiciones necesarias para que se produzca la momificación son temperatura elevada, aire seco y renovable y suelos porosos.

Saponificación o Adipocira: es la transformación del tejido graso en jabones por la acción de los álcalis que se producen en la descomposición de las albúminas del organismo.” Se produce en medios húmedos, así como en aguas estancadas con poca corriente (poco O2). No es un proceso de conservación completo y los cadáveres acaban por destruirse. No se encuentra antes de los 3 o 4 meses y no se completa hasta permanecer 1 o más años en agua o ambiente húmedo.

5. ENTOMOLOGIA FORENSE La entomología forense es la disciplina encargada del estudio de los insectos y artrópodos que se encuentran en los cadáveres con el propósito de proporcionar información útil en las investigaciones policiales y/o judiciales, siendo la aportación más importante la estimación del intervalo postmortem. El intervalo post mortem se estima según: o Las especies de artropodos presentes o Su etapa de desarrollo

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Los restos cadavéricos en descomposición constituyen un micro hábitat temporal, al ofrecer una fuente de alimentación a una amplia variedad de organismos, desde bacterias y hongos hasta los vertebrados carroñeros.

Resulta de gran ayuda, a la hora de determinar la antigüedad de un cadáver, poseer un conocimiento lo mas ampliamente posible sobre las distintas familias de insectos que intervienen en el proceso de desaparición del cadáver, ya que aunque las principales causas de descomposición del cadáver son sus propias enzimas y la actuación de las bacterias aeróbicas, estos insectos cumplen una función de aprovechamiento de restos que los anteriores no son capaces de realizar. Un profundo conocimiento de su ciclo biológico, latitud geográfica donde viven, climatología que permite su desarrollo, etc, permitirá obtener datos muy valiosos a la hora de encontrarlos o no en un cadáver.

Los distintos géneros de insectos necrófagos abordaran el cadáver en función del grado de putrefacción de este, ya que existen diferencias en cuanto a la atracción que este ejerce sobre ellos en función del olor característico en cada momento de la fermentación. Es por esto que se agrupo a estos insectos en 8 cuadrillas basadas en el momento de la putrefacción en la que se encuentren sobre el cadáver.

La 1er cuadrilla queda constituida por insectos que se sienten atraídos por el cadáver fresco. Estos insectos, principalmente dípteros, suelen mantenerse en el cadáver hasta pasados 2-3 meses después de la muerte.

Bajo el mismo intervalo, aunque de aparición más tardía, se encuentran los de la 2da cuadrilla constituida por dípteros de otros géneros. También son atraídos por el cadáver fresco, pero precisan que la primera cuadrilla intervenga antes para acceder al interior del cadáver.

Entre el tercer y cuarto mes después de la muerte aparecen los insectos integrantes de la 3er cuadrilla, atraídos fundamentalmente por el proceso de fermentación de las grasas. La fermentación butírica es la responsable de que aparezcan coleópteros, manteniéndose en condiciones normales hasta el sexto mes.

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Con la fermentación caseica o albuminoidea aparecen los insectos de la 4ta cuadrilla los cuales aparecen aproximadamente al cuarto mes y se mantienen hasta pasado el octavo mes.

También en este periodo aparecen los insectos necrófagos de la 5ta cuadrilla, atraídos por la fermentación amoniacal, formados principalmente por dípteros y coleópteros que convierten al cadáver en una papilla negruzca liquida o semiliquida.

A partir del sexto mes ya empieza a aparecer en el cadáver integrantes de la 6ta cuadrilla, cuya misión es absorber todo el liquido que no ha sido consumido por las anteriores.

Esta compuesta principalmente por ácaros los cuales producen la desecación y momificación del cadáver.

Fruto de esta momificación es que aparece la 7ma cuadrilla, constituida por insectos necrófagos (principalmente coleópteros y lepidópteros) cuyas características les permiten atacar estos restos a la vez que roen cualquier tejido existente.

Por ultimo nos queda la 8va cuadrilla, responsable de la desaparición de los restos, quedando únicamente su estructura esquelética.

El estudio de la entomología cadavérica constituye una de las variables fundamentales para la determinación de la edad de un cadáver antiguo.

Figura: entomología cadavérica. Insectos involucrados en la eliminación del cadáver

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6. DETERMINACION DEL MOMENTO DE MUERTE Obtener un conocimiento preciso del momento en que se produjo la muerte es una tarea dif铆cil, ya que son muchos los factores que intervienen y que deben tenerse en cuenta para realizar dicha afirmaci贸n.

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A los cadáveres se los puede clasificar en dos grandes grupos, según el tiempo transcurrido, en: Cadáver reciente: aquel en el que todavía no se evidencian signos de putrefacción Cadáver antiguo: aquel que se encuentra en fase de putrefacción, pero sin llegar aun a la fase de periodo esquelético.

REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS

• Tratado de medicina legal y toxicológica. Gisbert Calabuig. Sexta Edición. Elsevier España 2005. 1394 paginas • Diferenciación entre cambios ante y post mortem. Jorge Ruager. Gaceta Veterinaria • Jubb, Kenedy and Palmer. Pathology of domestic animals. 3 volume. 5th edition. 2008 • Postmortem changes and time of death. Department of Forensic Medicine, University of Dundee • Frecuencia y distribución temporal de moscas cadavéricas (diptera) en la ciudad de Buenos Aires. Adriana Oliva. Rev. Mus. Argentino. Ciencs. Nat., n.s 9(1):5-14,2007

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CASOS CLINICOS Vet. García, Jorge Pablo Especialista en Sanidad Animal – INTA Balcarce Ayudante de primera en Clínica Medica de Grandes Animales - UNCPBA Responsable del Servicio Veterinario de la FCV de Tandil

Introducción DIAGNÓSTICO según la definición de Webster New Collegiate Dictionary, es el arte o acto de identificar una enfermedad desde los signos y síntomas. El uso de la palabra arte y no ciencia en esta definición es intencional, ya que diagnóstico esta lejos de ser una ciencia. El arte del diagnóstico requiere dos procesos mentales. El primero es la acumulación de la información, (desde la anamnesis hasta la toma de muestras) y el segundo es el razonamiento de la información y uso del criterio para interpretar esos resultados.

Empezar con esta definición me parece importante, para que el veterinario clínico tome conciencia y sepa actuar, cuando se enfrente a un problema sanitario ya sea que involucre la muerte de animales o no. A continuación se describirán y analizaran algunos casos provenientes del Servicio de Diagnostico de la FCV de Tandil e INTA Balcarce, en los cuales se sugiere al lector, pensar los posibles diagnósticos diferenciales y muestras a tomar para confirmar los mismos.

CASO CLINICO Nº 1 Se trata de un establecimiento en Olavaria de 280 Has. y 300 vacas de tambo, de las cuales 195 se encuentran en ordeñe al momento de la visita. Las mismas producen en promedio 15 litros/ animal/día. Se realiza doble servio estacionado (otoño y primavera) mediante la utilización IA y repaso con toros.

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Los animales son libres de brucelosis y tuberculosis, se aplican las vacunas de brucelosis, aftosa y enfermedades clostridiales.

En cuanto a la nutrición, por la mañana pastorearon una pastura vieja y sobre la banquina de la ruta, por la tarde se las traslado a un potrero con sorgo forrajero en parcelas, sin fertilizar y que se había helado en Noviembre pasado. También durante el ordeñe se le administraba alimento balanceado a razón de 4.5 Kg/animal/día, grano de cebada 2 Kg/animal/día y sorgo cortado (2 Has. por día). · PROBLEMA En la visita del 31/12/08 hubo un lote de 48 vacas sobre una pastura y que se encerraron para inseminar. Se largaron por la tarde con el resto de las vacas a un sorgo, que se había empezado a consumir con el resto de las vacas desde navidad. A la mañana siguiente se encontraron 17 vacas muertas, de las 48 que habían estado encerradas, que no habían tenido contacto previo con el sorgo, algunas de ellas estaban hinchadas y se le inserto un trocar. Este sorgo había sido sembrado en Noviembre y por su poco desarrollo y el ataque de la langosta se había decidido pastorearlo.

El 13 de Enero se realiza una segunda visita no registrándose nuevos casos, ese día y ante la falta recursos forrajeros se cortó un sorgo silero, el cual había sido sembrado a principios de Noviembre y el lote venia de una rotación, también con sorgo. Hasta ese momento no se había pastoreado el mismo, el corte fue realizado a las 7 PM y puesto en los comederos a las 10 PM mezclado con cebada. El 11 de Enero había caído una lluvia.

A la mañana siguiente se encontraron 97 vacas muertas, 3 caídas y 5 deambulando con trastornos locomotores, algunas recibieron tratamiento anticiánico, recuperándose los animales caídos.

Se procedió a tomar muestras de pasto de los lotes problemas.

Informe de Toxicología Todas las muestras dieron positivas a la determinación cualitativa de nitratos y también a la determinación de glucósidos cianogénicos.

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Algunas plantas acumuladoras de nitratos son las siguientes: § Remolacha Azucarera § Rye grass tamma § Avena § Rye grass Perenne § Maiz § Soja § Alfalfa § Trigo § Sorgo § Trébol Blanco PATOGENIA En rumiantes el nitrato es normalmente convertido a amoniaco e hidroxialamina en el rumen, sobre ciertos niveles de concentración de nitrato la tasa de conversión de nitrito a amoniaco es limitada y se produce la acumulación de nitritos.

El nitrito absorbido oxida la hemoglobina sanguínea a metahemoglobina, la cual es incapaz de trasportar oxigeno. Si este proceso es lo suficientemente fuerte los animales pueden morir por anoxia. Los signos clínicos aparecen cuando el 20 % de la hemoglobina es convertida a metahemoglobina y la muerte ocurre cuando este nivel alcanza el 80 % de metahemoglobina.

