Enfermidades Parasitárias por Protozoários em Pequenos Animais | Cláudia de Mello Ribeiro

O propósito de Enfermidades Parasitárias por Protozoários em Pequenos Animais é fornecer aos profissionais desta área subsídios sobre a biologia dos protozoários, além da patogenia, do diagnóstico e do tratamento das enfermidades causadas por esses parasitos. Assim, visa a auxiliar os discentes que acompanham a disciplina de doenças parasitárias e também os clínicos responsáveis pela melhora da saúde dos pequenos animais.

Dividido em cinco partes, o livro aborda: Enfermidades causadas por protozoários flagelados. Enfermidades causadas por coccídios. Enfermidades causadas por hematozoários. Tratamentos alternativos das infecções por protozoários. Técnicas diagnósticas das enfermidades causadas por protozoários.

Medicina Veterinária Parasitologia

Cláudia de Mello Ribeiro Organizadora

Enfermidades Parasitárias por Protozoários em Pequenos Animais

Cláudia de Mello Ribeiro

Áreas de interesse

Enfermidades Parasitárias por Protozoários em Pequenos Animais

O interesse por animais de companhia tem aumentado e cães e gatos predominam na preferência de quem se dispõe a adquiri-los. Como as parasitoses causadas por protozoários estão entre as doenças mais frequentes e importantes em cães e gatos, o contato entre esses animais e os proprietários impõe a necessidade de mais cuidados. Isso porque esses microrganismos podem representar uma fonte de agentes responsáveis por zoonoses.

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BIZU – O X da Questão – 3.400 Questões para Concursos de Biologia, 2a ed.

BIZU – O X da Questão – 2.000 Questões para Concursos de Medicina Veterinária

Leonardo da Silva Vidal / Marco Pinheiro Gonçalves / Mildred Ferreira Medeiros / Tatiana Amorim Muniz

Sandra Maria Gomes Thomé / Irineu Machado Benevides Filho

Fundamentos da Cultura de Tecido e Células Animais

Wanderley de Souza

Moacyr Alcoforado Rebello

Marcos Rochedo Ferraz

Protozoologia Médica Manual de Comportamento Animal

Saiba mais sobre estes e outros títulos em nosso site: www.rubio.com.br

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OUTROS TÍTULOS DE INTERESSE

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Cláudia de Mello Ribeiro Pós-Doutorado em Parasitologia pela Universidade de São Paulo (USP).

Doutora em Medicina Veterinária pela Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho (Unesp), campus Botucatu, SP. Mestre em Ciências Biológicas pela Universidade do Vale do Paraíba (Univap), SP. Especialista em Biologia Molecular pela Universidade de Taubaté (Unitau), SP. Graduada em Medicina Veterinária pela Unesp, campus Botucatu, SP.

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Organizadora

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Copyright © 2015 Editora Rubio Ltda.

ISBN 978-85-8411-012-4 Todos os direitos reservados. É expressamente proibida a reprodução desta obra, no todo ou em parte, sem autorização por escrito da Editora.

Produção e Capa Equipe Rubio Foto de Capa iStock.com / © micheljung Editoração Eletrônica EDEL

CIP-BRASIL. CATALOGAÇÃO NA PUBLICAÇÃO SINDICATO NACIONAL DOS EDITORES DE LIVROS, RJ E1 Enfermidades parasitárias por protozoários em pequenos animais / organização Cláudia de Mello Ribeiro. – 1. ed. – Rio de Janeiro: Rubio, 2015.

168p.: il.; 25 cm.

Inclui bibliografia e índice ISBN 978-85-8411-012-4 1. Protozoário. 2. Microbiologia médica. 3. Microbiologia veterinária. 4. Medicina veterinária de pequenos animais. I. Ribeiro, Cláudia de Mello. II. Título.

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Editora Rubio Ltda.

Av. Franklin Roosevelt, 194 s/l 204 – Castelo 20021-120 – Rio de Janeiro – RJ Telefax: 55(21) 2262-3779 • 2262-1783 E-mail: rubio@rubio.com.br www.rubio.com.br Impresso no Brasil Printed in Brazil

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Enfermidades Parasitárias por Protozoários em Pequenos Animais

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Aline Girotto-Soares Doutora em Ciência Animal pela Universidade Estadual de Londrina (UEL), PR. Mestre em Medicina Veterinária pela Universidade Federal de Viçosa (UFV), MG. Graduada em Medicina Veterinária pela Universidade Federal de Pelotas (Ufpel), RS. Amanda Fonseca Zangirolamo Mestranda em Imunologia Básica e Aplicada pela Universidade de São Paulo (USP).

Graduada em Medicina Veterinária pela Universidade Estadual de Londrina (UEL), PR. Cristina Germani Fialho Wilsmann Doutora em Ciências Veterinárias pela Universidade Federal do Rio Grande do Sul (UFRGS).

Mestre em Ciências Veterinárias pela UFRGS. Especialista em Doenças Parasitárias de Importância Médico-Veterinária e em Saúde Pública pela Universidade Federal de Santa Maria (UFSM), RS. Graduada em Medicina Veterinária pela UFSM, RS. Flávio Antônio Pacheco de Araújo Professor-Associado da Universidade Federal do Rio Grande do Sul (UFRGS).

Doutor em Biologia Parasitária pela Fundação Oswaldo Cruz (FioCruz).

Mestre em Ciências Veterinárias pela UFRGS. Graduado em Medicina Veterinária pela UFRGS. Francisco Borges Costa Doutor em Medicina Veterinária pela Universidade de São Paulo (USP).

Mestre em Ciências Veterinárias pela Universidade Estadual do Maranhão (UEMA).

Graduado em Medicina Veterinária pela UEMA.

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Colaboradores

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Doutor em Medicina Veterinária pela Universidade de São Paulo (USP).

Mestre em Medicina Veterinária pela USP. Graduado em Medicina Veterinária pela Universidade Federal de Santa Maria (UFSM), RS. Mariana Caetano Teixeira Doutora em Ciências Veterinárias pela Universidade Federal do Rio Grande do Sul (UFRGS).

Mestre em Ciências Veterinárias pela UFRGS. Graduada em Medicina Veterinária pela Universidade Luterana do Brasil (Ulbra), RS. Satie Katagiri Professora das Disciplinas de Fundamentos de Parasitologia e de Parasitologia Humana Aplicada à Nutrição na Universidade Federal de Sergipe (UFS).

Doutora em Clínica Veterinária pela Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho (Unesp), campus Botucatu, SP. Mestre em Clínica Veterinária pela Unesp, campus Botucatu, SP. Graduada em Medicina Veterinária pela Universidade Federal de Mato Grosso (UFMT).

Simone Baldini Lucheis Pesquisadora Científica VI pela Agência Paulista de Tecnologia dos Agronegócios (APTA/SAA), Bauru, SP. Pós-Doutorado em Medicina Veterinária pela Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho (Unesp), campus Botucatu, SP. Doutora em Doenças Tropicais pela Unesp, campus Botucatu, SP. Mestre em Medicina Veterinária pela Unesp, campus Botucatu, SP. Programa de Aprimoramento Profissional em Zoonoses e Saúde Pública pela Unesp, campus Botucatu, SP. Graduada em Medicina Veterinária pela Unesp, campus Botucatu, SP.

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João Fábio Soares

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À minha tia e eterna professora, Cecília Barbosa de Mello.

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Al g u ma sp á g i n a s , n ã os e q u e n c i a i s , ee mb a i x ar e s o l u ç ã o .

O interesse por animais de companhia tem aumentado e cães e gatos predominam na preferência de quem se dispõe a adquiri-los. Como as parasitoses causadas por protozoários estão entre as doenças mais frequentes e importantes de cães e gatos, o contato entre esses animais e os proprietários impõe a necessidade de mais cuidados com a saúde deles, isso porque esses microrganismos podem representar uma fonte de agentes responsáveis por zoonoses.

O propósito deste livro é fornecer subsídios sobre a biologia dos protozoários, além da patogenia, do diagnóstico e do tratamento das enfermidades causadas por esses parasitos. Assim, visa auxiliar os discentes que acompanham a disciplina de doenças parasitárias e também os clínicos responsáveis pela melhora da saúde dos pequenos animais.

Por fim, agradeço aos colegas que contribuíram com alguns capítulos, possibilitando a realização desta obra.

Dra. Cláudia de Mello Ribeiro

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Apresentação

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A convivência entre seres humanos e animais tem sido cada vez mais próxima e intensa. Essa proximidade traz inúmeros benefícios para a saúde das pessoas, especialmente pelos animais suprirem a carência afetiva que se tem mostrado tão frequente na sociedade contemporânea. Assim, tem havido maior consciência dos proprietários sobre a relação entre a saúde dos animais e sua própria saúde. O papel dos médicosveterinários nessa dinâmica de relação é fundamental, considerando-se a grande responsabilidade destes profissionais sobre os cuidados que assegurem a saúde dos animais de companhia.

O presente livro tem por objetivo agregar qualidade aos serviços prestados por esses profissionais tão importantes em nossa sociedade, fornecendo informações práticas, atuais e de fácil acesso para a rotina clínica de pequenos animais. Apesar da grande quantidade de informações fornecidas pelas mais diferentes tecnologias existentes atual­mente e sua circulação em cenários globais acessíveis, a filtragem do que realmente pode ser aplicado na rotina clínica demanda um tempo do qual os profissionais da área nem sempre dispõem.

Conjugando os interesses técnicos e científicos dos médicos-veterinários e seus clientes, diferentes profissionais da área de medicina veterinária reuniram seus esforços para a elaboração desta obra, compartilhando seus conhecimentos e suas experiências. Certamente, uma obra desta magnitude suprirá a carência de informações sobre as principais infecções, além do diagnóstico e do tratamento de enfermidades causadas por protozoários em pequenos animais.

Dra. Satie Katagiri Universidade Federal de Sergipe (UFS).

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Prefácio

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ALT

alanina aminotransferase

APC

células apresentadoras de antígenos (antigen-presenting cells)

AST

aspartato aminotransaminase

CK

creatinocinase

CK-MB

isoenzima da creatinocinase

DMEM

Dulbecco/Vogt Modified Eagle’s (Harry Eagle) Minimal Essential Medium

DNA

ácido desoxirribonucleico

DNase

desoxirribonuclease

EDTA

ácido etilenodiaminotetracético

ELISA

ensaio imunoenzimático

EPI

equipamentos de proteção individual

FeLV

vírus da leucemia felina (feline leucemia virus)

FIV

vírus da imunodeficiência felina (feline immunodeficiency virus)

GABA

ácido gama-aminobutírico

GALT

tecido linfoide associado ao intestino (gut-associated lymphoid tissue)

HAI

hemaglutinação indireta

IFN-gama

interferon-gama

Ig

imunoglobulina

IL

interleucina

IM

via intramuscular

LCR

líquido cefalorraquidiano

LF

leishmaniose felina

LT

linfócitos T

LTA

leishmaniose tegumentar americana

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Lista de abreviaturas

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leishmaniose visceral

LVC

leishmaniose visceral canina

MAT

teste de aglutinação modificada (modified agglutination test)

MS

Ministério da Saúde

NAT

teste de aglutinação para Neospora (Neospora agglutination test)

NK

células exterminadoras naturais (natural killers)

NNN

Novy, McNeal e Nicolle

NO

óxido nítrico

OMS

Organização Mundial da Saúde

OOPG

oocistos por grama de fezes

PBS

solução salina tamponada (phosphate buffered saline)

PCR

reação em cadeia da polimerase (polymerase chain reaction)

PC-R

proteína C reativa

PI

pós-inoculação

PVA

álcool polivinílico

PVC-LV

Programa de Vigilância e Controle da Leishmaniose Visceral

RFLP

polimorfismos do comprimento de fragmentos de restrição (restriction fragment length polymorphism)

RIFI

reação de imunofluorescência indireta

RPMI

Roswell Park Memorial Institute Medium

SMF

sistema mononuclear fagocitário

SNC

sistema nervoso central

SSTF

solução salina tamponada de fosfatos

TBE

tris-borato-EDTA

TGI

trato gastrintestinal

TGP

transaminase glutâmico-pirúvica

Th1

células T auxiliares tipo 1 (T-helper cells type 1)

TNF-alfa

fator de necrose tumoral alfa (tumor necrosis factor-alpha)

UFC

unidades formadoras de colônia

VO

via oral

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LV

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Parte I

Enfermidades Causadas por Protozoários Flagelados

1.

