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CÁTEDRA DE LABORATORIO CLÍNICO UNIDAD 1. FROTIS SANGUÍNEO Dra. Gabriela Ordóñez, Mg.

 Objetivo Curricular. Describir los métodos de manipulación de caninos.  Destrezas.- Describir los métodos de manipulación de caninos.  Contenidos.- Diferentes métodos de sujeción.  Estrategias de Enseñanza: Visualizar Videos de Youtube y lectura de Artículos científicos suministrados por el docente  Tarea: Mediante Artículos científicos analiza los métodos de sujeción y por medio de la herramienta Canva diseña una infografía sobre los métodos de sujeción y describe cuál de ellas es el que más te gusta.  PLAN DE ESTUDIOS ¿Qué son los métodos de Sujeción? Son los distintos procedimientos que se llevan a cabo para impedir o limitar los actos o movimientos defensivos de los animales, con el propósito de salvaguardar la integridad física del operador y sus ayudantes, evitar lesiones al paciente, y colocarlo en una posición más cómoda para su manejo.

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Sistema de Evaluación: Mediante el aula virtual en MOODLE se elaborará una rúbrica de evaluación del tema propuesto.

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 Objetivo Curricular. Emplear los métodos de toma de muestras para realizar un frotis sanguíneo.  Destrezas.- Emplea los métodos de toma de muestras para realizar un frotis sanguíneo.  Contenidos.- Diferentes métodos de toma de muestras  Estrategias de Enseñanza: Visualizar x medio del zoom la exposición del docente; Videos de Youtube y lectura del Manual de Toma y envío de muestras de Agrocalidad.  Tarea: Mediante la lectura desarrollada elaborar un mapa mental por medio de la herramienta Go Conqr sobre los diferentes lugares anatómicos donde obtener una muestra sanguínea en las diferentes especies, para realizar un foro abierto sobre el tema en Zoom  PLAN DE ESTUDIOS Toma de muestras en diferentes especies de Mamíferos. (AGROCALIDAD, 2018) Identificación de las muestras a. Todas las muestras serán acompañadas de un formulario u hoja de campo correspondiente que contendrá información para asegurar su procedencia y trazabilidad, tales como: encabezamiento, provincia, cantón, parroquia, sector, localidad, predio o finca, propietario, fecha y hora de la visita, ubicación geográfica exacta (GPS), código (si aplica), número de formulario, etc.; b. Información específica del o los animales: especie, raza, edad, sexo, propósito, color, señales particulares (si aplica), número de animales, número de animales enfermos (con los mismos síntomas), número de animales muertos, anamnesia, etc.

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10 Materiales, reactivos y equipo para toma de muestras. Materiales a. Cajas térmicas b. Gel Refrigerante c. Fundas plásticas de varios tamaños para desechos, color rojo y negro d. Fundas plásticas con cierre hermético de varios tamaños para muestras, trasparentes y de color. e. Guantes de látex o nitrilo f. Algodón. g. Gradilla. h. Esferográficos y lápiz. i. Marcador para acetato. j. Cinta masquin. k. Cinta de embalaje. l. Tabla apoya manos m. Hisopos estériles de diferentes tamaños. n. Frascos estériles, herméticos de boca ancha con tapa. o. Tubos estériles con tapa. p. Hisopos. q. Jeringuillas descartables de varios tamaños r. Tubos al vacío para toma de muestras (vacutainer) (de 5 mL., 10 mL.), camisa y aguja para vacutainer (calibre G20, G22 de 1, 1 ½, 2, 2 ½ pulgadas) Reactivos a. Alcohol. b. Medios de trasporte estéril (Glicerina tamponada). c. Desinfectante Preparación (AGROCALIDAD, 2018) El día anterior se elaborará un listado de los materiales, reactivos y equipo necesario para la toma de muestras, y posteriormente en una mochila, bolso o maleta de trabajo se guardará todos los artículos enlistados, dejando preparado el material para el trabajo del siguiente día. Consideraciones generales para la obtención de la muestra. Dependiendo de la intervención, se deberán muestrear animales sanos, con signos clínicos y de preferencia no tratados. Para el caso de estudios de vigilancia epidemiológica, se definirá el número de animales a muestrear, dependiendo de la enfermedad y del estudio a realizar. Son útiles los cadáveres de animales que murieron recientemente. Para pruebas de histopatología, la muestra ideal es aquella que no pase de 1 a 2 horas de la hora de muerte o eutanasia del animal, máximo 24 horas, debido a que se producen procesos de autolisis tisular e invasión bacteriana masiva. La asepsia y procedimientos correctos son tan importantes para la toma de muestras, como para la seguridad personal del técnico y asistentes. Las muestras deben estar identificadas correctamente, conservadas, embaladas y transportadas técnicamente para ser remitidas al CÁTEDRA DE LABORATORIO CLÍNICO UNIDAD 1. FROTIS SANGUÍNEO Dra. Gabriela Ordóñez, Mg.