Los nitritos son también vasodilatadores y pueden contribuir así a la anoxia tisular por falla de la circulatoria periférica.

Una vaca puede consumir una cantidad toxica de planta en una hora. Es importante tener en cuenta que si existe una adecuada disponibilidad de carbohidratos que ayuden a la actividad ruminal, el riesgo es menor. También los animales jóvenes son más susceptibles que los adultos.

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Diagnostico Presuntivo: Intoxicación con Nitratos

COMENTARIOS En este caso no es posible confirmar el diagnostico por no haberse realizado necropsias que permitan descartar otras etiologías.

La muerte de las 97 vacas, las cuales consumieron el sorgo picado, posiblemente se deba a la alta concentración de nitratos, ya que el ácido cianhídrico se volatiliza luego de cortar la planta.

Intoxicación con Nitratos Entre las especies afectadas se encuentran el ganado ovino, bovino, cervatidos, caprino porcino y ocasionalmente felinos y caninos. Los cerdos se encuentran entre los más susceptibles y las ovejas son más resistentes que las vacas.

La mayor concentración de nitrato se encuentra en los tallos y las plantas que producen intoxicaciones se encuentran en suelos bien fertilizados. Las condiciones que normalmente llevan a casos de intoxicación son crecimiento activo de las plantas luego de lluvia o condiciones de sequía. El nitrato tiende a acumularse en y cerca de las raíces de las plantas durante la sequía y estos son llevados hacia las partes superiores de la misma en forma rápida luego del aporte de agua.

También la ausencia o reducción de luz tiende a favorecer la acumulación de nitrato mientras que en los días luminosos las reductasas de las plantas convierten el nitrato acumulado en aminoácidos y proteínas.

Otros factores relevantes en la intoxicación, son alto consumo de plantas, altos niveles de carbohidratos en la dieta, tratamiento de herbicidas sobre las pasturas y deficiencia de S y Mo.

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La intoxicación aguda por nitrato ocurre cuando el forraje contiene niveles mayores de 10.000 mg/kg o 1 % de nitrato en la materia seca. El agua conteniendo 0.15 % de nitrato es potencialmente toxica y ambas fuentes deben tenerse en cuenta en los casos problemas.

Dosis letales de nitratos por especie: Mg/Kg de peso Vivo Bovinos Ovinos

330-616 308

SIGNOS CLINICOS Cuando los nitritos son ingeridos preformados el efecto es rápido, cuando ocurre la conversión de nitratos a nitritos en el rumen existe un retardo de unas pocas horas antes de la aparición de los signos clínicos, en bovinos usualmente este tiempo es de unas 5 horas.

Pueden existir muertes súbitas sin animales con signos y los animales preñados pueden abortar sus fetos.

Se pueden resumir en tres presentaciones: Disturbios gastrointestinales: Salivación Dolor abdominal Diarrea Desordenes de oxigenación: Disnea – aumento de FR y FC. Cyanosis (mucosas marrones y/o pálidas)

Anoxia cerebral: Ataxia Temblores musculares

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Debilidad e incoordinación Convulsiones CONFIRMACION DIAGNOSTICA El único hallazgo postmorten especifico es la sangre que toma un color marrón y de aspecto aguachento, luego de la muerte existe un retorno gradual del color de la sangre hacia el rojo debido a la formación de un pigmento a base de oxido nítrico de la hemoglobina y por una reducción de la metahemoglobina a la oxihemoglobina, así la ausencia de sangre marrón no excluye el diagnostico de una intoxicación por nitratos.

Las muestras a tomar son orina, sangre, contenido ruminal, y al menos 2 Kg de material verde.

Para la demostración de metahemoglobina o nitritos en sangre la muestra debe tomarse cuando están los signos clínicos o dentro de las 2 horas de muerte y mantenerlas a 4 grados centígrados con un envió y procesamiento rápido.

La identificación de nitratos o nitritos puede realizarse mediante el método de difelinamina, la cual es muy sensible pudiendo dar resultados falsos positivos.

Humor acuoso también puede ser utilizado, el cual puede ser tomado hasta 60 horas después de ocurrida la muerte.

DIAGNOSTICOS DIFERENCIALES Aunque raro, intoxicación por Cu. TRATAMIENTO Y PREVENSION Remover los animales lo antes posible del potrero problema.

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El antídoto especifico para convertir la metahemoglobina en oxihemoglobina es el azul de metileno endovenoso a razón de 1 -2 mg/Kg de peso vivo de una solución al 2 % (1 -2 gr/100 ml).

El azul de metileno es rápidamente excretado vía urinaria.

CASO CLINICO Nº 2 · ANTECEDENTES Se trata de un campo de 200 Has, de explotación mixta, el cual posee en un lote de 270 vaquillonas de 15 meses.

Con respecto al plan sanitario se aplico una dosis de la vacuna triple en marzo del 2007 y se realizo desparasitaciones con ivermectina, la última dosis fue hace 1 mes.

Las mismas se encuentran pastoreando una avena granada, en parcelas con alambre eléctrico, Además reciben balanceado ad limitum en silo de chapa autoconsumo, desde el día 2 de Julio.

El camión de balanceado en cada arribo, lleno primero los silos autoconsumo y el resto se acumulo en otro silo grande del campo llamado silo de reserva.

A partir del jueves 11 de Octubre, se administro el balanceado del silo reserva con unos 20 días de almacenamiento, este fue repartido en 2 autoconsumo machos y hembras, no habiendo problemas en el lote de machos. · PROBLEMA El Martes 16/10 se encontraron 6 animales muertos cerca del bebedero y un animal en decúbito con estado depresivo, al cual se le aplico una dosis de oxitetraciclina, hepatoprotector y un antihistaminico.

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Se observa un animal muerto (circulo blanco) y animal con reticencia a moverse.

También se observo 2 animales mas con diarrea con sangre y signos de cólico, los cuales fueron tratados sulfas. En este día se suspendió la administración de balanceado.

El miércoles 17/10 se encuentran muertos los 2 animales con signos, junto a otro animal.

El jueves 18/10 aparece un lote de unos 20 animales con aspecto depresivo, caminar lento, se trato de cambiarlos a otro potrero y en el intento quedaron varios animales en el camino, de los cuales mueren 3 ese día.

En la siguiente semana, mueren a razón de 6 animales por día, legando a 45 animales muertos aproximadamente.

Durante la recorrida se observaron al menos 5 animales con reticencia a moverse con cuello estirado y taquipnea.

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INFORME DE NECROPSIA Vaquillona Hereford Se trata de una vaquillona con 5 horas de muerta y estado de putrefacción 0.

Se observo colecta de líquido amarillo ámbar en cavidad abdominal.

El hígado de aspecto congestivo.

En corazón se aprecio un moteado en epicardio y miocardio.

Los pulmones presentaron un color rojo oscuro de aspecto marmóreo, con los septos interlobulares bien delimitados.

Se observa una coloración roja intensa en la región ventral de los pulmones, la cual presento un aumento de consistencia al tacto, sugestivo de neumonía.

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Vaquillona Colorada Estado nutricional muy bueno, con 4 horas de muerta aproximadamente y grado de putrefacción 1.

El linfonódulo preescapular mostró la medula de color rojo oscuro y levemente aumentado de tamaño. El linfonódulo poplíteo sin lesión aparente (SLA).

En cavidad abdominal se aprecio un área de unos 20 cm. de diámetro de edema gelatinoso amarillo claro que resumio liquido al corte. Los intestinos se encontraron sin contenido. Lengua y esófago SLA.

En la parte ventral de la cavidad toráxica note el edema amarillento y en la cavidad abdominal se aprecia edema gelatinoso amarillo alrededor del duodeno (flecha).

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La mucosa del yeyuno presento un color bordo de aspecto congestivo. La mucosa del rumen autolítica. La mucosa del abomaso presento un moteado rojo en la totalidad de la misma.

El hígado a la presión manual resumió gran cantidad de sangre del parénquima.

Bazo y riñones SLA. Liquido pericardico de aspecto y cantidad normal. Se observo una coloración bordo en la totalidad del epicardio, la pared del miocardio con un moteado claro.

En la cavidad toráxica se observo la presencia de abundante líquido amarillo ámbar.

El pulmón mostró un color rojo brillante de aspecto marmóreo en el 50 % de la parte ventral del mismo. La región con coloración mostró consistencia firme al tacto. Traquea SLA. Vaquillona Negra Estado nutricional bueno, con unas 3 horas de muerta y grado de putrefacción 0.

Los linfonódulos preescapular y poplíteo SLA. A la apertura de la cavidad abdominal se observo alrededor del duodeno edema amarillo gelatinoso de consistencia elástica, que al corte resumió líquido.

La mucosa del yeyuno presento un color bordo. Lengua y esófago SLA. La mucosa del abomaso presento un color bordo, con aspecto moteado y áreas claras en la totalidad de la mucosa. La mucosa del ciego se observo congestiva y el rumen SLA. En el hígado se aprecio un puntillado rojo oscuro en 100 % del parénquima del órgano.

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Aspecto macroscópico del hígado con necrosis centrolobulillar.

El bazo tenía un aspecto congestivo.

Riñones y corazón SLA aunque el liquido pericardico estaba en una cantidad por encima de lo normal.

En la cavidad toráxica se observo gran cantidad de liquido amarillo ámbar, unos 4 litros aproximadamente, que luego de unos minuto de retirada la parrilla costal, el mismo coaguló formando una masa gelatinosa.