Leishmaniose visceral canina, 3 Cláudia de Mello Ribeiro Simone Baldini Lucheis

2.

Leishmaniose felina, 13 Simone Baldini Lucheis

3.

Tripanossomíases, 19 Cláudia de Mello Ribeiro Simone Baldini Lucheis

4.

Giardíase, 33 Satie Katagiri Cláudia de Mello Ribeiro

5.

Tricomoníase felina, 41 Cláudia de Mello Ribeiro

Parte II

Enfermidades Causadas por Coccídios

6.

Toxoplasmose, 47 Cristina Germani Fialho Wilsmann

7.

Neosporose, 57 Cristina Germani Fialho Wilsmann Mariana Caetano Teixeira Flávio Antônio Pacheco de Araújo

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Sumário

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Cistoisosporíase, 63 Cláudia de Mello Ribeiro

9.

Criptosporidiose, 67 Cláudia de Mello Ribeiro Satie Katagiri

10. Sarcocistose, 71

Cláudia de Mello Ribeiro Parte III Enfermidades Causadas por Hematozoários

11. Babesiose, 77

Aline Girotto-Soares

João Fábio Soares

12. Hepatozoonose, 87

Aline Girotto-Soares

Amanda Fonseca Zangirolamo

13. Rangeliose, 93

João Fábio Soares

Aline Girotto-Soares

14. Cytauxzoonose, 103

João Fábio Soares

Francisco Borges Costa Parte IV Tratamentos Alternativos das Infecções por Protozoários

15. Terapias alternativas para infecções por protozoários em pequenos animais, 111

Cláudia de Mello Ribeiro

Satie Katagiri Parte V

Técnicas Diagnósticas das Enfermidades Causadas por Protozoários

16.

Técnicas parasitológicas para exame fecal, 121 Flávio Antônio Pacheco de Araújo Cristina Germani Fialho Wilsmann Mariana Caetano Teixeira

17.

Técnicas para diagnóstico de hemoparasitoses, 133 Flávio Antônio Pacheco de Araújo Cristina Germani Fialho Wilsmann Mariana Caetano Teixeira

18. Técnicas diagnósticas moleculares e sorológicas, 137

Cláudia de Mello Ribeiro

Simone Baldini Lucheis

Índice, 141

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8.

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I

Enfermidades Causadas por Protozoários Flagelados

Capítulo

1 Capítulo 2 Capítulo 3 Capítulo 4 Capítulo 5

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Leishmaniose visceral canina Leishmaniose felina Tripanossomíases Giardíase Tricomoníase felina

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P A R T E

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Leishmaniose visceral canina Cláudia de Mello Ribeiro Simone Baldini Lucheis

Introdução

O número de cães infectados na América do Sul é também estimado em milhões, com altas taxas

A leishmaniose visceral (LV) é uma zoonose de

de infecção relatadas em algumas áreas do Brasil.

grande impacto na saúde pública e caracterizada

A enzootia canina tem precedido a ocorrência de

por elevada taxa de morbidade e letalidade. Tal

casos em humanos e a infecção em cães tem sido

enfermidade apresenta-se em plena expansão em

mais prevalente do que no homem. Alguns cães,

vários países da América do Sul, com desenvolvi-

mesmo assintomáticos, permanecem com parasi-

mento de novos focos de transmissão nas áreas

tos na pele e, consequentemente, como fonte de

urbanas e manutenção dos níveis endêmicos em

infecção para o vetor.1,2

áreas rurais, devido à ampla diversidade epidemiológica, ao complexo ciclo de vida do parasito e à variabilidade de hospedeiros e de nichos ecológicos.

Etiologia A LV tem como agentes etiológicos protozoários

Ocorrem dois ciclos epidemiológicos na LV:

parasitos do gênero Leishmania (Kinetoplastida,

1. Silvestre: os reservatórios constituem-se em

Trypanosomatidae). Nas Américas, a espécie mais

animais silvestres de diferentes espécies, como

importante que infecta cães é Leishmania (Leish-

canídeos das espécies Lycalopex vetulus (raposa

mania) chagasi, agente etiológico da leishmaniose

do campo) e Cerdocyon thous (raposa-do-mato),

visceral canina (LVC). É possível que esta espécie

bem como os marsupiais do gênero Didelphis

de Leishmania seja autóctone da América do Sul,

(gambás).

pois é responsável por altas taxas de infecção em

2. Doméstico ou peridoméstico: o cão (Canis

canídeos originários da Amazônia. Devido a suas

familiaris) é o principal reservatório, provavel-

características bioquímicas e moleculares muito

mente devido ao seu maior parasitismo cutâ-

semelhantes, alguns pesquisadores acreditam que

neo. Além disso, o cão apresenta contato estrei-

a L. (L.) chagasi e a Leishmania (Leishmania) infan-

to com os humanos e atrai o vetor.

tum sejam a mesma espécie.3,4

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A Leishmania caracteriza-se por apresentar duas formas evolutivas durante seu ciclo biológico: ■■ Forma amastigota: encontrada em hospedeiros vertebrados, é arredondada ou oval, com dimensões variando de 1,5 a 3 × 3 a 6,5µm.

Apresenta um núcleo grande e arredondado e um cinetoplasto visível. Tem um flagelo curto que não se exterioriza. Geralmente, observa-se em grupos no interior das células fagocitárias ou livres após o rompimento destas. Pode ser encontrada na pele, nas mucosas, no baço, no fígado, na medula óssea e nos linfonodos.

■■ Forma promastigota: presente no hospedeiro invertebrado, é mais alongada, com dimensões variando de 14 a 20 × 1,5 a 3,5µm.

Apresenta núcleo situado na região mediana do citoplasma, cinetoplasto anterior ao núcleo e em forma de bastão, flagelo visível. É extracelular e encontrada no trato digestivo do vetor.2

Ciclo biológico de Leishmania

4

inoculam as formas promastigotas metacíclicas no cão. As promastigotas interagem com as células do SMF da pele e as mucosas do hospedeiro vertebrado. No interior dessas células, ocorre a fusão do lisossomo com o fagossomo, formando o vacúolo parasitóforo. Por fim, a forma promastigota diferencia-se em amastigota, que é capaz de se multiplicar no compartimento vacuolar.

Após sucessivas multiplicações das formas amastigotas, a célula hospedeira rompe-se, liberando os parasitos que irão infectar novos macrófagos.

Ao se alimentar, o vetor ingere os macrófagos contendo a forma amastigota do parasito, reiniciando o ciclo.1-3

O ciclo evolutivo de Leishmania é heteroxeno. Ou seja, seu ciclo de vida completa-se em dois hospedeiros, sendo um vertebrado, como os canídeos, roedores ou humanos; e o outro invertebrado, como os dípteros da subfamília Phlebotominae.

Geralmente, a transmissão do parasito para o cão ocorre pela picada do inseto vetor.3 Ao realizarem a hematofagia em um cão infectado, as fêmeas dos flebotomíneos ingerem com o sangue, células do sistema mononuclear fagocitário (SMF), principalmente macrófagos, contendo as formas amastigotas de Leishmania. No vetor, o alimento e as formas amastigotas são envolvidos pela matriz peritrófica, uma membrana quitinosa, secretada pelas células epiteliais do intestino do inseto. Após 4 a 5 dias do repasto, as formas amastigotas transformam-se em promastigotas. Essas formas promastigostas multiplicam-se por divisão binária. O último estágio de desenvolvimento das promastigotas é a forma promastigota metacíclica, infectante para o cão. Esses parasitos migram para a porção anterior do sistema digestório do inseto seguindo até a probóscide. Durante um novo repasto sanguíneo, as fêmeas dos flebotomíneos

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Reservatórios Na América Latina, a LV ocorre desde o México até a Argentina, sendo que cerca de 90% dos casos humanos descritos são procedentes do Brasil.

Em todos os focos brasileiros de LV, detectou-se a presença de cães infectados por L. (L.) chagasi, com incidência variando entre 19% e 58,5%. Apesar de haver poucos relatos sobre a prevalência de LVC em outros países da América do Sul, em Pousadas, na Argentina, detectou-se prevalência de 47,3% da enfermidade.5-7 Na América do Sul, a LV ocorre de forma enzoótica e há relatos de vários animais silvestres como reservatórios de L. (L.) chagasi. No Brasil, dos canídeos silvestres somente a raposa (Cerdocyon thous) é considerada reservatório natural de L. (L.) chagasi. No entanto, a presença do parasito já foi constatado no lobo-guará (Chrysocyon brachyurus), na raposa-do-campo (Lycalopex vetulus) e no cachorro-vinagre (Speothos venaticus). Além disso, foi identificado em marsupiais da espécie Didelphis (D. albiventris e D. marsupialis) que, devido a hábitos sinantrópicos, constituem importante reservatório da doença.3,8 A LV vem passando por mudança em seu perfil epidemiológico e a enfermidade tem sido registrada com frequência no ambiente urbano. Devido à presença de cães infectados no domicílio ou peridomicílio, tem-se questionado o envolvimento do cão na manutenção e na transmissão da infecção aos seres humanos no ambiente urbano.5,9 No Brasil, fatores ambientais e socioeconômicos têm contribuído para o aumento da incidência

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Enfermidades Causadas por Protozoários Flagelados

Morfologia

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A LVC pode apresentar diversos sinais clínicos com graus variados de gravidade, e alguns animais acabam vindo a óbito. As manifestações clínicas mais comumente observadas em cães são as alterações cutâneas, como dermatite esfoliativa, pustular ou ulcerativa, alopecia, prurido, áreas de hiperceratose (Figura 1.1) e onicogrifose. Essas alterações podem ser vistas em associação ou não com outros sinais clínicos, como úlceras mucocutâneas, febre, linfadenopatia, anorexia, emaciação, epistaxe, ceratoconjuntivite, uveíte anterior, blefarite, esplenomegalia e hepatomegalia. A alteração hematológica mais frequentemente encontrada na LVC é anemia normocítica normocrômica, que pode ocorrer por diferentes mecanismos: eritropoiese diminuída pelo caráter crônico, perda de sangue, lise de hemácias e diminuição eritrocitária por produção de autoanticorpos que levam a sequestro esplênico.