11 laboratorio en el menor tiempo posible. En el caso de animales vivos o muertos, sospechosos de enfermedades zoonósicas, infectocontagiosas y/o enfermedades de fácil diseminación y contagio, las medidas de bioseguridad deben ser extremas; además se debe seguir las instrucciones y protocolos específicos para estos casos siguiendo las medidas de bioseguridad según la enfermedad sospechada. 5.3. Obtención de muestras en animales vivos. Antes del muestreo se buscará y/o solicitará toda la información útil, especialmente la relacionada con la patogenia de la enfermedad. En algunas ocasiones los resultados de ciertos análisis pueden variar (p.ej. falsos negativos) debido al período de incubación, desarrollo y presentación atípica de la enfermedad, por lo que se recomienda tomar muestras de varios animales afectados del lote de ser el caso y en forma consecutiva o en distintas fechas de acuerdo a lo que indique el profesional que atienda el brote de la enfermedad. Extracción de Sangre. – (AGROCALIDAD, 2018) a. Consideraciones Generales: Para muestras dirigidas al diagnóstico serológico, se tomará sangre en tubos sin anticoagulante (tubos con tapa roja) o con jeringas estériles de donde se trasvasará la muestra a tubos vacutainer, cuidando no romper los glóbulos rojos y se produzca hemólisis. Tomar directamente de la vena elegida con la aguja, camisa (capuchón) y vacutainer o con jeringuilla y aguja, y luego traspasar el contenido de la jeringuilla suavemente hacia el vacutainer (Fig. 1).

Si el tubo tiene aditivo (anticoagulante) hay que voltearlo suavemente varias veces para mezclar el anticoagulante y la sangre. Si el vacutainer no tiene aditivo y se necesita solamente el suero, se debe dejar inclinado el tubo en un ángulo de 30º o 45º por varios minutos (+/- 15 minutos) a temperatura ambiente, bajo sombra o dentro de la caja térmica, para facilitar la formación del coagulo y la separación del suero. Enviar la sangre entera en máximo de 24 horas desde la extracción con elementos refrigerantes adecuados, nunca congelar la muestra con el coágulo presente. Si demora el proceso, extraer el suero y congelarlo para su posterior envío bajo refrigeración. La cantidad de sangre nunca deberá ser menor a 5 mL en el caso de animales mayores y de 1 mL en el caso de aves. Cuando se envíe suero en crioviales (tubos eppendorf) no se debe llenar completamente hasta el borde superior para evitar derrames y salpicaduras al momento de cerrar (crioviales de 1,5 mL se llena +/- 1,25 mL, crioviales de 2 mL se llena +/- 1,75 mL, 3/4).

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12 Las muestras de sangre para el diagnóstico de brucelosis, se tomarán en tubos sin anticoagulante (tubos con tapa roja) o con jeringas estériles. La muestra dependerá del tipo de vacuna que utilice el ganadero, esto es: si vacuna con la vacuna Cepa 19 (S 19), se muestrearán animales hembras mayores de 18 meses y machos mayores de 6 meses; si utiliza vacuna cepa RB 51 (BR 51) o si no vacuna, se muestrearán animales machos y hembras mayores de 6 meses. Para las demás enfermedades, se muestrearán animales mayores de 6 meses y se informará al laboratorio si han sido vacunados y el tipo de vacuna. Para muestrear animales menores (ovejas, cabras, etc.) de esta edad, se deberán hacer las consultas al laboratorio e indicar la especie animal. Otros tipos de muestras a ser utilizadas, para serología, serán tomados en diferentes tubos dependiendo del color del mismo, que variará dependiendo de la necesidad y del anticoagulante utilizado. (Tabla N°1).