El pulmón derecho presento un color rosado pálido con áreas de color bordo claro, en el lóbulo accesorio de unos 12 cm. de diámetro.

Sistema nervioso central SLA.

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INFORME DE BACTERIOLOGIA De las muestras de pulmón sembradas de las vaquillonas Hereford y Colorada se aisló Escherichia Coli y Streptococcus sp.

INFORME DE HISTOPATOLOGÍA Vaquillona Hereford El pulmón presento engrosamiento de los septos pulmonares, con intensa congestión y hemorragia. Edema leve de los alvéolos.

En el hígado se observo congestión de vasos portales, con infiltrado leve de macrófagos.

En la zonas centrolobulillares abundante cantidad de detritus celulares y hemorragia hepática moderada.

Corte de hígado (4 X) en donde se observa la hemorragia y necrosis alrededor de las venas centrales del lobulillo (Circulo blanco) y el tejido normal entre medio.

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En corazón moderada cantidad de miositos con degeneración y ruptura de fibras con desorganización tisular. Vasculitis importante a base de mononucleares.

Vaquillona Colorada Los vasos de la corteza renal presentaron un infiltrado a base de neutrófilos y eosinófilos.

Moderado grado de autólisis. Marcada congestión y presencia de pigmentos refringentes.

Aumento del espacio de la cápsula en los glomérulos renales, sin infiltrado inflamatorio.

El pulmón presento engrosamiento del tejido intersticial pulmonar, con algunos eosinófilos y hemorragia severa. Congestión severa e infiltrado inflamatorio a base de polimorfonucleares y macrófagos. Abundante e importante hemorragia intraalveolar a base de polimorfonucleares.

Corte de pulmón en donde se observa una gran área a la izquierda de los grandes vasos con neumonía y consolidación.

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En el hígado se observo múltiples focos de necrosis centrolobulillar, con desorganización y degeneración celular.

El corazón presento intenso infiltrado inflamatorio en el pericardio. Extensas áreas de degeneración celular e infiltrado multifocal mononuclear del miocardio.

Vaquillona Negra En corazón se aprecio degeneración celular con múltiples zonas de infiltrado mononuclear severo y áreas de desorganización tisular.

Corte de corazón mostrando el infiltrado mononuclear de tipo focal.

El pulmón mostró engrosamiento de los septos en la totalidad del corte.

En el hígado se observo necrosis y hemorragia centrolobulillar severa.

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Diagnostico Histopatológico: Neumonía intersticial.

Pericarditis y degeneración de miocardio.

Necrosis centrolobulillar hepática.

Diagnostico presuntivo: La signos clínicos junto con los hallazgos de necropsia y las lesiones histopatológicas son compatibles con intoxicación por monenzina.

COMENTARIOS Las bacterias asiladas de los pulmones no son causa de lesiones cardiacas así como tampoco hepáticas, así ellas podrían haber proliferado luego de que otros factores predisponentes hallan actuado, como por ejemplo una falla cardiaca con alteración de la circulación pulmonar.

La dosis toxica de monenzina para ganado vacuno varia entre 20 y 80 mg/Kg. Los signos clínicos en bovinos son anorexia, depresión, debilidad disnea y diarrea, algunas veces los animales aparentan recuperarse solamente para desarrollar falla cardiaca y muerte, especialmente si los animales son forzados a moverse o debido a stress calórico. En la intoxicación subaguda la función cardiaca es reducida, produciéndose falla cardiaca.

INTOXICACIÓN POR IONOFOROS Estas sustancias son utilizadas como promotores del crecimiento o coccidiostaticos, entre ellos encontramos al lasalocid, monenzina, narasin y salinomicina.

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LD50 de Monenzina Equinos Ovinos Cerdos Caninos Bovinos Caprinos Aves

1 -2 mg/Kg 12 mg/Kg 17 mg/Kg 20 mg/Kg 20 – 80 mg/Kg 26 mg/Kg > 200 mg/Kg

La alimentación accidental de bovinos conteniendo ionoforos es la causa principal de esta intoxicación.

PATOGENIA Estos interactúan con los mecanismos carrier que regulan el transporte de K a través de la membrana mitocondrial.

En mamíferos los ionoforos se unen preferentemente a cationes monovalentes como Na o Ca. Esto produce una concentración celular alta de Na y perdida de K con alcalosis intracelular, también alteran el transporte de Ca cambiando el Na del intercambio de Na-Ca del transportador de membrana, llevando a una acumulación de Ca dentro de la célula y la mitocondria, causando la muerte celular.

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Membrana Celular Entrada de Ca y Salida de K Cambios de Ph Aumento neto de La entrada de Ca Entrada de Ca A la mitocondria Cambios de Ph en la Mitocondria Falta de energía El Ca no es posible Bombearlo fuera de la célula Necrosis Muscular

SIGNOS CLINICOS En bovinos los signos agudos de intoxicación llevan a anorexia unas 24 – 36 hs.

Postingestion, depresión, debilidad, ataxia, disnea y diarrea. Algunas veces los animales

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parecen recuperarse solo para desarrollar una falla cardiaca y muerte en los animales que son exigidos a moverse.

En la intoxicación subaguda es más predominante la falla cardiaca congestiva.

NECROPSIA E HISTOPATOLOGIA En bovinos se puede observar hidrotorax, ascitis, edema pulmonar y rumenitis moderada. Los cambios histológicos incluyen necrosis muscular multifocal, necrosis hepática multifocal de tipo centrolobulillar y neumonía intersticial supurativa.

DIAGNOSTICO DIFERENCIAL Intoxicación por Gosipol (semilla de algodón) TRATAMIENTO No existe un tratamiento específico, solo una terapia de apoyo.

CASO CLINICO Nº 3 · ANTECEDENTES Se trata de una explotación de invernada y cría de 2300 Ha, de las cuales 1700 ha se dedican a la ganadería.

Existen 700 Ha de pastura de 3 años de edad y 120 Ha implantadas implantadas este año, 200 Ha de avena y el resto de campo natural en donde en los bajos se siembra Rye Grass Tamma, las pasturas están compuestas de Alfalfa, Cebadilla, Festuca, Trébol y Lotus.

Desde aproximadamente fines de Junio se administra silo de grano húmedo y un núcleo proteico de fabricación local, el cual fue suspendido su suministro alrededor del 17/9. Este núcleo contiene Bicarbonato de Na – Pellet de soja – Afrechillo – conchilla – óxido de mg – sal – rumensin – urea.

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Con respecto al manejo sanitario se desparasita cada 60 – 90 días con ivermectina al 1 %, aftosa, la vacuna Triple se aplica a los terneros al pie de la madre 2 dosis con un intervalo de 1 mes y medio aprox. y cuando llegan a Las Gracias en Marzo se aplica la tercera dosis, carbunclo se aplica en Noviembre a todas las categorías y Cu se administró el 1 de Septiembre.

El día 20 de Septiembre se encierran 550 vaquillonas y durante el día 21 Septiembre se eligen las 300 vaquillonas más grandes, el día 22 de Septiembre, el lote de 300 vaquillonas se pone en una avena y el resto de las vaquillonas va a un lote de pastura. Otra categoría existente en el campo es un lote de 500 novillos de 1 año de edad. · PROBLEMA Un mes y medio atrás se murieron 3 animales del lote de 300 vaquillonas que estubieron en la avena, los signos que vieron los recorredores fueron descriptos como de ceguera, miraban hacia arriba, marchaban en círculo, con posterior postración y muerte.

El día sábado 23/9 aparecen 3 animales más con la misma sinología 2 de los cuales son hembras y a 1 animal se le administra tilmicosina al 30 %.

A un animal del lote 5 de 300 novillos de 1 año de edad, el día sábado 23 del 9 se lo ve tambaleando, se le cruzaban las patas con temblores, el día domingo 24 del 9 por la mañana se lo arrima a la bebida volviendo solo al potrero no mostrando signos de ceguera, pero ese mismo día por la tarde se lo ve caído.

A la inspección realizada por los veterinarios de la FCV de Tandil, una de las vaquillonas se la encuentra muerta y a las otras 2 vaquillonas en el lote de la avena se las encuentra en decúbito costal sin posibilidad de levantarse con rechinamiento de dientes, apertura y cierre de parpados y los cuatro miembros rígidos con dirección craneal pero con flexión sin resistencia en la evaluación clínica.

Se realizó la necropsia de la vaquillona muerta y se procedió al sacrificio y necropsia de los 2 animales agonizantes, mientras se realizaba la tercera necropsia, los recorredores encuentran una vaquillona del lote de la pastura con sintomatología nerviosa, la cual es sangrada. Ambos animales murieron el día jueves siguiente. También se procedió al sangrado de 5 animales del mismo lote.

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El día 12 de Octubre aparecen 2 vaquillonas más con signos nerviosos, se recomienda la administración de tiamina 4 veces por día a razón de 10 mg/kg. y ver la recuperación de estos animales.

INFORME DE NECROPSIA Animal 1: T1 CH Se trata de un bovino hembra de 1 año de edad, raza AA con no más de 6 hs. de muerto.

La lengua se encontró depredada, una zona de erosión de 1 cm. de diámetro en la mucosa bucal.

Los linfonodulos preescapular y poplíteo se observaron edematosos con la médula de color bordo y corteza blanquecina de forma irregular, los linfonodulos mesentéricos de color gris oscuro.

En sistema digestivo se observo la presencia de material purulento en cavidad bucal. El pH del abomaso fue de 4 con algunas lesiones de ostertágia y del rumen fue de 6, sin lesiones aparentes (SLA).