Diagnóstico O diagnóstico de LVC está fundamentado nos aspectos clínicos, exames parasitológicos, testes sorológicos e métodos moleculares. Convém sempre conciliar os resultados de todas as provas diagnósticas, sejam sorológicas, parasitológicas ou até mesmo moleculares, com a clínica e a epidemiologia. Assim, avalia-se caso a caso o histórico do animal, com todas as informações possíveis (procedência, histórico de vacinações, presença ou ausência de sinais clínicos etc.), para que, com os resultados dos exames em mãos, não sejam tiradas conclusões precipitadas.

Diagnóstico parasitológico Os exames parasitológicos possibilitam a direta detecção dos parasitos, tanto dentro dos macrófagos quanto na forma livre, e são considerados padrão-ouro para o diagnóstico de LVC, além de serem métodos seguros. São considerados métodos parasitológicos:26 ■■ Esfregaço de material obtido por aspirados ou imprint.

■■ Cortes histológicos corados por hematoxilina e eosina.

■■ Técnica de imuno-histoquímica.

■■ Cultivo do parasito em meios seletivos.

Figura 1.1 Manifestação cutânea em cão positivo para leishmaniose. Note a hiperceratose no focinho, áreas de alopecia ao redor dos olhos e dermatite descamativa com aspecto furfuráceo Fonte: gentilmente cedida pelo Prof. Dr. Hélio Langoni – Universidade Estadual Paulista (Unesp), Botucatu.

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As formas amastigotas de L. (L.) chagasi em esfregaços de material obtido por aspirado de linfonodos, medula óssea, baço, fígado e sangue ou imprint da pele podem ser coradas por Giemsa, Leishman ou Panótico Rápido (Figura 1.2). Esse método apresenta especificidade de 100%, mas a sensibilidade do método depende do grau do parasitismo, sendo mais fácil a visualização de parasitos em aspirados ou imprint de cães sintomáticos. Isso porque estes animais apresentam intenso parasi­ tismo quando comparados aos animais assintomá-

Leishmaniose visceral canina

Sinais clínicos da leishmaniose visceral canina

Outras alterações são trombocitopenia, hipoalbuminemia, azotemia e elevada atividade de enzimas hepáticas. Um fator importante é que os cães assintomáticos mantêm-se saudáveis por toda a vida, pois desenvolvem uma resposta imunológica celular efetiva, tornando-se resistentes à doença, mas podem transmitir o parasito para os vetores.1,23,25

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em que há progressão da enfermidade, há falha nessa resposta. A progressão da doença está ligada a maior número de parasitos na corrente circulatória. Isso faz com que haja aumento da produção de anticorpos IgG1 e IgG2 e de interleucina 10 (IL-10), a qual, por sua vez, leva a diminuição da resposta mediada por IFN-gama, citocina importante na resistência à LVC. O período de incubação de LVC é variável e pode ser de dois a 12 meses.1,25

7

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Fonte: gentilmente cedida pelo Prof. Dr. Hélio Langoni – Universidade Estadual Paulista (Unesp), Botucatu.

ticos, nos quais apenas poucas formas amastigotas estão nos tecidos, tornando o diagnóstico parasitológico mais difícil e duvidoso.26,27 Os cortes histológicos de pele, fígado e órgãos linfoides possibilitam pesquisar a presença de formas amastigotas de L. (L.) chagasi. Para isso, os tecidos são fixados em formalina, incluídos em parafina e corados com hematoxilina e eosina. Pela técnica da imuno-histoquímica, o tecido fixado em formalina é tratado com anticorpos primários de soro hiperimune de cães naturalmente infectados com L. (L.) chagasi e com anticorpos secundários anti-IgG de coelho conjugados à biotina. Por fim, um complexo proteico de avidina peroxidase liga-se às biotinas do anticorpo secundário. Esse complexo reage com peróxido de hidrogênio, emitindo uma coloração amarronzada. Ambas as técnicas possibilitam detectar formas amastigotas de Leishmania em amostras de pele com lesão ou clinicamente sadias. Entretanto, a sensibilidade da imuno-histoquímica é maior quando comparada à histologia.25,27 O diagnóstico parasitológico de LVC também pode ser estabelecido por meio da detecção de L. (L.) chagasi em meios de cultivo seletivos. Biópsias ou punções aspirativas de diferentes órgãos ou tecidos são colocadas em meios de cultivo, como o NNN (Novy, MacNeal e Nicolle), o LIT (liver infusion tryptose) ou o de Schneider. Neles, as formas amastigotas do parasito, presentes no material biológico, transformam-se em promastigotas, podendo ser observadas por microscopia de contraste de fase

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Diagnóstico sorológico Os testes sorológicos detectam anticorpos circulantes para Leishmania e são utilizados no Programa de Vigilância e Controle da Leishmaniose Visceral (PVC-LV) para identificar reservatórios caninos, uma vez que os cães infectados por L. (L.) chagasi desenvolvem resposta imunológica humoral e produzem IgG anti-Leishmania. Entretanto, em muitos cães a soroconversão pode ocorrer 3 meses a 1 ano após a infecção. Nesse período, esses animais são soronegativos.27,28 Os métodos diagnósticos sorológicos de LVC antes recomendados pelo PVC-LV eram o ensaio imunoenzimático (ELISA) como método de tria-

Figura 1.3 Leishmania infantum (syn. L. chagasi) em meio de cultura liver infusion tryptose (LIT) (ampliação: 400×) Fonte: gentilmente cedida pelo Prof. Dr. Hélio Langoni – Universidade Estadual Paulista (Unesp), Botucatu.

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Enfermidades Causadas por Protozoários Flagelados

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Figura 1.2 Formas amastigotas de Leishmania spp. de aspirado de medula óssea de cão (seta). Coloração: Giemsa (ampliação: 1.000×)

(Figura 1.3). O crescimento das formas promastigotas ocorre em cerca de 6 dias e a leitura da cultura deve ser feita semanalmente, e, após 1 mês de observação chega-se ao resultado final. Este método apresenta a desvantagem de ser demorado, laborioso e deve ser executado somente em laboratórios de investigação.15 Os exames parasitológicos têm a desvantagem de serem invasivos, porque habitualmente requerem punção ou biópsia dos tecidos e órgãos.26,27 Entretanto, a punção de medula óssea confere maiores chances de isolamento em meio de cultura, tendo em vista grande quantidade de células do sistema monocítico fagocitário, com maior probabilidade de encontro de amastigotas em macrófagos, os quais irão diferenciar-se em promastigotas em cultura.

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II

Enfermidades Causadas por Coccídios

Capítulo

6 Capítulo 7 Capítulo 8 Capítulo 9 Capítulo 10

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Toxoplasmose Neosporose Cistoisosporíase Criptosporidiose Sarcocistose

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Cistoisosporíase Cláudia de Mello Ribeiro

Introdução

O hospedeiro definitivo elimina, com as fezes, o oocisto não esporulado, que apresenta em

A cistoisosporíase é uma enfermidade parasitária

seu interior uma única célula, o esporonte, que é

provocada por protozoários do gênero Cystoisos-

esférico e não infectante. No ambiente, 8 a 12h

pora e pode acometer cães e gatos. Esses proto-

após a eliminação e em condições adequadas

zoários parasitam as células epiteliais do intestino,

de temperatura (±30°C) e umidade, o oocisto

levando a episódios de diarreias, principalmente

esporula formando dois esporocistos, nos quais

em filhotes, podendo ocasionar a morte.

há ausência do corpo de Stieda. Cada esporo-

Etiologia Protozoários do gênero Cystoisospora infectam cães e gatos e são espécie-específicos. Pelo menos três espécies infectam cães: Cystoisospora canis, Cystoisospora ohioensis e Cystoisospora burrowsi. Outras duas espécies infectam gatos: Cystoisospora felis e Cystoisospora rivolta.

cisto apresenta quatro esporozoítos infectantes e em formato de meia-lua. A morfologia e as dimensões dos oocistos variam de acordo com a espécie de Cystoisospora, sendo que os oocistos de C. canis são maiores do que os de C. ohioensis (Figura 8.1) e C. burrowsi. Os oocistos de C. felis são maiores do que os de C. rivolta (Figuras 8.2 e 8.3; Tabela 8.1).

Os esporozoítos podem permanecer viáveis dentro do oocisto por vários meses. Após a ingestão do oocisto esporulado pelo hospedeiro, os es-

Morfologia e ciclo biológico

porozoítos excistam no intestino delgado, devido à ação da bile, penetram nos enterócitos e iniciam

Cystoisospora spp. parasita a mucosa do intestino

a formação de esquizontes ou merontes, forman-

delgado. O ciclo evolutivo é monoxeno e os hos-

do os merozoítos que são liberados após o rom-

pedeiros definitivos são os cães e gatos. Podem

pimento da célula infectada. A primeira geração

fazer parte desse ciclo os hospedeiros paratênicos,

de merozoítos repete o ciclo assexuado, formando

como roedores ou suínos.

esquizontes ou merontes de segunda geração, ou

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Espécie

Hospedeiro

Oocisto (µm)

C. canis

Cães

38 × 30

C. ohioensis

Cães

24 × 20

C. burrowsi

Cães

20 × 17

C. rivolta

Gatos

22 × 20

C. felis

Gatos

40 × 30

Figura 8.1 Oocisto não esporulado com esporonte (seta 1) e oocisto esporulado contendo dois esporo­ cistos (seta 2) de C. ohioensis

Fonte: adaptada de Dubey et al., 2009.1

Fonte: gentilmente cedida pelo Dr. Bruno Levecke − La­ boratório de Parasitologia da Faculdade de Medicina Ve­ terinária, Universidade de Ghent, Bélgica.

transformam-se em microgametócitos ou macrogametócitos. Um microgametócito divide-se gerando vários microgametas (gametas masculinos).

Um macrogametócito origina um macrogameta (gameta feminino). Já um microgameta fecunda um macrogameta, formando um zigoto, o oocisto.

O ciclo biológico é concluído quando oocistos não esporulados atingem o lúmen intestinal e são excretados nas fezes.

Um ciclo assexuado pode ocorrer no hospedeiro definitivo ou no hospedeiro paratênico.

Nesse caso, após a ingestão do oocisto esporulado, os esporozoítos são liberados pelo processo de excistação e invadem o intestino. Alguns esporozoítos penetram na parede intestinal e atingem os linfonodos mesentéricos ou outros tecidos extraintestinais e formam o cisto monozoico. O cisto monozoico é formado por um único esporozoíto, não replicativo, circundado por uma cápsula.

A infecção de um novo hospedeiro ocorre pela ingestão de oocistos em alimento ou água contaminados, por meio de coprofagia ou ingestão do hospedeiro paratênico, contendo o cisto monozoico. O período pré-patente varia conforme a espécie de Cystoisospora. O período pré-patente é de 7 a 18 dias para C. canis e de 6 a 7 dias para C. ohioensis, C. burrowsi, C. rivolta e C. felis.1,2

Figura 8.2 Oocisto não esporulado de Cystoisospora felis obtido pelo método de concentração por flu­ tuação Fonte: gentilmente cedida pelo Dr. Bruno Levecke − La­ boratório de Parasitologia da Faculdade de Medicina Ve­ terinária, Universidade de Ghent, Bélgica.

