Modern Phytomorphology, Vol. 7, 2015

MODERN PHYTOMORPHOLOGY ISSN 2226-3063 e-ISSN 2227-9555

Volume 7

2015

сучасна систематика

рослин загальні питання

А. Новіков Б. Барабаш-Красни

Новіков А., Барабаш-Красни Б. Сучасна систематика рослин. Загальні питання Посібник містить відомості із сучасної систематики вищих спорових, голонасінних і покритонасінних рослин. Розглянуто основні класифікаційні системи вищих рослин та окремих їхніх груп, особливості й методи таксономічних досліджень, принципи та засади підготовки наукових публікацій, основи опрацювання гербарних і фіксованих зразків. Значну частину книги присвячено особливостям будови покритонасінних.

Сучасна фiтоморфологiя Державний природознавчий музей НАН України

7 2015

Львівський національний університет імені Івана Франка Інститут ботаніки ім. М.Г. Холодного НАН України Державний природознавчий музей НАН України

Головний редактор: Заступник редактора: Відповідальний редактор:

Тасєнкевич Л.О. Кондратюк С.Я. Новiков А.В.

Редакційна колегія: Берко Й.М. Буджак В.В. Бухтiярова Л.М. Данилюк К.М. Дероа T. Ебервайн Р. Калiнович Н.О. Климишин О.С. Корженевський В.В. Коженяк Й. Лобачевська О.В. Мамчур З.I. Мiтка Ю. Одінцова А.В. Осташ Б.О. Перуцці Л. Терек О.І. Т’єзі А. Федоренко В.О. Царик Й.В. Чернобай Ю.М. Чорней I.I. Шипунов О.Б. Шевченко С.В. Щепанек К.

Львівський національний університет ветеринарної медицини та біотехнологій ім. С.З. Ґжицького Чернівецький національний університет імені Юрія Федьковича Інститут еволюційної екології НАН України Державний природознавчий музей НАН України Національний природознавий музей, Париж, Франція Ботанічний центр Карінтії, Клягенфурт-на-Вьортер-Зе, Австрія Львівський національний університет імені Івана Франка Державний природознавчий музей НАН України Нікітський ботанічний сад – Національний науковий центр Інститут охорони природи ПАН, Краків, Польща Інститут екології Карпат НАН України Львівський національний університет імені Івана Франка Інститут ботаніки Ягеллонського університету, Краків, Польща Львівський національний університет імені Івана Франка Львівський національний університет імені Івана Франка Університет Пізи, Піза, Італія Львівський національний університет імені Івана Франка Університет Тусції, Вітербо, Італія Львівський національний університет імені Івана Франка Львівський національний університет імені Івана Франка Державний природознавчий музей НАН України Чернівецький національний університет імені Юрія Федьковича Державний університет Майнота, Майнот, США Нікітський ботанічний сад – Національний науковий центр Інститут ботаніки Ягеллонського університету, Краків, Польща

Рекомендовано до друку Вченою радою Державного природознавчого музею НАН України, протокол №6 від 14 липня 2015 р. Сучасна Фітоморфологія. – Львів, 2015. – Т. 7. – 156 с. Індексується в algaeBASE, CABI, CiteFactor, CNKI Scholar, CORE, DOAJ, DRJI, EBSCO, E-journals, EZB, Genamics JournalSeek, Global Impact Factor, Google Scholar, Index Copernicus, IPNI, JIFactor, JournalRate, OAlib, PubAg (Agricola), Vifabio, WorldCat, WorldWideScience. www.phytomorphology.org Технічний редактор Верстка Дизайн Фото обкладинки

© Сучасна Фітоморфологія © Державний природознавчий музей НАН України Новіков А.В. Новіков А.В. Новікова-Суп М.Р., Новіков А.В. © Новікова-Суп М.Р.

Modern phytomorphology

State Natural History Museum NAS Ukraine

7 2015

Ivan Franko National University of Lviv, Lviv, Ukraine M.G. Kholodny Institute of Botany NASU, Kyiv, Ukraine State Natural History Museum NASU, Lviv, Ukraine

Editor-in-Chief Editorial Assistant Executive Editor

Tasenkevich L.O. Kondratyuk S.Ya. Novikoff A.V.

Editorial Board Berko Yo.M. Budzhak V.V. Bukhtiyarova L.N. Danyluk K.M. Deroin T. Eberwein R. Kalinovych N.O. Klymyshyn O.S. Korzhenevsky V.V. Korzeniak J. Lobachevska О.V. Mamchur Z.I. Mitka J. Odintsova A.V. Ostash B.O. Peruzzi L. Terek O.I. Tiezzi A. Fedorenko V.O. Tsaryk Yo.V. Chernobay Yu.M. Chornej I.I. Shipunov A. Shevchenko S.V. Szczepanek K.

S.Z. Gzhytskyj Lviv National University of Veterinary Medicine and Biotechnologies, Lviv, Ukraine Yuriy Fedkovich Chernivtsi National University, Chernivtsi, Ukraine Institute for Evolutionary Ecology NASU, Kyiv, Ukraine State Natural History Museum NASU, Lviv, Ukraine National Museum of Natural History, Paris, France Carinthian Botanic Center, Klagenfurt am Woerthersee, Austria Ivan Franko National University of Lviv, Lviv, Ukraine State Natural History Museum NASU, Lviv, Ukraine Nikitsky Botanical Gardens – National Scientific Centre,Yalta, Ukraine Institute for Nature Conservation PAS, Cracow, Poland Institute of Ecology of the Carpathians of NAS of Ukraine, Lviv, Ukraine Ivan Franko National University of Lviv, Lviv, Ukraine Institute of Botany Jagiellonian University, Cracow, Poland Ivan Franko National University of Lviv, Lviv, Ukraine Ivan Franko National University of Lviv, Lviv, Ukraine University of Pisa, Pisa, Italy Ivan Franko National University of Lviv, Lviv, Ukraine Tuscia University, Viterbo, Italy Ivan Franko National University of Lviv, Lviv, Ukraine Ivan Franko National University of Lviv, Lviv, Ukraine State Natural History Museum NASU, Lviv, Ukraine Yuriy Fedkovich Chernivtsi National University, Chernivtsi, Ukraine Minot State University, Minot, USA Nikitsky Botanical Gardens – National Scientific Centre,Yalta, Ukraine Institute of Botany Jagiellonian University, Cracow, Poland

Approved for publication by Scientific Council of the State Natural History Museum NAS Ukraine, protocol Nr. 6 on July 14, 2015 Modern Phytomorphology. – Lviv, 2015. – Vol. 7. – 156 p.

Indexed in algaeBASE, CABI, CiteFactor, CNKI Scholar, CORE, DOAJ, DRJI, EBSCO, E-journals, EZB, Genamics JournalSeek, Global Impact Factor, Google Scholar, Index Copernicus, IPNI, JIFactor, JournalRate, OAlib, PubAg (Agricola), Vifabio, WorldCat, WorldWideScience. © Modern Phytomorphology © State Natural History Museum NAS Ukraine

www.phytomorphology.org Technical Editor Layout Design Cover photo

Novikoff A.V. Novikoff A.V. Novikoff-Supp M.R., Novikoff A.V. © Novikoff-Supp M.R.

Contents Зміст

Deroin T., Rakotondrainibe F. Comparative rhizome anatomy of some species of Ceradenia L.E. Bishop and Zygophlebia L.E. Bishop (Polypodiaceae, formerly Grammitidaceae) from Madagascar.................................................................................................. 5 Deroin T., Damerval C., Le Guilloux M., Jabbour F. Floral vascular patterns of the double-flowered and wild-type morphs of Nigella damascena L. (Ranunculaceae).............. 13 Talebi S.M. Infraspecific morphological variations in Acinos graveolens (M.B.) Link.................... 21 Sołtys-Lelek A., Barabasz-Krasny B., Turis P., Turisová I. Rosa dumalis Bechst. in the buffer zone of the Low Tatras National Park (Slovakia) – morphological differentiation....................................................................................................................................... 39 Naskar S. Leaf epicuticular and pollen ultrastructural comparisons of Sonneratia apetala Buch.-Ham. and S. caseolaris (L.) Engler (Sonneratiaceaea)...................................................... 47 Popielarska-Konieczna M., Kleszcz I. Preliminary studies on plants regenerated from endosperm-derived callus of kiwifruit (Actinidia deliciosa var. deliciosa)....................... 55 Wiśniewska N., Bohdanowicz J., Kowalkowska A. Micromorphology and ultrastructure of the floral nectaries of Viola odorata L. (Violaceae)........................................ 59 Čiamporová M., Staňová A., Ďurišová E., Banásová V. Tissue organization and cell ultrastructure in the roots of three Arabidopsis species grown at different zinc concentrations...................................................................................................................................... 67 Możdżeń K., Zagata P., Migdałek G., Rut G., Rzepka A. Effect of cadmium nitrate on morphological parameters of Lupinus luteus L. and L. angustifolius L. ............................... 75 Możdżeń K., Oliwa J. The morphological changes of Phaseolus vulgaris L. exposed to the aqueous extracts of the leaves of Juglans regia L............................................................................ 81 Антюфеев В.В. Нормирование морфофизиологических индексов – прием, повышающий их информативность при диагностике продуктивности плодовых культур.................................................................................................................................................. 87 Antyufeyev V.V. Normalizing of morpho-physiological indexes as the mode, improving their informational value in the diagnosis of productivity of fruit cultures............................. 87 Мартинюк В.О., Карпенко Н.І., Царенко О.М. Мікроморфологічні особливості пилкових зерен, насінин та листкової поверхні Atocion hypanicum (Klok.) Tzvel. та A. compactum (Fisch.) Tzvel............................................................................................................. 95 Martynyuk V.O., Karpenko N.I., Tsarenko О.М. Micromorphological features of pollen grains, seeds and leaf surfaces of Atocion hypanicum (Klok.) Tzvel. and A. compactum (Fisch.) Tzvel.................................................................................................................. 95 Пашкевич Н.А. Оцінка адаптації ценопопуляцій Eragrostis minor Host. (Poaceae) до умов трансформованого середовища........................................................................................103 Pashkevych N.A. The evaluation of adaptation of Eragrostis minor Host. (Poaceae) coenopopulations to the conditions of transformed environment.........................................103

Калашник С.О. Хлоренхіма стебла сукулентних рослин роду Euphorbia L. (Euphorbiaceae)................................................................................................................................113 Kalashnyk S.О. Сhlorenchyma in stem of succulent plants from the genus Euphorbia L. (Euphorbiaceae)................................................................................................................................113 Безсмертна О.О., Нужина Н.В. Морфолого-анатомічні особливості Asplenium × souchei Litard. та його батьківських форм...........................................................121 Bezsmertna O.O., Nuzhyna N.V. Morpho-anatomical peculiarities of Asplenium × souchei Litard and its parent forms.................................................................................................121 Щербатюк М.М., Бабенко Л.М., Шейко О.А., Косаківська І.В. Мікроструктура поверхні органів водної папороті Salvinia natans (L.) All.....................................................129 Shcherbatiuk M.M., Babenko L.M., Sheyko O.A., Kosakivska I.V. Microstructural features of water fern Salvinia natans (L.) All. organ surfaces..................................................129 Котюк Л.А. Онтоморфогенез Hyssopus officinalis L. за умов інтродукції в ботанічному саду ЖНАЕУ.....................................................................................................................................135 Kotyuk L.A. Ontomorphogenesis of Hyssopus officinalis L. introduced in conditions of ZhNAEU’s Botanical Garden.........................................................................................................135 Смірнов О.Є., Косян А.М., Косик О.І., Таран Н.Ю. Морфологія стебла та васкулярна анатомія Fagopyrum esculentum Moench. за дії ретарданту хлорхолінхлориду.............................................................................................................................147 Smirnov O.E., Kosyan A.M., Kosyk O.I., Taran N.Yu. Stem morphology and vascular anatomy of Fagopyrum esculentum Moench. under retardant chlormequat chloride action...................................................................................................................................................147

Modern Phytomorphology 7: 5–12, 2015

Comparative rhizome anatomy of some species of Ceradenia L.E. Bishop and Zygophlebia L.E. Bishop (Polypodiaceae, formerly Grammitidaceae) from Madagascar Thierry Deroin * & France Rakotondrainibe ** Abstract. Rhizome anatomy of 2 species of Ceradenia and 2 species of Zygophlebia, mainly Malagasy endemics, was studied in detail, and compared with preliminary results previously achieved in 2 other Zygophlebia species from Madagascar.

Stele architecture was reconstructed in each species, with two sketches (a cross section and a splitting-out diagram), thus providing anatomical features and allowing a discussion about their relevance for distinguishing the two genera.

Especially, we emphasize that Ceradenia differs from Zygophlebia by lacking any accessory ventral gap, but that character has a value only in combination with the occurrence of whitish waxy hairs in the sori. On the other hand, histology provides few correlated results, due to a narrow sampling, but tracheids lumen appears in transverse section sinuate in Ceradenia, rounded in Zygophlebia. Rhizotaxis was analyzed, revealing a more or less helical insertion of roots, along meridians in definite number, mainly crowded at the ventral rhizome side, and whose divergence angle seems to be little altered by environmental constraints. Phyllopodial divergence angles are constant too. All these geometrical data may be useful for characterizing species, or species groups, but not at a generic level. They appear however not tightly correlated to rhizome size and might have an adaptive significance.

Key words: Ceradenia, Zygophlebia, Grammitidaceae, Polypodiaceae, Madagascar, accessory stele gaps, comparative anatomy of rhizome, rhizotaxis Institut de Systématique, Évolution, Biodiversité. ISYEB – UMR 7205 – CNRS, MNHN, UPMC, EPHE, Muséum national d’Histoire naturelle, Sorbonne Universités, 57 rue Cuvier, CP39, F-75231 Paris cedex 05, France; * deroin@mnhn.fr ; ** rakotond@mnhn.fr

Introduction Rhizome anatomy, especially vasculature, was proved to be of the greatest taxonomic and phyletic importance in the former Grammitidaceae by Bishop (1988, 1989), as moreover in all homosporous ferns as recently restated by Srivastava & Chandra (2009).

In this context the generic distinction between Zygophlebia and Ceradenia was discussed by Rakotondrainibe & Deroin in 2006, by considering the occurrence of accessory gaps in the stele, as well as rhizo- and phyllotaxis. The present study extends this approach to 4 other species growing in Madagascar and previously included in the genus Ctenopteris Blume ex Kunze.

Material and methods The following specimens were examined in this study: Ceradenia alboglandulosa (Bonap.) Parris:

© The Author(s), 2015

MADAGASCAR, Province d’Antsiranana, Parc National de Marojejy, 13 km SE de Doany, alt. 1150-1300 m, 25.X.2001, Rakotondrainibe 6402 (P [P00244972]); C. deltodon (Baker) Parris: MADAGASCAR, Province d’Antsiranana, Andapa, forêt d’Analabe (massif d’Anjanaharibe-Sud, versant W), 13 km SW du village de Befingotra, alt.

1660‑1680 m, 6.XI.1999, Rakotondrainibe 5170 (P [P00181162]); Zygophlebia humbertii (C. Chr.) Parris: MADAGASCAR, Province de Fianarantsoa, Parc National de l’Andringitra, forêt d’Anjavidilava, alt.

1950‑2000 m, 19.XI.2004, Rakotondrainibe 6954 (P [P00411830]); Z. torulosa (Baker) Parris: MADAGASCAR, same place and date, Rakotondrainibe 6937 (P [P00411843]).

Rhizome fragments (Fig. 1) were removed from herbarium sheets and processed as previously described (Rakotondrainibe & Deroin 2006), i.e. restored by a 10% aqueous

6

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Fig. 1. External rhizome morphology (dorsal view): A – Ceradenia alboglandulosa; B – C. deltodon; C – Zygophlebia humbertii; D – Z. torulosa.

solution of NH4OH at 60° C, then paraffin embedded (Gerlach 1984) and cut at a thickness of 15 (sometimes 25 or 50) µm. Some slides were stained by aqueous Astrablue 0.5% and Ziehl’s Fuchsine 10%, a major part was left unstained as far as conducting tissues are well distinguishable. Mountings are kept in the plant histological collection of the Museum (Dept.

Systematics and Evolution) under the numbers Deroin 180, 181, 182 and 183 respectively.

Reconstruction of the steles was made by superimposing tracing papers of cross sections drawn by a camera lucida.

Results Comparative rhizome anatomy Tissues are described in cross section, from outside to the centre.

Ceradenia alboglandulosa (Fig. 2 A): Epidermal cells rounded not very papillose, with an ornamented cuticle; cortex with two zones: an outer one of 2-3 rows of quadratical cells, wholly cutinized, with a resinous content; an inner zone of ca. 7 rows of somewhat wider rounded-polygonal cells, sclerified and including mucilage; endodermis composed of narrow quadrate cells, without oxalate crystals and with rather inconspicuous Casparian stripes; pericycle of 2-3 rows of cells including large nuclei; phloem narrow of 1-3 rows, continuous all around the siphonostele; xylem with a concentric structure, showing a peripheral xylem parenchyma (named “tissu conjonctif” in Lachmann 1889) of 1-2 rows of somewhat oval cells, and tracheids equally lignified, with deeply sinuate lumen outline, with outer protoxylem poles; pith like the inner cortical zone, but with some scattered pitted sclereids.

Deroin T., Rakotondrainibe F. Comparative rhizome anatomy of Ceradenia & Zygophlebia

7

Fig. 2. Rhizome anatomical features: A – Ceradenia alboglandulosa (Rakotondrainibe 6402); B, C – C. deltodon (Rakotondrainibe 5170); D, E – Zygophlebia humbertii (Rakotondrainibe 6954); F – Z. torulosa (Rakotondrainibe 6937).

A, B, C, F – cross section (dorsal side at the top); D – portion of rhizome cross section; E – detail of the stele. Accessory ventral gap is arrowed. Stained by the combination of aqueous Astrablue 0.5% and Ziehl’s Fuchsine 10%, except for cross section C left unstained.

Ceradenia deltodon (Fig. 2 B, C): Epidermal cells quadratical, with cutinized walls; cortex composed of wholly lignified, oval or rounded, cells, divided into two zones: the outer 2-3 rows with a clear content, the

inner 6-8 rows almost wholly mucilaginous; endodermis as in Ctenopteris alboglandulosa; pericycle composed of 2 rows outside, but until 8 rows thick in the inner side of the stele; phloem narrow of 1-2 rows, discontinuous

8 inside; peripheral xylem parenchyma uniseriate outside, discontinuous inside the siphonostele; tracheids arranged in 1-3 rows, equally lignified with sinuate lumen outline; pith like the inner cortical zone, but mucilaginous cells scarcer.

Zygophlebia humbertii (Fig. 2 D, E): Epidermal cells rounded and wholly cutinized; cortex with lignified walls showing two zones: an outer one with ca. 16 rows of rounded, both mucilaginous and tanniniferous, cells, an inner zone of ca. 4 rows of somewhat smaller cells, most frequently without any stained content; endodermis well visible outside the stele, discontinuous inside; pericycle composed of 1-2 rows of mucilaginous cells including large nuclei; phloem of 1-3 rows discontinuous by places, especially in the inner side of the stele; peripheral xylem parenchyma uniseriate and continuous, composed of quadratical cells with large nuclei; tracheids polygonal, sometimes very wide, equally lignified with a rounded lumen outline, with outer protoxylem poles; pith similar to the inner cortical zone.