El intestino delgado tenía apariencia engrosada y a la inspección de la serosa se apreciaban las placas de peyer, que no se presentaban hemorrágicas, sino con un tenue y pequeño puntilleado rojo, también sobre la mucosa existían extensas áreas de color rojo claro en forma de líneas de unos 3 mm. de espesor. La mucosa del ileon parecía engrosada.

Bazo y riñones SLA. En corazón se evidenciaron petequias en bolsa pericárdica y en la parte superior de ambos ventrículos.

También se detectaron petequias en glotis y primeros anillos de la traquea, pulmón derecho de color bordo, de textura normal al tacto (posible congestión hipostática) Animal 2: T2 H Se trata de un bovino hembra de 1 año de edad, raza Héreford la cual fue sacrificada.

Esófago, lengua y pre-estomagos SLA. Ganglios hepáticos aumentados de tamaño y la médula de color gris oscuro, el ganglio pre-escapular aumentado de tamaño 2 veces.

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El hígado, bazo y riñones y vejiga SLA. En corazón se observaron equimosis en endocardio en la parte superior del ventrículo Izquierdo.

Traquea y pulmones SLA. Animal 3: T3 00228 Se trata de un bovino hembra de 1 año de edad, raza AA la cual fue sacrificada.

Linfonódulos pre-escapulares, mesentéricos y hepáticos con coloración gris oscura de la médula.

Congestión leve del abomaso con lesiones de Ostertagia, el pH del mismo fue de 5 y del rumen 6.

El hígado, bazo, sistema urinario, circulatorio, respiratorio y músculo esquelético SLA. En cerebro una aparente zona de reblandecimiento en la región frontal de forma difusa.

INFORME HISTOPATOLOGIA Animal 1: T1 CH Se observa la presencia de zonas de necrosis en corteza cerebral con áreas de mucha vacuolización sin presencia de células de Gitters.

Animal 2: T2 H Presenta los mismos hallazgos que en el animal T1 CH, con zonas edematosas sin células inflamatorias y vasos congestivos.

Animal 3: T3 00228 Se Observaron algunas áreas de hemorragia y presencia de manguitos perivasculares leves, encefalitis mononuclear con vacuolización y hemorragia.

INFORME BIOQUIMICA

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Observaciones: El grado de hemólisis de las muestras fue: 0 Valor Normal en suero: 1.8 – 2.2 (mg/dl)

INFORME BACTERIOLOGIA Los resultados de los cultivos de las muestras de cerebro y líquido cefalorraquídeo de 2 bovinos, resultaron negativos en cuanto a la búsqueda de Histophilus spp.

INFORME VIROLOGIA Aislamiento e identificación viral: luego de 4 pasajes en cultivos celulares NO se observo efecto citopático. La posterior identificación viral por inmunoflorescencia de esos cultivos resulto NEGATIVA a Herpes Virus Bovino (HVB) y Virus de la Diarrea Viral Bovina (DVB).

Diagnostico presuntivo: Polioencefalomalasia

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COMENTARIOS Los hallazgos histopatológicos en este caso no coinciden con las lesiones producidas por HVB tipo 5, caracterizados por una meningoencefalitis no supurativa necrotizante, gliosis, malasia y macrófagos de tamaño aumentado con citoplasma vacuolado, denominadas células de Gitters, junto con los resultados negativos provenientes del laboratorio de Virología hacen poco probable que se trate de un caso de HVB tipo 5.

Tampoco se evidenciaron en el examen histopatológico lesiones compatibles con la acción de Listeria spp.

Respecto al análisis bioquímico, los valores de magnesio encontrados en los sueros de los animales muestreados, indican que no hay una disminución patológica de este mineral.

En los animales con signos nerviosos encontrados el día 12 de Octubre, se recomendo la administración de tiamina EV, 4 veces por día a razón de 10 mg/kg. y observar la evolución de los mismos. Realizar este tratamiento de manera correcta en tiempo y forma es de fundamental importancia para confirmar el diagnóstico por Polioencefalomalasia (PEM). De acuerdo a lo confirmado por el encargado del campo el día viernes 13, los animales con signos nerviosos aparecidos el día 12 de Octubre, respondieron favorablemente a la administración de tiamina.

Poliencefalomalacia (PEM) Es el termino utilizado para la descripción o emitir un diagnostico morfológico, referida a necrosis cerebrocortical.

Por muchos PEM a sido asociado a una deficiencia de tiamina principalmente por la presencia de tiaminazas en el rumen de los animales afectados y por que el tratamiento con tiamina mejora el cuadro clínico.

Altos niveles de SO4, por encima de 1000 ppm, disminuye los niveles de Cu debido a interfiere con su metabolismo.

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En los últimos años los casos de PEM diagnosticados han sido asociados a un alto consumo de sulfato y sulfito provenientes del alimento y del agua.

En el rumen el azufre y sulfato son de baja toxicidad, pero cuando se reduce por las bacterias a H2S (gas) el sulfito es altamente toxico, equivalente al cianuro, inhibiendo la citocromo P450.

Es importante que el nivel de azufre en la dieta no supere los 0.3 a 0.4 % de DM total.

El sulfato es detoxificado en el hígado, pero el gas sulfito del eructo parte va a pulmón y se absorbe yendo directamente al SNC. Con pH bajos en el rumen hay mayor producción de gas, por aumento de la partición de líquido a gas.

Es importante calcular de la dieta y el agua el % de S en materia seca, como referencia, 2500 ppm en el agua significa 0.6 % de S en MS. Ahora bien cuando los animales están enfermos dejan de comer y cambian su metabolismo ruminal, así disminuye la tasa total de reducción del sulfato.

La Kochia Scoparia (Morenita) tiene entre 1 y 1.5 % de S, lo cual es alto y se debería tener en cuenta en casos en donde se observen animales con signos nerviosos.

En el agua estancada los niveles de S aumentan de 200-800 a 2800 ppm de S por la evaporación. En un caso en colorado se producían los casos con el tiempo seco y crecimiento de Kochia.

Existen 2 tipos de bacterias: Asimilatorias: disminuyen el S a sulfato para producir proteína bacteriana, en forma rápida.

Disimilatorias: usan S para su respiración y así liberan sulfito toxico.

La acción de algunos metales bivalentes reducen la producción de H2S como por ejemplo el Cu, Zinc y Fe, pero no se puede controlar el problema con Cu debido a que este es un micromineral y por las grandes cantidades de S que se producen

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PATOGENIA La lesión principal parece ser el edema neuronal, el cual es causado por una disminución de ATP y una insuficiente actividad de la bomba Na/K. Posteriormente la inflamación dentro de la cavidad craneana lleva a una necrosis por presión.

Es importante recordar algunas características fisiológicas del cerebro, dentro de las cuales podemos encontrar que el cerebro utiliza entre el 20 y 30 % de la glucosa corporal y comparativamente con otros órganos tiene una pequeña capacidad relativa de almacenaje de glucogeno, solo para 10 min. de funcionamiento. En condiciones normales el fluido extracelular contiene aproximadamente 100 veces más de glucosa que oxigeno requerido para la glicólisis aeróbica. Por lo tanto la entrega y utilización de oxigeno es mucho mas limitante para la producción de ATP, que la disponibilidad de glucosa.

Factores que interfieren con la utilización de oxigeno (ej: H2S) provocan profundos efectos en la producción de ATP neuronal.

SIGNOS CLINICOS Existe dos manifestaciones Subaguda y aguda.

En la forma subaguda los signos pueden aparecer en horas o varios días y los animales se apartan del resto de los animales, están anoréxicos, hay temblores, aparente ceguera y pasos con hipermetría, ocasionalmente pueden mostrar excitación. También es posible observar presión con la cabeza, opistótono que es debido a la herniación del cerebelo, el cual también es el responsable movimientos involuntarios., estrabismo dorsomedial, rechinar de dientes, ptialismo.

A pesar de que el reflejo de amenaza esta alterado los animales normalmente tienen reflejo palpebral normal.

En la forma aguda los animales son encontrados en decúbito y en estado comatoso, los cuales presentan frecuentemente convulsiones tónico-clónicas. El pronóstico para estos

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animales es desfavorable y los animales supervivientes pueden permanecer con lesiones irreversibles a nivel nervioso, con anorexia crónica o ceguera En EEUU observaron que antes de la ceguera, los animales presentaban aliento a huevo podrido debido probablemente a la presencia de hidróxido de azufre y/o sulfato de hidrogeno en el rumen.

Los signos aparecen entre 20 y 30 días, de iniciado el problema metabólico a nivel cerebral.

La ceguera central es un signo clínico importante que virtualmente ocurre en el 100 % de los casos.

HALLAZGOS DE NECROPSIA Se observa tumefacción cerebral por el edema con achatamiento de las circunvoluciones cerebrales y hernia cerebelar a través del foramen magno.

La lesión en la corteza varía desde una pequeña alteración en la sustancia gris que toma un color marrón amarillento en etapas iniciales a una necrosis caracterizada por reblandecimiento (malasia) con licuefacción del tejido.

En las fases iniciales las lesiones son autoflorecentes y pueden ser observadas con luz ultravioleta. La histopatología revela necrosis neuronal de distribución laminar, edema perivascular y perineuronal tanto de la corteza como de la sustancia blanca con hipertrofia del endotelio vascular. Otro hallazgo es la proliferación vascular en SNC, puede ser como consecuencia de un proceso de reparación de la célula del endotelio vascular cerebral.

Con una evolución de 8 a 10 días hay necrosis licuefactiva, que termina con una remoción del tejido necrótico por macrófagos espumosos, conocidos como células de Gitter, estas lesiones también pueden ser encontradas en el cerebelo, tálamo, hipocampo y núcleo caudado.