Epidemiologia

Figura 8.3 Oocisto esporulado de Cystoisospora felis com dois esporocistos

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Fonte: gentilmente cedida pelo Dr. Bruno Levecke – La­ boratório de Parasitologia da Faculdade de Medicina Ve­ terinária, Universidade de Ghent, Bélgica.

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É frequente o encontro de oocistos de Cystoisospora em fezes de cães e gatos. A prevalência de Cystoisospora em cães varia de 4% a 39%, sendo C. canis a espécie prevalente. Em gatos, a infecção pode atingir 70% dos animais, sendo mais comum a infecção por C. rivolta.3 Alguns fatores interferem

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Enfermidades Causadas por Coccídios

Tabela 8.1 Dimensões de oocistos de Cystoisospora que parasitam cães e gatos

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III

Enfermidades Causadas por Hematozoários

Capítulo

11 Capítulo 12 Capítulo 13 Capítulo 14

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Babesiose Hepatozoonose Rangeliose Cytauxzoonose

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Rangeliose João Fábio Soares Aline Girotto-Soares

Introdução Infecções por hemoparasitos são importantes cau­ sadoras de enfermidades em cães e possuem con­ siderável casuística na clínica de pequenos animais.

Entre os hemoprotozoários, destacam-se os piroplas­ mas. Estes agentes pertencem ao subfilo Apicom­ plexa, classe Piroplasmasida, ordem Piroplasmorida e famílias Babesidae ou Theileriidae. São caracteriza­ dos pela infecção das células sanguíneas bem como pela transmissão por artrópodes hematófagos ou ainda de forma iatrogênica. Três são as espécies de piroplasmas que parasitam cães no Brasil: Babesia canis vogeli, Babesia gibsoni e Rangelia vitalii.

Equívocos no passado consideraram R. vitalii uma espécie inválida, mas pesquisas e revisões realizadas no início dos anos 2000, bem como a caracterização molecular deste agente, trouxeram a rangeliose no­ vamente à tona, e a elevada patogeni­cidade desta enfermidade para cães domésticos merece especial atenção na clínica de pequenos animais.

Etiologia O hemoprotozoário Rangelia vitalii é o agente etiológico da rangeliose, uma enfermidade fe­ bril e hemorrágica grave para os cães, popular­

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mente conhecida como nambiuvu, palavra de origem guarani que significa “orelha que sangra”, sendo este um sinal clínico observado em casos naturais de infecção pelo parasito. O protozoário R. vitalii caracteriza-se por infectar hemácias (Fi­ gura 13.1), leucócitos e células do endotélio vas­ cular (Figura 13.2). As formas parasitárias presen­ tes na circulação podem variar de arredondadas a ovais e piriformes. Quando coradas por Giemsa ou Rosenfeld, apresentam citoplasma azulado com redução na coloração central. Já o núcleo, compacto, cora-se mais intensamente em tons violáceos. As inclusões encontradas no interior de eritrócitos e leucócitos medem, em média, 2 a 3,5µm (Tabela 13.1) de comprimento por 1,5 a 2,3µm de largura.1-3 Já as formas extracelulares do parasito são um pouco maiores.4 No entanto, es­ sas são dificilmente encontradas. O comprimento médio do núcleo é de 1,06µm.3 No endotélio vascular, podem ser encontra­ dos protozoários (Figura 13.2) de formato re­ dondo ou ovalar, em número variável, dispostos de modo único, aos pares ou em agrupamentos de 18 a 25µm com até 100 parasitos ocupando o citoplasma da célula hospedeira em sua quase totalidade.1,2

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Figura 13.1 Protozoário Rangelia vitalii no interior de hemácia

Figura 13.2 Esquizontes em endotélio vascular condizentes com Rangelia vitalii em cão infectado. Corte de tecido cardíaco corado com hematoxilina e eosina

Histórico No início do século XX, Carini (1908)6 relatou pela primeira vez uma enfermidade hemorrágica e fe­ bril em cães, ainda de etiologia desconhecida. Pos­ teriormente, Pestana (1910)7 descreveu os sinais clínicos, a evolução da enfermidade e o agente,1 denominando-o Piroplasma vitalii.1 Em 1914, Carini & Maciel2 redescreveram este piroplasma, renome­ ando-o Rangelia vitalii com base em particularida­ des no ciclo de desenvolvimento, como a esquizo­ gonia extraeritrocitária e a capacidade de infectar leucócitos, além de células do endotélio vascular.2 Em 1926, Wenyon8 levantou a hipótese de que as formas esquizogônicas encontradas por Carini e Maciel resultavam, na verdade, de uma infecção por Toxoplasma gondii concomitante a uma parasite­ mia por Babesia canis.8 Já em 1938, Moreira9 inocu­ lou 91 cães e estudou a rangeliose nesses animais.

Ao final do experimento, afirmou não ser possível distinguir as formas eritrocitárias de R. vitalii das de B. canis, nem ao menos as formas esquizogônicas de R. vitalii de taquizoítos ou bradizoítos de T. gondii.9 Assim, concluiu como provavelmente válida a hipótese de Wenyon.8 O fato de Moreira não ter ob­ servado diferenças entre as formas parasitárias de R. vitalii e B. canis, bem como o fato de o autor ter visualizado em apenas um cão os estágios esqui­ zogônicos teciduais, pode estar relacionado com a origem das amostras utilizadas por Moreira,9 as quais eram oriundas das cidades de Morro Agudo, Orlândia e Cotia no estado de São Paulo. Os dois primeiros munícipios estão localizados em áreas dominadas pelo bioma Cerrado, ou seja, regiões não condizentes com o que hoje se conhece da

Tabela 13.1 Comparação das espécies de piroplasmas que parasitam cães no Brasil

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Espécie

Tamanho (mm)

Células parasitadas

Vetor

Localização dos casos

Patogenicidade

R. vitalii

2 a 3,5

Eritrócitos Leucócitos Células do endotélio vascular

A. aureolatum

Geralmente rurais

Moderada a grave

B. canis vogeli

2,5 a 5

Eritrócitos

R. sanguineus

Principalmente em áreas urbanas

Leve a moderada

B. gibsoni

1 a 2,5

Eritrócitos

R. sanguineus*

Comumente urbanos

Moderada

*Provável vetor.

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Enfermidades Causadas por Hematozoários

A posição taxonômica do hemoparasito R. vitalii ainda está em estudo. Entretanto, é possível afirmar que esse agente pertence ao filo Apicomplexa e à ordem Piroplasmorida.5 Além disso, está genetica­ mente relacionado com os hemoprotozoários da família Babesidae.3

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Epidemiologia A rangeliose é uma enfermidade transmitida por vetores. Em estudo prévio, Soares et al. (2012)15 avaliaram a competência vetorial das espécies de carrapatos Rhipicephalus sanguineus e Amblyomma aureolatum (Figura 13.3). Entretanto, apenas esta última espécie veiculou o agente para cães saudá­ veis.15 Por outro lado, ainda não é possível descar­ tar como vetores outros ixodídeos que costumam parasitar canídeos, como: Amblyomma ovale e Amblyomma tigrinum, nem mesmo outros artrópo­ des hematófagos. A competência vetorial dessas espécies de carrapatos está em fase de estudos.

A maioria dos casos de rangeliose é oriunda de

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Rangeliose

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epidemiologia de R. vitalii, ficando apenas a região de Cotia de acordo com a área de distribuição co­ nhecida dessa enfermidade até o momento. Carini (1948)10 escreveu um artigo defendendo a validade da espécie R. vitalii, mas o trabalho não surtiu efeito na comunidade científica da época. Devido a isso, o protozoário R. vitalii praticamente desapareceu da literatura entre os anos 1948 e 2003, salvo algu­ mas raras citações. Somente em 2011 a espécie foi revalidada, com base em caracteres morfológicos e moleculares.3 Segundo Loretti & Barros (2004),11 a infecção por R. vitalii já foi confundida clinicamente, por necrop­ sias e histopatologia, com casos de erliquiose,12 hepatozoonose,10 leishmaniose visceral,13 babe­ siose14 e toxoplasmose.9,14 Todas essas questões polêmicas e os equívocos sucessivos criaram uma situação de total descrédito no meio científico em torno do tema R. vitalii.11 Apesar de morfologicamente semelhante à espécie B. canis, quando encontrada em hemácias R. vitalii (ver Tabela 13.1) é geneticamente distinta das principais babésias que infectam cães. Soares et al. (2011),3 ao compararem a sequência gênica de um fragmento do gene 18S rRNA de R. vitalii com B. canis e Babesia gibsoni, observaram uma simila­ ridade de apenas 92% e 94%, respectivamente. Já quando a comparação foi realizada com um frag­ mento do gene hsp70, a similaridade foi ainda me­ nor – de 82% para B. canis e de 86% para B. gibsoni.3 Além disso, apenas R. vitalii é conhecida por infec­ tar leucócitos e células do endotélio vascular.

Figura 13.3 Macho de Amblyomma aureolatum

áreas rurais próximas à mata, regiões inseridas prin­ cipalmente nos biomas: Mata Atlântica, ou Campos Sulinos (Pampas), locais que reúnem as condições necessárias para o desenvolvimento de A. aureolatum (Figura 13.4). É provável que R. vitalii tenha uma distribuição geográfica que acompanha a dis­ tribuição geográfica de seu vetor comprovado até o momento, o carrapato A. aureolatum.15 A hipótese da existência de reservatórios silves­ tres sustenta-se no fato de o ectoparasito A. aureolatum realizar hematofagia em carnívoros silvestres.

Além disso, há relatos, com base em esfregaços sanguíneos, de piroplasmas infectando duas espé­ cies de canídeos silvestres brasileiros que ocorrem na área de distribuição geográfica da rangeliose: o graxaim-do-campo (Lycalopex gymnocercus)16,17 e o cachorro-do-mato (Cerdocyon thous).14 Estas duas espécies são comumente utilizadas como hospedeiros para o estágio biológico adulto de A. aureolatum. Entretanto, em tais estudos não foi possível a realização de uma caracterização mo­ lecular dos piroplasmas encontrados, pesquisa de suma importância devido às semelhanças morfo­ lógicas entre B. canis vogeli e R. vitalii, quando esta última encontra-se parasitando hemácias. Recen­ temente, Soares et al. (2014)18 detectaram R. vitalii por reação em cadeia da polimerase (PCR) em seis C. thous, sendo que um destes foi acompanhado por 80 dias e não manifestou sinais clínicos associa­ dos a rangeliose, mesmo mantendo-se infectado – reforçando, assim, as suspeitas de ser esta espécie de canídeo reservatório de R. vitalii.18 Cães jovens são mais afetados pela doença e geralmente, desenvolvem uma enfermidade he­ morrágica grave. No entanto, há relatos de cães

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■■ Desidratação.

■■ Dispneia.

■■ Esplenomegalia.

■■ Hepatomegalia.

■■ Linfoadenomegalia.

■■ Sangramentos persistentes pelas narinas, boca, olhos, ânus e bordas das orelhas (Figura 13.5).

■■ Petéquias (Figura 13.6).

■■ Equimose.

■■ Icterícia.

■■ Palidez das mucosas (Figura 13.7).

■■ Diarreia sanguinolenta.

Alterações hematológicas

■■ Anorexia.