Zygophlebia torulosa (Fig. 2 F): Epidermal cells rounded, very large, wholly cutinized; cortex homogeneous composed of 7-8 rows of wholly lignified oval or quadrate cells with a resinous or mucilaginous content; endodermis not differentiated (merged in cortex); pericycle uniseriate and including large nuclei; phloem of 1-2 rows but lacking by places especially inside the stele; peripheral xylem parenchyma as in Z. humbertii; xylem very thin composed of 1-2 rows of tracheids equally lignified with a rounded lumen outline; pith like the cortex.

Comparative stele anatomy The rhizome dorsiventrality is obvious in external morphology (Fig. 1), and clearly expressed in the stele structure. Accordingly, phyllopodes are alternately inserted on the upper (dorsal) side (Fig. 3 A-D) and basically supplied by two traces from the borders of gaps, somewhat narrow in Ceradenia alboglandulosa and C. deltodon (Fig. 3 A, B), larger and broader in Zygophlebia humbertii (Fig. 3 C), and spread

Modern Phytomorphology 7 (2015) to a maximum in Z. torulosa (Fig. 3 D). It is noticeable that in this last species, overlapping gaps result in a discontinuous stele in cross section (Fig. 2 F), with the both phyllopode traces inserted in the upper margin, and frequently wholly fused. Lateral buds are not constantly present, and fed by a single bundle from the posterior (upper in Z. torulosa) margin of the gap, and which does not appear double in origin as in Zygophlebia goodmanii and Z. anjanaharibensis (Rakotondrainibe & Deroin 2006). These buds should be here interpreted as extraxillary, as previously reported in polypodiaceous ferns sensu stricto by Hovenkamp (1990).

On the lower (ventral) side of the rhizome, the roots are randomly arranged along four (Ceradenia deltodon, Fig. 3 B, B’) or five (C. alboglandulosa, C. humbertii, and Zygophlebia torulosa: Fig. 3 A, A’, C, C’, D and D’) meridians. Accessory ventral perforations are lacking in Ceradenia alboglandulosa and C. deltodon, while they are recognized upon two patterns, i.e. in Zygophlebia humbertii as small rounded perforations between the lowest meridians (Fig. 3 C) like in Zygophlebia goodmanii (Rakotondrainibe & Deroin 2006), or in Z. torulosa, as somewhat stretched oblique perforations interrupting two meridians (Fig. 3 D).

Divergence angles were measured between root (αr) and phyllopodial (αp) meridians (Fig. 3 A’-D’), and may be compared to those already established in Zygophlebia anjanaharibensis Rakotondrainibe and Z. goodmanii Rakotondrainibe (Fig. 3 E, F).

Discussion We focus here on two questions: Ventral gaps As previously seen in the grammitid ferns of Polypodiaceae s.l. (Bishop 1988, 1989; Rakotondrainibe & Deroin 2006), accessory gaps may occur or not at the ventral side of the rhizome stele. When present (Zygophlebia goodmanii, Z. humbertii and Z. torulosa), they appear neither wide nor

Deroin T., Rakotondrainibe F. Comparative rhizome anatomy of Ceradenia & Zygophlebia

9

Fig. 3. Rhizome vascular skeletons: A-D – developed diagrams of the stele (ventral side in the middle, root insertions numbered) for Ceradenia alboglandulosa, C. deltodon, Zygophlebia humbertii and Z. torulosa respectively; A’-D’ – corresponding diagrammatic cross sections of the stele (roots in black, phyllopodial traces with black tips, bud vasculature hatched); E-F – same for Zygophlebia anjanaharibensis and Z. goodmanii, after Rakotondrainibe & Deroin (2006).

10 regularly alternate, although more or less lying between the same root meridians (Fig. 3 C, D).

These perforations are not so spread as in Polypodium lasiostipes Mett. (= Ctenopteris lasiostipes (Mett.) Brownlie; Ogura 1938: 59), in which we observe two files of alternates oblong gaps, spreading along two internodes.

Interestingly Ogura’s illustrations of Polypodium also show other grammitid species, where the rhizome fails to exhibit any ventral perforation such as Polypodium setigerum Bl. (= Radiogrammitis setigera (Blume) Parris), or P. zeylanicum (Fée) Mett. (= Oreogrammitis zeylanica (Mett.) Parris).

The meaning of these accessory gaps was recently discussed in detail by Sundue (2010: 720), who suggested that “Plants lacking perforations generally had small rhizomes”. Such a hypothesis should be moreover checked by a developmental study of the vasculature in some selected species, in order to bring to the fore any correlation between occurrence of ventral gaps, stele diameter and rhizome diameter. Whatever their right significance and possible role, these gaps seem too much variable for distinguishing the genera, but they might be of interest for defining some species groups, or clades. In fact several states are to be described for this character in grammitids: absent in Ceradenia alboglandulosa, C. deltodon, and Zygophlebia anjanaharibensis (doubtful as far as the available rhizome segment was very short), few spreading in Zygophlebia humbertii, Z. torulosa, and Z. goodmanii, strongly perforated in Ctenopteris lasiostipes, or even wholly dissected – i.e. modified in a meshwork of thin bundles – (as in Platycerium alcicorne Desv. cited by Tansley 1907: 189, much more references to this highly dissected dictyostele might be given indeed for Polypodiaceae in recent time). Our sampling is not enough to find correlations with other features, especially histological ones. For example we observed here that ventral perforations seem to be correlated with a rounded – not sinuate – lumen outline in tracheids, most likely due to absence of a wall thickening, However, cell wall ornamentation cannot be fully understood without an examination of

Modern Phytomorphology 7 (2015) longitudinal sections, as demonstrated by Leroux et al. (2011) for the cortical root cells of Aspleniaceae, which exhibit a similar problem, even if helical thickenings are not lignified there. Probably other relations are to be looked for with details of the xylem and phloem arrangement. Conversely, the rhizome cortex is rather thick and lignified in all studied species, and provides no other distinctive feature.

Root insertion on the stele Fern rhizotaxis was rather overlooked in the past and our knowledge about it remains patchy. It was considered when vascular skeletons were studied after a careful removal of cortical and medullary tissues (Lachmann 1889), but a pulling out of some weak root insertions could not be avoided. In many cases, only outer rhizome morphology was described, with the shortcoming that only visible root insertions are quoted. Although this character is easy to code (Sundue 2010: 727), it appears unsatisfactory, as fern roots go through the cortex along complex – and almost never straight – pathes. However, the outer rhizome morphology provides a first and coarse approach of the rhizotaxis. Thus, crowding of the root insertions at the ventral side and reduction of their number were properly quoted by Wetter (1952: 56), e.g. for the genus Stenochlaena, in accordance with a creeping or climbing habit, the same brought to the fore in our study (Fig. 1). Frequently, roots were wholly forgotten, and authors focused on phyllopodial insertions and branching pattern, outer features which may be more closely linked to the habit (Hovenkamp 1990). Strikingly rhizotaxis was still neglected in a recent analysis of the comparative rhizome anatomy of four Polypodium species (Srivastava & Chandra 2009), and consequently no root insertion was drawn in the stele sketches.

For our studies, we benefited from long and well-preserved rhizome fragments, and the use of paraffin cross sections allowed a detailed reconstruction of the stele both in sizes and the true anatomical insertion of roots. Moreover, we chose to split up the stele dorsally so that

1 1 1 2 Traces number of lateral bud (when any)

1-2

120° 90°

?

120°

40° 45°

80° 120°

30° 40° 55° αr

αp

72°

5 4

5

11

3 Number

Root meridians

36°

4 5

+ + -** Accessory stelar perforations

+

C. deltodon Ceradenia alboglandulosa Z. torulosa Z. humbertii Z. goodmanii*

After the Tab. 1, the genera Ceradenia and Zygophlebia appear to be anatomically distinguished in Madagascar by the lack/ presence of accessory stelar perforations, a very weak distinction within the grammitids, as shown by Sundue (2010: 720), but confirmed by the presence/lack of whitish waxy hairs in the sori (Bishop 1988, 1989), and possibly the sinuate/rounded lumen outline of the tracheids (this study). As we suggested (Rakotondrainibe & Deroin 2006), additional gaps are not recognized in Zygophlebia anjahanaribensis most likely because it was not possible to study a sufficient length of rhizome in such a rare species (thus the absence of gap is not wholly demonstrated in this Zygophlebia species, as claimed by Sundue (2010: 720)). These genera are rather similar by their rhizome histology, and even by the stele habit (see Ceradenia deltodon and Zygophlebia goodmanii, Fig. 3 B’ and F), thus strengthening the cladistic analysis of Sundue (2010: 721-2), mainly based on neotropical taxa, in which Zygophlebia appears moreover closest to a third genus: Enterosora Baker. This last result was confirmed by Sundue et al. (2014: 201), a phylogenetical study encompassing much more palaeotropical taxa.

Zygophlebia anjanaharibensis*

Conclusion

Features

we got a full view of the ventral side with root meridians and possible accessory gaps.

Thus roots are obviously arranged along meridians, and demonstrate in some places a kind of helical arrangement (Fig. 3, e.g. in A: 6-9-12-13, and 20-22-23-24-26; B: 6-7-8‑10; C: 3‑6‑7‑9‑12, and 16-18-20-21-23; more chaotic in D), modified by dorsiventrality.

The most useful character is probably the divergence angle of root meridians (Tab. 1: αr), which might be less altered by environmental constraints. The diagrams showing the relation between phyllopodial angles, accessory gaps and buds (Fig. 3 A’-D’, E, F) may be very useful for an extensive comparative anatomy of fern rhizome, and its interpretation at the phylogenetical and adaptive levels.

Tab. 1. Comparative rhizo- and phyllotaxis data in the studied species of Ceradenia and Zygophlebia: * after Rakotondrainibe & Deroin (2006); ** available rhizome piece too short for any definitive conclusion.

Deroin T., Rakotondrainibe F. Comparative rhizome anatomy of Ceradenia & Zygophlebia

12

Modern Phytomorphology 7 (2015)

No simple correlation appears for quantitative features such as those concerning rhizotaxis (especially root meridians number), especially with the stele diameter (compare e.g.

Zygophlebia humbertii and Z. torulosa, Fig. 3 C and D), with the same meridians number (5).

Conversely, the range of phyllopode divergence angles (αp) spreads around ca.

50°, and might be a rather good measure of the rhizome dorsiventrality. So the most dorsiventral rhizome should be Zygophlebia humbertii with the lowest angle (Tab. 1, αp=72°).

Traces number of lateral bud is too variable and cannot be used (Tab. 1).

The root divergence angle: αr is in major part linked both to the dorsiventrality and the meridians number (M). Interestingly (Tab. 1), the whole root insertion zone covers approximately the same angle: (M-1) αr, like phyllopodes (αp), in Zygophlebia goodmanii, Z. torulosa, and Ceradenia deltodon (120°), or even Z. anjanaharibensis (110° instead of 90°), but is much more larger in the most dorsiventral rhizomes of Zygophlebia humbertii and Ceradenia alboglandulosa (144° vs. 72°; 180° vs. 80°, respectively).

However the right value of anatomical characters needs to be assessed on a wider study, involving much more taxa, especially the genus Enterosora.

Acknowledgements Preliminary results of this study were presented as a poster during the XIXth AEFAT Congress (Deroin & Rakotondrainibe 2010). The authors are deeply grateful for this well-organized and stimulating meeting. They moreover acknowledge Dr. Barbara Parris (New Zealand) for kindly revising a preliminary draft and an anonymous reviewer for suggesting several sensible improvements in the interpretation of the results and their illustration. Emmanuel Côtez (Service des Publications du Muséum) helped us much in the electronic treatment of the figures.

References Bishop L.E. 1988. Ceradenia, a new genus of Grammitidaceae. Am. Fern J. 78: 1–5.

Bishop L.E. 1989. Zygophlebia, a new genus of Grammitidaceae. Am. Fern J. 79: 103–118.

Deroin T., Rakotondrainibe F. 2010.

Comparative rhizome anatomy of some species of Ceradenia and Zygophlebia (Polypodiaceae, formerly Grammitidaceae) from Madagascar. In: Jeannoda V.H., Razafimandimbison S.G., De Block P. (eds), XIXth AETFAT Congress Madagascar. Scripta Bot. Belg. 46: 130.

Gerlach D. 1984. Botanische Mikrotechnik. Ed. 3, Thieme, Stuttgart.

Hovenkamp P. 1990. The significance of rhizome morphology in the systematics of the polypodiaceous ferns (sensu stricto). Am. Fern J. 80: 33–43.

Lachmann J.-P. 1889. Contribution à l’Histoire Naturelle de la Racine des Fougères. Thesis, Univ. Paris, Ser. A, 116, 653. Association typographique, Lyon.

Leroux O., Bagniewska-Zadworma A., Rambe S.K., Knox J.P., Marcus S.E., Bellefroid E., Stubbe D., Chabbert B., Habrant A., Claeys M., Viane R.L.L. 2011.

Non-lignified helical cell thickening in root cortical cells of Aspleniaceae (Polypodiales): histology and taxonomical significance. Ann. Bot. 107: 195-207.

Ogura Y. 1938. Anatomie der Vegetationsorgane der Pteridophyten in K. Linsbauer, Handbuch der Pflanzenanatomie. II. Abteilung, Band VII, Teil 2: Archegoniaten B, Borntraeger, Berlin.

Rakotondrainibe F., Deroin T. 2006. Comparative morphology and rhizome anatomy of two new species of Zygophlebia (Grammitidaceae) from Madagascar and notes on the generic circumscription of Zygophlebia and Ceradenia. Taxon 55: 145–152.

Srivastava A., Chandra S. 2009. Structure and organization of the rhizome vascular system of four polypodium species. Am. Fern J. 99: 182–193.

Sundue M.A. 2010. A morphological cladistic analysis of Terpsichore (Polypodiaceae). Syst. Bot. 35: 716–729.

Sundue M.A., Parris B.S., Ranker T.A., Smith A.R., Fujimoto E.L., Zamora-Crosby D., Morden C.W., Chiou W.-L., Chen C.-W., Rouhan G., Hirai R.Y., Prado J. 2014. Global phylogeny and biogeography of grammitid ferns (Polypodiaceae). Mol. Phylogenet. Evol. 81: 195–206.

Tansley M.A. 1907. Lectures on the evolution of the filicinean vascular system. VI. The Evolution of dictyostely. Polycycly. New Phytologist 6: 187–203.

Wetter C. 1952. Untersuchungen über Anordnung und Anlegung der Wurzeln bei leptosporangiaten Farnen.

Abhandlungen der mathematische-naturwissenschaftliche Klasse, Akademie für Wissenschaft und Literatur, Mainz.

Jahrgang 1952 (1): 26–84.

Modern Phytomorphology 7: 13–20, 2015

Floral vascular patterns of the double-flowered and wildtype morphs of Nigella damascena L. (Ranunculaceae) Thierry Deroin 1, Catherine Damerval 2, Martine Le Guilloux 2, Florian Jabbour 1* Abstract. The perianth of the double-flowered morph of Nigella damascena L. consists of spirally inserted petaloid sepals and sepal-like organs, similar in shape and colour to the petaloid sepals of the wild-type flower. It is devoid of petals.

We compare the vascularization of each organ category of the double flower with that of the wild-type. We show that the vascular patterns of the sepal-like organs and of the petals are identical, and found an inverse relationship between the number of bracts and the number of sepals in the double-flowered morph. These two surprising findings will influence the future evo-devo studies on this plant model.

Key words: Nigella damascena, double flower, flower anatomy, merism, nectary, perianth 1 Institut de Systématique, Evolution, Biodiversité, ISYEB UMR 7205 CNRS-MNHN-UPMC-EPHE, Muséum national d’Histoire naturelle, Sorbonne Universités, 57 rue Cuvier CP39, F-75005 Paris, France; * fjabbour@mnhn.fr 2 CNRS, UMR 0320/UMR 8120, Génétique Quantitative et Evolution – Le Moulon, F-91190 Gif-sur-Yvette, France

Introduction Two floral morphs can be found in Nigella damascena L. The wild-type morph has a bipartite perianth with five petaloid sepals and five to ten nectariferous petals, whereas the double-flowered morph has a perianth with many petaloid sepal-like organs, exhibiting more stamen characteristics as they are positioned closer from the androecium (Gonçalves et al. 2013). No major differences in the organization (number and arrangement) of the fertile organs have been noticed between the two morphs. The double-flowered morph has been known since the premises of the 17th century (Clusius 1601), and has been reported and described in many publications since then (e.g. Linnaeus 1753; Hoffmann 1875; Blaringhem 1910). The genetic control of this floral dimorphism has been first investigated by Toxopéus (1927), who showed using segregation studies that a single bi-allelic locus was involved, with the petalous form (homozygous PP and heterozygous Pp genotypes) dominant over the apetalous one (homozygous pp genotype). Recent studies showed that the dimorphism was controlled by the NdAP3-3 locus, a B-function gene © The Author(s), 2015

(Gonçalves et al. 2013; Zhang et al. 2013).

Gonçalves et al. (2013) showed that, in addition to its role in petal identity specification, this gene plays a role in meristem patterning.

At the adult stage, sepal-like organs and sepals are morphologically similar. Moreover, previous developmental studies highlighted the fact that inner sepal-like primordia and outer stamen primordia are morphologically undistinguishable (Payer 1857; Jabbour et al. 2009; Zhao et al. 2011; Gonçalves et al.

2013; Jabbour et al. in press). In this context, the objective of this study is to describe for the first time the vascularization of the numerous petaloid sepal-like organs found between the sepals and the stamens in the double flower, to examine whether it is more similar to that of sepals, petals, or stamens. To do so, we compare the anatomy of the floral organs in anthetic flowers of the wild-type and the double-flowered morphs of N. damascena.

Material and methods Plant material Seeds from progenies homozygous for the P or the p allele were sown. Plants were grown in a growth chamber under long day period (18h

14

Modern Phytomorphology 7 (2015)

day/6h night) at 25°C during the day, 16°C during the night and 60% relative humidity.

Flowers were fixed in FAA (90% ethanol 70%, 5% formalin, 5% acetic acid), and then stored in a mixture of water, ethanol and glycerol (equal volumes).

Anatomical observations Two flowers from each morph were dehydrated through a t-butyl series and embedded in paraffin (melting point: 58‑60°C) (Gerlach 1984). Serial transverse and longitudinal sections were cut at a thickness of 10 μm by rotary microtome Leitz 1512 (Germany), then stained with Astrablue 0.5% aq. and Ziehl’s Fuchsine 10 % and mounted in Eukitt. Floral vasculature was reconstructed by drawing the serial sections using a camera lucida. Moreover, six and four flowers were dissected to check organ arrangement and number in the double flower and the wild-type, respectively.

Results Comparison of the floral anatomy of the wildtype and double-flowered Nigella damascena Ascending series of cross sections through anthetic flowers of both morphs (Fig. 1 A-N) allowed us to reconstruct the vascularization of every floral organ and to locate precisely the point where the traces get divided into the vascular bundles that are observable in the different organs (Fig. 2 A, B; Fig. 3 A, B).

The bracts of both morphs have three vascular bundles originating from the same point at the base of the floral receptacle (Figs. 2 A, 3 A). Sepals in the [P] morph have five vascular bundles, originating from three independent traces, the two lateral ones being divided into two just before entering the sepal. In the double-flowered morph, five vascular bundles still characterize the sepals, but the median

trace fuses relatively deeply with one of the two lateral ones, resulting in two independent traces at the level of the receptacle. In this morph, the number of bracts seems correlated with the number of sepals, the first being lower when the second is higher. Petals (Fig. 2 B) and sepal-like organs (Fig. 3 B) have three vascular bundles originating from the same trace. Stamens have a single vascular bundle.

Nectariferous cells with outsized nuclei are visible on Fig. 1 G. They are distributed all around the cavity at the base of the petal pouches. Fig. 1 H shows trichomes inserted on the margins of both lips of the petals, and growing in the pouch.