DIAGNOSTICO El diagnostico postmorten definitivo depende de los hallazgos histopatológicos.

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El diagnostico presuntivo antemorten se basa en la historia y signos clínicos del caso y en la eliminación de los diagnósticos diferenciales mas comunes.

Es importante también la medición total de S de la dieta total (alimento y agua), concentración máxima tolerada de Cu no mas de 0.4 %.

Descartando intoxicación con plomo, sal y sulfatos es posible confirmar que se trata de deficiencia de tiamina. También la determinación de la actividad de la trasketolasa eritrocitaria sirve para evaluar los niveles de tiamina, esta técnica es sensible y especifica para la medición del status de tiamina. El valor normal de la misma se encuentra entre 0.301 y 2.9 mmol/hr/109.

Este test compara la actividad específica de las dos formas de la enzima, la activa (holoenzima) y la inactiva (apoenzima) luego de la adición de pirofosfato de tiamina al homogenato. Un gran incremento de la actividad específica de la transketolasa sugiere una deficiencia de tiamina.

DIAGNOSTICO DIFERENCIAL Debido a las características inespecíficas de las manifestaciones clínicas, PEM puede ser confundido con otras patologías.

Frecuentemente es temporalmente asociado a acidosis láctica que se desarrolla por el consumo excesivo de carbohidratos fermentecibles, estos animales muestran ataxia, materia fecal acuosa y el rumen lleno de líquido.

Plomo: La forma aguda, para diagnostico se necesita enviar riñón e hígado para su determinación.

Intoxicación Sal: Congelar cerebro para determinación de Cl Na. HVB-5 (solo terneros) Histophylus somni Forma nerviosa de coccidiosis (en 30 % de los casos) Listeria Rabia Enterotoxemia (solo terneros)

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La característica común a todos los diagnósticos anteriormente citados es la ceguera central.

TRATAMIENTO Al inicio de los signos clínicos los animales presentan una respuesta favorable a la administración de tiamina a razón de 10 mg/kg IM o SC y 0.2 mg/kg de dexametazona vía intramuscular, este tratamiento debe ser repito cada 4 horas hasta su recuperación.

Si los animales no mejoran luego de iniciado el tratamiento, el mismo debe continuarse por al menos 3 días, en algunos animales la recuperación toma tanto como 7 días.

La respuesta al tratamiento con tiamina no es confirmatorio de deficiencia de tiamina, ya que esta mejora el funcionamiento del tejido nervioso en forma inespecífica, mejorando el metabolismo energético del SNC. PREVENSION La suplementación con tiamina puede no prevenir casos de PEM. La mejor manera es manejando el consumo en dieta de animales susceptibles. Permitiendo un periodo de adaptación a las dietas con alta concentración de grano. Analizar de forma rutinaria el alimento y el agua para estimar en forma exacta el consumo de S. Recordar que los animales jóvenes son más susceptibles.

CASO CLINICO Nº 4 · ANTECEDENTES Se trata de un establecimiento dedicado a la explotación lechera, que cuenta con 700 hectáreas totales, de las cuales 250 Has. son dedicadas al tambo, de esta superficie el 80 % son de verdeos de Rye Grass Tamma.

En cuanto a la existencia ganadera cuenta con 490 vacas, aprox. unos 50 terneros y 250 vaquillonas de 1 -2 años de edad.

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En cuanto al aspecto nutricional a los terneros a partir de los 20 días hasta los 45 días se les administra ración MAMON, y desde los 45 días hasta los 60 días se les administra ración ARRANQUE de la misma marca.

Los terneros se desparasitan a los 45 días con Ivermectina. · PROBLEMA El día 14/5 se encuentra un animal de 13 días de vida con temblores, al que se lo trato ese día por la mañana con antibiótico y corticoides. Además aparece otro animal de 12 días de edad con la cabeza para atrás, este animal también recibió tratamiento antibiótico. La evolución del problema es de 24 horas según lo reportado por el encargado del establecimiento. El Servicio Dinvet de la FCV de Tandil visito el establecimiento el día 15/5 por la tarde realizando necropsia de los terneros afectados.

INFORME DE NECROPSIA Animal: 061 Se trata de una hembra, Holando Argentino, con 13 días de edad, estado nutricional regular, la cual fue sacrificada.

Las mucosas bucal, ocular y vaginal se encontraban pálidas. El animal mostró opacidad corneal del lado derecho, el cual coincide con laceraciones del mismo lado.

En el esófago se observo 2 manchas de color bordo de unos 4 cm. de largo por 3 cm. de ancho, en la parte superior del mismo. En el estomago se encontraron escasos coágulos de leche y una importante cantidad de barro, la mucosa sin lesión aparente.

El bazo de aspecto engrosado. En el polo caudal del riñón izquierdo se observo una mancha bordo clara de 4 cm. de largo.

La vejiga se encontró llena de orina, el análisis mediante tiras reactivas arrojo el siguiente resultado: Densidad: 1025 Ph: 5.5 Proteínas 30 mg/dl Glucosa: 300 mg/dl

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En el ventrículo izquierdo se encontró un área triangular de unos 4 cm. de largo por 2 cm. de ancho, de color claro.

En el sistema nervioso central se aprecio un aparente puntillado rojo fino en sustancia blanca.

Animal: 058 Se trata de una hembra, Holando Argentino, con 12 días de edad, estado nutricional regular a malo, la cual fue sacrificada.

Las mucosas bucal, ocular y vaginal se encontraban pálidas. El animal mostró opacidad corneal del lado derecho, el cual coincide con laceraciones del mismo lado.

Linfonodulos, esófago, bazo, riñones y pulmón sin lesión aparente.

El estomago y el intestino delgado y grueso se encontró sin contenido y congestión de los vasos mesentéricos.

En el hígado se observo el parénquima de color ocre suave.

La vejiga se encontró con orina y el análisis mediante tiras reactivas arrojo el siguiente resultado: Densidad: 1025 Ph: 6 Proteínas 100 mg/dl Glucosa: Normal En las articulaciones de los miembros posteriores se observo el líquido sinovial de aspecto hemorrágico. En la articulación femoro-tibio-rotuliana se encontró una masa de color blanco de unos 2.5 cm. de largo por 1.5 cm. de ancho apoyada sobre el cartílago articular la cual dicha superficie se presentaba hundida y de color rojo.

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La flecha trata de señalar la característica turbia del líquido sinovial.

Entre las circunvoluciones cerebrales se observo la presencia de líneas blancas de 1 mm. de ancho y al corte se aprecio una zona de color rojo claro en la región frontal.

INFORME BACTERIOLOGIA Se sembraron las muestras identificadas como Negrita (bilis, líquido sinovial, bazo, cerebro) y Blanquita (bilis, líquido cefalorraquídeo, bazo, cerebro y linfonódulo mesentérico) De todas las muestras se aísla en EMB y en Agar sangre (en pureza) un bacilo Gram negativo que de acuerdo a las pruebas bioquímicas fue tipificado como Escherichia coli.

Diagnostico Final: Septicemia por E. Coli

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COMENTARIOS La colibacilosis septicémica ataca a terneros de 2 semanas de edad. En una forma más crónica de la enfermedad la infección puede localizarse en áreas como las articulaciones y las meninges.

Para la ocurrencia de la enfermedad hay 2 factores determinantes el primero y mas importante es una falla en la transferencia pasiva de inmunoglobulinas calostrales, el segundo factor es la exposición del ternero a un serotipo invasor de E. Coli.

Las rutas potenciales de transmisión son a través de membranas mucosas de la cavidad nasal orofaringea, intestino y ombligo. El tiempo transcurrido entre la invasión y la aparición de los signos clínicos es de alrededor de 24 horas, el curso clínico de la septicemia es mas bien corto de 6 a 8 horas.

La transmisión se produce por contacto directo entre terneros o en forma indirecta cuando las secreciones nasales u orales de animales afectados contaminan los baldes de alimento, biberones o las manos del guachero.

Las lesiones encontradas en este caso en las articulaciones y meninges son descriptas en la bibliografía, como causa común en casos de septicemia.

El tratamiento fracasa con frecuencia debido a que los signos clínicos no se presentan hasta que la bacteriemia es significativa y la endotoxemia se ha desarrollado. Así los antibióticos deberían administrarse vía endovenosa.

Se recomienda realizar la prueba de glutaraldehído para medir que la transferencia pasiva de inmunoglobulinas (Ig) se ha llevado a cabo correctamente. Para la misma se requiere la separación del suero al cual se le adiciona glutaraldehído, si la concentración de Ig es mayor de 6 mg/ml se presenta coagulación del suero y si la concentración es menor de 4 mg/ml la prueba es negativa.

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SEPTICEMIA POR E. COLI Esta presentación afecta a terneros menores de 2 semanas de vida. Se manifiesta en forma aguda con depresión progresiva, colapso y diarrea. En una forma más crónica la infección puede localizarse en áreas como las articulaciones y las meninges.

CAUSAS PREDISPONENTES El determinante primario es una falla completa en la transferencia pasiva de inmunoglobulinas calostrales al ternero.

El segundo es la exposición del ternero a un serotipo invasor de E. coli.

Estudios de campo establecieron que aquellos terneros que luego de la ingestión de calostro adquieren menos de 5 mg de IG por ml de suero son susceptibles a desarrollar la enfermedad.

Las E. coli son habituales en el medio de los terneros recién nacidos, pero en comparación pocas tienen la habilidad para invadir y producir la forma septicémica de la enfermedad.