Entre as alterações hematológicas mais evidentes estão a redução no hematócrito, na contagem de eritrócitos e plaquetas, bem como na hemoglobi­ na. São alterações semelhantes às encontradas nos casos de babesiose, porém as anemias tendem a ser mais “profundas”. Do mesmo modo, o consumo de plaquetas tende a ser maior, podendo ocorrer macroplaquetas.31 A etiologia da plaquetopenia observada na rangeliose pode estar ligada ao pro­ cesso inflamatório, mas principalmente ao consu­ mo de plaquetas devido às lesões que o parasito provoca no endotélio vascular. As anemias apre­ sentadas na rangeliose são, geralmente, de caráter regenerativo, com macrocitose e hipocromasia.

Alguns animais chegam a apresentar rubricitos e metarrubricitos. Outros são exceções, nos quais a macrocitose e a hipocromasia não são evidentes, mas nesses casos é possível observar anisocitose e

Figura 13.5 Cão infectado por Rangelia vitalii apresentando sangramento nas orelhas, nambiuvu

Figura 13.6 Cão infectado com R. vitalii apresentando petéquias no membro anterior

■■ Febre.

■■ Apatia.

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■■ Perda de peso.

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Enfermidades Causadas por Hematozoários

não é patognomônico da infecção por R. vitalii, e outras enfermidades que levam a intensa redução na contagem de plaquetas também podem oca­ sioná-lo. Em casos de inoculação experimental, os animais não manifestam esse tipo de sangramento constante nas orelhas. Desse modo, provavelmen­ te é necessário haver a picada de insetos ou lesões locais para o desenvolvimento do nambiuvu. Por outro lado, existe certa dificuldade em conter o sangramento nos pontos de coleta de sangue dos animais inoculados. As lesões no endotélio vascular dos vasos que irrigam o sistema digestivo podem levar a alterações intestinais, bem como a perda de sangue para o interior do lúmen intesti­ nal. Assim, animais infectados natural ou experi­ mentalmente apresentam uma diarreia sanguino­ lenta inicialmente alaranjada, que depois se torna escura, muitas vezes com a presença de estrias de sangue. Essa diarreia antigamente era conhecida como “nambiuvu das tripas”. A doença também foi popularmente chamada de “peste do sangue” ou “febre amarela dos cães”, devido à febre e à intensa icterícia que ocorrem em alguns casos.

As demais alterações na homeostasia dos cães oriundas da anemia, plaquetopenia e demais alte­ rações hematológicas são semelhantes às encon­ tradas na babesiose. Entretanto, como o consumo de plaquetas e a redução na contagem de eritróci­ tos são maiores, as alterações são mais evidentes (ver Tabela 13.1).

Entre os principais sinais clínicos destacam-se:

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policromasia. Em algumas ocasiões, as anemias de­ senvolvem-se de forma muito aguda. Nesses ani­ mais, os sinais de regeneração levam tempo para se manifestar. As anemias observadas na rangeliose têm causas semelhantes às da infecção por B. canis, ou seja, por ação direta do parasito, processo infla­ matório, sequestro esplênico, hemorragias ou de caráter imunomediado, nos animais que desenvol­ vem esse tipo de processo.

Animais experimentalmente infectados apre­ sentam aumento na contagem de megacariócitos e redução na agregação plaquetária entre o 10o e o 20o dias PI.31 Há indícios de que a rangeliose pode causar uma anemia imunomediada, devido à presença, em al­ guns casos, de esferócitos e eritrofagocitose.5,25,28 Contudo, ainda são necessários mais estudos para correlacionar a existência da anemia imunomedia­ da com o agente infeccioso da rangeliose. Isso por­ que, em alguns casos, essa forma de anemia não é visualizada.

Quanto ao leucograma, apresenta-se inconsis­ tente em infecções por R. vitalii, assim como em ou­ tras piroplasmoses. Enquanto alguns animais apre­ sentam uma redução na contagem de leucócitos, outros manifestam leucocitose,25 ou ainda podem não apresentar alterações na contagem total,32 sendo a leucocitose mais comumente encontrada, principalmente em casos fatais.25 Isso ocorre, prova­ velmente, pela estimulação antigênica prolongada.

Alterações bioquímicas Costa et al. (2012),33 ao estudarem as alterações en­ zimáticas em cães infectados por R. vitalii, observa­

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ram um aumento da alanina aminotransferase (ALT) no 20o dia PI, no grupo infectado em comparação ao grupo-controle, porém sem exceder os limites de referência. Nesse estudo, ainda foram observa­ dos aumentos na concentração de creatinocinase e aspartato aminotransferase (AST), no 10o, 20o e 30o dias PI. Os autores não visualizaram alterações significativas nas concentrações de ureia, creatini­ na e gamaglutamiltransferase.

Diagnóstico O diagnóstico in vivo de rangeliose pode ser clíni­ co, epidemiológico, por esfregaço sanguíneo ou por PCR.

Diagnóstico clínico Os sinais clínicos manifestados na infecção por R. vitalii não são patognomônicos, o que dificulta essa forma de diagnóstico.

Diagnóstico epidemiológico A utilização da epidemiologia associada aos sinais clínicos e ao estudo hematológico confere uma boa ferramenta de diagnóstico. Isso porque os ca­ sos de rangeliose tendem a ser oriundos de áreas com características favoráveis ao desenvolvimento de seu vetor.

Esfregaço sanguíneo Esta forma de diagnóstico tem reduzida sensibili­ dade, pois a parasitemia em infecções por R. vitalii é baixa, diferentemente do que ocorre em infecções por B. canis vogeli. Além disso, quando o animal

Rangeliose C o p y r i g h t ©2 0 1 5E d i t o r aR u b i oL t d a .

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Figura 13.7 (A e B) Animais infectados com R. vitalii, apresentando palidez das mucosas oral (A) e conjuntival (B)

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IV

Tratamentos Alternativos das Infecções por Protozoários

Capítulo 15 Terapias alternativas para infecções por protozoários em pequenos animais

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V

Técnicas Diagnósticas das Enfermidades Causadas por Protozoários

Capítulo 16 Técnicas parasitológicas para exame fecal Capítulo 17 Técnicas para diagnóstico de hemoparasitoses Capítulo 18 Técnicas diagnósticas moleculares e sorológicas

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Técnicas parasitológicas para exame fecal Flávio Antônio Pacheco de Araújo Cristina Germani Fialho Wilsmann Mariana Caetano Teixeira

Introdução A investigação das parasitoses intestinais causadas por protozoários em cães e gatos é uma tarefa de caráter contínuo, cujos objetivos principais são orientar as condutas para a melhoria da saúde dos animais, avaliar as medidas de controle e monitorar a eficácia dos produtos anti-helmínticos. Apesar do aprimoramento das técnicas imunológicas e do surgimento das técnicas moleculares para o diagnóstico das parasitoses intestinais, as técnicas de diagnóstico coproparasitológico continuam sendo as de eleição, pela simplicidade, sensibilidade e baixo custo.

se esperar o cão defecar e retirar do solo o excremento o mais rápido possível, tendo o cuidado de manter a amostra livre de urina e impurezas do chão.

Material Convém utilizar frascos limpos, secos e, preferencialmente, esterilizados. No caso de não ser possível o proprietário pegar frascos no laboratório, ele pode ser orientado a fervê-los em uma panela no fogão de sua casa ou utilizar sacos plásticos limpos, como os de armazenar e congelar alimentos (não utilizados previamente).

Antes de enviar ao laboratório, o material a ser

Coleta, conservação e remessa de amostras de fezes para análise laboratorial1-3

remetido deve ser identificado (com número ou nome). Do mesmo modo, a ficha do material deve conter essa identificação, além de dados como espécie, idade, sexo, proprietário, endereço, telefone

Coleta

e anamnese realizada.

A coleta de fezes diretamente da ampola retal seria o melhor método, mas, para pequenos animais, a quantidade de material obtido é insuficiente para realizar as diferentes técnicas necessárias. Assim, podem ser utilizadas apenas para o método direto e amostras recentes. Então, deve-

Conservação e remessa

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Se não for possível examinar as fezes logo após a coleta, essa amostra deve ser refrigerada até a rea­ lização do exame. Para ser enviado para o labora­ tório, o material deve ser armazenado com gelo.

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■■ Formalina a 5% e 10%: yy Formol a 40%: 5 e 10mL. yy Água destilada: 95 e 90mL. ■■ Bicromato de potássio a 2,5%: yy Bicromato de potássio: 2,5g. yy Água destilada: 100mL. Para preservar os trofozoítos e cistos de Giardia sp., deve-se utilizar o PVA (álcool polivinílico), mas este material não é utilizado rotineiramente em práticas veterinárias.

Exame direto2,4 O exame direto é um método qualitativo, que pode ser utilizado para pesquisa de variadas formas de parasitos eliminados nas fezes. Na protozoologia, é usado principalmente para identificar trofozoítos de protozoários, como os de Giardia, que, após os métodos de concentração, podem ser distorcidos ou destruídos.

Pode ser realizado com a pequena quantidade de fezes que fica no termômetro após aferição da temperatura do animal, a qual é misturada com 1 gota de água ou solução salina a 0,85%, em uma lâmina. Além disso, depois, procede-se à observação ao microscópio, de preferência adicionando uma lamínula, para evitar o turbilhonamento do líquido.

Para melhor visualização das estruturas internas dos cistos de protozoários, podem ser utilizadas colorações, como, por exemplo, 1 gota de lugol no caso de Giardia.

Método de Faust e colaboradores1,2,4 Tal método foi desenvolvido para detecção da presença de cistos de protozoários. É também conhecido como método de centrifugoflutuação em sulfato de zinco a 33% com densidade de 1,18/mL.

Técnica A sequência de ações para aplicação dessa técnica é mostrada na Figura 16.1: 1. Em um recipiente, dissolvem-se 2g de fezes em 10mL de água destilada (Figura 16.1A a D).

2. Filtra-se tudo com uma gaze e coloca-se o material em um tubo de ensaio (Figura 16.1E a F).

3. Centrifuga-se a 2.500rpm por 1 a 3min (Figura 16.1G).

4. Retira-se o líquido, deixando só a porção que decantou (Figura 16.1H).

5. Ressuspende-se o sedimento com água destilada e centrifuga-se novamente (Figura 16.1I a J).

6. Repete-se até que o sobrenadante fique claro (em geral, umas três vezes).

7. No último sedimento, colocam-se 1 a 2mL de sulfato de zinco a 33% e volta-se a ressuspender o material. Completa-se o volume (Figura 16.1K).

8. Com uma alça de platina ou com conta-gotas, retira-se a película da superfície e coloca-se em uma lâmina. Esse procedimento pode ser feito com o tubo ainda na centrífuga. Ou, se for retirado o tubo da centrífuga para ser colocado em uma estante, convém ter o cuidado de não sacudi-lo (Figura 16.1L).

9. Junta-se 1 gota de lugol, coloca-se a lamínula e

Exames de flutuação fecal2,4

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Os testes de flutuação fecal são os mais utilizados na medicina veterinária para detecção de ovos, oocistos e cistos de parasitos. Esses métodos baseiamse no princípio de que essas formas são menos densas do que o meio fluido (saturado) utilizado para a realização da técnica. Então, irão flutuar para o topo do recipiente, onde poderão ser coletados para avaliação ao microscópio. A solução de sulfato de zinco a 33% tem a vantagem de causar menos distorção nos cistos de Giardia. Recomenda-se a solução de açúcar (solução de Sheather) para diagnóstico de coccídios.