Tomado de: (AGROCALIDAD, 2018) b. Principales sitios de extracción: Los principales sitios de extracción son:

Tomado de (AGROCALIDAD, 2018)

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13 c. Técnicas de extracción de sangre: Los diferentes sitios de punción para extracción de sangre se puede observar en la tabla N°2. 1. Extracción de sangre de la oreja. Ideal para cerdos de gran tamaño. Se debe inmovilizar al animal. La extracción de sangre se puede realizar en el animal de pie o en decúbito lateral de acuerdo a la especie y tamaño, en esta última posición hay que tener cuidado de que el semoviente no se lastime la cabeza, ni hiera a nadie. Luego de sujetar adecuadamente al animal debemos rasurar y desinfectar la oreja eligiendo el sitio de punción, posteriormente debemos comprimir la base de la oreja para que resalten las venas y con la aguja apropiada extraer la cantidad de sangre necesaria. En animales jóvenes o muy pequeños las venas no tienen suficiente calibre, por lo cual como alternativa se puede usar una aguja más pequeña o un catéter intravenoso. (Fig. 2)

Tomado de (AGROCALIDAD, 2018)

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2. Extracción de sangre de arteria femoral. Ideales en ovejas, porcinos y caninos. El animal inmovilizado debe estar en posición decúbito dorsal (o lateral) con una pierna hacia el suelo y la otra extendida hacia arriba. Debemos desinfectar y rasurar (si es necesario) adecuadamente el área donde se realizará la punción. La arteria femoral se encuentra en la cara medial interna del muslo, a la altura de la articulación femorotibial, unos centímetros proximal y cranealmente del eje medial de la pierna, aquí encontraremos el canal arterial. Mediante la palpación con los dedos índice y medio sentiremos el frémito de la arteria. Una vez ubicado el sitio de punción se procederá a extraer la muestra de sangre. (Fig. 3). Tomado de (AGROCALIDAD, 2018) 3. Extracción de sangre de vena coccígea o caudal. Ideal para bovinos. La vena caudal o coccígea es una vía alternativa usada en bovinos. El animal tiene que ser inmovilizado y permanecer de pie. Debemos limpiar adecuadamente el área donde se realizará la punción. (Fig. 4) La vena coccígea se ubica fácilmente en la zona ventral y media de la base de la cola, caudalmente a unos cm del ano. Alzando la cola de manera correcta, podremos apreciar con mayor claridad este vaso. 4. Extracción de sangre de vena yugular. La muestra se toma con el animal de pie en bovinos, ovinos, caprinos y equinos. En porcinos o animales pequeños la posición adecuada es decúbito lateral. Debemos rasurar y desinfectar adecuadamente el área donde se realizará la punción. La vena yugular está ubicada en la parte ventral de la tabla del cuello, dorsal a la tráquea, en la mayoría de los animales donde se ubica el canal yugular. En los semovientes con abundante grasa corporal no es apreciable el canal de la vena yugular (cerdos). La palpación con los dedos índice y medio a veces permite ubicar el vaso. (Fig. 5) A pesar de que la yugular de los ovinos tiene un gran calibre, reviste dificultad cuando no se está familiarizado con esta especie o si el semoviente tiene mucha lana. La posición del animal para la toma de muestra es de pie y la punción se la realiza de frente, de abajo hacia arriba; el ayudante girará la cabeza del animal 90º lateralmente hacia atrás y con la ayuda de un lazo, cabo o soga pequeña rodeará el cuello en la base de este y las dos puntas de la soga las juntará en la espalda del ovino y CÁTEDRA DE LABORATORIO CLÍNICO UNIDAD 1. FROTIS SANGUÍNEO Dra. Gabriela Ordóñez, Mg.

15 presionará hacia atrás para que resalte la vena, el técnico que extraerá la sangre debe palpar y ubicar el canal yugular en la parte ventral del cuello, lateralmente a la tráquea y punzar para tomar la muestra en un ángulo de 45° con relación a la línea vertical que forma el cuello.

Tomado de (AGROCALIDAD, 2018)

Para cerdos medianos, utilizar un cordel delgado y sujetar del maxilar superior haciendo un intento por levantar al animal, esto ayudará a acceder a la vena cava craneal, para lo cual, introducir la aguja en ángulo de 45º ingresando por sobre la quilla esternal, utilizar para el efecto agujas de gran longitud (4 cm) (Fig. 7).

Tomado de (AGROCALIDAD, 2018) En ovejas que se mueven mucho, mejor es sentarlas y proceder de igual forma que lo indicado anteriormente. Podemos mojar la lana con agua y/o alcohol para que se abra y asiente para visualizar la zona de punción. En las posiciones de pie o sentado con la cabeza 90º lateralmente hacia atrás, podemos también palpar el canal yugular guiándonos con la parte caudal de la mandíbula, en este caso la punción será en la parte alta del cuello (Fig. 6).