Comparison of the floral organization of the wild-type and double-flowered Nigella damascena Floral organs of both morphs initiate on a spiral. Wild-type flowers generally consist of five bracts, five sepals, five to ten petals, c. 25 stamens, and three to five carpels. In the wild‑type flower we investigated (Fig. 1 A‑H), the perianth consists of five sepals in a quincuncial aestivation, and eight nectariferous petals. Twenty stamens are organized into eight parastichies. The gynoecium is trimerous.

In contrast, in the double flower of N. damascena, and according to the type of vascularization, we identify only three sepals and 17 sepal-like organs with a vascularization similar to that of the petals of the wild-type. The sepal-like organs are inserted along the eight parastichies of the 17 stamens. The gynoecium is tetramerous. Based on observations of the visible vascularization made on six additional flowers from the double-flowered morph (Fig. 4), we noticed that the flowers had three sepals when the number of bracts ranged from one to three, two sepals when there were four bracts, and a single sepal when five bracts were present.

Fig. 1. Ascending series of cross-sections through the anthetic flower of Nigella damascena wild-type (F, A-E, G, H) ▶ and double-flowered (I, J-N). A-E – Five bracts surround five sepals, which cover eight nectariferous petals. The eight parastichies of stamens and the trimerous gynoecium are clearly shown in D and E; G, H – Magnifications of the petals from the pictures D and E, respectively; J-N – A single bract subtends the flower, and three sepals (clearly visible in L) surround the sepal-like organs (with three vascular bundles) and the stamens (with a single vascular bundle).

The gynoecium is tetramerous (N).

Deroin T. et al. Floral vascular patterns of Nigella damascena

15

16

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Fig. 2. Reconstruction of the flower vascularization of Nigella damascena (wild-type). A – Bracts (three vascular bundles) and sepals (five vascular bundles). B – Petals (three vascular bundles) and stamens (a single vascular bundle). The position of the carpel median bundles is shown.

Fig. 3. Reconstruction of the flower vascularization of the double-flowered Nigella damascena. A – Bract (three vascular bundles) and sepals (five vascular bundles). B – Sepal-like organs (three vascular bundles) and stamens (a single vascular bundle). The position of the carpel median bundles is shown.

Deroin T. et al. Floral vascular patterns of Nigella damascena

17

Fig. 4. Hand cross-sections of some double flowers of Nigella damascena (A-F), arranged in increasing bract numbers, sepals in black; G – wild-type flower for comparison.

18

Modern Phytomorphology 7 (2015)

The floral formulas of both morphs, according to morphology ( = actinomorphic flower, B = bract, K = calyx (number of sepals), C = corolla (number of petals; superscript = petaloid), A = androecium (number of stamens), G = gynoecium (number of carpels), G = superior ovary, “+” indicates when several whorls of the same organ can be distinguished, see Ronse De Craene et al. 2014) are the following: Wild-type flower examined:  B5 Kc5 C8 A20 G3 Double flower examined:  B1 Kc20 A17 G4 Thanks to the anatomical observations, the 20 petaloid sepals and sepal-like organs could be broken up into three petaloid sepals, a single petaloid sepal-like organ with a vascularization showing features of both sepals and petals, and 16 petaloid sepal-like organs with a vascularization identical to that of the petals of the wild-type. The floral formulas, according to anatomy (the number of vascular bundles is specified with subscripts, and the level of the subdivision of the initial trace(s) is noted) could then be written as follows: Wild-type flower examined:  B35 Kc355 C138 A120 G3 Double flower examined:  B31 Kc351+Kc252+Kc231+Kc1316 A117 G4 Discussion The vascular patterns found in flowers of N. damascena wild-type and double-flowered are consistent with the typical patterns found in Ranunculaceae. For instance, Smith (1928, Ranunculus and Caltha), Brouland (1935, Nigella diversifolia Franch.) and Novikoff & Jabbour (2014, Delphinieae) observed five vascular bundles originating from three traces, three vascular bundles originating from a single trace, and a single undivided trace in the sepals, petals, and stamens, respectively.

The double-flowered morph of N. damascena lacks petals, but possesses petaloid sepal-like organs located between the calyx and the androecium. Even though our observations

should be confirmed on a larger sample, it is worth noting that the vascularization of the sepal-like organs looks more similar to that of the wild-type petals than to that of the sepals. Hence, even if the sepal-like organs and especially the most external ones look morphologically similar to sepals, they are anatomically (this study) and genetically (Gonçalves et al. 2013, Jabbour et al. in press) distinct. A similar observation was made by Smith (1928), when describing the vascularization of the supernumerary sepallike organs in a double flower of Caltha palustris.

These organs did not have five vascular bundles as in the true sepals, but three, originating from a single trace.

In this article, a possible negative correlation between bract number and sepal number in the double-flowered N. damascena is reported.

Previous studies did not notice this, and considered that the calyx was composed of five sepals (Gonçalves et al. 2013). In their defence, as a reduced number of sepals was not expected in the double-flowered morph, it is understandable that the authors may have thought that some external sepal-like organs (or primordia, when looking at meristems) were sepals.

The organization of the androecium in eight parastichies was already described by Payer (1857) and Zhao et al. (2011), among others.

In the two flowers we observed, the number of carpels was different (three for the wildtype, four for the double flowered morph).

Gynoecium merism is variable in N. damascena wild-type (Payer 1857; Baillon 1868) as in the double-flowered morph, ranging from two to five carpels (Fig. 5).

Conclusions We described the vascular anatomy of the wild-type and of the double flower of N. damascena. Our study revealed that 1) the vascularization of the petals (wild-type flower) and of the sepal-like organs (double-flowered) is identical, and 2) in the double-flowered morph, the numbers of developing bracts and sepals seem inversely correlated. If confirmed on a larger sample of flowers in the two morphs, this

Deroin T. et al. Floral vascular patterns of Nigella damascena

19

Fig. 5. Diversity of gynoecium merism in the double-flowered Nigella damascena.

relationship could bring novel perspectives for evo-devo studies of structural boundaries in the floral meristem of N. damascena.

Acknowledgments We thank our colleagues Eugénie Carnero Diaz and Isabel Le Disquet (ISYEB) for facilities in digital imaging. We are grateful to one anonymous reviewer for her/his constructive comments.

References Baillon H. 1868. Histoire des plantes. Tome I. Monographie des Renonculacées. Librairie Hachette et Cie, Paris.

Blaringhem L. 1910. Sur une forme nouvelle de Nigelle, Nigella damascena polycephala, obtenue après une mutilation. C.R. Hebd. Séances Acad. Sci. 150: 406–408.

Brouland M. 1935. Recherches sur l’anatomie florale des Renonculacées. Thesis, Sér. A, n°1548, n° d’ordre 2414. Jouve, Paris.

Clusius C. 1601. Rariorum plantarum historia. Officina plantiniana apud J. Moretum, Antwerp.

Gerlach D. 1984. Botanische Mikrotechnik. 3d ed.

Thieme, Stuttgart.

Gonçalves B., Nougué O., Jabbour F., Ridel C., Morin H., Laufs P., Manicacci D., Damerval C. 2013. An APETALA3 homolog controls both petal identity and floral meristem patterning in Nigella damascena L. (Ranunculaceae).

Plant J. 76 (2): 223–235.

Hoffmann H. 1875. Nigella damascena L. In: Hoffmann H. (ed.), Zur Speciesfrage: 39–43.

De Erven Loosjes, Haarlem.

Jabbour F., Ronse De Craene L., Nadot S., Damerval C. 2009. Establishment of zygomorphy on an ontogenic spiral and evolution of perianth in the tribe Delphinieae (Ranunculaceae). Ann. Bot. 104: 809–822.

Jabbour F., Udron M., Le Guilloux M., Gonçalves B., Manicacci D., Nadot S., Damerval C. In press. Flower development schedule and AGAMOUS-like gene expression patterns in two morphs of Nigella damascena L. (Ranunculaceae) differing in floral architecture. Bot. J. Linn. Soc. Linnaeus C., von. 1753. Nigella. In: Species plantarum, t. I: 534. Laurentius Salvius, Stockholm.

Novikoff A.V., Jabbour F. 2014. Floral anatomy of Delphinieae (Ranunculaceae): Comparing flower organization and vascular patterns. Mod. Phytomorphol.

5: 35–44.

Payer J.-B. 1857. Traité d’organogénie comparée de la fleur. Section des nigelles – Delphinium, Aconitum: 247–252. Masson, Paris.

Ronse De Craene L., Iwamoto A., BullHereñu K., Dos Santos P., Luna J.A., Farrar J. 2014. Understanding the structure of flowers – The wonderful tool of floral formulae: A response to Prenner & al. Taxon 63 (5): 1103–1111.

Smith J.H. 1928. Vascular anatomy of ranalian flowers. I. Ranunculaceae. Bot. Gaz. 82 (1): 1–29.

Toxopéus H.J. 1927. Erblichkeitsuntersuchungen an Nigella damascena L. Genetica 9: 341–440.

20 Zhang R., Guo C., Zhang W., Wang P., Li L., Duan X., Du Q., Zhao L., Shan H., Hodges S.A., Kramer E.M., Ren Y., Kong H. 2013. Disruption of the petal identity gene APETALA3-3 is highly correlated with loss of petals within the buttercup family (Ranunculaceae).

Proc. Natl. Acad. Sci. USA 110: 5074–5079.

Modern Phytomorphology 7 (2015) Zhao L., Liu P., Che X.F., Wang W., Ren Y. 2011.

Floral organogenesis of Helleborus thibetanus and Nigella damascena (Ranunculaceae) and its systematic significance. Bot. J. Linn. Soc. 166: 431–443.

Modern Phytomorphology 7: 21–37, 2015

Infraspecific morphological variations in Acinos graveolens (M.B.) Link Seyed M. Talebi Abstract. This study compares the effect of ecological factors on phenotype plasticity in the natural populations of Acinos graveolens in Iran. In total, twenty six quantitative and qualitative morphological traits were examined in the sixteen populations at two sections: inter- and intrapopulation. In the interpopulation section, averages amounts of morphological characteristics of populations were examined, while in the intrapopulation, morphological features of the seventy six plant samples of the populations were investigated. The obtained data showed that these characteristics differed between and within the populations and the analysis of variance test and one-sample test have shown significant differences of all quantitative characteristics. The biplot Principal Correspondence Analysis (PCA-biplot) of traits showed some populations had indicator morphological characteristic(s) which were useful in detecting of these populations. Significant correlations were found between some quantitative characteristics with ecological factors. The studied populations were separated from each other in the PCA and Principal Coordinate Analysis (PCO) plots and the Unweighted Paired Group using Average method (UPGMA) tree. The PCA plot of morphological features showed that some characteristics separated from others and the rest ones were together and had overlapping. The individuals of the studied populations were separated from others in the PCA and PCO plots and the UPGMA tree of the morphological characteristics. Individuals of some populations arranged separately and placed far from others, but this condition was reverse in the rest populations and most of individuals placed near each other. The obtained data confirmed high variations within some populations.

Key words: Acinos graveolens, ecology, interpopulation, intrapopulation, Iran, phenotype plasticity Department of Biology, Faculty of Sciences. Arak University, Arak 38156-8-8349, Iran; Seyedmehdi_Talebi@yahoo.com

Introduction Investigation of difference within widespread species at large spatial scales offers unique opportunities to observe evolution in progress, and is the first step to identify and determine the relative importance of different factors that promote phenotypic differentiation (e.g. Boyd 2002; Herrera et al. 2002; Mascó et al. 2004; Herrera 2005). Different studies (e.g.

Slatkin 1983; Grant 1991) showed that there are two main evolutionary forces that promote geographical and morphological variations at infraspecific levels: one of them is natural selection which exerted by geographically patterned abiotic or biotic factors and the other are random events such as genetic drift. On the contrary, gene flow has the inverse effect, linking populations through interbreeding and intercepting differentiation and speciation in the long term. © The Author(s), 2015

The other mechanism is phenotypic plasticity which definite is the ability of one genotype to express various phenotypes depending on ecological conditions and can permit a genotype to be present in different environments (Bradshaw 1965; Pigliucci 2001; De Witt & Scheiner 2004).Conversely phenotypic plasticity does not require genetic variation and allows a more flexible and quicker response to change in environmental condition, but is usually considered as unsuitable to support extreme phenotypic changes (Pigliucci 2001; Valladares et al. 2007).

Acinos Miller belongs to Lamiaceae family which has 10 species that distributed over Mediterranean regions toward Central Asia (Mabberley 1990).This genus comprises of two species in Iran (Rechinger 1982; Jamzad 2012). Some species of this genus were employed in folk medicine as antiseptic, stimulant, tonic and antispasmodic due to their beneficial effects on melancholy,

22

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Tab. 1. Habitat adders of the studied populations.

Population

Locality address

Ivanaki

Semnan province, Ivanaki,1810 m a.s.l.

Avaj

Tehran to Hamadan road, Avaj mountain, 2237 m a.s.l.

Fasham

Tehran province, Fasham mountain, 1990 m a.s.l.

Darakeh

Tehran province, Evin, Darakeh mountain, 2252 m a.s.l.

Abegarm

Markazi province, Mahallat, Abegarm, 1700 m a.s.l.

Rahjerd

Qom province, Salafchegan, Rahjerd village, 1647 m a.s.l.

Peyghambar

Markazi province, Zarandiyeh, Peyghambar village, 1846 m a.s.l.

Razeghan

Markazi province, Zarandiyeh, Razeghan village, 2046 m a.s.l.

Sangak

Markazi province, Saveh, Ghargh Abad, Sangak village, 2237 m a.s.l.

Arak

Markazi province, Arak, Hussein Abad mountain, 1777 m a.s.l.

Varameh

Markazi province, Zarandiyeh, Varameh village, 1900 m a.s.l.

Mazid Abad

Zanjan province, Mazid Abad, 1839 m a.s.l.

Bijar

Zanjan province, Bijar, 1785 m a.s.l.

Hasan Abad

Zanjan province, Hasan Abad, 2006 m a.s.l.

Sero

West Azerbaijan province, Urmia, Sero mountain, 1680 m a.s.l.

N

West Azerbaijan province, Mianboab, 1700 m a.s.l.

coughs, toothache, sciatica, neuralgia and gastrointestinal disorders; in addition, this genus has mucilaginous nutlets (Davis et al.

1982).

The pollen morphology of six taxa of the genus Acinos had been examined under scanning electron microscopy (SEM). The results revealed rather uniform morphological features, however found details were characteristic to differentiate the pollen taxa. Acinos pollen also shares some common morphological features with the other Lamiaceae pollen (Kaya & Kutluk 2007).

Acinos graveolens (M.B.) Link is one of them which naturally found in Iran and has a wide range of distribution and occurred in different regions of western, north-western and central parts of the country (Rechinger 1982).

Talebi & Shayestehfar (2014) investigated trichomes morphology in different populations of A. graveolens in Iran. Results of this study showed that types and frequency of trichomes as well as the kinds of dominant trichomes varied between populations. This confirms the effect of various ecological factors on trichomes plasticity in this species.

Due to absence of morphological investigation of this species, the present study

aimed to present a comparative study of inter and intra-population variation in different vegetative and reproductive morphological characteristics of A. graveolens. A specific aim of this research project was to quantify and contribute to the body of knowledge of the phenotypic variability and allocation pattern for an individual species and its interactions with its environment. To achieve these aims, data were collected from naturally growing populations across a wide geographic range.

Material and methods In present study, sixteen different geographical populations of A. graveolens were collected from different regions of central and north-western of Iran (Tab. 1) during spring 2013. Plant samples were identified on the basis of provided descriptions in Flora Iranica (Rechinger 1982) and Flora of Iran ( Jamzad 2012). From each population, 3 to 6 samples were collected randomly and totally twenty six qualitative and quantitative morphological traits from the both reproductive and vegetative organs such as stem height and its branches number, shape, length and width of

Talebi S.M. Infraspecific morphological variations in Acinos graveolens basal and floral leaves, the shape of apex, margin and base of basal and floral leaf blade, as well as calyx dimensions were examined between and within the populations.

For study the effect of different environmental factors on the morphological traits of A. graveolens populations, three environmental factors such as: longitude (E˚), latitude (N˚) and altitude (in m a.s.l.) were examined. These factors were obtained with Garmin GPS map76CSx. The mean and standard deviation of the studied quantitative morphological features were determined. In order to group the studied populations and individuals on the basis of morphological characteristics, data were standardized (mean = 0, variance = 1) and used for multivariate analyses, including Unweighted Paired Group using Average method(UPGMA) and Principal Coordinate Analysis (PCO) (Podani 2000).

One-way analysis of variance test (ANOVA) was employed to assess the significant quantitative morphological differences among the studied populations, and Pearson’s coefficient of correlation was used to determine the quantitative morphological characteristics in relation to ecological factors as well as longitude, latitude, altitude of the habitats, so as to show relationship between populations.

MVSP ver. 3.1 (2004) and SPSS ver. 9 (1998) softwares were used in the statistical analyses.

Morphological features of sixteen populations of A. graveolens were investigated.

This study was conducted in two levels: inter(between) and intra- (within) populations.

In the interpopulation section, averages amounts of morphological characteristics of each population were examined, while in the intrapopulation, morphological features of the seventy six plant samples of the studied populations were investigated.

Results Interpopulation study A. graveolens is the widespread species and naturally grows in different regions of Iran. In order to determine the degrees of morphological

23

variations between different populations of this species, sixteen geographical populations of A. graveolens were collected from different habitats and their morphological features of the both vegetative and reproductive organs were examined. In total, eighteen quantitative and eight qualitative morphological traits were identified and evaluated (Tab. 2). Most of these characteristics differed between the populations and the ANOVA test has shown significant differences (p<0.05) of all the studied quantitative morphological features (Tab. 3). The PCA biplot of morphological traits showed some studied populations had distinct morphological characteristic(s) which were useful in distinction of populations. For example, in Darakeh and Vardeh populations, the calyx length as well as basal leaf shape was prominent morphological characteristics, respectively. In Sero population, floral leaf shape was distinct trait (Fig. 1).

Significant positive/ negative correlations were found between some quantitative characteristics of vegetative and reproductive organs, for example a significant positive correlation (p<0.01, r= 0.80) occurred between stem height and inflorescence length.

Basal leaf petiole as well as basal leaf width had significant positive correlations (p<0.05, r= 0.50) with inflorescence length. Significant positive correlations (p<0.01) seen between calyx length and basal and floral leaf length.

A significant negative correlation (p<0.01, r= ‑0.50) occurred between calyx width with basal leaf length/ width ratio.

In addition significant correlations occurred between morphological characteristics in relation to ecological factors of habitat. For example a significant positive correlation (p<0.01, r= 0.44) found between stem height with northern distribution, but this trait had a significant correlation (p<0.05, r= ‑0.26) with habitat elevation. Inflorescence length had a significant positive correlation (p<0.01, r= 0.35) with northern distribution, but two significant negative correlations (p<0.01) were recorded between the mentioned features with eastern distribution as well as habitat elevation.