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observa-se ao microscópio.

Preparo da solução de sulfato de zinco a 33%, de densidade 1,18g/mL: ■■ Sulfato de zinco: 33g.

■■ Água destilada: 100mL.

Adiciona-se a água destilada quente. Depois, ajusta-se com o densímetro, até se obter a densidade de 1,18/mL. Resultado: a existência do cisto de Giardia indi-

ca resultado positivo de giardíase; assim, o animal deve ser tratado.

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Técnicas Diagnósticas das Enfermidades Causadas por Protozoários

Se isso não for possível, também podem ser utilizados alguns conservantes, como:

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Técnicas parasitológicas para exame fecal

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Figura 16.1 (A a L) Método de Faust e colaboradores (continua)

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Técnicas diagnósticas moleculares e sorológicas Cláudia de Mello Ribeiro Simone Baldini Lucheis

Introdução O impacto das enfermidades parasitárias desenca­ deou um interesse pelo diagnóstico dessas parasi­ toses, permitindo o uso de abordagens tecnologi­ camente inovadoras como as técnicas moleculares e sorológicas.

Técnicas moleculares Reação em cadeia da polimerase (PCR) para diagnóstico de tripanossomíase Preparo das amostras de sangue em meio LIT para extração do DNA parasitário Tanto as culturas positivas quanto as negativas

Extração de DNA O DNA deve ser extraído de 300μL do sedimento armazenado, utilizando-se, por exemplo, o IllustraTM Blood GenomicPrep Mini Spin Kit (GE Healthcare®).

Posteriormente, é armazenado em microtubos es­ téreis livres de DNAses e RNAses e mantido a −20°C até a realização da PCR.2

PCR para Trypanosoma cruzi e/ou Trypanosoma rangeli As reações devem ser realizadas em duplicata. Para amplificação dos fragmentos de minicírculos de kDNA de 330pb, utilizam-se os iniciadores P35 e P363 (Tabela 18.1). Para um volume final de 25μL, a reação deve conter: ■■ 2,5µL de tampão de PCR (50mmol de KCl, 10mmol de Tris-HCl, 1,5mM de MgCl2).

devem ser lavadas, separadamente, em solução

■■ 0,2mM de dNTP.

salina tamponada (PBS) estéril, 0,01M (pH 7,2) e

■■ 1,0U de Taq-polimerase.

centrifugadas a 1.000rpm por 10min. Do mes­

■■ 10pmol de cada primer.

mo modo, convém armazenar o sedimento em microtubos estéreis livres de desoxirribonuclea­ ses (DNAse) e ribonucleases (RNAse) a −20°C, até o momento do uso para extração do DNA parasitário.1,2

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■■ 2μL de DNA extraído.

■■ 17,8μL de água ultrapura.

Durante todo o procedimento, os tubos de amostra e de reagentes devem ser mantidos em

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18

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Primer

Sequência

P35

5’-AAATAATGTACGGGGGAGATGCATGA - 3’

P36

5’-GGGTTCGATTGGGGTTGGTGT - 3’

330

Fonte: adaptada de Sturm et al., 1989.3

gelo picado. As condições de amplificação em termociclador são:

■■ Anexação dos iniciadores a 57°C por 10s.

■■ Ciclo para desnaturação inicial a 96°C por 2min.

■■ Ciclo de 72°C por 7min para a extensão final.

■■ Desnaturação, anexação dos iniciadores e alongamento em 30 ciclos por 1min cada a 94°C, 60°C e 72°C, respectivamente.

■■ Ciclo de 72°C por 10min para a extensão final.2,4

PCR para diferenciar Trypanosoma cruzi de Trypanosoma rangeli Como os iniciadores P35 e P36 utilizados na PCR não são específicos para Trypanosoma cruzi, que amplificam minicírculos de kDNA tanto desse parasito quanto de Trypanosoma rangeli, devem ser usados, para confirmação diagnóstica, os iniciadores TCZ1 e TCZ2, espécie-específicos para T. cruzi.

Estes amplificam uma região de microssatélite de kDNA de 188 pares de base (Tabela 18.2).2,5,6 As reações devem ser realizadas em duplicata e, para um volume final de 25µL, conter: ■■ 2,5µL de tampão de PCR (50mmol de KCl, 10mmol de Tris-HCl, 1,5mM de MgCl2).

■■ 0,2mM de dNTP.

■■ 1,0U de Taq-polimerase.

■■ 10pmol de cada primer.

■■ 2μL de DNA extraído.

■■ 17,8μL de água ultrapura.

As condições de amplificação em termociclador são: ■■ Ciclo para desnaturação inicial a 94°C por 5min.

■■ 35 ciclos para desnaturação a 94°C por 20s.

Tabela 18.2 Primers para detecção de Trypanosoma cruzi

138

Tamanho do produto (pb)

Primer

Sequência

TCZ1

5’-CGAGCTCTTGCCCACACGGGTGCT-3’

TCZ2

5’-CCTCCAAGCAGCGGATAGTTCAGG-3’

Fonte: adaptada de Virreira et al., 2003;5 Moser et al., 1989.6

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■■ Alongamento a 72°C por 30s.

As alíquotas de 10µL das amostras amplificadas, com a utilização dos iniciadores P35 e P36, bem como o TCZ1 e oTCZ2, devem ser homogeneizadas com 2µL de solução de azul de bromofenol e, para a identificação dos produtos amplificados, submetidas a eletroforese horizontal em gel de agarose a 1% em tampão tris-borato-EDTA (TBE) 10×, corado com GelredTM (Biotium, Inc.). A corrida deve ser realizada utilizando-se o mesmo tampão TBE, a 80 volts por 100min, com as bandas visualizadas em transluminador ultravioleta. A cepa Y de T. cruzi deve ser utilizada como controle positivo, o MIX-PCR como controle negativo e 3µL de DNA Ladder (Norgen®) 100pb como padrão de peso molecular.2,5

Reação em cadeia da polimerase (PCR) para diagnóstico de toxoplasmose Para amplificação do DNA de Toxoplasma gondii, podem ser utilizados os oligonucleotídios TOX4 e TOX5 (Tabela 18.3).7-9 Cada tubo de reação de 0,2mL deve conter: ■■ 2,5μL de tampão de PCR (50mmol de KCl, 10mmol de Tris-HCl).

■■ 0,75μL de MgCl (1,5mmol).

■■ 0,25μL de dNTP (1,25mmol).

■■ 0,15U/μL de taq-polimerase.

■■ 5μL de cada primer.

■■ 10μL de amostra obtida no final da extração.

■■ 17,35μL de água ultrapura.

Durante todo o procedimento, os tubos de amostra e de reagentes devem ser mantidos em gelo picado. A amplificação deve ser realizada em termociclador, e as condições de reação são: 94°C por 7min; 35 ciclos de 72°C por 1min; e um ci-

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R i b e i r o .

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Técnicas Diagnósticas das Enfermidades Causadas por Protozoários

Tabela 18.1 Primers usados na detecção de Trypanosoma

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A Agarose, gel em 1% de, 24 Albendazol, 36 Alopecia ao redor dos olhos e leishmaniose visceral canina, 7 Alterações bioquímicas, 106 - e hematológicas da cytauxzoonose, 106 - na rangeliose, 99 Amblyomma, 105 - aureolatum, macho de, 95 - ovale, 105 Amostras, 121 - de fezes, 121 - de sangue, 133, 137 Animais infectados, 81 - por Babesia, 81 - por Rangeli vitalii, 99 Azitromicina, 53

B Babesia, 79 - canis, 78 - - presentii, 83 - - vogeli, hemácias parasitadas por, 79 - cão infectado por, apresentando palidez da mucosa oral, 81 - cati, 82

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- ciclo biológico, 79 - esporozoítos de, 79 - felis, 82 - gibsoni, 79 - herpailuri, 82 - leo, 83 - pantherae, 82 Babesiose, 77-86 - canina, 77 - - aspectos imunológicos, 81 - - ciclo biológico, 79 - - diagnóstico, 81 - - epidemiologia, 77 - - etiologia, 78 - - patogenia, 80 - - sinais clínicos, 80 - felina, 82 - - etiologia, 82 - - patogenia, 83 - - sinais clínicos, 83 - profilaxia, 84 - tratamento, 83 Baço de cão, forma amastigota de Trypanosoma cruzi em imprint de, 20 Bicromato de potássio, 122 Bovino infectado, tecido cerebral de, 60 Bradizoítos, 48

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Cão(ães), 60 - baço de, forma amastigota de Trypanosoma cruzi em imprint de, 20 - comparação das espécies de piroplasmas que parasitam, no Brasil, 94 - dimensões de oocistos de Cystoisospora que parasitam gatos e, 64 - fármacos usados no tratamento de, 90 - - com bebesiose, 84 - - com cistoisosporíase, 65 - - com giardíase, 36 - - com hepatozoonose, 90 - - com neosporose, 60 - - com toxoplasmose, 53 - - com tripanossomíase americana, 22 - gamonte de Hepatozoon em leucócito de, 88 - infectado, 98 - - esquizontes em endotélio vascular condizentes com Rangelia vitalii em, 94 - - por Babesia apresentando palidez da mucosa oral, 81 - - por Rangelia vitalii, 98 - - - apresentando petéquias no membro anterior, 98 - - - apresentando sangramento nas orelhas, 98 - leishmaniose visceral em (ver Leishmaniose visceral canina) - microrganismo da microbiota intestinal de, com potencial probiótico, 113 - reação positiva de imunofluorescência indireta para Trypanosoma cruzi em, 24 - sinais clínicos da toxoplasmose em, 52 - tripanossomíase americana em, 22 - - tratamento, 24 Câmara de McMaster, 124 Camundongo, forma tripomastigota da cepa Y de Trypanosoma cruzi em esfregaço sanguíneo de, 20 Centrifugoflutuação direta, método de, com solução de Sheather, 126 Chagas, doença de, 19 Ciclo biológico, 22 - Babesia, 79 - Cryptosporidium, 67 - Cystoisospora spp., 63 - Cytauxzoon, 104 - Giardia sp., 33

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- Hepatozoon, 87 - Leishmania, 4 - neosporose, 58 - Rangelia, 93 - Sarcocystis, 71 - Toxoplasma gondii, 48 - - enteroepitelial, 48 - - extraintestinal, 49 - Tritrichomonas foetus, 42 - Trypanosoma cruzi, 22 Cisto(s), 60 - de Giardia, 34 - - obtidos pelo método de concentração por flutuação, 34 - de Neospora caninum obtido por imunohistoquímica de tecido cerebral de bovino infectado, 60 Cistoisosporíase, 63-66 - ciclo biológico, 63 - diagnóstico, 65 - epidemiologia, 64 - etiologia, 63 - morfologia, 63 - patogenia, 65 - profilaxia, 66 - sinais clínicos, 65 - tratamento, 65 Clindamicina, 60, 73 - cloreto de, 53 - fosfato de, 53 Cloreto de clindamicina, 53 Coágulo, 135 - técnica de distensão da gota do, 135 - técnica de esfregaço de fragmento de, 135 Coccídios, enfermidades causadas por, 45-74 - cistoisosporíase, 63-66 - criptosporidiose, 67-70 - neosporose, 57-62 - sarcocistose, 71-74 - toxoplasmose, 47-56 Coleta de sangue, 133 Coloração, 128 - com hematoxilina e eosina, 94 - de Giemsa, 34, 135 - de Wright, 135 - de Ziehl-Neelsen, 69 - - modificada por Angus, 128 Concentração, método de, por flutuação, 64 - cistos de Giardia obtidos pelo, 34