PATOGENIA Las rutas potenciales de invasión son a través de la membrana mucosas de la membrana nasal y orofaringea, el intestino y el ombligo. En las primeras horas de nacidos se observo que E. coli puede ser picnocitada a través del epitelio intestinal. Sin embargo, la colonización del intestino no es un prerrequisito para la invasión y es probable que las áreas nasales y orofaringea representen la ruta primaria.

Con cepas virulentas el tiempo trascurrido entre la invasión y los signos clínicos es alrededor de 24 hs.

La transmisión se produce por contacto directo entre terneros o en forma indirecta cuando las secreciones nasales u orales de animales afectados contaminan los utensilios cotidianos.

También en terneros criados en forma comunitaria, con frecuencia se lamen los ombligos unos a otros, pudiendo determinar la transmisión de la enfermedad

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Se conoce que en la fase de bacteriemia de la enfermedad, los terneros excretan organismos en las secreciones nasal, oral y en la orina, por un periodo considerable antes de que los signos clínicos se hagan presentes.

El animal infectado tiene la temperatura rectal dentro de los límites normales.

SIGNOS CLINICOS Al principio los terneros se muestran letárgicos, deprimidos y disminuye el deseo de succión.

Durante el desarrollo de endotoxémia se presentan con taquicardia, hipotermia moderada y miastemia. Pueden observarse petequias evidentes en las membranas mucosas orales y oculares, como resultado de la coagulación intravascular diseminada.

La diarrea se presenta en el estadio final de la enfermedad, pero la deshidratación no es un síntoma de esta forma septicémica, en la fase terminal se evidencia movimientos de los miembros y periodos de opistótonos.

En los casos de cursos clínicos más largos se producen poliartrítis y aumento de líquido sinovial, fácilmente detectable a nivel de las articulaciones del carpo y tarso.

También se puede presentar meningitis y uveítis.

Pero por la característica fulminante de esta presentación la patología clínica es de valor limitado.

HALLAZGOS DE NECROPSIA Hemorragias petequíales y equimóticas en serosas, superficies mucosas y ocasionalmente en el parénquima pulmonar.

En el examen bacteriológico, un cultivo puro de E. coli, puede ser aislado de todos los órganos, aunque es importante que las muestras sean tomadas antes de la apertura del tracto gastrointestinal, para evitar la posibilidad de contaminación.

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PREVENSION Se aconseja la desinfección adecuada del ombligo de los terneros, higiene de los utensilios y asegurar la toma de calostro.

La vacuna posee un valor limitado contra esta presentación.

CASO CLINICO Nº 5 · ANTECEDENTES Se trata de campo de 1000 Has. de producción mixta, de las cuales 720 Has. son destinadas a la ganadería.

El establecimiento cuenta con 634 vacunos en total, de los cuales 51 animales pertenecen a la categoría vaca, 330 son vaquillonas, 250 animales son novillitos y 3 toros.

Los bovinos rotan en pasturas de rye grass implantado en el 2006. El lote de vacas está en un potrero de 140 Has. En cuanto al manejo sanitario se aplico la vacuna triple durante los primeros días de febrero, la vacuna contra hemoglobinúria alrededor del 20 de febrero.

Desde el año 2005 que no se realiza la vacunación contra carbunclo.

Se realizo una desparasitación con triclabendazole en el mes de noviembre. · PROBLEMA Desde el mes de enero hasta la fecha se han muerto 12 vacas en total, todos animales pertenecientes a la categoría vaca.

En el potrero numero 2 se murieron 4 animales, en el potrero numero 6 otros 4 animales, también en el potrero 8 se encontraron muertas 2 animales mas y posteriormente aparecieron 2 vacas muertas mas.

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Se observan 2 de los animales muertos en el lote 2.

INFORME DE NECROPSIA Se realizo la necropsia de una vaca adulta de buen estado nutricional, con unas 7 horas de muerta y grado de putrefacción 1, la cual fue desollada y extraídas las paletas y cuartos para facilitar su traslado.

Los linfonodulos retromandibulares se observaron aumentados de tamaño y reactivos, junto con la presencia de un edema gelatinoso oscuro en la región ventral del cuello, que abarcaba unos 15 cm. de diámetro.

El esófago y la lengua no presentaban lesiones aparentes, el resto del tracto gastrointestinal se observo autolítico, aunque el omaso presento áreas de color rojo oscuras de forma irregular de unos 6-7 cm. de diámetro en la serosa del mismo.

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La foto pertenece a la necropsia de un bovino con más de 12 horas de muerto, en donde las asas intestinales de color violáceo oscuro corresponden a tinción hemoglobinica debido a la congestión hipostática, ya que esas vísceras estaban en la parte de la cavidad abdominal que contactaba el suelo (Circulo blanco).

En el hígado a pesar de la autólisis se observo una zona dura al tacto de unos 20 cm de diámetro, con coloración marrón oscura y matices negros.

El bazo estaba aumentado de tamaño unas 2 veces y media.

En el riñón izquierdo se observaron 2 manchas negras de unos 5-6 cm. de diámetro, junto con un puntillado negro distribuido por toda la superficie del órgano.

La orina fue de color negro.

El útero contenía un feto de unos 3 meses de gestación aproximadamente.

En el corazón se evidencio tinción hemoglobínica y el contenido del saco pericardico era de color negro.

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La traquea presento tinción con hemoglobina y el resto del orégano sin lesión aparente.

MUESTRAS OBTENIDAS Órganos en formol, improntas de bazo, hígado y tejido SC del cuello, así como también estos órganos se tomaron en bristeril para el laboratorio de bacteriología.

INFORME BACTERIOLOGIA En las improntas observadas de Bazo, Hígado y Tejido Subcutáneo, se observaron formas clostridiales.

No se obtuvo desarrollo bacteriano en aerofilia y microaerofilia en los cultivos de todas las muestras analizadas.

Diagnostico presuntivo: Hemoglobinúria Bacilar

COMENTARIOS Teniendo presentes las lesiones observadas en el animal necropsiado, la coloración oscura de la orina y el infarto hepático, hacen presumir un caso de hemoglobinúria bacilar.

A pesar de que no se pudo observar la presencia de larvas de Faciola hepática, las mismas pueden causar lesiones en el hígado al igual que Fusobacterium necrophorum, que actúan como factores predisponentes para la proliferación de bacterias anaerobias. También es importante destacar que en el ultimo tiempo se han registrados casos de faciolasis en el área de Arroyo los Huesos, por esta razón se recomienda la desparasitacion de los animales sobre todo en los lotes problemas. La droga efectiva contra formas adultas y larvarias de Faciola en el mercado es triclabendazole a razón de 10 ml/100Kg. sin embargo debido al costo del mismo se recomienda un análisis de materia fecal, en una proporción de la población, para confirmar que esta sea la causa predisponerte.

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La aplicación de triclabendazole no tiene poder residual por lo que es necesario varias aplicaciones.

Además se recomienda la vacunación contra Hemoglobinúria bacilar a todo animal mayor a 6 meses con revacunación anual.

Los animales con signos deberían ser tratados con penicilina o tetraciclinas a altas dosis.

Enterotoxémia El caso anterior fue como ejemplo de muerte súbita en el que algunas veces en la practica privada se diagnostican como enterotoxémia.

Enterotoxémia es una enfermedad de mayor importancia en el ovino y menos importante en bovino y caprino. La misma es producida por Cl perfringens tipo D, productor de la toxina epsilon. Esta bacteria no es un organismo común del suelo como lo es Cl perfringens tipo A, pero puede ser aislado de materia fecal de ovejas normales y menos frecuentemente de bovinos. La mayoría de los casos ocurren en animales alimentados con dietas con altos % de grano.

El Cl. Perfringens tipo D, es un habitante normal del rumen pero es destruido en el abomaso.

SIGNOS CLINICOS La muerte súbita de un animal bien alimentado y de rápido crecimiento es la presentación más común de enterotoxémia. La enfermedad puede desarrollarse tan rápido como de 30 a 90 minutos, los corderos afectados pueden presentar ataxia, opistotono, convulsiones, coma y muerte.

En el principio de la enfermedad los animales presentan hiperglucemia y finalmente mueren con glucosuria.

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Dosis subletales pueden producir daño cerebral y encefalomalasia simétrica focal en corderos, el diagnostico diferencial principal es PEM, ya que también pueden aparecer signos nerviosos como ataxia, ceguera, postración y convulsiones.

PATOGÉNIA En los animales alimentados en feedlots, los animales ingieren Cl. Perfringens tipo D, pero el ambiente ácido del abomaso y los movimientos peristalticos, lo mismo que bajas concentraciones de sustrato mantienen bajos el numero de organismos.

La sobrealimentación con grano, modifica este equilibrio suministrando sustrato rápidamente con la consiguiente proliferación de Cl. Perfringens tipo D, con la consiguiente elaboración de prototoxina, la ruptura de esta por proteasas digestivas activan la toxina.

La toxina epsilon aumenta la permeabilidad intestinal causando edema en varios órganos, principalmente pulmones, riñón y SNC (encefalomalasia simétrica focal), exceso de fluido pericardico, peritoneal y pleural con o sin fibrina.

La hiperglucemia y glucosuria son el resultado de una masiva liberación de glucógeno hepático causado por la toxina epsilon.

HALLAZGOS DE NECROPSIA Las lesiones varían pudiendo encontrar hemorragia en epicardio, serosas, timo y diafragma. El riñón pulposo solamente tiene valor diagnostico cuando se conoce exactamente el momento de la muerte.

Los pulmones se encuentran edematosos.

Las lesiones histológicas en el tálamo y sustancia blanca consisten en edema perivascular de tipo proteinaceo y en el pulmón el edema es intraalveolar e intersticial.

CONCLUSIONES No se han comprobado casos de enterotoxémia en ganado bovino adulto.