A significant negative correlation (p<0.05,

Avaj

Arak

Abegarm

Mazid Abad

Hasan Abad

44.40

5

10.92

SD

6.47

SD

N

6

Mean

34.66

11.49

SD

N

5

N

Mean

66.20

27.57

SD

Mean

5

N

12.60

SD

96.00

4

N

Mean

46.75

16.73

SD

Mean

5

N

19.63

SD

74.00

4

N

Mean

78.50

Mean

Ivanaki

Bijar

Stem height

Population

3.03

5

15.20

2.63

6

16.16

4.56

5

24.60

6.44

5

31.00

1.05

4

19.25

1.23

5

31.80

1.19

4

39.00

.00

5

.00

.81

6

.33

.89

5

.40

2.70

5

4.40

1.50

4

.75

.89

5

.40

1.15

4

1.00

Inflorescence Branch Length

1.00

5

6.00

.83

6

5.50

3.11

5

9.20

.44

5

10.20

2.50

4

6.25

.89

5

5.60

.816

4

8.00

Basal Leaf Petiole Length

.44

5

5.20

1.09

6

4.00

.83

5

9.20

1.51

5

6.60

1.89

4

4.25

1.14

5

4.40

2.38

4

6.50

Ba.Pet

Tab. 2. Some of the morphological features of the studied populations (all values are in cm).

.89

5

4.40

.83

6

4.50

1.81

5

6.60

1.30

5

7.20

1.29

4

4.50

.83

5

4.20

.00

4

5.00

Basal Leaf Width

.89

5

6.40

.40

6

4.83

1.58

5

9.00

1.81

5

9.40

2.00

4

6.00

.54

5

6.40

1.73

4

7.50

Floral Leaf Petiole Length

.89

5

3.60

.54

6

2.50

.44

5

4.80

.89

5

2.60

1.25

4

2.75

.44

5

2.20

.95

4

3.75

Fl.Pet

1.14

5

5.60

.21

6

1.46

1.51

5

6.60

.89

5

7.60

1.41

4

4.00

.83

5

4.80

1.91

4

4.50

Floral Leaf Width

.89

5

7.40

.83

6

6.50

1.09

5

7.80

.54

5

6.60

.95

4

6.25

.44

5

6.80

.50

4

7.25

Calyx Length

.00

5

2.00

.00

6

2.00

.44

5

1.80

.22

5

1.90

.40

4

2.00

.22

5

1.90

.00

4

2.00

Calyx Width

24 Modern Phytomorphology 7 (2015)

Varameh

Sero

Sangak

Razeghan

N

73.60

5

11.41

N

SD

35.10

SD

Mean

5

N

4.72

SD

107.00

3

Mean

88.66

N

6.67

SD

Mean

5

N

26.07

SD

52.00

5

Mean

86.00

N

21.68

SD

Mean

5

N

6.72

5

32.20

2.40

5

57.60

8.08

3

54.66

3.11

5

17.20

5.01

5

32.20

1.41

5

46.00

9.93

75.40

14.51

SD

6

6

32.50

3.70

N

20.77

SD

5

20.80

72.33

5

4.57

4

25.25

Mean

76.60

3.30

SD

N

4

N

Mean

57.75

Mean

Peyghambar Mean

Rahjerd

Fasham

Darakeh

.89

5

.40

1.22

5

2.00

.57

3

.33

.00

5

.00

1.67

5

1.60

2.30

5

5.60

1.94

6

1.83

1.09

5

2.80

.95

4

3.75

2.38

5

16.20

4.50

5

13.60

1.60

3

8.16

1.22

5

8.00

1.94

5

9.40

1.14

5

10.40

.98

6

8.16

1.67

5

8.40

5.85

4

12.25

2.19

5

5.60

5.12

5

10.40

1.00

3

6.00

.83

5

7.20

1.51

5

6.60

3.04

5

10.40

.89

6

6.00

2.16

5

7.80

.50

4

6.25

1.81

5

6.60

1.92

5

7.80

1.15

3

6.33

1.22

5

7.00

1.78

5

6.20

1.48

5

7.20

1.21

6

7.33

.70

5

6.00

1.00

4

5.50

1.92

5

11.80

3.49

5

10.20

1.00

3

7.00

2.00

5

8.00

2.58

5

7.20

.83

5

9.80

.83

6

7.50

1.58

5

8.00

4.50

4

14.25

1.34

5

4.60

2.88

5

5.40

.57

3

3.66

.89

5

3.60

1.14

5

3.60

.89

5

3.60

.75

6

4.16

1.51

5

3.40

.95

4

3.75

1.09

5

4.80

3.50

5

7.40

2.00

3

5.00

.83

5

6.20

1.64

5

4.80

1.09

5

6.20

1.16

6

5.83

1.58

5

7.00

1.25

4

7.25

.83

5

10.80

.83

5

7.80

.28

3

7.83

.83

5

7.80

1.30

5

7.80

.83

5

7.80

.81

6

8.33

1.14

5

6.60

1.00

4

9.50

.54

5

1.40

.22

5

1.90

.32

3

2.63

.44

5

1.80

.41

5

2.40

.22

5

2.10

.00

6

2.00

.44

5

1.70

.50

4

1.75

Talebi S.M. Infraspecific morphological variations in Acinos graveolens 25

26

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Tab. 3. ANOVA test of some studied morphological traits.

Character Stem Height

Inflorescence Length

Branch No.

Basal Leaf Length

Basal Leaf Petiole

Basal Leaf Petiole

Basal Leaf Width

Basal Leaf Length/ Width Ratio Floral Leaf Petiole

Floral Leaf Petiole

Floral Leaf Width

Calyx Length

Calyx Width

Calyx Length/Width Ratio

Between Groups Within Groups Total Between Groups Within Groups Total Between Groups Within Groups Total Between Groups Within Groups Total Between Groups Within Groups Total Between Groups Within Groups Total Between Groups Within Groups Total Between Groups Within Groups Total Between Groups Within Groups Total Between Groups Within Groups Total Between Groups Within Groups Total Between Groups Within Groups Total Between Groups Within Groups Total Between Groups Within Groups Total

Sum of Squares 28602.099 20099.433 48701.532 11522.430 5861.700 17384.130 211.978 118.333 330.312 648.587 325.400 973.987 292.321 250.900 543.221 20.596 24.473 45.068 106.692 105.100 211.792 10.732 8.784 19.516 55.628 84.450 140.078 30.523 32.131 62.654 193.750 139.608 333.358 98.105 46.700 144.805 4.829 6.557 11.385 132.433 62.887 195.320

df 15 61 76 15 61 76 15 61 76 15 61 76 15 61 76 15 61 76 15 61 76 15 61 76 15 61 76 15 61 76 15 61 76 15 61 76 15 61 76 15 61 76

Mean Square 1906.807 329.499

F 5.787

Sig. .000

768.162 96.093

7.994

.000

14.132 1.940

7.285

.000

43.239 5.334

8.106

.000

19.488 4.113

4.738

.000

1.373 .401

3.422

.000

7.113 1.723

4.128

.000

.715 .144

4.969

.000

3.709 1.384

2.679

.003

2.035 .527

3.863

.000

12.917 2.289

5.644

.000

6.540 .766

8.543

.000

.322 .107

2.995

.001

8.829 1.031

8.564

.000

Talebi S.M. Infraspecific morphological variations in Acinos graveolens r= ‑0.26) found between basal leaf width with stand altitude. Significant positive correlations were seen between northern distribution with basal leaf length (p<0.05) and floral leaf width (p<0.01).

The studied populations were separated from each other in the PCA (Fig. 2) and PCO (Fig. 3) plots as well as the UPGMA tree (Fig. 4). In the UPGMA tree, two main clades were seen.

In one clade population Sero and in secondary the rest of populations were found. In this clade population Arak, Hasan Abad, Razeghan, Avaj and Darakeh placed separately. This condition was confirmed by the PCA and PCO plots. This subject was the verification about the presence of high morphological variations between the populations.

Intrapopulation study In the intrapopulation sections, the morphological polymorphisms of randomly selected individuals of the studied populations were investigated. In populations Ivanaki, Abegarm, Rahjerd, Arak, Bijar and Hasan Abad, floral leaf shape unchanged within populations, but in other populations its shape varied between samples of each population so that there were two to three different shapes of floral leaf. This condition was true about the basal leaf shape and its shape fixed within the studied samples of Rahjerd, Razeghan, Sangak and Bijar populations. In contrast, in others basal leaf shape varied within populations. In addition, quantitative morphological characteristics of these individuals varied and one- sample test showed significant difference for all of the studied traits, but the rate of changes in morphological features varied. Maximum variations in the morphological characteristics belong to the stem height with standard deviation about 25.13 while the minimum difference were occurred in calyx width with standard deviation about 0.38, the standard deviation of others were reposed between these amounts (Tab. 4).

In order to presentation and comparing quantitative morphological characteristics between individuals, box and whisker plots were used. These plots were ideal for comparing traits distributions because the centre, spread and

27

overall range were immediately apparent. These graphs were plotted for all the quantitative morphological characteristics. The patterns of traits distribution showed that, in some individuals, some of morphological features had abnormal distribution and separated from others, for detail investigation see Fig. 5. The PCA plot of morphological features showed that some characteristics, such as stem height, inflorescence length and basal leaf length, separated from others and the rest ones placed near each other and overlapped (Fig. 6). The individuals of the studied populations were separated from others in the PCA and PCO plot (Figs. 7, 8) as well as the UPGMA tree of the morphological characteristics (Fig. 9).The pattern of individual’s arrangement varied between the populations .In some cases such as Bijar, Sangak and N populations, individuals of each population arranged separately and placed far from others, but this condition was reverse in Arak population and most of individuals placed near each other.

Discussion Results of this study showed that A. graveolens has a wide distribution range and grows in various regions of the western, northwestern and central parts of Iran on the slopes of mountains and hills. Iran is a large country with a surface area more than of 1.6 million km2. This country is considered as geographical meeting grounds of the Mediterranean region and Indian subcontinent. Two mountains run parallel to its northern and western borders, joining each other in the northwestern tip of the country.

Surrounded by the above mountainous fence, the country is marked by remarkable natural contrast; within the distance of a few miles one can experience major changes in landscape and vegetation (Mobayen 1996). For these reasons, this species facing with various environmental factors in its natural habitat.

To understand how to adapt of such species to the wide ranges of habitat conditions, two well-known different adaptive mechanisms which improve the survival and the dispersal of invasive species are phenotypic plasticity and

28

Modern Phytomorphology 7 (2015) PCA case scores 2.9

branch

2.3

ba.pet fl.le.

Wi stemhight inflo.le

1.7

ba.le.wi cal.wi fl.le.sh

1.2

Axis 2

Peghmbar Mazid abad 0.6 Sero cal.pet Fasham Sangak N Rahjerd fle.pe Abgarm Evanaki Razeghn Bijar hi.infl Avaj fl.pet Hasan abad Darakeh -0.6 0.6 1.2 1.7 2.3 fl.le.le Arak -0.6 Varameh ba.le. Sh -1.2 cal.le

-2.9

-2.3

-1.7

-1.2

2.9

ba.le.le

-1.7

ble.wi

-2.3 ble.pe cle.wi fle.wi

-2.9 Axis 1 Vector scaling: 7.70

Fig. 1. PCA biplot of the studied populations with their morphological characteristics. Abbreviations: branch – branch number; ba.pet – basal leaf petiole; ba.le.sh – basal leaf shape; ba.le.le. – basal leaf length; ba.le.wi – basal leaf length/ wide ratio; fle.wi – floral leaf width; fl.le.le – floral leaf length; fl.le.sh – floral leaf shape; fl.pet – floral leaf petiole; info le. – inflorescence length; cal. wi. – calyx width; cal.pet – calyx petiole; cal. le – calyx length.

PCA case scores 11.7 9.4 7.0 4.7 Sangak

Peghmbar 2.3

Axis 2

Arak Hasan abad Avaj Razeghn -11.7

-9.4

-7.0

Darakeh

-4.7

Abgarm -2.3

Sero

Varameh Evanaki Rahjerd Bijar

Fasham -2.3

2.3

N

4.7

7.0

Mazid abad

-4.7 -7.0 -9.4 -11.7 Axis 1

Fig. 2. PCA plot of the studied populations on the basis of morphological characteristics.

9.4

11.7

Talebi S.M. Infraspecific morphological variations in Acinos graveolens

29

PCO case scores (Euclidean) 45.37

Arak

36.29 Avaj Hasan abad Razeghn

27.22 18.15 Darakeh Axis 2

9.07

-45.37

-36.29

-27.22

-18.15

Fasham Rahjerd Bijar -9.07Varameh

9.07

18.15

27.22

36.29

45.37

-9.07

Evanaki Peghmbar N Mazid abad

Abgarm

-18.15 -27.22

Sangak

-36.29 -45.37

Sero

Axis 1

Fig. 3. PCO plot of the studied populations based on morphological traits.

UPGMA

60

50

40

30

Sero Arak Hasan abad Avaj Razeghn Darakeh Mazid abad Sangak Peghmbar Abgarm Fasham Varameh N Bijar Rahjerd Evanaki 20

10

Euclidean

Fig. 4. UPGMA tree of the studied populations on the basis of morphological features.

0

30

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Tab. 4. One-Sample T-Test of quantitative morphological traits.

Test Value = 0 Character

SD

95% Confidence Interval of the Difference Lower

Upper

t

df

Sig. (2-tailed)

Stem Height

24.292

76

.000

25.31422

64.3323

75.8235

Inflorescence Length

17.579

76

.000

15.12410

26.8660

33.7315

Branch No.

6.778

76

.000

2.08476

1.1372

2.0836

Basal Leaf Length

22.204

76

.000

3.57989

8.2459

9.8710

Basal Leaf Petiole

21.867

76

.000

2.67351

6.0555

7.2691

Basal Leaf Petiole

16.983

76

.000

0.77007

1.3156

1.6652

Basal Leaf Width

31.812

76

.000

1.66935

5.6731

6.4308

Basal Leaf Length/Width Ratio

26.128

76

.000

0.50674

1.3938

1.6238

Floral Leaf Length

25.349

76

.000

2.86373

7.6227

8.9227

Floral Leaf Petiole

23.420

76

.000

1.35762

3.3152

3.9315

Floral Leaf Petiole

23.685

76

.000

0.90796

2.2447

2.6569

Floral Leaf Width

23.224

76

.000

2.09435

5.0676

6.0183

Floral Leaf Length Width/Ratio

21.745

76

.000

0.66474

1.4964

1.7981

Calyx Length

48.752

76

.000

1.38034

7.3555

7.9821

Calyx Width

43.989

76

.000

0.38705

1.8524

2.0281

Calyx Length/Width Ratio

22.907

76

.000

1.60312

3.8211

4.5488

Calyx Petiole

21.887

76

.000

0.96327

2.1840

2.6212

local adaptation. Sultan (2000) defined the phenomenon of phenotypic plasticity as the capacity of a given genotype to express various phenotypes in different ecological conditions.

If phenotypic plasticity is the main adaptive mechanism for plants to distribute into a range of habitats, plants are able to rapidly alter their phenotypic features and the change is caused by ecological conditions in the habitat. Ward et al. (2008) stated that local adaptation is the capacity of a species to rapidly adapt genetically by virtue of a diverse gene pool. If local adaptation is the primitive adaptive mechanism in plans, variations in their traits and domination in different habitats between populations are due to local natural selection resulting in local genotypes that have a higher comparative fitness in their local habitat than genotypes originating from other habitats (Kawecki & Ebert 2004).

The studied populations separated from each other and arranged separately. This subject

represents the difference between populations that was induced by morphological variations.

Some characteristics such as stem height differed between populations and various statistical analyses such as trait PCA as well as std.deviation confirmed it. A probable reason for the stem length variation could be related to competition with neighboring plants. In competition with other plants, stem length is one of the main traits which varied in different habitat. Due to the nature of species, especially the dominant plants, differed in various stands, therefore members of different species, in order to increase the absorption of sunlight, changes their stem length (Talebi et al. 2014).

Plasticity for morphological characters, for example plant height or biomass, may play a role in competitive interactions (Navas & Moreau‑Richard 2005).

Some responses in plants, such as stemelongation, provide an example of adaptive

Talebi S.M. Infraspecific morphological variations in Acinos graveolens

31

Fig. 5. Box and whisker plots of the studied morphological traits of individuals. Populations abbreviations: 3 – Hasan Abad; 4 – Mazid Abad; 8 – Darakeh; 9 – Fasham; 11 – Peyghambar; 14 – Sangak; 15 – Sero; 16 – Varameh.

plasticity that could involve an opportunity cost.

Increased stem elongation is beneficial between plants growing in dense stands because taller plants overtop their neighbors and have higher

lifetime light interception (Weinig 2000) and fitness (Schmitt et al. 1995; Dudley & Schmitt 1996; Weinig 2000). Elongation responses early in the life history may limit the duration

32

Modern Phytomorphology 7 (2015)

PCA variable loadings

inflo.le

0.9

0.7

0.5

Axis 2

0.3

0.2

-0.5

-0.3

-0.2

ba.le.le cal.pet fle.wi cal.wi fl.pet ble.pe ble.wi ba.pet fl.le.sh cal.le branch ba.le.

Sh ba.le.wi cle.wi fle.pe fl.le.le hi.infl fl.le. W i

0.2

0.3

0.5

0.7

0.9

-0.2

-0.3

stemhight

-0.5 Axis 1

Fig. 6. PCA plot of the studied morphological traits.

of elongation or subsequent responsiveness because elongation lowers structural stability (Schmitt et al. 1995) and reduces resource acquisition by decreasing allocation to resourceharvesting organs such as leaves (Ballaré et al.

1991; Cipollini & Schultz 1999) and roots (Maliakal et al. 1999).

In addition, foliar features, such as shape and dimension, varied between populations and ANOVA as well as one-sample T-Test confirmed these differences. Some of these characteristics such as basal and floral leaf shape had diagnostic value and were useful in identifying of some populations. In the studied species, like most plants, leaves are important organ for photosynthesis and food production and any change in their traits can influence all the plant body as well as their biomass. In addition it has a significant effect on seed production and population size. The relationship between the leaves shape and size and ecological factors has been shown for many

of species such as Oncocyclus (Siems.) Baker irises (Sapir et al. 2002), Rhizophora mangle L. (Rico‑Gray & Palacios-Rios 1996) and Chuquiraga Juss. section Acanthophyllae (DC.) Ezcurra (Ezcurra et al. 1997). For example, it was found that leaves of Embothrium coccineum J.R. Forst. et G. Forst. were apparently more influenced by climate, particularly water availability, than flowers. In addition, alternation in leaf morphology of E. coccineum has also been reported to reflect adaptive differences associated with specific climatic features across its whole distribution area (Souto et al. 2009).

A common model reported for many species is a decrease in leaf dimension as environmental aridity increases, this condition representing an adaptive strategy because smaller leaves display lower evapotranspiration (Parkhurst & Loucks 1972; Dudley 1996).

Natural selection can act at different levels, or in different ways, resulting in independent trait evolution when different parts of a plant

Talebi S.M. Infraspecific morphological variations in Acinos graveolens

33

PCA case scores

10.28

8.23

6.17

Axis 2

4.11 Sangak1 Peghmbar1 Peghmbar2 2.06 Sero3 Peghmbar5Sangak2 Varameh2 Peghmbar3 mazid abad1 Arak2 Peghmbar4 bijar2 evanaki2 Sangak3 hasan abad5 Varameh5 Avaj4 Arak5 evanaki1 n5 Darakeh4 Arak6 Sero5 Darakeh3 bijar.1 Rahjerd1 bijar4 Arak4 Arak1 Rahjerd4 Razeghn4 Rahjerd2Rahjerd3 evanaki3 evanaki4 Abgarm5 Darakeh1 Varameh3 Arak3 hasan abad4 n1 Razeghn3 Rahjerd6 Abegarm3 hasan abad3 hasan abad2 Avaj5 Fasham1 Sero4 Avaj3 Rahjerd5 Avaj2 mazid abad5 Razeghn5Darakeh2 Abgarm4 Avaj1 Abegarm2 bijar5 Fasham4 n3 Varameh4 Razeghn2 Fasham5 Razeghn1 Abegarm1 Varameh1 n4 4.11 -6.17 -4.11 -2.06 2.06 abad2 6.17 mazid bijar3 n2 Fasham2 mazid abad3 -2.06 Fasham3 mazid abad4

Sero2

8.23

Sero1

10.28

-4.11

-6.17 Axis 1

Fig. 7. PCA plot of the studied individuals of populations based on morphological traits.

respond to distinctive selective mechanisms, or a given force affects differentially different organs or even different traits of the same organ. The characteristics of reproductive organs such as flowers are of great important in plant either taxonomy or reproduction. Any significant variation in these traits can alter the taxonomic position of plants or changes their pollinators. These variations may be beneficial by increasing pollinator and seed production or may be deleterious through reducing reproductive ability. The significant variations occurred in calyx dimensions and ANOVA test confirmed it. It has been hypothesized that plants floral morphology specialized on one or few pollinators should be largely uncoupled from variation exhibited by vegetative characteristics such as leaf size, whereas at the same time selection through pollination should favors the integration of various floral features (Berg 1959, 1960; Armbruster et al. 1999; Herrera et al. 2002).