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C

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D Dermatite descamativa com aspecto furfuráceo e leishmaniose canina, 7 Diclazuril, 65 Distensão, técnica de, da gota do coágulo, 135 DNA, 137 - extração de, 137 - parasitário, 137 Doença de Chagas, 19

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Endotélio vascular, esquizontes em, condizentes com Rangelia vitalii em cão infectado, 94 Eosina, tecido cardíaco corado com hematoxilina e, 94 Epidemiologia molecular das espécies de Giardia, 36 Esfregaço, técnica de, 99 - de fezes, 128 - de fragmento de coágulo, 135 - de sangue, 20 - - direto, 134 - - forma tripomastigota da cepa Y de Trypanosoma cruzi em, de camundongo, 20 Esporocisto(s), 64 - de Sarcocystis spp., 72 - oocistos esporulado contendo dois, 64 Esporozoítos de babesia, 79 Esporulação de oocistos, método de purificação, concentração e, 126 Exame fecal, técnicas parasitológicas para, 121-132 - coleta, 121 - conservação e remessa, 121 - de coloração de Ziehl-Neelsen modificada por Angus, 128 - de flutuação fecal, 122 - - de Faust e colaboradores, 122 - - que utilizam a solução de Sheather, 124 - - - de centrifugoflutuação direta, 126 - - - oocistograma, 124 - de purificação, concentração e esporulação de oocistos, 126 - direto, 122 - material, 121

F Fármacos, uso de, no tratamento, 53 - da bebesiose, 84 - da cistoisosporíase, 65 - da criptosporidiose, 69 - da giardíase, 36 - da hepatozoonose, 90 - da neosporose, 60 - da Sarcocystis spp., 73 - da toxoplasmose, 53 - da tripanossomíase americana, 25 Faust, método de, 122 Febantel, pirantel e praziquantel, 36 Febendazol, 36

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E

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- oocisto não esporulado de Cystoisospora felis obtido pelo, 64 Conoide, 48 Corantes, fórmulas de, e reagentes, 131 Criptosporidiose, 67-70 - ciclo biológico, 67 - diagnóstico, 68 - epidemiologia, 68 - patogenia, 68 - profilaxia, 69 - sinais clínicos, 68 - tratamento, 69 Cryptosporidium, 69 - ciclo biológico, 67 - oocistos de, corados pela técnica de Ziehl-Neelsen, 69 Cultura, meio de (ver Meio de cultura) Cystoisospora, 63 - felis, 64 - - oocisto esporulado de, 64 - - oocisto não esporulado de, obtido pelo método de concentração por flutuação, 64 - ohioensis, 64 - oocistos de, dimensões de, que parasitam cães e gatos, 64 Cystoisospora spp., ciclo biológico, 63 Cytauxzoon, ciclo biológico, 104 Cytauxzoonose, 103-108 - alterações hematológicas e bioquímicas, 106 - ciclo biológico, 104 - diagnóstico, 106 - epidemiologia, 105 - etiologia, 104 - histórico, 104 - patogenia, 105 - profilaxia, 107 - sinais clínicos e patológicos, 106 - tratamento, 107

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G

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Gato(s), 103 - dimensões de oocistos de Cystoisospora que parasitam cães e, 64 - fármacos utilizados no tratamento de, 53 - - com bebesioses, 84 - - com cistoisosporíase, 65 - - com criptosporidiose, 69 - - com giardíase, 36 - - com toxoplasmose, 53 - infectados por piroplasmas em diferentes estudos no Brasil, 103 - leishmaniose em (ver Leishmaniose felina) - sinais clínicos da toxoplasmose em, 51 - tricomoníase em (ver Tricomoníase felina) Gel em 1% de agarose, 24 Giardia, 36 - cisto(s) de, 34 - - obtidos pelo método de concentração por flutuação, 34 - duodenalis, genotipagem de, 38 - epidemiologia molecular das espécies de, 36 - trofozoíto de, 33 - - fixados e corados por Giemsa, 34 Giardia sp., 33 Giardíase, 33-40 - ciclo biológico, 33 - diagnóstico, 35 - epidemiologia, 34

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- - molecular das espécies de Giardia, 36 - etiologia, 33 - fármacos utilizados no tratamento de, 36 - morfologia, 33 - patogenia e sinais clínicos, 35 - profilaxia, 36 - tratamento, 36 Giemsa, coloração de, 34, 135 Gota do coágulo, técnica de distensão da, 135

H Hemácia(s), 79 - parasitadas por Babesia canis vogeli, 79 - protozoário Rangeli vitalii no interior da, 94 Hemaparasitoses, técnicas para diagnóstico de, 133-136 - coleta e remessa de amostras de sangue, 133 - de coloração, 135 - - de Giemsa, 135 - - de Wright, 135 - de distensão, 134 - - da gota do coágulo, 135 - - de sangue, 134 - de esfregaço de fragmento de coágulo, 135 Hematoxilina, corado com, e eosina, 94 Hematozoários, enfermidades causadas por, 75- babesiose, 77-86 - cytauxzoonose, 103-108 - hepatozoonose, 87-92 - rangeliose, 93-102 Hepatozoon, ciclo biológico, 87 Hepatozoon canis, gamonte de, em leucócito de cão, 88 Hepatozoonose, 87-92 - ciclo biológico, 87 - diagnóstico, 90 - epidemiologia, 89 - etiologia, 87 - patogenia, 89 - profilaxia, 90 - sinais clínicos, 89 - tratamento, 90 Hiperceratose no focinho e leishmaniose canina, 7

I Imunidade, 50 - celular, 50 - humoral, 50 Imunofluorescência indireta, reação de (ver RIFI)

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Fembendazol, 69 Fezes, 128 - amostras de, 121 - esfregaço de, técnica de, 128 Flutuação fecal, 122 - exames de, 122 - - de Faust e colaboradores, 122 - - que utilizam a solução de Sheather, 124 - - - de centrifugoflutuação direta, 126 - - - oocistograma, 124 - método de concentração por, 64 - - cistos de Giardia obtidos pelo, 34 - - oocisto não esporulado de Cystoisospora felis obtido pelo, 64 Focinho, hiperceratose no, e leishmaniose canina, 7 Formalina, 122 Fórmulas de corantes e reagentes, 131 Fosfato de clindamicina, 53

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L Leishmania, 8 - chagasi, formas promastigotas de, 9 - ciclo biológico de, 4 - infantum, 8 - - canina, reação de imunofluorescência indireta positiva para, 9 Leishmania sp., formas amastigotas de, de aspirado de medula óssea de cão, 8 Leishmaniose, 3-18 - amazonensis, 14 - felina, 13-18 - - sinais clínicos, 14 - - técnicas diagnósticas, 15 - - tegumentar, 14 - visceral canina, 3-12 - - ciclo(s), 3 - - - biológico de Leishmania, 4 - - - epidemiológicos, 3 - - diagnóstico, 7 - - - métodos moleculares, 9 - - - parasitológico, 7 - - - sorológico, 8 - - etiologia, 3

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- - morfologia, 4 - - patogenia, 6 - - profilaxia, 10 - - reservatórios, 4 - - sinais clínicos, 7 - - transmissão, 5 - - - horizontal direta, 5 - - - horizontal indireta, 5 - - - vertical, 5 Lesão(ões) nodular(es) em gato com leishmaniose, 14 - amazonensis, na orelha, 14 - tegumentar, no nariz, 14 Leucócito, gamonte de Hepatozoon canis em, de cão, 88

M Macho de Amblyomma aureolatum, 95 McMaster, câmara de, 124 Medula óssea de cão, formas amastigotas de Leishmania spp. de aspirado de, 8 Meio de cultura liver infusion tryptose, 8, 20 Membrana plasmática, 48 Membro anterior, petéquias no, cão infectado por Rangelia vitalii apresentando, 98 Método(s) (ver também Técnica) - de centrifugoflutuação direta com solução de Sheather, 126 - de concentração por flutuação, 64 - - cistos de Giardia obtidos pelo, 34 - - oocisto não esporulado de Cystoisospora felis obtido pelo, 64 - de Faust, 122 - de purificação, concentração e esporulação de oocistos, 126 - de Sheather, 124, 126 - de Ziehl-Neelsen, 130 Metronidazol, 36 Microbiota intestinal, 113 - função da, e probióticos, 111 - microrganismos da, de cães com potencial probiótico, 113 Micronemas, 48 Micrópila, 48 Microrganismos da microbiota intestinal de cães com potencial probiótico, 113 Microscopia eletrônica de transmissão, 42 Microtúbulos, 48 Mitocôndria, 48

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Imuno-histoquímica, cistos de Neospora caninum obtido por, 60 Infecção(ões), 114 - por Babesia em cão apresentando palidez da mucosa oral, 81 - por piroplasmas em gatos em diferentes estudos no Brasil, 103 - por protozoários, terapias alternativas das, 109-118 - - plantas medicinais e fitoterápicos, 114 - - probióticos, 111 - - - função da microbiota intestinal, 111 - - - microrganismos da microbiota intestinal de cães com potencial probiótico, 113 - - - nas parasitoses, 112 - por Rangelia vitalii, 98 - - apresentando palidez das mucosas oral e conjuntival, 99 - - apresentando petéquias no membro anterior, 98 - - apresentando sangramento nas orelhas, 98 - por Sarcocystis spp., fármacos usados no tratamento das, 73 Inseto vetor de Trypanosoma cruzi, 21

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P

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- por Rangeli vitalii, 99

Nariz, lesão nodular no, em gato com leishmaniose tegumentar, 14 Necropsia, achados de, 100 Neospora caninum, cistos de, obtido por imuno-histoquímica, 60 Neosporose, 57-62 - ciclo biológico, 58 - controle e profilaxia, 60 - diagnóstico, 59 - - pesquisa direta, 59 - - pesquisa indireta, 60 - epidemiologia, 58 - morfologia, 57 - patogenia, 59 - sinais clínicos, 59 - transmissão, 58 - tratamento, 60 Nitazoxanida, 69

O

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Olhos, áreas de alopecia ao redor dos, e leishmaniose canina, 7 Oocisto(s), 48, 72 - de Cryptosporidium corados pela técnica de Ziehl-Neelsen, 69 - de Cystoisospora, dimensões de, que parasitam cães e gatos, 64 - esporulado, 72 - - contendo dois esporocistos, 64 - - de Cystoisospora felis, 64 - - de Sarcocystis spp., 72 - método de purificação, concentração e esporulação de, 126 - não esporulado, 64 - - com esporante, 64 - - de Cystoisospora felis obtido pelo método de concentração por flutuação, 64 Oocistograma, 124 - metodologia do, 125 Orelha(s), 98 - lesões nodulares na, em gato com leishmaniose amazonensis, 14 - sangramento nas, cão infectado por Rangelia vitalii apresentando, 98