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Tomado de (AGROCALIDAD, 2018) En caballos, lo ideal es tomar las muestras de la vena yugular como se puede ver en el Fig. 8.

Conforme se gane experiencia no será necesario el uso de una soga, sino solamente presionar con el dedo pulgar debajo de donde se realizará la punción. 5. Extracción de sangre de la vena mamaria. Las venas mamarias (abdominal subcutánea) son una alternativa para la extracción de sangre en ganado bovino, son muy prominentes en animales en producción.

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6. Extracción de sangre del corazón. (AGROCALIDAD, 2018) La extracción de sangre de la vena cava craneal o aurícula izquierda debe ser realizada por un técnico con experiencia, puesto que reviste riesgo de daño de arterias y venas de importancia. El porcino debe ser inmovilizado y ubicado en posición decúbito dorsal. La punción inicial para la extracción de sangre de la vena cava craneal se realiza en la fosa (triangular) que está ubicada en la línea media entre la oreja y la parte craneal del esternón. La aguja se introduce en un ángulo de 45º, tanto en forma horizontal como vertical. La profundidad para encontrar el vaso puede ser de 1,5 a 4,5 cm de acuerdo al tamaño y capa grasa del porcino (Fig. 10).

Toma de muestras de Aves (AGROCALIDAD, 2018) Extracción de sangre por punción cardiaca en aves. Se utiliza punción cardíaca en aves pequeñas y de corta edad con utilización de jeringa y aguja de calibre 22 (Fig. 11).

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8. Extracción de sangre de la vena radial (aves). La vena radial (comúnmente llamada alar) es muy clara en las aves, pudiéndose introducir la aguja directamente o primero atravesando la piel por debajo del tendón para llegar a la vena (Fig. 12).

Sistema de Evaluación: Mediante el aula virtual en MOODLE se elaborará una rúbrica de evaluación del tema propuesto.

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 Objetivo Curricular. Establecer los procedimientos para un frotis sanguíneo  Destrezas: Establecer los procedimientos para un frotis sanguíneo  Contenidos.- Procedimientos para realizar el frotis sanguíneo  Estrategias de Enseñanza: Visualizar x medio del zoom la exposición del docente; Videos de Youtube y lectura de artículos científicos.  Tarea: Mediante Presentación en Sway se explicará el tema y el estudiante elaborará un collage en Powtoon con los procedimientos para realizar un frotis sanguíneo  PLAN DE ESTUDIOS

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Frotis de Sangre La preparación y tinción de alta calidad un frotis de sangre de alta calidad, es una técnica importante para cualquier laboratorio de diagnóstico. Los frotis se utilizan para evaluar los glóbulos rojos (eritrocitos), glóbulos blancos (leucocitos) y plaquetas (trombocitos). Además, los frotis de sangre también se utilizan para detectar parásitos de la sangre tales como Babesia, Anaplasma y Trypanosoma. Con la práctica, es fácil de preparar una buena muestra de sangre. Los materiales que se requieren incluyen: Portaobjetos limpios, preferentemente con un extremo blanco rugoso para el etiquetado (escribir el nombre y fecha de la muestra). Los portaobjetos son a menudo bastante sucios (incluso si están etiquetados "limpieza previa") y deben ser limpiados antes de ser utilizados para el frotis. Una micropipeta o tubo capilar para colocar una gota de sangre en el portaobjetos. Soluciones de tinción. Los frotis de sangre se pueden preparar inmediatamente después de la toma de la muestra en el campo, pero los coágulos de sangre se forman muy rápidamente y es difícil preparar buenos frotis fuera del laboratorio. Más comúnmente, la sangre utilizada para preparar los frotis, es recolectada en un tubo que contiene el anticoagulante EDTA (tubos con tapón de color púrpura). El frotis no necesita ser preparado inmediatamente, pero debe ser realizado en el mismo día que se recoge la muestra de sangre. La sangre debe mantenerse refrigerada, preferiblemente a 5 °C, hasta que se envíe al laboratorio. Preparar un frotis de sangre:

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21 1. Mezclar con cuidado (sin agitar) la muestra de sangre contenida en el tubo antes de preparar el frotis. Sangre mal mezclada puede dar lugar a una distribución anormal de las células. 2. Coloque una pequeña gota de sangre (de unos 20 ul ó 1 - 2 mm de diámetro) sobre extremo de un portaobjetos limpio. El frotis no debe ser demasiado grueso. Use una pequeña cantidad de sangre para que en el extremo del frotis se forme un borde parecido a la punta de una pluma ligeramente redondeado en el extremo más fino (cola). Una gota muy grande forma un extendido muy largo o muy grueso. 3. Utilice un segundo portaobjetos para distribuir la gota de sangre y extenderla sobre la superficie: mantenga el segundo portaobjetos en un ángulo de 30 - 45o sobre la gota de sangre y mueve un poco hacia atrás hasta tocar la gotita de sangre, dejado que la sangre se extienda a todo el ancho del portaobjetos, a continuación, empuje con rapidez y suavemente hacia adelante, hasta el extremo opuesto para crear el frotis, extendiendo la gotita en forma constante y uniforme para formar una película fina de sangre bien distribuida sin agujeros ni surcos. 4. Inmediatamente después de la preparación del frotis de sangre, mover el portaobjetos con la mano hacia uno y otro lado durante varios segundos para secar rápidamente el frotis al aire. 5. Etiqueta el portaobjetos con un lápiz de grafito en lugar de un lapicero o pluma. Video 1: Método correcto para preparar un frotis de sangre. Note la pequeña gota de sangre que se coloca en el portaobjetos y cómo se utiliza el portaobjetos esparcidor. Video 2: Método incorrecto para la preparación de un frotis de sangre - demasiada sangre es esparcida en el portaobjetos, haciendo el frotis demasiado grueso. Fíjese en la siguiente imagen el aspecto de un buen frotis con un extremo parecido a una pluma, frente a un frotis que es demasiado grueso.

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22 Hay varios tipos de tinciones que se utilizan para teñir frotis de sangre para la evaluación. Un tipo común de tinción, como se muestra a continuación, consta de tres soluciones: 1. Un fijador de alcohol 2. Una tinción roja (eosinófilos) 3. Una tinción azul (basófilos)

El procedimiento para la tinción consiste en sumergir el frotis de sangre dentro de en cada una de estas soluciones 5 a 10 veces, y luego enjuagar el portaobjetos con agua. Asegúrese de sumergir primero en el alcohol fijador, luego en la tinción roja y finalmente en la tinción azul!

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 Objetivo Curricular. Distinguir los tipos de tinciones para un frotis sanguíneo  Destrezas.- Distingue los tipos de tinciones para un frotis sanguíneo  Contenidos.- Procedimientos para realizar el frotis sanguíneo  Estrategias de Enseñanza: Visualización de Videos de Youtube y lectura de Artículos Científicos  Tarea: Mediante a herramienta Genially elaborar una presentación sobre los tipos de tinciones y desarrolle una tarea para sus compañeros  PLAN DE ESTUDIOS  LAS TINCIONES Normalmente, las tinciones usadas son del tipo Romanowsky, las cuales se basan en el uso combinado de los colorantes Eosina y Azul de Metileno. Con este tipo de tinción se pueden distinguir los siguientes aspectos morfológicos: 1. La forma y dimensión de los hematíes (de color rosa pálido), leucocitos (células nucleadas) y plaquetas (pequeños corpúsculos) 2. El núcleo: de color púrpura 3. El citoplasma de color azulado, si bien a veces presenta coloración grisácea en los linfocitos y monocitos. 4. Granulaciones: son característicos de granulocitos y tienen diferente color según la célula en cuestión. Así, pueden aparecer como la mezcla de colores pardos (neutrófilos anaranjados (eosinófilos) o bien azul oscuro (basófilos) Tinción de Wright Según Benjamín (1962) la técnica sigue, a como se describe a continuación: 1. Fijar el frotis sanguíneo con metanol absoluto, cubriendo completamente la película y dejando actuar por 3-5 minutos; una vez transcurrido el tiempo se elimina el exceso, y se deja secar. 2. Cubrir el frotis sanguíneo, con tanta tinción de Wright sin diluir como pueda sostener y dejar así de 1-3 minutos. - Aproximadamente 1 ml o 20-25 gotas de colorante. 3. Añadir igual cantidad de solución amortiguadora o tamponada (pH 6.6-6.9), repartiéndola en todo el portaobjetos, y dejar actuar por 3-5 minutos.