One of the most important ecological factors, among the studied factors of habitat, is elevation. In this study, habitats elevation varied between populations and a difference approximately 650 m were found between the maximum and minimum amounts of the habitats altitudes. The elevation of habitat had negative significant effect on a number of the main plant characteristics such as stem length as well as basal leaf width. As observed in these populations, increase in habitat altitude was associated with decrease in stem and inflorescence length and basal leaf width. There were many reasons for these changes. Altitudinal system presents strong, multidimensional environmental gradients (Korner 2003) and plants at different positions along these gradients face distinct growth conditions. Each of these factors may influence plants as directly or indirectly by altering plant response to other factors. Different altitudinal ranges are therefore excellent model systems for studying plant

34

Modern Phytomorphology 7 (2015)

PCO case scores (Euclidean) 89.4

Sero1 Sero2

71.5 Peghmbar1 Sero3 n2 mazid abad4 mazid abad3 35.8 bijar.1 Rahjerd1 Fasham3 mazid abad5 Sangak3 evanaki1 Sangak1 n4 Sangak2 Varameh4 mazid abad2 evanaki2 17.9 evanaki3 Sero4 Peghmbar5 n1 Peghmbar3 Abegarm2 n3 Rahjerd3 bijar3 Varameh2 bijar2 Fasham2 Rahjerd4 Varameh1 Abegarm3 Varameh3 Abegarm1 hasan abad5 Fasham5 Varameh5 Rahjerd2 -53.6 -35.8 -17.9 Peghmbar4 17.9 35.8 53.6 Peghmbar2 Rahjerd6 Darakeh3 Sero5 bijar4 Fasham4 Darakeh4 Razeghn1 Rahjerd5 Fasham1 Abgarm4 bijar5 Darakeh2 Avaj1 mazid abad1 -17.9 Darakeh1 Razeghn3 n5 Abgarm5 evanaki4 Razeghn5 Razeghn2 Razeghn4 Arak1 Avaj2 hasan abad2 Avaj3 hasan Avaj5abad4 -35.8 Arak5 Arak6 hasan abad3 Arak3 Arak4 Avaj4 Arak2 -53.6

Axis 2

53.6

71.5

89.4

Axis 1

Fig. 8. PC0 plot of the studied individuals of populations based on morphological traits.

responses to environmental variation over small geographical scales. Altitudinal gradients are thus convenient scenarios to investigate such responses and key traits for plant functioning vary in a clinal fashion along elevation gradients.

For instance, the reduction in overall plant size is the most conspicuous structural alteration observed along elevational gradients (Korner et al. 1989). Different studies (e.g. Korner 2003; Baret et al. 2004; Willis & Hulme 2004) suggested that decreasing plant size as an adaptation to increasing altitude is a wellknown phenomenon. It results from a slower growth rate as a response to harsher growing conditions and shorter season at high altitude (Grime 1979; Bennington & McGraw 1995). This decrease in plant height along with altitudinal elevation may prove advantageous for the species as the stem shortening allows plants to avoid the damaging effects of the strong

winds blowing at high altitudes and to improve photosynthetic conditions by keeping the leaves closer to the warmer soil surfaces (Korner & Cochrane 1983).The results of this study showed that plants growing at lower altitudes had taller inflorescences as compared to plants growing at higher altitudes as also previously revealed by Johnson & Cook (1968) as well as Hickman (1975).

Conclusions The obtained results showed that in the widespread species such as A. graveolens, morphological traits were able to change between different populations via phenotype plasticity phenomenon. In these conditions, different phenotypes were become visible between various samples of the same taxon. This was an adaptive response which was created

Fig. 9. UPGMA tree of the studied individuals of populations on the basis of morphological features.

▶

96

80

64 Euclidean

48

UPGMA

32

16

0

Sero2 Sero1 Sero3 Peghmbar1 F asham2 Peghmbar2 Varam eh3 Varam eh2 Varam eh1 bijar2 Rahjerd4 Rahjerd3 Varam eh5 hasan abad5 Peghmbar4 Sero5 bijar4 Rahjerd6 Rahjerd2 Abegarm3 Darakeh4 Darakeh3 Darakeh2 Darakeh1 Abegarm1 F asham5 Abgarm4 Razeghn1 Rahjerd5 bijar5 Avaj1 F asham4 F asham1 hasan abad3 Arak6 Arak5 Arak4 Arak3 Avaj4 Arak2 mazid abad1 hasan abad4 Avaj5 hasan abad2 Avaj3 Arak1 Razeghn5 Avaj2 Razeghn2 Razeghn4 n5 Abgarm5 Razeghn3 evanaki4 n2 mazid abad4 mazid abad3 F asham3 Sangak1 n3 bijar3 Sero4 n1 Abegarm2 Peghmbar5 Peghmbar3 evanaki3 Sangak2 evanaki2 Varam eh4 n4 mazid abad5 mazid abad2 Rahjerd1 bijar.1 Sangak3 evanaki1

Talebi S.M. Infraspecific morphological variations in Acinos graveolens 35

36

Modern Phytomorphology 7 (2015)

by plants in order to accordance with various environmental conditions that governed in their habitats. Not only these variations were significant between the populations, but also some of them had diagnostic values and were important for identification of populations. In addition, intrapopulation variations occurred in some populations and members of these populations separated from each other. In this condition morphological polymorphisms were seen between individuals. Several factors were involved for these differences. It may be possible that habitat heterogeneity is the most important factor for creation this subject.

References Armbruster W.S., Di Stilio V., Tuxill J.D., Flores T.C., Velazquez Punk J.L. 1999.

Covariance and decoupling of floral and vegetative traits in nine Neotropical plants: a re-evaluation of Berg’s correlation-pleiades concept. Am. J. Bot. 86: 39–55.

Ballaré C.L., Scopel C.L., Sanchez R.A. 1991. On the opportunity cost of the photosynthate invested in stem elongation reactions mediated by phytochrome.

Oecol. 86: 561–567.

Baret S., Maurice S., Le Bourgeois T., Strasberg D. 2004. Altitudinal variation in fertility and vegetative growth in the invasive plant Rubus alceifolius (Rosaceae), on Reunion Island. Plant Ecol.

172: 265–273.

Bennington C.C., McGraw J.B. 1995. Naturalselection and ecotypic differentiation in Impatiens pallida. Ecol. Monogr. 65: 303–323.

Berg R.L. 1959. A general evolutionary principle underlying the origin of developmental homeostasis.

Am. Nat. 93: 103–105.

Berg R.L. 1960. The ecological significance of correlation pleiades. Evolution 14: 171–180.

Bradshaw A.D. 1965. Evolutionary significance of phenotypic plasticity in plants. Adv. Genet. 13: 115–155.

Boyd A. 2002. Morphological analysis of Sky Island populations of Macromeria viridiflora (Boraginaceae).

Syst. Bot. 27: 116–126.

Cipollini D.F., Shultz C. 1999. Exploring cost constraints on stem elongation in plants using phenotypic manipulation. Am. Nat. 153 (2): 236–242.

Davis P.H., Edmondson R., Mill R.R., Kit T. 1982. Flora of Turkey and the East Aegean Islands.

Edinburgh University Press, Edinburgh.

De Witt T.J., Scheiner S.M. 2004. Phenotypic plasticity: functional and conceptual approaches.

Oxford University Press, Oxford.

Dudley S.A. 1996. Differing selection on plant physiological traits in response to environmental water availability: a test of adaptive hypotheses. Evolution 50: 103–110.

Dudley S.A., Schmitt J. 1996. Testing the adaptive plasticity hypothesis: density dependent selection on manipulated stem length in Impatiens capensis. Am. Nat. 147: 445–465.

Ezcurra C., Ruggiero A., Crisci J.V. 1997.

Phylogeny of Chuquiraga sect. Acanthophyllae (Asteraceae-Barnadesioideae) and the evolution of its leaf morphology in relation to climate. Syst. Bot. 22: 151–163.

Grant V. 1991. The evolutionary process. Columbia University Press, New York.

Grime J.P. 1979. Plant strategies and vegetation processes.

John Wiley and Sons, New York.

Herrera J. 2005. Flower size variation in Rosmarinus officinalis: individuals, populations and habitats. Ann. Bot. 95: 431–437.

Herrera C.M., Cerda X., Garcia M.B., Guitan J., Medrano M., Rey P.J. 2002. Floral integration, phenotypic covariance structure and pollinator variation in bumblebee-pollinated Helleborus foetidus.

J. Evol. Biol. 15: 108–121.

Hickman J. 1975. Environmental unpredictability and plastic energy allocation strategies in the annual Polygonum cascadense (Polygonaceae). J. Ecol. 63: 689–701.

Jamzad Z. 2012. Flora of Iran, no 76: Lamiaceae. Ministry of jihad-e- agriculture, Research institute of forests and rangelands press Iran.

Johnson M.P., Cook S.A. 1968. Clutch size in butter cups. Am. Nat. 102: 405–411.

Kaya A., Kutluk H. 2007. Pollen ьorphology of Acinos Miller species growing in Turkey. J. Integr. Plant Biol.

49 (9): 1386–1392.

Kawecki T.J., Ebert D. 2004. Conceptual issues in local adaptation. Ecol. Lett. 7: 1225–1241.

Korner C. 2003. Alpine plant life, 2nd edition. Springer, Heidelberg, Germany.

Korner C., Cochrane P.M. 1983. Stomatal responses and water relations of Eucalyptus pauciflora in summer along an elevational gradient.

Oecologia 66: 443–455.

Korner C., Neumayer M., Menendez-Riedl S.P., Smeets-Scheel A. 1989. Functional morphology of mountain plants. Flora 182: 353–383.

Mabberley D.J. 1990. The plant book, a portable dictionary of the higher plants. Cambridge University Press, Cambridge.

Maliakal S., McDonnell K., Dudley S.A., Schmitt J. 1999. Effects of red: far-red ratio and plant density on biomass allocation and gas exchange in Impatiens capensis. Int. J. Plant Sci. 160 (4): 723–733.

Talebi S.M. Infraspecific morphological variations in Acinos graveolens Mascó M., Noy-Meir I., Sérsic A.N. 2004. Geographic variation in flower color patterns within Calceolaria uniflora in southern Patagonia. Plant Syst. Evol. 244: 77–91.

Mobayen S. 1996. Flora of Iran. Vol. 4. Tehran university publications, Iran.

Navas M.L., Moreau-Richard J. 2005. Can traits predict the competitive response of herbaceous Mediterranean species? Acta Oecol. 27: 107–114.

Parkhurst D.F., Loucks O.I. 1972. Optimal leaf size in relation to environment. J. Ecol. 60: 505–537.

Pigliucci M. 2001. Phenotypic plasticity: beyond nature and the nurture. The John Hopkins University Press, Baltimore.

Podani J. 2000. Introduction to the exploration of multivariate biological data, Backhuys Publishers, Leiden.

Rechinger K. 1982. Flora Iranica, no 150: Labiatae, Akademische Druck-u. Verlagsanstat Graz, Austria.

Rico-Gray V., Palacios-Rios M. 1996. Leaf area variation in Rhizophora mangle L. (Rhizophoraceae) along a latitudinal gradient in Mexico. Global Ecol.

Biogeogr. 5: 30–35.

Sapir Y., Shmida A., Fragman O., Comes H.P. 2002.

Morphological variation of the Oncocyclus irises (Iris: Iridaceae) in the southern Levant. Bot. J. Linn. Soc. 139: 369–382.

Schmitt J., McCormac A.C., Smith H. 1995. A test of the adaptive plasticity hypothesis using transgenic and mutant plants disabled in phytochrome-mediated elongation responses to neighbors. Am. Nat. 146: 937–953.

37

Slatkin M. 1983. Genetic background. In: Futuyma D.J., Slatkin M. (eds), Coevolution. Sinauer Associates, Sunderland MA. Souto C.P., Premoli A.C., Reich P.B. 2009. Leaf trait variation in Embothrium coccineum (Proteaceae) is shaped by complex Patagonian physiographic gradients. Rev. Chil. Hist. Nat. 82: 209–222.

Sultan S.E. 2000. Phenotypic plasticity for plant development, function and life history. Trends Plant Sci. 5: 537–542.

Talebi S.M., Shayestehfar A.R. 2014. Infraspecific trichomes variations in Acinos graveolens (M.B.) Link.

Annals Biol. Sci. 2 (2): 51–57 Talebi S.M., Atri M., Sheidai M., Sharifnia F., Noormohammadi Z. 2014. Infraspecific variations in Linum album based on the determination of special stations approach method in Iran. Phytol. Balc. 20 (1): 9–22.

Valladares F., Gianoli E., Gomez J.M. 2007.

Ecological limits to plant phenotypic plasticity. New Phytol. 176: 749–763.

Ward S.M., Gaskin J.F., Wilson L.M. 2008. Ecological genetics of plant invasion: what do we know? Invasive Plant Sci. Manag. 1: 98–109.

Weinig C. 2000. Differing selection in alternative competitive environments: shade-avoidance responses and germination timing. Evolution 54: 124–136.

Willis S.G., Hulme P.E. 2004. Environmental severity and variation in the reproductive traits of Impatiens glandulifera. Funct. Ecol. 18: 887–898.

Modern Phytomorphology 7: 39–45, 2015

Rosa dumalis Bechst. in the buffer zone of the Low Tatras National Park (Slovakia) – morphological differentiation Anna Sołtys-Lelek 1, Beata Barabasz-Krasny 2, Peter Turis 3, Ingrid Turisová 4 Abstract. The paper presents morphological diversity within Rosa dumalis Bechst., species identified among others in the buffer zone and the area of the Low Tatras National Park (Slovakia). This taxon belongs to the polymorphic section Caninae DC. em. Christ., and its morphological differentiation particularly relates to the degree of hairiness and glandularity leaves and the presence or absence glandules on pedicels. Based on these features nine varieties of this species were distinguished in Europe by Popek (1996). Four of these varieties, R. dumalis Bechst. var. afzeliana (Fr.) Boulenger, R. dumalis Bechst. var. dumalis, R. dumalis Bechst. var. caesia (Sm.) Boulenger and R. dumalis Bechst. var. coriifolia (Fr.) Boulenger, were found in the analyzed area.

Key words: Rosa dumalis, Rosaceae, morphology, chorology, Low Tatras National Park, Carpathians, Slovakia Ojców National Park, 32-045 Sułoszowa, Ojców 9, Poland; ana_soltys@wp.pl Institute of Biology, Division of Botany, Pedagogical University, Podchorążych 2, 30-084 Kraków, Poland; beata_barabasz@poczta.onet.pl 3 Low Tatras National Park, Lazovná 10, 974 01 Banská Bystrica, Slovakia; peter.turis@sopsr.sk 4 Faculty of Natural Sciences, Department of the Biology and Ecology, Matej Bel University, Tajovského 40, 974 01 Banská Bystrica, Slovakia; Ingrid.Turisova@umb.sk 1 2

Introduction Rosa dumalis Bechst., a very morphologically differentiated shrub, belongs to section Caninae DC. em. Christ.

Just as in case of other species of this section its diversity mainly refers to the intensity of hairiness and the glandularity of leaves, the presence or absence of glands on pedicels, serration of leaf blade etc. On the basis of these variables, the taxon was divided among such distinct species, such as: R. afzeliana Fr., R. bisserrata Mérat, R. acharii (Billb.)

Boulenger, R. caballicensis (Puget) Boulenger, R. caesia Sm., R. coriifolia Fr., R. vosagiaca Desp.

(Procházka & Krahulec 1982; Zieliński 1987; Vĕtvička 1992; Popek 1996, 2007). However, as the further comprehensive study of roses Caninae section showed, the morphological differences among the species mentioned above concern only the features in question and their variability is of clearly continuous nature (Zieliński 1985, 1987; Popek 1996). Therefore, it is more © The Author(s), 2015

reasonable to consider them as varieties of R. dumalis than separate individual species (Popek 1996).

The variability of morphological features of R. dumalis has not been the subject of detailed rodological studies on the territory of Slovakia so far.

Therefore, the goal of this paper is to show the full spectrum of morphological diversity appearing within the species R. dumalis and to present its variations on the basis of our samples collected in the buffer zone of the Low Tatras National Park (NAPANT).

Material and methods R. dumalis is a shrub growing up to 3 m high. Prickles strongly hooked or needlelike prickles on flowering shoots sometimes.

The leaves are compound, with 5-7 leaflets.

Leaflets elliptic, roundish or obovate, wedgeshaped or rounded at the base, usually sine or purple stained. Margin of leaf single, double serrated or complex-glandular serrate. Leaves

40

Modern Phytomorphology 7 (2015)

glabrous or haired, particularly bilateral glandular. Fruits ovoid or roundish, glabrous or sometimes ± glandular. Pedicles, especially central, shorter than fruit. Sepals pinnate, glabrous or glandular. Fruits crowned by spreading or erect-suberect sepals. Flowers separated or in multiflorous inflorescences, usually intensely pink. Disc flat, wide orifice (orificium) and styles of a woolly haired, hemispherical capitulum type.

Field investigations were carried out in the buffer zone of the Low Tatras National Park in the vegetation seasons 2011-2014. Fruiting short shoots of roses were collected during investigations. The following characteristics were reported: the shape of the prickles, the shape of a disc, intensity of hairiness of leaves and glandularity of margin of leaves. In case of the leaves, middle and top parts were taken into consideration, while in case of the prickles the top parts of one-year or two-year-old long shoots, which had already completed the process of growth and their prickles were not changing, were studied. Localities, wherein specimens were collected, were marked on the map (Fig. 1). Geographical coordinates were determined for each record of distinguished varieties. Collected herbarium material was deposited in the herbarium of the Ojców National Park (OPN).

Systematic approach and the nomenclature are following the work of Popek (1996).

Results During the course of studies was stated that R. dumalis is a frequent species in the area of the buffer zone of the Low Tatras National Park. Considering the morphological characteristics of the collected specimens, four varieties of this species were distinguished in the study area (Tab. 1; Figs. 2, 3).

The occurrence of varieties of R. dumalis in the study area: 1. Brezno, GPS: N= 48,811272° ; E= 19,62244° 2. Protected Site Jakub, GPS: N= 48,767618° ; E= 19,142303°

3. Protected Site Kopec GPS: N= 48,783003° ; E= 19,226074° 4. Hel’pa, GPS: N= 48,867199° ; E= 19,969883° 5. Horná Lehota, GPS: N= 48,842802° ; E= 19,54339° 6. Jasenie, GPS: N= 48,824271° ; E= 19,476357° 7. Javorie GPS: N= 48,813985° ; E= 19,24633° 8.