Los cambios alimenticios y/o sobrecarga de alimento son predisponentes para esta enfermedad en ovinos y caprinos.

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Revisar SNC en busca de encefalomalasia simétrica y focal por la acción de la toxina epsilon.

Descartar otras enfermedades infecciosas mucho más comunes que ocurren en el ganado bovino adulto.

Tomar muestras de los órganos para un análisis histopatológico completo.

La glucosuria no siempre esta presente.

DIAGNOSTICOS DIFERENCIALES Causas de muerte aguda y/o con signos neurológicos: Ántrax Hemoglobinúria bacilar Botulismo Mancha Leptospirósis Infección por Listéria Infección por E. coli PEM Pasteurelosis sistémica Tétano

Enterotoxémia neonatal en terneros El crecimiento clostridial se favorece e incrementa en los sitios de crianza de terneros mamones, con sus madres. La sobrealimentación o indigestión láctea produce una hipomotilidad intestinal, disminuyendo el flujo normal de sustancias toxicas fuera del sistema.

También cualquier lesión en el intestino predispone a cambios en la flora normal, que resulta en un sobrecrecimiento de bacterias anaeróbicas, por ejemplo Diarrea Viral Bovina.

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Necropsia y toma de muestras de abortos bovinos

Dra María Catena Área de Enfermedades Infecciosas Departamento Salud Animal y Medicina Preventiva Facultad de Ciencias Veterinarias - UNCPBA

Resumen

Los abortos bovinos son causa de elevadas pérdidas económicas en las explotaciones ganaderas de nuestro país y en todo el mundo. El veterinario clínico tiene la responsabilidad de llegar al diagnóstico, para frenar el brote de abortos y para implantar medidas de control. El diagnóstico es difícil puesto que además de causas infecciosas, pueden estar implicados otros factores de origen no infeccioso. Por ello, el envío de muestras al laboratorio para la confirmación de la etiología es importante a pesar del coste económico que ello supone. Esto permite además, la realización de un amplio número de técnicas de laboratorio, como por ejemplo el estudios macro y microscópicos imprescindible para la confirmación de algunos agentes etiológicos. También permite realizar la serología fetal a partir de los fluidos corporales, análisis bacteriológicos y virológicos mediante la toma de muestras. La placenta es de especial relevancia para el diagnóstico de algunas enfermedades. Las muestras podrán ir acompañadas de mucus cérvico vaginal (MCV), sangres y sueros maternos, además de una encuesta epidemiológica detallada sobre las características del brote de abortos, indicando datos que pueden ser imprescindibles para orientar el diagnóstico.

Algunos de los agentes causales de aborto son causales de zoonosis, por lo que la manipulación de los tejidos del feto y la preparación de éstos para su envío al laboratorio, al igual que el transporte, ha de realizarse bajo las normas de bioseguridad.

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Introducción

El impacto de las enfermedades infecciosas sobre la eficiencia reproductiva del rodeo va en detrimento de su ya escasa rentabilidad. Agentes infecciosos como bacterias, virus, hongos y protozoos han sido identificados como causales de aborto bovino en Argentina, donde también se ha demostrado que cerca del 50-60% de los abortos bovinos permanecen sin diagnostico. Una de las razones de estos bajos porcentajes es la autolisis de los fetos y placentas, que invalida determinados tipos de análisis. Otra de las causas es el envío insuficiente de muestras, como la no disponibilidad de sueros pareados, o de la placenta, tejido imprescindible para la detección de determinados agentes (virales, Leptospira spp, Chlamydophila spp) También en otras ocasiones, se debe a la falta de técnicas de laboratorios concluyentes, o a la administración de antibióticos por parte del productor cuando se empiezan a observar los problemas.

Las pérdidas pueden presentarse en los distintos estadios del ciclo reproductivo, a saber: fallas durante el servicio, fallas en la concepción, en la preñez temprana y tardía, en el periparto y en el período neonatal.

Cuando se presentan las fallas reproductivas en la etapa fetal y se sospecha de una enfermedad infecciosa, el material de diagnóstico a tener en cuenta debe ser del feto y la placenta, de la vaca abortada y/o vacía y en algunos casos también debe tenerse en cuenta el toro y/o el semen.

El diagnóstico de aborto bovino es un desafío tanto para el veterinario de campo como para el laboratorista, patólogo, etc. Una mutua colaboración es necesaria para proveer la información y material adecuado a los fines de llegar a un diagnóstico certero. Generalmente la historia y datos no son significativos y solo se cuenta con el producto final: el feto abortado. Se debe tener en cuenta que en numerosas oportunidades las causas son anteriores (semanas o meses) al aborto con escasos antecedentes, si es que están presentes. Muchas veces las lesiones fetales están ausentes o bien enmascaradas por cambios autolíticos.

Antes de nada conviene definir una serie de términos relacionados con las fallas reproductivas. Por un lado existen los fallas de concepción, que ocurren inmediatamente

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después del apareamiento o inseminación, mientras que la "mortalidad embrionaria" tiene lugar antes del día 45 de gestación, momento a partir del cual se produce la nidación del embrión. Los "abortos" propiamente dichos tienen lugar a partir de este período de gestación.

Los "nacimientos prematuros" son aquellos en los que el feto es expulsado antes del plazo previsto, pero con sus sistemas orgánicos desarrollados suficientemente. Se considera "mortinato" al animal que ha vivido hasta el plazo previsto, pero que nace muerto.

Examen y procesamiento del concepto La situación ideal para poder llegar a un diagnóstico preciso, si no hay una sospecha del proceso concreto, requiere una confirmación del laboratorio, para lo cual se debe enviar las siguientes muestras: fetos y/o mortinatos, placentas, sueros maternos pareados, MCV, y sangres enteras, acompañadas del anamnesis del caso. El conjunto de todas estas muestras permitirá la realización de análisis microbiológicos, serológicos, y anatomopatológicos, entre otros, que conducirán a un diagnóstico.

La investigación de las causas de aborto involucra desde el ganadero, que será quien facilite datos sobre hechos y prácticas realizadas antes de producirse los abortos, el veterinario clínico quien realiza el diagnostico presuntivo y el envío de muestras, y el laboratorio, que conjuntamente deben de decidir qué datos son importantes.

Si bien es conveniente enviar el material de los abortos a un laboratorio especializado, se debe consultar sobre la factibilidad del mismo de contar con un servicio de tratamiento de los residuos patológicos. caso contrario el propio clínico puede realizar la necropsia de fetos y placentas, así como la toma de muestras, siempre y cuando se adopten las debidas precauciones de seguridad biológica, ya que la mayor parte de agentes causales, como ya se manifestó son transmisibles al hombre..

1. Examen de la placenta En nuestras condiciones de cría extensiva, en la mayoría de los casos no se encuentra o se halla en estado de autolisis, pero debería tenerse en cuenta ya que constituye un órgano

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importante de diagnostico. Los agentes infecciosos llegan a la placenta vía sanguínea, y de acuerdo al agente implicado, de la tensión de oxígeno y de la competencia inmunológica del feto, se desarrollarán diversos grados de placentitis. Por ello, se realizará un examen macroscópico de la placenta, anotando cualquier alteración presente: variaciones de color, de consistencia que podrían estar indicando a la microscopía inflamación, focos de necrosis en los cotiledones, exudados, edema, etc.

La no disponibilidad de placenta limita seriamente las posibilidades de diagnóstico, ya que probablemente todos los agentes causantes de abortos se multiplican y/o pasan por la placenta en su camino hacia el feto.

2. Examen del feto

En condiciones normales hay una serie de cambios macroscópicos en los fetos en función del tiempo transcurrido desde la muerte fetal (sin que esté implicado ningún agente infeccioso), A partir de las 12 h de la muerte el líquido amniótico comienza a aparecer teñido de sangre, y con las horas se vuelve turbio y de color marrón. A medida que pasan las horas se va produciendo una intensa deshidratación de los tejidos.

Los fluidos corporales del feto también sufren evoluciones importantes. El hidrotórax aparece transcurridas 24 h desde la muerte. Igualmente el líquido ascítico que es evidente a las 16 h, para posteriormente aparecer con tinte hemorrágico En la piel y tejido subcutáneo también se producen cambios considerables. Hasta las 36 h no hay cambios significativos en la piel, después aparece con tono rosado oscuro, con desprendimiento de la epidermis y pérdida progresiva del pelo, El color del músculo va cambiando a un tono rosa claro y muestra consistencia blanda El pulmón experimenta cambios en el color y la consistencia. Del color rojo pasa a rosado En el tracto digestivo también se producen cambios en el contenido intestinal, pasando del aspecto mucoso claro al opaco amarillento en 16 h. A las 96 h el contenido del cuajar es escaso, de color marrón y pastoso. El hígado, bazo y riñón se alteran rápidamente, pues a las 2-4 h están friables.

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En general, aquellos tejidos con un porcentaje mayor de tejido glandular o parenquimatoso manifiestan autolisis antes que aquellos órganos con más tejido conectivo.

Algunas de las alteraciones citadas, que son naturales en el proceso de autolisis de fetos no infectados por agentes abortivos, se observan también en abortos de tipo infeccioso.

Una vez tenidas en cuenta estas consideraciones, en primer lugar hay que proceder a determinar la edad del feto o en caso de desconocimiento realizar la medición o al pesaje del mismo, para valorar el periodo de gestación en el que se ha producido el aborto. Los fetos que son pequeños para su edad gestacional pueden deber esa anomalía a una insuficiencia placentaria crónica, o a los efectos de un agente que actúe directamente sobre el proceso de crecimiento del feto, como es el caso de la infección por pestivirus.