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Palidez da mucosa oral em animais infectados, 99 - por Babesia, 81 Parasitoses, probióticos nas, 112 Paromomicina, 69 PCR, 100 - mapa parcial do Brasil, demonstrando os relatos de rangeliose por morfologia e por, 96 - para diagnóstico de toxoplasmose, 138 - para diagnóstico de tripanossomíase, 137 Petéquias no membro anterior e infecção por Rangelia vitalii, 98 Pirantel, 36 Pirimetaminas, 60 - e sulfadiazina, 53 Piroplasmas, 103 - comparação das espécies de, que parasitam cães no Brasil, 94 - infeccão por, em gatos em diferentes estudos no Brasil, 103 Plantas medicinais e fitoterápicos, 114 Polimerase, reação em cadeia da (ver PCR) Ponazuril, 65 Potássio, bicromato de, 122 Praziquantel, 36 Probióticos, 111 - função da microbiota intestinal, 111 - microrganismos da microbiota intestinal de cães com potencial probiótico, 113 - nas parasitoses, 112 Protocolos terapêuticos, 100 - para cytauxzoonose, 107 - para tratamento da rangeliose, 100 Protozoário(s), 94 - flagelados, enfermidades causadas por, 1-44 - - giardíase, 33-40 - - leishmaniose, 3-18 - - - felina, 13-18 - - - visceral canina, 3-12 - - tricomoníase felina, 41-44 - - tripanossomíases, 19-32 - infecções por, tratamentos alternativos das, 109-118 - - plantas medicinais e fitoterápicos, 114 - - probióticos, 111 - - - função da microbiota intestinal, 111

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Mucosa oral, palidez da, em animais infectados, 81 - com Babesia, 81 - com Rangeli vitalii, 99

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- Trypanosoma, 26 - - cruzi, 21 - - evansi, 26 Retículo endoplasmático, 48 Rhipicephalus sanguineus, 78 RIFI, 139 - para Leishmania infantum canina, 9 - para diagnóstico de toxoplasmose, 139 - para Trypanosoma cruzi em cão, 24 Róptria, 48

R

Sangramento nas orelhas, cão infectado por Rangelia vitalii apresentando, 98 Sangue, 137 - amostras de, 133, 137 - técnica de distensão, 134 Sarcocistose, 71-74 - ciclo biológico, 71 - diagnóstico, 73 - epidemiologia, 72 - etiologia, 71 - morfologia, 71 - patogenia, 72 - profilaxia, 73 - sinais clínicos, 72 - tratamento, 73 Sarcocystis, 71 - ciclo biológico, 71 - espécies de, e seus respectivos hospedeiros definitivos e intermediários, 71 Sarcocystis spp., 72 - esporocisto de, 72 - oocisto esporulado de, 72 Secnidazol, 36 Sheather, solução de, 124 Solução, 122 - de Sheather, exames de flutuação fecal que utilizam a, 124 - - de centrifugoflutuação direta, 126 - - oocistograma, 124 - de sulfato de zinco, 122 Sulfadiazina, 53 - e pirimetamina, 53 - e trimetoprima, 60, 65 Sulfametoxazol e trimetoprima, 65 Sulfato de zinco, solução de, 122 Sulfatrimetoprima, 53 Sulfonamidas, 60

Rangelia, 94 - ciclo biológico, 97 - vitalii, infecção por, 95 - - animais apresentando palidez das mucosas oral e conjuntival, 99 - - cão apresentando petéquias no membro anterior, 98 - - cão apresentando sangramento nas orelhas, 98 - - esquizontes em endotélio vascular condizentes com, 94 Rangeliose, 93-102 - achados de necropsia, 100 - alterações, 98 - - bioquímicas, 99 - - hematológicas, 98 - ciclo biológico, 97 - diagnóstico, 99 - - clínico, 99 - - epidemiológico, 99 - - esfregaço sanguíneo, 99 - - formas de, 101 - - PCR, 100 - epidemiologia, 95 - etiologia, 93 - histórico, 94 - mapa parcial do Brasil, demonstrando os relatos de, por morfologia e por PCR, 96 - patogenia, 97 - profilaxia, 101 - sinais clínicos, 97 - tratamento, 100 Reação de imunofluorescência indireta (ver RIFI) Reação em cadeia da polimerase (ver PCR) Reagentes, fórmulas de corantes e, 131 Reservatórios, 21 - leishmaniose visceral canina, 3

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- - - microrganismos da microbiota intestinal de cães com potencial probiótico, 113 - - - nas parasitoses, 112 - Rangelia vitalii no interior de hemácia, 94 - técnicas diagnósticas das enfermidades causadas por, 119-140 - - de hemoparasitoses, 133-136 - - moleculares e sorológicas, 137-140 - - parasitológicas para exame fecal, 121-132 Purificação, método de, concentração e esporulação de oocistos, 126

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Tecido, 60 - cardíaco, corte de, corado com hematoxilina e eosina, 94 - cerebral de bovino infectado, cistos de Neospora caninum obtido por imuno-histoquímica de, 60 Técnica(s) (ver também Método) - de esfregaço, 135 - - de fezes, 128 - - de fragmento de coágulo, 135 - - de sangue direto, 134 - de Ziehl-Neelsen, 69 Técnicas diagnósticas, 121-136 - de hemoparasitoses, 133-136 - - coleta e remessa de amostras de sangue, 133 - - de coloração, 135 - - - de Giemsa, 135 - - - de Wright, 135 - - de distensão, 134 - - - da gota do coágulo, 135 - - - de sangue, 134 - - de esfregaço de fragmento de coágulo, 135 - moleculares, PCR, 137 - - para toxoplasmose, 138 - - para tripanossomíase, 137 - parasitológicas para exame fecal, 121-132 - - coleta, 121 - - conservação e remessa, 121 - - de coloração de Ziehl-Neelsen modificada por Angus, 128 - - de flutuação fecal, 122 - - - de Faust e colaboradores, 122 - - - que utilizam a solução de Sheather, 124 - - de purificação, concentração e esporulação de oocistod, 126 - - direto, 122 - - material, 121 - sorológicas, 139 Terapias alternativas para infecções por protozoários, 109-118 - plantas medicinais e fitoterápicos, 114 - probióticos, 111 - - função da microbiota intestinal, 111 - - microrganismos da microbiota intestinal de cães com potencial probiótico, 113 - - nas parasitoses, 112 Toltrazuril, 53, 65, 73 Toxoplasma gondii, 47 - ciclo biológico, 48

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- - enteroepitelial, 48 - - extraintestinal, 49 Toxoplasmose, 47-56 - ciclo biológico, 48 - diagnóstico, 52 - - métodos moleculares, 53 - - parasitológico, 52 - - sorológico, 52 - epidemiologia, 49 - imunidade, 50 - - celular, 50 - - humoral, 50 - morfologia, 47 - patogenia, 51 - PCR para, 138 - profilaxia, 53 - RIFI para, 139 - sinais clínicos, 51 - - em caninos, 52 - - em felinos, 51 - tratamento, 53 Transmissão, 58 - da leishmaniose visceral canina, 5 - da neosporose, 58 - microscopia eletrônica de, 42 Traquizoítos, 47 Triatoma infestans, 21 Tricomoníase felina, 41-44 - biologia, 41 - ciclo biológico, 42 - diagnóstico, 43 - epidemiologia, 42 - morfologia, 41 - patogênese, 42 - sinais clínicos, 42 - tratamento, 53 Trimetoprima, 65 - e sulfadiazina, 60, 65 - e sulfametoxazol, 65 Trypanosoma cruzi, 20 - forma amastigota de, em imprint de baço de cão, 20 - forma epimastigota da cepa Y de, em meio liver infusion tryptose, 20 - forma tripomastigota da cepa Y de, em esfregaço sanguíneo de camundongo, 20 Tripanossomíase(s), 19-32 - americana, 19 - - ciclo biológico, 22

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R i b e i r o .

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Al g u ma sp á g i n a s , n ã os e q u e n c i a i s , ee mb a i x ar e s o l u ç ã o .

Índice

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- caninum, 28 - - diagnóstico, 29 - - morfologia, 28 - - vetores, 29 - cruzi, 19, 137 - - forma amastigota, 19 - - forma epimastigota, 20 - - forma tripomastigota, 20 - - reação de imunofluorescência indireta para, em cão, 24 - detecção de, 138 - evansi, 26 - - controle, 28 - - diagnóstico, 28 - - morfologia, 27 - - patogenia, 27 - - reservatórios, 26 - - sinais clínicos, 27 - - tratamento, 28 - PCR para, 137 - rangeli, 137

V Vetores, 20 - Trypanosoma, 20 - - caninum, 28 - - cruzi, 20

W Wright, coloração de, 135

Z Ziehl-Neelsen, método de, 69, 128, 130 Zinco, sulfato de, solução de, 122

Índice C o p y r i g h t ©2 0 1 5E d i t o r aR u b i oL t d a .

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- - morfologia do Trypanosoma cruzi, 19 - - - forma amastigota, 19 - - - forma epimastigota, 20 - - - forma tripomastigota, 20 - - patogenia, 22 - - por Trypanosoma caninum, 28 - - - diagnóstico, 29 - - - morfologia, 28 - - - vetores, 29 - - por Trypanosoma evansi, 26 - - - controle, 28 - - - diagnóstico, 29 - - - morfologia, 27 - - - patogenia, 27 - - - reservatórios, 26 - - - sinais clínicos, 27 - - - tratamento, 28 - - profilaxia, 26 - - reservatórios, 21 - - sinais clínicos, 23 - - tratamento, 25, 36 - - vetores, 20 - PCR para, 137 Tritrichomonas foetus, 42 - ciclo biológico, 42 - corte longitudinal de, 42 - detecção de, 43 - trofozoíto de, 42 Trofozoíto, 19 - de Giardia, 33 - - fixados e corados por Giemsa, 34 - de Tritrichomonas foetus, 42 Trypanosoma, 27

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O propósito de Enfermidades Parasitárias por Protozoários em Pequenos Animais é fornecer aos profissionais desta área subsídios sobre a biologia dos protozoários, além da patogenia, do diagnóstico e do tratamento das enfermidades causadas por esses parasitos. Assim, visa a auxiliar os discentes que acompanham a disciplina de doenças parasitárias e também os clínicos responsáveis pela melhora da saúde dos pequenos animais.

Dividido em cinco partes, o livro aborda: Enfermidades causadas por protozoários flagelados. Enfermidades causadas por coccídios. Enfermidades causadas por hematozoários. Tratamentos alternativos das infecções por protozoários. Técnicas diagnósticas das enfermidades causadas por protozoários.

Medicina Veterinária Parasitologia

Cláudia de Mello Ribeiro Organizadora

Enfermidades Parasitárias por Protozoários em Pequenos Animais

Cláudia de Mello Ribeiro

Áreas de interesse

Enfermidades Parasitárias por Protozoários em Pequenos Animais

O interesse por animais de companhia tem aumentado e cães e gatos predominam na preferência de quem se dispõe a adquiri-los. Como as parasitoses causadas por protozoários estão entre as doenças mais frequentes e importantes em cães e gatos, o contato entre esses animais e os proprietários impõe a necessidade de mais cuidados. Isso porque esses microrganismos podem representar uma fonte de agentes responsáveis por zoonoses.

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