Liptovská Lúžna, GPS: N= 48,943137° ; E= 19,316711° 9. Liptovské Sliače, GPS: N= 49,052945° ; E= 19,414129° 10.

Liptovská Štiavnica, GPS: N= 49,046532° ; E= 19,35276° 11. Ludrová, GPS: N= 49,04732° ; E= 19,324951° 12.

Mýto pod Ďumbierom, GPS: N= 48,848112° ; E= 19,617634° 13. Pohorelá, GPS: N= 48,861383° ; E= 20,033484° 14. Polomka, GPS: N= 48,859181° ; E= 19,84354° 15. Nature Reserve Mackov bok GPS: N= 48,762865° ; E= 19,254227° 16. Šumiac, GPS: N= 48,844949° ; E= 20,095625° 17. Telgárt, GPS: N= 48,858899° ; E= 20,176992° 18. Valkovňa GPS: N= 48,838396° ; E= 20,064726° 19. Vlačuhovo GPS: N= 48,832634° ; E= 19,265213° Rosa dumalis Bechst. var. afzeliana (Fr.) Boulenger This variety is characterized by glabrous, simple or doubly serrate leaflets, normally glandless margin (Fig. 2 A-D).

141 records on 19 localities; 2011: Protected Site Jakub, Protected Site Kopec, Javorie, Nature Reserve Mackov bok, Vlačuhovo; 2012: Liptovská Lúžna, Liptovská Štiavnica, Liptovské Sliače, Ludrová; 2013: Brezno, Jasenie, Horná Lehota, Mýto pod Ďumbierom; 2014: Hel’pa, Pohorelá, Polomka, Šumiac, Telgárt, Valkovňa.

Sołtys-Lelek A. et al. Rosa dumalis in the buffer zone of the Low Tatras National Park Tab. 1. Morphological features of Rosa dumalis varieties.

Rosa dumalis

Characteristics var. afzeliana

var. dumalis

var. coriifolia

var. caesia

Pedicel

glabrous (exceptionally ± glandular)

glabrous

glabrous

glandular

Margin of leaf

single or double serrated

complexly serrated, glandular

Leaflets

glabrous (glandless or ± glandular on the underside)

Ridge sepals

glabrous

Position of the sepals Prickles Disc

single, double or complexly serrated, glandular haired (exceptionally glandular)

glabrous (or ± glandular on margin)

glabrous (exceptionally ± glandular)

spreading or erected-suberected strongly hooked flat

Orifice

wide (> 1mm)

Styles

woolly haired, hemispherical capitulum type

Fig. 1. Localization of stands in the study area.

glandular

41

42

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Fig. 2. Examples of morphological traits of Rosa dumalis var. afzeliana (A-D) and R. dumalis var. dumalis (E-H): A, E – adaxial surface of leaf; B, F – abaxial surface of leaf; C, G – leaf margin; D, H – fruits and pedicel.

Sołtys-Lelek A. et al. Rosa dumalis in the buffer zone of the Low Tatras National Park

43

Fig. 3. Examples of morphological traits of Rosa dumalis var. coriifolia (A-D) and R. dumalis var. caesia (E-H): A, E – adaxial surface of leaf; B, F – abaxial surface of leaf; C, G – leaf margin; D, H – fruits and pedicel.

44

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Rosa dumalis Bechst. var. dumalis Variety is characterized by complex serrate leaflets, glandless or ± glandular on the underside. (Fig. 2 E-H).

118 records on 18 localities; 2011: Protected Site Jakub, Javorie, Nature Reserve Mackov bok, Vlačuhovo; 2012: Liptovská Lúžna, Liptovská Štiavnica, Liptovské Sliače, Ludrová; 2013: Brezno, Jasenie, Horná Lehota, Mýto pod Ďumbierom; 2014: Hel’pa, Pohorelá, Polomka, Šumiac, Telgárt, Valkovňa.

Rosa dumalis Bechst. var. coriifolia (Fr.) Boulenger This variety in study area is distinguished normally by simple serrate leaflets, bilaterally haired or glabrous on the upper side, underside haired on the veins or whole surface (Fig. 3 A-D).

95 records on 18 localities; 2011: Protected Site Kopec, Javorie, Nature Reserve Mackov bok, Vlačuhovo; 2012: Liptovská Lúžna, Liptovská Štiavnica, Liptovské Sliače, Ludrová; 2013: Brezno, Jasenie, Horná Lehota, Mýto pod Ďumbierom; 2014: Hel’pa, Pohorelá, Polomka, Šumiac, Telgárt, Valkovňa.

Rosa dumalis Bechst. var. caesia (Sm.) Boulenger This variety in study area is distinguished normally by simple serrate leaflets, bilaterally haired or glabrous only on the upper side.

Pedicels are glandular (Fig. 3 E-H).

3 records on 3 localities; 2013: Brezno; 2014: Šumiac, Telgárt.

Discussion Geographically R. dumalis Bechst. belongs to the European-temperate-Mediterranean (northern) element (Zając & Zając 2009).

The shrub grows mainly in the area of Central and Southern Europe. The highest localities of R. dumalis were found in the Alps – up to 2000 m a.s.l. (Popek 2007). In Slovakia it occurs in the territory of the whole country; the highest places of occurrence have been found on 1200 m a.s.l. (Vĕtvička 1992; Popek 2007).

As it has already been mentioned, the high variability of morphological forms is characteristic of R. dumalis. Among European roses the species is the biggest “aggregate” which is often used to place very different morphological forms (Vĕtvička 1992).

The mentioned variability refers to degree of hairiness and the glandularity of leaves, serration of leaf blade and presence or absence of glands on pedicels. Whereas a common feature of all the varieties of this species is broad estuary of orificium (Tab. 1).

In Slovakia R. dumalis is considered to be one of the most polymorphic species. Based on the diversity of morphological features R. vosagiaca (bare leaves and erected sepals) and R. coriifolia (hairy and glandular stems and leaves) were distinguished as a distinct species (Procházka & Krahulec 1982; Vĕtvička 1992). At present there are varieties of R. dumalis (Popek 1996, 2007).

Popek (1996) distinguished on the area of Middle Europe nine varieties of R. dumalis, four of them have been found in buffer zone of NAPANT so far. They are clearly morphologically different but do not exhibit differences in the range of occurrence nor the type of occupied habitats. The most commonly noticed variety was R. dumalis var. azfeliana – 141 records – bare leaves, single or double serrated. Very common was R. dumalis var. dumalis – 118 records – complexly serrated leaves, on edge glandulared. Mentioned varieties are very common in Europe (Popek 2007). On the study area R. dumalis var. caesia was the most rare – 3 records – glandular pedicels and hairy leaves. The exact distribution of the variety on the territory of Slovakia is unknown. In Poland it is infrequent (Popek 1996).

The morphological variability of R. dumalis is estimated as significantly well recognized in Europe (Popek 1996). In contrast, distribution of species and varieties distinguished in the territory of Slovakia requires further examinations. Therefore the above considerations constitute contribution to the continuation of rodological research in that region.

Sołtys-Lelek A. et al. Rosa dumalis in the buffer zone of the Low Tatras National Park Acknowledgement The study was financially supported by the grant agency VEGA, grant no. 2/0099/13.

References Popek R. 1996. Biosystematyczne studia nad rodzajem Rosa L. w Polsce i krajach ościennych. Prace Monograficzne 218: 1–199. Wyd. Nauk. WSP, Kraków. (in Polish).

Popek R. 2007. Dziko rosnące róże Europy. Officina Botanica, Kraków. (in Polish).

45

Procházka F., Krahulec F. 1982. Květena okolí Moštenice v Nízkých Tatrách. Preslia 54: 167–184. (in Czech).

Vĕtvička V. 1992. Rosa L. In: Bertová L. (ed.), Flóra Slovenska IV/3: 42–89. Veda, Bratislava. (in Slovak).

Zając M., Zając A. 2009. The geographical elements of native flora of Poland. Laboratory of Computer Chorology, Institute of Botany, Jagiellonian University, Kraków.

Zieliński J. 1985. Studia nad rodzajem Rosa L. – systematyka sekcji Caninae DC. em Christ. Arboretum Kórnickie 30: 3–109. (in Polish).

Zieliński J. 1987. Rodzaj Rosa L. In: Flora Polski. T. 5.

PWN, Warszawa. (in Polish).

Modern Phytomorphology 7: 47–53, 2015

Leaf epicuticular and pollen ultrastructural comparisons of Sonneratia apetala Buch.-Ham. and S. caseolaris (L.) Engler (Sonneratiaceaea) Saikat Naskar Abstract. Sonneratia apetala and S. caseolaris are easily distinguishable by leaf epicuticular and pollen ultrastructure.

S. apetala shows fine, distinct, intermingled rodlets of wax crystalloids on leaf surface with sunken stomata. In the contrary S. caseolaris shows wide, indistinct, rodlets of wax crystalloids with exposed stomata. Epicuticular structures enlighten an important adaptation toward transpiration control according to their area of occupancy in saline habitat. Pollens of the both species show the phenomenon of harmomegathy. Harmomegathic effect is pronounced in S. apetala.

Key words: Sonneratia apetala, Sonneratia caseolaris, leaf epicuticular ultrastructure, pollen ultrastructure, harmomegathy Post Graduate Department of Botany, Barasat Govt. College, Kolkata-700124, West Bengal, India; saikatnaskar@rediffmail.com

Introduction The genus Sonneratia L.f. (Sonneratiaceae) is a major mangrove component and is confined to mangrove communities of IndoMalayan region (Tomlinson 1986). Members of this genus are characterized by their solitary, vestigial or apetalous flowers with numerous stamens, along with conical pneumatophores up to 1.5 m height. Recent phylogentic studies treated the genus Sonneratia as a member of Lythraceae, in which Trapa is the sister of Sonneratia (Huang & Shi 2002; Graham et al. 1998, 2005). Tomlinson (1986) has described five distinct mangrove species of Sonneratia, namely S. caseolaris (L.) Engler, S. alba J. Smith, S. apetala Buch.-Ham., S. griffithii Kurz, and S. ovata Backer. The first four species are distributed widely in the mangrove habitats of Indian Sub-continent (Backer & van Steenis 1951). Naskar (2004) reported three species, namely S. caseolaris, S. apetala and S. griffithii from Indian Sundarban. S. apetala is a common species on the river facing intertidal mud flat, whereas S. caseolaris occurs in inner estuary, prefers less salinity and is inundated only with spring tide. It is also found growing in the junctions of urban sewage disposal cannels © The Author(s), 2015

and saline rivers, and along the edges of saline water feed prawn cultivation fisheries (Fig. 2).

The interrelationship among the species of Sonneratia has not got adequate attention till date. Generally gross morphological descriptors are used to distinguish the species of Sonneratia (Tomlinson 1986). Data from other sources may strengthen the species discrimination and indicate their evolutionary trends.

Inter-specific variations are readily captured in Scanning electron microscopy (SEM).

The SEM provides high-quality resolution and excellent depth of focus of surfaces and therefore it gives apparently three-dimensional images of surface features (Lane 1985). SEM is widely applied to demonstrate epidermal features (Barthlott 1981; Knight et al.

2004; Wang et al. 2005; Carpenter 2006) and external morphology of pollen (Halbritter & Hesse 2004; Sauquet & Cantrill 2007).

Though pollen morphology of S. caseolaris and S. alba has been studied in details (Patel et al.

1984), still there has been inadequate records of leaf epicuticular ultrastructural analysis of Sonneratia. Keating (1984) described the guard cells of stomata of Sonneratia, which are partially enclosed by large epidermal cells. This histological observation was not sufficient to reveal the pattern of epicuticular wax crystalloid

48

Modern Phytomorphology 7 (2015)

A

A

B

B

C

C

Fig. 1. Sonneratia apetala: A – plant; B – flower; C – fruits.

Fig. 2. Sonneratia caseolaris: A – plant; B – flower; C – fruit.

deposition on leaf and it is not obvious that all species of Sonneratia will show similar kind of epidermal structure.

Therefore, in the present study the leaf epicuticular surface and pollen surface ultrastructure of two mangrove species of Indian Sundarban under the genus Sonneratia has been examined through scanning electron

microscope and a comparative account has been given. Pollens were also studied under light microscope.

Material and methods Leaves and pollens of S. apetala Buch.‑Ham. and S. caseolaris (L.) Engler (Figs. 1, 2) were

Naskar S. Leaf epicuticular and pollen ultrastructure of Sonneratia apetala and S. caseolaris A

B

C

D

49

Fig. 3. SEM of leaf surface of Sonneratia apetala (A, B) and S. caseolaris (C, D). B and D show stomata (Naskar 2014).

collected from Jharkhali (22.01º 88’ 96’’ N, 88.68º 23’ 63’’ E), located at north-west of Indian Sundarban.

Mature leaves were fixed in GluteraldehydeHeps buffer immediately after collection.

Desirable portion was obtained from treated leaf and processed for dehydrated through ethanol series. Leaf portion was then mounted on a metal stub and a thin layer of gold was applied with automated sputter coater. Leaf surface morphology was captured under a SEM (FEI Company Make Quanta 200).

Pollens for light microscopic study were prepared following Erdtman’s Acetolysis method. Measurements were taken with micrometers (Erma-Japan). Anthers fixed in

70% ethanol were crushed on a slide to get pollens which then transferred on metal stub, followed by Gold coating applied. Pollen morphology was studied under Scanning Electron Microscope.

Epicutcular descriptions and pollen terminology were made following Barthlott et al. (1998) and Hesse et al. (2009) respectively.

Result and discussion Sonneratia apetala Buch.-Ham. Leaf surface (Fig. 3 A, B): Cuticular surface covered by waxy terete or hooked rodlets type of crystalloids, rodlets

50

Modern Phytomorphology 7 (2015)

A

B

C

D

Fig. 4. Pollen grains in LM: Sonneratia apetala pollen in polar view (A) and in equatorial view (B); S. caseolaris pollen in polar view (C) and in equatorial view (D). Scales: 10 μm.

edges more or less entire with irregular shape.

Stomata sunken and stomatal chimney may be present.

Pollen (Fig. 4 A, B; Fig. 5 A-C): Shape: spheroidal; circular in polar view.

Size: 27.75±0.69 μm diameter. Structure: exine tectate, ca. 2 μm, ektexine thicker than endecxine. Sculpture: areolate. Aperture: triporate, zonoaperturate, pore diameter ca. 3.4 μm, pores are not prominent.

Peculiarities: small portion of polar regions psilate. Harmomegathy is observed in pollen grains. Different infoldings of wall are observed due to hermomegathic effect.

Sonneratia caseolaris (L.) Engler Leaf surface (Fig. 3C, D): Cuticular surface covered by waxy irregularly arranged rodlets type of crystalloids, rodlets thicker and irregular in shape, irregular orientation form crust like appearance. Stomata exposed on waxy crystalloids and stomatal chimney absent.

Pollen (Fig. 4C, D; Fig. 5D-F): Shape: prolate; triangular, obtuse and convex in polar view. Size: 37.75±1.46 μm (P), 27.25±1.08 μm (E). Structure: exine tectate, ca. 2.5 μm, ektecxine thicker than endexine.

Sculpture: areolate. Aperture: triporate,

Naskar S. Leaf epicuticular and pollen ultrastructure of Sonneratia apetala and S. caseolaris A

B

C

D

E

F

Fig. 5. Pollen grains in SEM: Sonneratia apetala pollens (A-C); S. caseolaris pollens (D-F).

51

52 zonoaperturate, pore diameter ca. 6.3 μm, pores prominent. Peculiarities: polar area as a whole psilate. Harmomegathy is observed. Infoldings of wall are observed in equatorial region due to hermomegathic effect.

Thus, the epicuticular and pollen ultrastructural differences between S. apetala and S. caseolaris are easily distinguishable.

Both the attributes are to be considered as key characters to distinguish them taxonomically.

Interestingly there has some sort of similarity between the leaf epicuticular wax crystalloid deposition pattern between Trapa (Nedukha 2012) and Sonneratia. Combined morphological and molecular cladistic analysis suggested Trapa (Trapaceae) to be sister to Sonneratiaceae (Huang & Shi 2002). Besides taxonomic utility, epicuticular characters focus on some physiological aspects. Riederer (2006) stated that “cuticle is a non-living though highly multifunctional structure into which numerous functions have been integrated”. The functions of cuticle include transpiration control, control of loss and uptake of polar solutes, control of gases exchange, reduction of UV radiation, provision of mechanical support to cell wall, protection against the invasion by microbes, etc. Water conservation is crucial in Sonneratia being a dweller of physiologically dry soil. The higher salinity in soil causes to more attenuate uptake of water. Epicuticular structure of the two species of Sonneratia may enlighten an important adaptation towards transpiration control. S. apetala, regularly flushed by saline river water, shows fine, distinct, even covering of intermingled rodlets of wax crystalloids with sunken stomata. In the contrary, tidal flush is rare to the S. caseolaris shows wide, indistinct, uneven covering of rodlets of wax crystalloids with exposed stomata.

Small, spheroidal pollens are observed in S. apetala (ca. 27 μm diameter) as compared with medium size, prolate pollens of S. caseolarisa (ca. 38×27 μm). The ultrastructural details of ornamentation patter of these two species are non-significant. Pollens of the both species show the phenomenon of harmomegathy, i.e.

Modern Phytomorphology 7 (2015) infolding of exine wall (Fig. 5). Harmomegathy is considered as an adaptive feature of pollen grains to escape from full desiccation and death (Katifori et al. 2010). This process ensures the survival of protoplast of pollen until it reaches the stigma of a flower (Volkova et al. 2013). The infolding of pollen is found to be pronounced in S. apetala with location and number of depression on the exine varying greatly, whereas S. caseolaris shows the depression on exine between the pores.

Conclusions The leaf epicuticular and pollen surface ultrastuctural details are useful to discriminate S. apetala and S. caseolaris. If the same parameters from other species of Sonneratia and closely related genera are worked out it will be the good markers of the evolutionary trends among the members of the genus Sonneratia. Besides taxonomic importance, the studied characters show some important physiological adaptation towards water retention mechanism according to their area of occupancy in mangrove habitat.

References Backer C.A., van Steenis C.G.G.J. 1951.

Sonneratiaceae. In: van Steenis C.G.G.J. (ed.), Flora Malesiana. I (4): 280–289.

Barthlott W. 1981. Epidermal and seed surface characters of plants: systematic application and some evolutionary aspects. Nord. J. Bot. 1: 345–355.

Barthlott W., Neinhuis C., Cutler D., Ditsch F., Meusel I., Theisen I., Wilhelmi H. 1998.

Classification and terminology of plant epicuticular waxes. Bot. J. Linn. Soc. 126: 237–260.

Carpenter K.J. 2006. Specialized structures in the leaf epidermis of Basal Angiosperms: morphology, distribution, and homology. Am. J. Bot. 93: 665–681.

Graham S.A., Hall J., Sytsma K., Shi S. 2005.

Phylogenetic analysis of the Lythraceae based on four gene regions and morphology. Int. J. Plant Sci. 166: 995–1017.

Graham S.A., Thorne R.F., Reveal J.L. 1998.

Validation of subfamily names in Lythraceae. Taxon 47: 435–436.

Halbritter H., Hesse M. 2004. Principal modes of infoldings intricolp(or)ate Angiosperm pollen. Grana 43: 1–14.

Naskar S. Leaf epicuticular and pollen ultrastructure of Sonneratia apetala and S. caseolaris Hesse M., Halbritter H., Zetter R., Weber M., Buchner R., Frosch-Radivo A., Ulrich S. 2009. Pollen terminology: An illustrated handbook.