La existencia de restos de meconio en la piel del feto y en las porciones blancas como pezuñas indica que ha tenido lugar un fenómeno de hipoxia fetal (falta de oxígeno), debido, por ejemplo, a lesiones en placenta (placentitis severas). La tinción de la piel fetal con meconio, puede ser indicativa de que estaba vivo justo antes de su expulsión, y ha intentado conseguir su propio parto, tal y como sucede en determinados procesos crónicos. Por el contrario, si la muerte del feto acontece de forma rápida, el feto llega a estar muy autolítico antes de su expulsión. La realización de los análisis sobre un feto de estas características, contaminado por bacterias post-mortem y por microorganismos medioambientales, puede dar resultados que enmascaren la verdadera causa del aborto. Además, las lesiones en fetos autolíticos son más difíciles de ver en un examen general y en el examen histológico, llegando incluso al punto de no ser aptos para dichos exámenes.

Las infecciones que cursan con septicemia y causan la muerte fetal, como las producidas por Clostridium spp, Herpes virus bovino 1, dan lugar a fetos degenerados, autolíticos y edematosos. La momificación fetal puede observarse en infecciones por pestivirus, Neospora caninum ,entre otros , o tras una infección por Toxoplasma gondii. Otros agentes, como Brucella abortus o Campylobacter fetus, ocasionan las lesiones más significativas en la placenta, mientras que los fetos tienen un aspecto muy fresco y están bien conservados.

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Cuando el feto es expulsado en buenas condiciones, no es infrecuente observar que partes del mismo han sido destruidas por predadores del entorno de la explotación (perros, gatos, aves, etc.) lo cual merma la posibilidad de un correcto examen.

3. Examen macroscópico de los órganos

En primer lugar hay que abrir el feto por la línea alba, primero observar y tomar muestras del torax y posteriormente abrir hacia el abdomen, dejando todas las vísceras al alcance de la vista. No hay que preocuparse de extraer todas las vísceras, ya que no suelen obtenerse ventajas adicionales de esta tarea. Generalmente no suelen observarse muchas lesiones, a lo sumo, además de una congestión generalizada, se pueden apreciar focos en hígado y bazo como en el caso de las infecciones por Campylobacter fetus y alteraciones en bronquios y pulmón como en el caso de brucelosis y cerebro y corazón para neosporosis.

TOMA DE MUESTRAS A PARTIR DE FETOS Y PLACENTA

Entre el material básico para la realización de la necropsia y la toma de muestras hay que citar: guantes desechables y barbijos, tijeras, bisturí y hojas de bisturí, frascos estériles o bristeriles (para muestras de órganos), jeringa y tubos (toma de muestras de líquidos fetales toráxicos, abdominales, líquido de abomaso), formaldehído al 10 % (fijador de las muestras para histología), etiquetas o lápiz indeleble, un contenedor (Caja de telgopor) de seguridad para el envío de las muestras debidamente identificado ("riesgo biológico"), y desinfectante para las superficies y el material con el que se ha trabajado.

En el momento del aborto raramente se puede entrever su causa concreta, por lo que es importante maximizar la toma de muestras inicialmente, permitiendo así el uso de todas las

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técnicas necesarias para su diagnóstico, ya que la causa se va revelando a medida que éstas van proporcionando resultados.

1. Muestras para microbiología

Se tomará una muestra de placenta (incluyendo al menos un cotiledón y tejido intercotiledonario) en un frasco estéril para su estudio microbiológico e histopatológico.

Muestras de órganos parenquimatosos y líquido de abomaso, las cuales deberán mantenerse refrigeradas hasta el momento de su procesado en el laboratorio. El contenido del estómago es extremadamente importante para el aislamiento de ciertas bacterias. En caso de sospecha de algunas enfermedades se deberán incluir otras muestras (ojo, vesícula biliar, etc) Hay que tener precaución a la hora de interpretar los resultados de los cultivos bacteriológicos. Por ejemplo, bacterias presentes en la vagina, pueden colonizar al feto cuando el cervix se dilata en el momento del aborto. Estas bacterias contaminan rápidamente la placenta, crecen en los líquidos fetales y hasta pueden ser deglutidas por un feto viable, apareciendo así en el contenido abomasal. Bacterias como Escherichia. coli, Pseudomonas sp, Staphylococcus sp., Arcanobacterium pyogenes, etc., son muy ubicuas en el medio y no se asocian con brotes de abortos. Por lo tanto, para que su aislamiento sea significativo han de obtenerse en cultivo puro y asociarse a lesiones en placenta y/o tejidos fetales.

2. Muestras para histología

Los tejidos a enviar fijados en formol bufferado al 10% deberían incluir un trozo de la placenta, de encéfalo, de pulmón, de corazón, de hígado, de riñón, piel, tiroides, etc. El cerebro fetal y en general los tejidos fetales tienen un contenido en agua elevado y aunque parezcan autolíticos nunca se deben descartar por este motivo. Además, los tejidos fijados son útiles

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para la identificación de protozoos o pestivirus mediante métodos inmunohistoquímicos que pueden dar buenos resultados a pesar de la autolisis de las muestras.

El estudio histopatológico de los fetos es de gran valor, ya que colabora en los diagnósticos que son difícilmente alcanzables por otras técnicas Así, la confirmación de un aborto por pestivirus o por Neospora caninum, por ejemplo, se basa en la observación de lesiones características en los tejidos del feto ya que las técnicas de diagnóstico indirecto (serología) únicamente ponen de manifiesto la infección fetal.

3. Muestras para serología y virología fetal

El feto puede crear anticuerpos frente a determinados agentes siempre y cuando su sistema inmune esté desarrollado, y esto suele suceder a partir del 60 día de gestación, aproximadamente. Los anticuerpos fetales indican la existencia de infección uterina, por lo que la serología fetal no debe de ser utilizada como método alternativo al cultivo microbiológico, o histológico, sino para apoyar los resultados de éstas u otras pruebas.

De manera rutinaria se aplica la técnica de aglutinación para brucelosis, microaglutinación para leptospirosis, inmunofluorescencia indirecta (IFI) para la detección de anticuerpos frente a Neospora caninum, así como la técnica de ELISA o seroneutralización para la detección de antígeno de cómo herpesvirus o pestivirus.

Se debe realizar la aspiración del líquido fetal mediante una jeringa, que posteriormente es colocado en un tubo hermético antes de su envío al laboratorio.

4. Muestras de tejidos de fetos para estudios moleculares

Con las técnicas moleculares de reciente incorporación a los laboratorios de diagnóstico (PCR, RT-PCR) se puede detectar ADN y ARN de cualquier agente patógeno, siempre y

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cuando la autolisis de los tejidos no degrade los ácidos nucleicos, especialmente el ARN. Las ventajas de estas técnicas son variadas: son específicas, sensibles, y rápidas (24-48 h).

Además, los resultados de PCR y la posterior secuenciación del producto obtenido, permite el tipado de la cepa, de máximo interés para la realización de estudios epidemiológicos. Si bien el estudio macro y microscópico es el que verifica la existencia de lesiones asociadas a un determinado agente, cuando existe un grado de autolisis avanzada que impide el estudio histológico, los resultados de PCR permiten emitir un diagnóstico presuntivo que deberá de ser confirmado con posterioridad .

Para su envío al laboratorio, basta con tomar muestras de todos los tejidos (incluido el encéfalo del feto) en frascos individuales, y enviarlos refrigerados con el resto de muestras.

5. Otras muestras complementarias Tabla I. Resumen de posibles muestras a enviar para los diferentes tipos de análisis.

Tipo de análisis

Tipo de muestras

HP/IHQ Bact SR Vir Serol Fetos

SNC

X

Hígado

X

Riñón

X

X

Tiroides

X

X

Bazo

X

X

X

Pulmón

X

X

X

Líquido de abomaso

X X

MCV Suero materno Sangre materna

X

X

Líquido Fetal Placenta

PCR

X X

X

X

X

X

X X

X X

X X

X

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HP/IHQ: histopatología/ inmunohistoquímica Bact.: bacteriología SR: seroneutralización Vir: cultivo viral Serol: serología PCR: reacción en cadena de la polimerasa Tabla II. Agentes causales de abortos más comunes en ganado ovino, muestras necesarias para su diagnóstico, y técnicas utilizadas.

Causa

Muestra

Técnica

Brucella abortus

Placenta, feto, MCV Sueros maternos

Cultivo en medios selectivos Serología

Leptospira spp

Placenta, feto, Sueros maternos

Microscopía (improntas teñidas) detección antígeno Serología

Campylobacter fetus

Placenta, feto, flujo vaginal

Cultivo en medios selectivos

Otras bacterias (Salmonella sp, Listeria monocytogenes, Arcanobacterium etc.)

Placentam, feto, MCV

IBR y DVB

Neospora caninum

Cultivo en medios habituales o selectivos

Histopatología, Inmunohistoquímica Fetos ELISA (antígeno), RT-PCR Líquido fetal, sangres ELISA (anticuerpos) Sueros maternos Fetos Sueros maternos, líquido fetal

Histopatología, Inmunohistoquímica PCR Inmunofluorescencia indirecta

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Envío de muestras al laboratorio

Las muestras hay que remitirlas al laboratorio mediante un servicio de transporte rápido, que garantice su llegada en 24 horas. Las muestras han de enviarse refrigeradas, con refrigerantes, en un contenedor estanco con un cartel en el exterior (adhesivos, serigrafía, etc.) con el símbolo de riesgo biológico. Las muestras se acompañarán con la anamnesis del caso sin tocar el material (por ejemplo en sobre pegado a la tapa dentro de una bolsa de polietileno).