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25 - Para mezclar apropiadamente la tinción Wright con la solución amortiguadora, se sopla ligeramente a través de la pipeta, sobre la superficie. 4. Lavar la extensión teñida, con abundante agua destilada; y se deja cubierta la preparación con agua durante ½ minuto aproximadamente, luego se vierte el exceso. -No escurrir la tinción antes de lavar, pues esto producirá precipitado. 5. Dejar secar al aire apoyado sobre un costado. Es un método rápido, que tiñe especialmente bien las estructuras acidófilas Tinción de Giemsa Según Messeguer et al. (1992) la técnica sigue, a como se describe a continuación: 1. Una vez seco el frotis se fija con metanol absoluto durante 3 minutos, pasado este tiempo se escurre el exceso y se deja secar. 2. Se diluye a razón de 2 gotas de colorante comercial por cada ml de agua destilada. Cada portaobjeto requiere aproximadamente 2 ml para su tinción. 3. Se cubre con el colorante diluido, y se deja de 30-60 minutos. 4. Lavar la preparación con abundante agua y dejarla secar al aire, apoyado sobre un costado. -No escurrir la tinción antes de lavar, pues esto producirá precipitado. - Existe una modificación en la cual se usa una dilución diferente para acelerar el proceso de tinción, 2 ml de Giemsa comercial por cada 8 ml de agua destilada y se deja actuar por 5 minutos, las otras etapas son similares a las descritas anteriormente. Tiñe bien los gránulos rojos (azurofilos), pero las granulaciones neutrofilas y los eritrocitos no resultan bien teñidos; Messeguer et al. (1992) recomienda que debe usarse en tinciones mixtas (ej. May-Grunwald-Giemsa). Comercialmente se puede conseguir la tinción de Giemsa pura, pero si se desea puede prepararse, siguiendo uno de los siguientes procedimientos que se ha colocado en el Anexo 1. Tinción de May-Grunwald y Giemsa Según Messeguer et al. (1992) la técnica sigue, a como se describe a continuación: 1. Fijar con metanol absoluto durante 10 minutos, y luego verter el exceso. 2. Cubrir la preparación con colorante May-Grunwald comercial diluido, dejando actuar durante 5- 10 minutos. Se diluye a partes iguales con agua destilada. 3. Eliminar el exceso de colorante y sin lavar, cubrir la preparación con solución Giemsa, y se deja actuar por 20 minutos. La solución de Giemsa, se prepara igual que en el procedimiento anterior (2 gotas de Giemsa por cada ml de agua destilada). 4. Verter el exceso de colorante y lavar con agua abundante, dejando el portaobjeto cubierto con agua durante 5-10 minutos más. 5. Una vez transcurrido el tiempo, se elimina el exceso de agua y se deja secar, apoyado sobre un costado. Aunque el procedimiento es largo, da muy buenos resultados y permite una mejor tinción de las granulaciones citoplasmáticas. (Messeguer, 1992)

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 Objetivo Curricular. Interpretar los resultados de un frotis sanguíneo Destrezas: Interpreta los resultados de un frotis sanguíneo  Contenidos.- Proceso para leer un frotis  Estrategias de Enseñanza: Visualización de Videos de Youtube y lectura de Artículos Científicos  Tarea: Mediante a herramienta Vizualize.me elaborar una infografía sobre los tipos de células que podemos encontrar en un frotis sanguíneo, y sobre las posibles patologías que podemos encontrar en una muestra, con el fín de realizar un foro abierto de discusión con los estudiantes sobre las posibles patologías.  PLAN DE ESTUDIOS Competencias 1. En un frotis de sangre, determina las características morfológicas normales de los elementos formes propios del tejido sanguíneo: eritrocitos, plaquetas, leucocitos agranulares: monocitos y linfocitos; leucocitos granulares: neutrófilos, basófilos y eosinófilos. 2. Determina los valores normales del porcentaje de cada una de las células leucocíticas al realizar un recuento leucocitario diferencial. EXAMEN DEL FROTIS DE SANGRE PERIFÉRICA EXAMEN CON OBJETIVO 10 El examen del frotis de sangre periférica es un proceso que se realiza en varios pasos. El examen comienza con el barrido de lectura del portaobjetos con el objetivo 10 ο de bajo aumento (aumento total = 100). Este paso es necesario para evaluar la calidad global de la preparación, como distribución anormal de los eritrocitos, lo que sugiere la presencia de rouleaux (eritrocitos en “pilas de monedas”) o autoaglutinación y la presencia de números desproporcionados de células nucleadas grandes, como monocitos o neutró- los, en los bordes del frotis. Si esto último sucede, debe prepararse otro frotis. Además, el examen con objetivo 10 permite la detección rápida de células anormales grandes, como blastos, linfocitos reactivos y parásitos.

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