Springer Wien, New York.

Huang Y., Shi S. 2002. Phylogenetics of Lythraceae sensu lato: a preliminary analysis based on chloroplast rbcL gene, psaA-ycf3 spacer, and nuclear rDNA internal transcribed spacer (ITS) sequences. Int. J. Plant Sci. 163: 215–225.

Katifori E., Alben S., Cerda E., Nelson D.R., Dumais J. 2010. Foldable structures and the natural design of pollen grains. PNAS 107: 7635–7639.

Keating R.C. 1984. Leaf histology and its contribution to relationships in the Myrtales. Ann. Mo. Bot. Gard.

71: 801–823.

Knight T.G., Wallwork M.A.B., Sedgley M. 2004.

Leaf epicuticular wax and cuticle ultrastructure of four Eucalyptus species and their hybrids. Int. J. Plant Sci. 165: 27–36.

Lane M.A. 1985. Features observed by electron microscopy as generic criteria. Taxon 34: 38–43.

Naskar K. 2004. Manual of Indian Mangroves: 93–97.

Daya Publishing House, Delhi.

Naskar K. 2014. Histo-Physiological and biochemical studies of some salt tolerant plants of Indian Sundarbans. Ph.D. Thesis. University of Calcutta, Kolkata, India

53

Nedukha O.M. 2012. Ultrastucture of epidermal surface in floating and submerged leaves of Trapa natans L. Mod. Phytomorphol. 1: 77–80.

Patel V.C., Skvarla J.J., Raven P.H. 1984. Pollen characters in relation to the delimitation of Myrtales.

Ann. Mo. Bot. Gard. 71: 858–969.

Riederer M. 2006. Introduction: biology of the plant cuticle. In: Riederer M., Müller C. (eds), Biology of the plant cuticle. Ann. Plant Rev. 23: 1–10.

Sauquet H., Cantrill D.J. 2007. Pollen diversity and evolution in Proteoideae (Proteales: Proteaceae).

Syst. Bot. 32: 271–316.

Tomlinson P.B. 1986. The botany of mangroves.

Cambridge University Press, Cambridge.

Volkova O.A., Severova E.E., Polevova S.V. 2013. Structural basis of harmomegathy: evidence from Boraginaceae pollen. Plant Syst. Evol. 299: 1769–1779.

Wang Y., Guignard G., Thévenard F., Dilcher D., Barale G., Mosbrugger V., Yang X., Mei S. 2005. Cuticular anatomy of Sphenobaiera huangii (Ginkgoales) from the Lower Jurassic of Hubei, China.

Am. J. Bot. 92: 709–721.

Modern Phytomorphology 7: 55–57, 2015

Preliminary studies on plants regenerated from endospermderived callus of kiwifruit (Actinidia deliciosa var. deliciosa) Marzena Popielarska-Konieczna* & Iwona Kleszcz Abstract. To show differences between plants of Actinidia deliciosa var. deliciosa regenerated from endosperm-derived callus (with 3C amounts of DNA) and those obtained from seeds, observation of their stomata and leaf hairs density was carried out. Stomata and leaf hairs are the features which are often related to ploidy status of plants. Our observation revealed that for plants, which represents 3C DNA level, stomata density was higher than for plantlets showing 2C DNA content. Additionally, density of leaf hairs seems to be also higher in regenerants. This is the first morpho-histological studies of plants regenerated from kiwifruits endosperm tissue.

Key words: Actinidia deliciosa var. deliciosa, guard cells, in vitro cultures, kiwifruit, leaf hairs, stoma, trichomes, triploid plants Department of Plant Cytology and Embryology, Jagiellonian University, Gronostajowa str. 9, 30-387 Cracow, Poland; * m.popielarska-konieczna@uj.edu.pl

The isolated mature and immature endosperm of different species has possibility to proliferation, differentiation and finally – regeneration of triploid plants (for review see: Thomas & Chaturvedi 2008; Hoshino et al.

2011). The number of plant species successfully regenerated from endosperm is limited.

However studies for obtaining new triploid plants, especially crop-plants are still reported (Sun et al. 2011; Thammina et al. 2011; Tian et al. 2012). Regenerated plants were studied mainly for ploidy determination. In some cases it was done through chromosome observation and counting (Sun et al. 2011). However in plants with small size (< 1μm) and high chromosome number, like Actinidia deliciosa with 2n = 6x = 174, cytological studies are very difficult. Thus the ploidy level was analyzed with using flow cytometry method (Góralski et al. 2005). In a few cases only, number of chloroplasts in guard cells and stomata density were studied (Sun et al. 2011) in regenerated plants.

Studies by Bauer & Fischer (2011) have shown that there are differences in genomic DNA methylation patterns between embryo and endosperm. Also analytical models proposed by Cailleau et al. (2010) showed © The Author(s), 2015

that doubled maternal contribution is favored when deleterious mutations alter the function of endosperm. This point of view is fascinating when we take into consideration plants regenerated from endosperm tissue.

So far, there was only the study about nucleus DNA content of regenerated plants to confirm their ploidy (Góralski et al. 2005).

Other features, at cytological, morphological, biochemical or molecular levels were not yet analyzed. In presented paper we focused on cytological features of leaves, especially stomata and trichomes density.

Commercially available fruits of Actinidia deliciosa (A. Chev.) C.F. Liang et A.R. Ferguson var. deliciosa A. Chev. cv. Hayward were used as source of explants. Mature endosperm was isolated from seeds as described previously (Góralski et al.

2005) and cultured under conditions reported by Popielarska-Konieczna et al. (2011). Shoots developed from endosperm-derived callus were transferred to half-strength Murashige and Skoog (MS) medium (Murashige & Skoog 1962).

Kiwifruit plantlets were obtained from intact seeds germinated on half-strength MS medium.

Regenerants as well as plantlets were cultured in MagentaTM vessels (Sigma).

56 For observations in scanning electron microscopy (SEM) leaves of five selected regenerants (containing 3C amount of DNA; nuclear DNA content established by flow cytometry in the other paper, unpublished) and five plantlets (with 2C of DNA) were prefixed in 5% glutaraldehyde (0.1 m phosphate buffer, pH 7.2) for 24 h at room temperature. After dehydration through a graded ethanol series, the samples were dried, sputter-coated with gold and observed with scanning electron microscope as described previously (PopielarskaKonieczna et al. 2011). Abaxial parts of leaves were observed and numbers of stomata were determined in 500 µm2 areas.

Differences in stomata and leaf hairs density in A. deliciosa var. deliciosa cv. Hayward between regenerated plants received from endospermderived callus and plants obtained from seeds were observed. Range number of stomata for plantlets was 7-9 per 500 µm2 (Fig. 1 a). However, 12-15 stomata per 500 µm2 were revealed in regenerants (Fig. 1 b). Number and length of leaf hairs in regenerants were much greater but thinner than in plants from seeds (Fig. 1 c, d).

Results correspond to the DNA content and are related to the origin of plants: these from endosperm-derived callus represent 3C DNA level (Fig. 1 b, d) and plants from seedling show 2C DNA content (Fig. 1 a, c).

Features mentioned above are often connected with the ploidy level of plants (Downs & Black 1999; Meng et al. 2014).

Results of our observations confirm this view. Not only stomata density but also size of stomata could be an effective parameter for analysis of ploidy levels (Przywara et al.

1988; Vandenhout et al. 1995; Marinho et al. 2014). Downs & Black (1999) and Meng et al. (2014) suggested that plants with lower ploidy level had smaller but greater number of trichomes. This conclusion disagrees with results of our trichomes observation (Fig. 1 c, d). Because of preliminary character of these studies more details concerning size of guard cells, ratios of guard cells length to width, histological sections of leaves surface with stomata as well as measurements of trichomes

Modern Phytomorphology 7 (2015) and the higher number of analyzed plants are needed. Investigations of other features of regenerated plants (e.g. sex determination of plants) are in progress.

Acknowledgments The present work is financially supported by grant no. 2012/07/B/NZ9/01325 from The National Science Centre (Poland).

SEM images were made in the Laboratory of Scanning Electron Microscopy for Biological and Geological Sciences, Institute of Zoology, Jagiellonian University. Some of the equipment for this laboratory was provided by the Foundation for Polish Science, Program Subin 94.

References Bauer M.J., Fischer R.L. 2011. Genome demethylation and imprinting in endosperm. Curr. Opin. Plant Biol.

14: 162–167.

Cailleau A., Cheptou P.O., Lenormand T. 2010.

Ploidy and the evolution of endosperm of flowering plants. Genetics 184: 439–453.

Downs J.L., Black R.A. 1999. Leaf surface characteristics and gas exchange in Artemisia tridentata subspecies wyomingensis and tridentate. USDA Forest Serv. P. RMRS 11: 108–112.

Góralski G., Popielarska M., Ślesak H., Siwińska D., Batycka M. 2005. Organogenesis in endosperm of Actinidia deliciosa cv. Hayward cultured in vitro. Acta Biol. Cracov. Ser. Bot. 47: 121–128.

Hoshino Y., Miyashita T., Thomas T.D. 2011.

In vitro culture of endosperm and its application in plant breeding: Approaches to polyploidy breeding.

Sci. Hort. 130: 1–8.

Marinho R.C., Mendes-Rodrigues C., Bonetti A.M., Oliveira P.E. 2014. Pollen and stomata morphometrics and polyploidy in Eriotheca (Malvaceae-Bombacoideae). Plant Biol. 16: 508–511.

Meng F., Peng M., Pang H., Huang F. 2014.

Comparison of photosynthesis and leaf ultrastructure on two black locust (Robinia pseudoacacia L.).

Biochem. Syst. Ecol. 55: 170–175.

Murashige T., Skoog F. 1962. A revised medium for rapid growth and bioassay with tobacco tissue cultures.

Physiol. Plantarum 15: 473–497.

Popielarska-Konieczna M., KozieradzkaKiszkurno M., Bohdanowicz J. 2011. Cutin plays a role in differentiation of endosperm-derived callus of kiwifruit. Plant Cell Rep. 30: 2143–2152.

Popielarska-Konieczna M., Kleszcz I. Preliminary studies on kiwifruit regenerants

57

Fig. 1. SEM images of abaxial leaves surface of plantlets germinated from seeds (a, c) and endosperm-derived regenerants (b, d). a, b – epidermis with guard cells; white squares show area of 500 µm2; c, d – vascular veins with leaf hairs.

Bars: 130 µm (a, b), 600 µm (c, d).

Przywara L., Pandey K.K., Sanders P.M. 1988.

Length of stomata as an indicator of ploidy level in Actinidia deliciosa. New Zealand J. Bot. 26: 179–182.

Sun D.Q., Lu X.H., Liang G.L., Guo Q.G., Mo Y.W., Xie J.H. 2011. Production of triploid plants of papaya by endosperm culture. Plant Cell Tiss. Org. Cult. 104: 23–29.

Thammina Ch., He M., Lu L., Cao K., Yu H., Chen Y., Tian L., Chen J., McAvoy R., Ellis D., Zhao D., Wang Yu., Zhang X., Li Y. 2011. In vitro regeneration of triploid plants of Euonymus alatus ‘Compactus’ (Burning bush) from endosperm tissue.

Hort. Sci. 46: 1141–1147.

Thomas T.D., Chaturvedi R. 2008. Endosperm culture: A novel method for triploid plant reproduction. Plant Cell Tiss. Organ Cult. 93: 1–14.

Tian L., Ke Y., Gan S., Chen Y., Chen Y., Yang Z., Wang X. 2012. Triploid plant regeneration from mature endosperms of Sapium sebiferum. Plant Growth Regul. 68: 319–324.

Vandenhout H., Ortiz R., Vuylsteke D., Swennen R., Bai K.V. 1995. Effect of ploidy on stomatal and other quantitative traits in plantain and banana hybrids. Euphytica 83: 117–122.

Modern Phytomorphology 7: 59–66, 2015

Micromorphology and ultrastructure of the floral nectaries of Viola odorata L. (Violaceae) Natalia Wiśniewska *, Jerzy Bohdanowicz, Agnieszka K. Kowalkowska Abstract. In Viola odorata two inferior anthers have connective appendages (nectaries) projecting into the corolla spur.

Nectaries are approx. 4 mm long, elongate, with the top of the nectary bending to the lateral wall of the spur. In the top part and in the abaxial surface of middle part of the nectary all cells have papillae. Nectar is secreted through the modified stomata distributed mainly in the top of nectary The nectary consists of single-layered epidermis, nectary parenchyma and subnectary parenchyma. Features of the nectary parenchyma cells, like dense cytoplasm containing numerous mitochondria and large nuclei, are connected with high metabolic cell activity. The vascularization includes both phloem and xylem. A slight amount of starch in the nectary cells, the profusion of plasmodesmata connecting secretory cells and the presence of vascular bundles suggest that sugars secreted in the nectar were delivered by the phloem sap.

Key words: Viola odorata, nectary, floral nectaries, ultrastructure, micromorphology University of Gdańsk, Department of Plant Cytology and Embryology, Wita Stwosza 59, 80-308 Gdańsk, Poland; * natalia.wisniewska@phstud.univ.pl

Introduction Nectaries are secretory structures that occur on the plant surface, being specialized for the secretion of a sweet solution called nectar (Bernardello 2007; Coutinho et al. 2012).

According to the topography, we can distinguish two different types of nectaries – floral and extrafloral. Nevertheless, their function is to reward animals – pollinators for the pollen disperse and ants for their physical defense (Bernardello 2007).

The genus Viola L., belonging to the Violaceae family, contains approx. 550-600 species (including 25 Polish species). The genus is distributed mainly in the Northern hemisphere. Species can be annuals, biennials, deciduous or evergreen perennials, with simple or pinnately lobed leaves and 5-petalled, zygomorphic flowers. Stolons and rhizome-like products may be present, but not compulsory.

Viola odorata L., commonly known as Sweet Violet, is a small perennial with a short rhizome and long, thin stolons. The flowers are aromatic and consist of five sepals, five petals. Two stamens form appendages that are projected into the corolla spur. The stamina appendages © The Author(s), 2015

are described as nectaries. V. odorata prefers fertile, moist soil with neutral pH. It can grow in semi-shade (light woodland) or no shade.

No data were described about the structure or ultrastructure of the floral nectaries of V. odorata. Therefore, the aims of present study are to study nectary micromorphology and ultrastructure using scanning and transmission electron microscopy.

Material and methods The plant material was received from prof. E. Kuta from the Jagiellonian University in Cracow, Department of Plant Cytology and Embryology, than cultivated in plant growth chambers at the University of Gdańsk, Faculty of Biology, Department of Plant Cytology and Embryology. The study material comprised chasmogamous flowers of V. odorata (Fig. 1 A, B), sampled at the first day of anthesis.

The nectarines isolated from flowers were fixed in solution of 2.5% glutaraldehyde with 2.5% paraformaldehyde in 0.1 M cacodylate buffer (pH 7) at temperature of 4°C for 24 h.

When fixed, the samples were washed in cacodylate buffer and postfixed in 1% OsO4

60

Modern Phytomorphology 7 (2015)

for 24 h. The plant material was stained with a 1% aqueous solution of uranyl acetate, dehydrated in acetone and embedded in Spurr’s low viscosity resin (Spurr 1969).Ultrathin sections (60 nm thick) were treated with 8% solution of uranyl acetate in acetic acid and with lead citrate. The sections were observed and recorded using a Philips CM 100 transmission electron microscopy. Semi-thin control sections for light microscopy were stained with Toluidine Blue O (TBO).

For scanning electron microscopy (SEM) staminal appendages were fixed in 4% glutaraldehyde with 0.1 M phosphate buffer (pH 7.2) at temperature of 4°C for 12 h.

Subsequently, the samples were dehydrated in an ethanol series and dried at the critical -point in a Critical Point Dryer Emitech K850 apparatus. Using a CS 100 sputter coater, they were coated with gold. The preparations were observed using a Philips XL 30 SEM. Results Light microscopy (LM) The nectary consists of three layers: a singlelayered epidermis, nectary parenchyma and subnectary parenchyma (Fig. 1 C). The nectary epidermis in the top of the nectary has papillae (Fig. 1 D). The nectary parenchyma consists of small cells with densely staining cytoplasm.

The subnectary parenchyma is characterized by larger, more loosely packed cells with cytoplasm concentrated near the walls, and the presence of large, centrally located vacuoles (Fig. 1 E). The vascular bundle is present, consisting of both phloem and xylem (Fig. 1 E).

Scanning electron microscopy (SEM) In V. odorata the basal parts of two inferior anthers have connective appendages (nectaries) projecting into the corolla spur. Nectary is elongate, narrower in the top part and distinctly widen in the middle (Fig. 2 A). Top of the nectary is bent to the lateral wall of the spur (Fig. 2 A). The nectary epidermis has papillae and trichomes. In the top part and in the abaxial surface of middle part of the nectary all cells have papillae (Fig. 2 B-D). Trichomes occur below

the top of the nectary and in the middle part below nectary bend (Fig. 2 B, D). The papillae have their outer walls covered with a thick striated cuticle, which is noticeably smoother in the trichomes (Fig. 2 D). Both in the middle and in the basal part of the nectary cells do not have papillae and the trichomes are rarely present. Cells here are elongated and polygonal.

The cuticle here is smoother and has striations, which are parallel to the cell axis (Fig. 3 A, B).

Anomocytic stomata (Fig. 3 D) are distributed mainly in the top of nectary (Fig. 2 C; Fig. 3 E). Nectar is secreted through the modified stomata (Fig. 3 C, E, F). They are situated in small depressions and surrounded by variable number of epidermal cells (Fig. 2 C; Fig. 3 C, D). A great amount of secretory remnants is visible at the top of nectary (Fig. 3 E, F).

Transmision electron microscopy (TEM) The epidermal and parenchymal cells of nectary form compact system, without intercellular spaces (Fig. 4 A). At the beginning of anthesis, the nucleus is large, with a conspicuous nucleolus (Fig. 4 A, B).

The cells contain a poorly-developed vacuolar system, generally with a single small vacuole or sometimes with lack of it (Fig. 4 A, C). The plastids are numerous (Fig. 4 B, C), with a dense stroma and a well-developed membrane system.

The round plastoglobuli and tubular membranes are present (Fig. 4 D, E; Fig. 5 A). Chloroplastlike plastids have been noted (Fig. 4 E). Most plastids contain single starch grain (Fig. 4 F).

In the cytoplasm numerous profiles of rough endoplasmic reticulum (rER) (Fig. 4 B; Fig. 5A), numerous mitochondria (Fig. 4 B, C), some microbodies (not illustrated), and few lipid bodies (Fig. 4 E) are observed. Dictyosomes are rarely noted and are not demonstrated any visible signs of activity. The plasmalemma is smooth (Fig. 4 F).The parenchymal cells of the nectary are connected by numerous plasmodesmata that can be involved in symplastic transport of nectar (Fig. 5 B). The autophagic vacuoles, sometimes with plastids inside, in different stages of development are noted in numerous cells.

Wiśniewska N. et al. Micromorphology and ultrastructure of Viola odorata floral nectaries

61

Fig. 1. Viola odorata: A, B – flowers, each made by five sepals of three kinds in shape, two above alike (AB), two on each side alike (LT) and one that has a spur (SP); C – longitudinal section of nectary consisting of epidermis (E), nectary parenchyma (NP) and subnectary parenchyma (SBN) with vascular bundle (VB) (LM, TBO); D – magnification of C, the top part of the nectary including epidermis (E) and nectary parenchyma (NP), note small cells with densely staining cytoplasm; E – subnectary parenchyma with vascular bundle (VB), containing xylem indicated by arrow; F – nectary parenchyma with phloem cells (asterisks).

62

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Fig. 2. SEM images illustrating: A – nectary with the top bending (arrow) to the lateral wall of the spur; B‑C – magnification of the surface at the apex built by papillae (PA) with numerous stomata indicating by triangles; D – magnification of B, the trichomes in the middle part below nectary bend (PA – papilla, T – trichome).

Near the top of the nectary phloem cells are noted (Fig. 4 C).

Stomata cells have electron-translucent cytoplasm, large nucleus with nucleolus, lipid bodies, a few mitochondria and large amyloplasts (Fig. 5 F). There is a membrane between stomata cells, with a large intercellular space directly beneath (Fig. 5 E).

There are also small intercellular spaces between the nectary parenchymal cells adjacent to stomata, sometimes filled with darker-stained osmiophilic substance (Fig. 5 C).

With the age, cells become more vacuolated and the cytoplasm is visible as parietal layer (Fig. 5 D).

Discussion According to Nepi (2007), the nectary is made up of three components: epidermis, nectary parenchyma and subnectary parenchyma. In the nectaries of V. odorata all these components of the anatomical structure are recognizable. This model of nectary structure has been reported for many other plant species (Durkee 1982; Fahn 1979, 1988, 2000; Bernardello 2007; Nepi 2007; Paiva & Machado, 2008; Stpiczyńska et al. 2012; Kowalkowska et al. 2014). Ultrastructural analysis shows that nectary parenchyma comprises a several layers of small cells with dense cytoplasm, small vacuoles, large nuclei, abundant mitochondria

Wiśniewska N. et al. Micromorphology and ultrastructure of Viola odorata floral nectaries

63

Fig. 3. SEM images illustrating: A, B – nectary surface of middle part (A) and base (B), built by smoother cells with striations, which are parallel to the cell axis of nectary; C-D – nectary stomata with secretory remnants (arrow); E – the apex of the nectary with great amount of secretory remnants (asterisk); F – magnification of E, secretory remnants visible on the top.

and numerous ER. These features have been reported in other plant species and are indicative of high metabolic activities (Fahn 1979, 1988; Durkee 1982, Paiva & Machado 2008; Paiva 2009; Konarska 2011; Kowalkowska et al. 2014).

Parenchyma volume is proportional to the quantity of nectar produced by a nectary (Pacini et al. 2003). The presence of a well developed rER in nectar-secreting cells and increasing its volume with secretion seems to be associated with the transport of pre-nectar,

64

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Fig. 4. TEM images: A – compact system of parenchymal cells; B-C – nectary parenchyma cells, note the autophagic vacuole (V) with mitochondria (M) inside; D – plastids with round plastoglobuli (white triangle)and tubular membranes (arrows) and phytoferritin indicated by white asterisk; E – chloroplast-like plastids (P); F – great amount of rough endoplasmic reticulum (rER) in epidermis cell of nectary in advanced anthesis. Common abbreviations: CW – cell wall; L – lipid body; M – mitochondria; N – nucleus; NU – nuclei; P – plastids; RER – endoplasmic reticulum; S – starch.

Wiśniewska N. et al. Micromorphology and ultrastructure of Viola odorata floral nectaries

65

C

Fig. 5. Ultra-thin sections (TEM) of nectary parenchyma: A – plastids with starch grains (S); B – parenchymal cells connected via numerous plasmodesmata (arrows); C – substomatal cavity (SC) sometimes filled with darker-stained osmiophilic substance; D – more vacuolated cells with parietal layer (arrow) of cytoplasm at the end of anthesis; E-F – nectary stomata with substomatal cavity below, note the amyloplasts with starch grains (S) in stomata cells.

Common abbreviations: CW – cell wall; L – lipid body; M – mitochondria; N – nucleus; Nu – nuclei; P – plastids; RER – endoplasmic reticulum; S – starch.

66

Modern Phytomorphology 7 (2015)

and has been observed in many diverse types of nectaries (Fahn 1988, 2000; Paiva 2009).

The presence of different organelles inside autophagic vacuoles seems to be related with programmed cells death (PCD) and autophagic behavior. The plastid degradation mediated by vacuoles during PCD was described in Digitalis purpurea L., Eccremocarpus scaber Ruiz et Pav., Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. and Hymenaea stigonocarpa Hayne (Paiva & Machando 2008, and references cited therein).

A slight amount of starch in the nectary cells of V. odorata and the profusion of plasmodesmata connecting secretory cells suggest that sugars secreted in the nectar were delivered by the phloem sap. Nectariferous tissue, supplied with vascular bundles that ended in the nectary parenchyma, only confirms this model of transport. According to this model, pre-nectar is moved along the symplast within secretory tissue, and then it is transferred to adjacent phloem parenchyma and intercellular spaces, where it is secreted through the stomata. This model of prenectar movement were proposed by several researchers (Nepi 2007, and references cited therein; Vassilyev 2010).

Conclusions In conclusion, results of our studies revealed that in V. odorata the nectaries are connective appendages of two inferior anthers.

In their anatomy, three layers have been distinguished: epidermis, nectary parenchyma and subnectary parenchyma. This model was previously described in other species.

Ultrastructural studies showed that nectary parenchyma cells contain dense cytoplasm, plastids with plastoglobuli, numerous mitochondria and endoplasmic reticulum – these features are indicative of high metabolic activities of parenchymal cells. The presence of vascular bundles, slight amount of starch in the nectary cells and the profusion of plasmodesmata connecting parenchymal cells suggest that sugars secreted in the nectar were delivered by the phloem sap.

References Bernardello G. 2007. A systematic survey of floral nectaries. In: Nicolson S.W., Nepi M., Pacini E. (eds), Nectaries and nectar: 19–128. Springer, Dordrecht.

Coutinho Í.A.C., Francino D.M.T., Azevedo A.A., Alves Meira R.M.S. 2012. Anatomy of the extrafloral nectaries in species of Chamaecrista section Absus subsection Baseophyllum (Leguminosae, Caesalpinioideae). Flora 207 (6): 427–435. doi: 10.1016/j.flora.2012.03.007 Durkee L.T. 1982. The floral and extrafloral nectaries of Passiflora. II. The extrafloral nectary. Am. J. Bot. 69: 1420–1428.

Fahn A. 1979. Ultrastructure of nectaries in relation to nectar secretion. Am. J. Bot. 66 (8): 977–985.

Fahn A. 1988. Secretory tissues in vascular plants. New Phytol. 108: 229–257.

Fahn A. 2000. Structure and function of secretory cells.

Adv. Bot. Res. 35: 37–75.

Konarska A. 2011. Flower nectary structure in Cornus alba L. Plant Syst. Evol. 291: 1–6.

Kowalkowska A.K., Kozieradzka-Kiszkuno M., Turzyński S. 2014. Morphological, histological and ultrastructural features of osmophores and nectary of Bulbophyllum wendlandianum (Kraenzl.) Dammer (B. section Cirrhopetalum Lindl., Bulbophyllinae Schltr., Orchidaceae). Plant Syst. Evol. 301: 609–622.

Nepi M. 2007. Nectary structure and ultrastructure. In: Nicolson S.W., Nepi M., Pacini E. (eds), Nectaries and nectar: 129–166. Springer, Dordrecht.

Pacini E., Nepi M., Vesprini J.L. 2003. Nectar biodiversity: a short review. Plant Syst. Evol. 238: 7–22.

Paiva E.A.S. 2009. Ultrastructure and post-floral secretion of the pericarpial nectaries of Erythrina speciosa (Fabaceae). Ann. Bot. 104: 937–944.

Paiva E.A.S., Machado S.R. 2008. The floral nectary of Hymenaea stigonocarpa (Fabaceae, Caesalpinioideae): structural aspects during floral development. Ann. Bot. 101: 125–133.

Spurr A.R. 1969. A low viscosity epoxy resin embedding medium for electron microscopy. J. Ultrastructure Res. 26: 31–43.

Stpiczyńska M., Nepi M., Zych M. 2012. Secretion and composition of nectar and the structure of perigonal nectaries in Fritillaria meleagris L. (Liliaceae). Plant Syst. Evol. 298: 997–1013.

Vassilyev A.E. 2010. On the mechanisms of nectar secretion: revisited. Ann. Bot. 105: 349–354.

Modern Phytomorphology 7: 67–74, 2015

Tissue organization and cell ultrastructure in the roots of three Arabidopsis species grown at different zinc concentrations M. Čiamporová *, A. Staňová, E. Ďurišová, V. Banásová Abstract. The model plant Arabidopsis thaliana is known to be heavy metal-sensitive in contrast to its relative species A. arenosa and A. halleri classified as pseudometallophytes. Quantitative differences in primary root anatomy previously found between A. thaliana and the non-metallicolous (NM) and metallicolous (M) populations of the non-model Arabidopsis species necessitated further research at cellular and ultrastructural levels. Seedlings of A. thaliana, ecotype Columbia and a natural population Ratkovo, the NM and M populations of A. arenosa and A. halleri were grown on agar medium containing 10 µM (control) and 1000 µM Zn2+ for 5 days. Light microscopy confirmed the higher number of cells in the endodermal, cortical and epidermal layers and a higher incidence of additional cell tiers, the so-called middle cortex (MC) in the tolerant genotypes. Such differences were present in untreated plants and even more pronounced in plants exposed to excess of zinc (Zn). Electron microscopy of the root tissues at comparable distances from the root tip showed Casparian bands only in the radial cell walls of endodermis of A. halleri M population originating from severely (Cu, Cd and Pb) contaminated site. Casparian bands were not differentiated yet in the roots of the other species and populations, and they were not formed in the cell walls between endodermis and MC cells. In the apical cytoplasm of trichoblast bulges, autophagic vacuoles were found only in the sensitive A. thaliana and small vacuoles in the other genotypes. The enhanced concentration of Zn confirmed the higher metal sensitivity of the model species and did not substantially disturb the root cell ultrastructure of the tolerant Arabidopsis species.

Key words: Arabidopsis thaliana, Arabidopsis arenosa, Arabidopsis halleri, non-metallicolous and metallicolous populations, root anatomy, cell ultrastructure, zinc Institute of Botany, Slovak Academy of Sciences, Dúbravská cesta 9, Bratislava, 845 23, Slovakia; * milada.ciamporova@savba.sk

Introduction The species Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. due to its metal sensitivity, was found only in non-metalliferous sites in natural conditions (Staňová et al. 2010, 2012). In contrast, the relative species, A. halleri (L.) O’Kane et Al‑Shehbaz and A. arenosa (L.) Lawalrée are metal-tolerant and can occupy natural localities with the soils contaminated with heavy metals.

Both are classified as pseudometallophytes having non-metallicolous and metallicolous populations growing on non-contaminated and contaminated soils respectively, found also in the territory of Slovakia (Banásová et al. 2006; Turisová et al. 2013). Natural variation of Zn tolerance was reported in A. thaliana accessions (Richard et al. 2011).

Comparing the responses of relative Arabidopsis species and their populations can provide us with important data on mechanisms of metal © The Author(s), 2015

tolerance (Roosens et al. 2008). In addition, the existence of non-metallicolous (NM) and metallicolous (M) populations or ecotypes of the pseudometallophytes can serve as relevant model to study microevolutionary adaptive processes occurring within a species (Dechamps et al. 2010).

Root tissue organization has been described for the known model species A. thaliana (Dolan et al. 1993) and the root developmental zones were characterized into detail (Verbelen et al. 2006). The radial pattern of the root tissues (Dolan et al. 1993; Scheres et al. 1994; Baum et al. 2002) as well as ultrastructure of root cells particularly within the apical meristematic region (Dolan et al. 1993; Zhu et al. 1998) are also well known for the model plant A. thaliana. Formation of Casparian bands in the radial endodermal cell walls occurs at a distance of 1500 to 1600 mm from the root apex in A. thaliana ecotypes Columbia

68

Modern Phytomorphology 7 (2015)

(Alassimone et al. 2010) and Landsberg erecta (Martinka et al. 2012). Similar characteristics of the non-model Arabidopsis species are scarce.

The NM and M populations of A. arenosa and A. halleri from the localities in the territory of Slovakia (Staňová et al. 2010) were compared with the sensitive A. thaliana ecotype Columbia (Col) and a natural population Ratkovo to characterize the responses of root system morphology and anatomy to varying contents of heavy metals in the root media (Staňová et al.

2012). Growth and physiological responses also confirmed the differences in metal sensitivity of these Arabidopsis species (Kenderešová et al.

2012). Cytological, genetical and ecological characteristics of the non-model Arabidopsis species were reviewed and provide basis for further investigations of the genus Arabidopsis (Claus & Koch 2006). The aim of this study was to extend the data on root anatomical traits in the three Arabidopsis species with an exploration of the responses to enhanced zinc concentration at tissue and cell ultrastructure levels.

Material and methods The plant material and populations of A. thaliana, A. arenosa, and A. halleri originated from the seeds collected in natural nonmetalliferous and metalliferous localities in Slovakia described in our previous work (Staňová et al. 2010). We used A. thaliana Col and a population from natural non-contaminated site Ratkovo (abandoned field), A. arenosa NM population Richtárová lúka (meadow) and M population Terézia (mine heap) from Central Slovakia and A. halleri NM population Úhorná (meadow) and M population Krompachy (meadow close to copper smelter) from East Slovakia. The metal contents of noncontaminated localities did not exceed the permitted values of heavy metal concentration in soils. Total metal concentrations (in mg·kg-1) in soils of the metalliferous sites were 2368 Zn, 3925 Pb, 22 Cd, 269 Cu with the M population A. arenosa Terézia, and 186 Zn, 283 Pb, 1.32 Cd, 501 Cu with the M population A. halleri Krompachy. The available fractions after EDTA

extraction are given by Staňová et al. (2012).

Treatments and microscopical techniques were described by Staňová et al. (2012). Briefly, the seedlings were grown on agar medium containing 10 µM (control) and 1000 µM Zn2+ for 5 days. Apical part of the primary roots were fixed with Karnovsky procedure, dehydrated in ethanol series and embedded in Spurr resin.

Serial semithin sections were taken from about 250 µm distance from the root tip (DFT) up to the site of the first trichoblast bulge appearance between 600 and 1300 µm DFT, depending on species and Zn concentration. The semithin sections were stained with Toluidine blue and the tissue organization was viewed with Olympus BX51 microscope. Ultrastructure of epidermal, cortical and endodermal cells was investigated in ultrathin sections stained with uranyl acetate and Pb citrate using Tesla BS500 TEM. Results and discussion The relatively simple root tissue pattern of the well known species A. thaliana ecotype Col (Dolan et al. 1993) was found also in the population originating from the natural site Ratkovo. Root tissue organization of the other two species A. arenosa and A. halleri, and their non-metallicolous and metallicolous populations was less regular and differed in a higher number of cells in the individual tissue layers, the epidermis, cortex, and endodermis (Staňová et al. 2012). In addition, the cortex acquired additional cellular tiers, the so called middle cortex located at the xylem pole (Fig. 1), which resulted from periclinal divisions of endodermal cells (Baum et al. 2002). In A. thaliana populations, only one middle cortex (MC) cell in a root cross section occurred rarely, within limited distances from the root tip (about 700 µm DFT). On the contrary, in heavy metal tolerant A. arenosa and A. halleri the MC tiers were more frequent in the sections of young, undifferentiated tissues (for example the NM and M population of A. halleri, Fig. 1 A, B) as well as in the regions of more differentiated cells and first trichoblast bulges appearance (indicating root hair emergence) at 700 to 1300 µm DFT

Čiamporová M. et al. Tissue organization and cell ultrastructure in the roots of Arabidopsis

69

Fig. 1. Cross sections of Arabidopsis primary roots grown on agar medium with 10 µM Zn (A, B) and 1000 µM Zn (C, D). Region of undifferentiated cells in the root of A. halleri, NM population at 500 µm DFT (A), and A. halleri, M population at 300 µm DFT (B). Site of root hair emergence in the roots of A. arenosa NM population at 720 µm DFT (C) and A. halleri, M population at 600 µm DFT (D). Note the middle cortex (MC) cells (asterisks). b – bulge; C – cortex; E – epidermis; En – endodermis; p – phloem pole; Rc – root cap cells; T – trichoblast; x – xylem pole.

Bars represent 0.05 mm.

depending on population and Zn concentration (Fig. 1 C, D). Except of A. thaliana populations, the occurrence of the first bulges were recorded slightly but not significantly closer to the root tip in higher Zn concentration than in control.

The increased 1000 µM Zn concentration did not affect the root tissue pattern of the studied species or populations. Our previous

quantitative evaluation of the root anatomy showed higher number and size of the root cells and area of the root tissues of the tolerant species comparing to the non-tolerant A. thaliana (Staňová et al. 2012). Differences in adventitious root tissue area were recorded between Salix caprea L. isolates originating from non-metalliferous and metalliferous localities.

70 In contrast to our Arabidopsis seedlings, in both isolates, the treatment with heavy metals (Zn, Cd) resulted in a decrease of root tissue area (Vaculík et al. 2012). There is not much known about root tissue proportions responding to metal toxicity and the results available show great variability depending on plant species and metal concentration (Lux et al. 2011; Vaculík et al. 2012, and literature cited therein). Concerning root anatomy, more attention has been paid to differentiation of structural apoplasmic barriers in diverse genotypes and their responses to heavy metal toxicity (Broadley et al. 2007; Zelko et al. 2008; Martinka et al. 2014). In case of our Arabidopsis species and populations, the concentration 1000 µM Zn had minor effect on root tissue organization. Therefore, the possible effects at ultrastructural level were investigated.

The cells of rhizodermis and cortex, including endodermis, were investigated at the site of the first trichoblast bulge/root hair appearance that occurred within 600 to 1300 µm behind the root tip. Although extremely sensitive to changes of their immediate environment, the root hairs were formed by the roots of sensitive (A. thaliana) and tolerant (A. arenosa, A. halleri) populations. The cytoplasm of the apical part of emerging root hairs was similar to that described

by Galway et al. (1997). Comparing to control (Fig. 2 A) the exposure to 1000 µM Zn induced formation of autophagic vacuoles in the apical part of root hair bulges in the sensitive A. thaliana ecotype Col (Fig. 2 B). Similar morphology of vacuole formed from dilated part of ER was shown in A. thaliana root meristem treated with coumarin. In these cells also autophagic vacuoles containing acid phosphatase were documented (Kupidlowska 2001). This may indicate a process of cytoplasm disintegration as the autophagic vacuoles play a role in sequestration of cytoplasmic fragments and their subsequent digestion in the lytic vacuole as a stress response (Bassham et al. 2006). At this concentration, also the root growth was reduced only in A. thaliana and was unaffected in A. arenosa and A. halleri (Kenderešová et al. 2012). In the apical root hair cytoplasm, small vacuoles often appeared in the tolerant

Modern Phytomorphology 7 (2015) populations (Fig. 2 C, D), which also could possess an autophagic function. However, the Zn concentration used did not induce damage to cellular organelles present in the cytoplasm of this root hair region in either sensitive or the tolerant species and populations.

At the distances where the first bulges appeared, the cortical cells under control 10 µM Zn concentration contained a large central vacuole and well developed organelles in the cytoplasmic layer along the cell walls.

Comparing to control the ultrastructure of these cells was not changed under the increased 1000 µM Zn concentration in the agar medium (Fig. 3). The only remarkable difference was the occurrence of structures filled with homogeneous material, in the cytoplasmic layer along the walls of cortical cells (Fig. 3C).

These structures might represent lipid bodies or electron-dense material in the form of globules induced by elevated concentration of Zn, found in the roots of Paulownia tomentosa (Thunb.) Steud. (Azarello et al. 2012). Their morphology resembled also the so called ER bodies that play a role in plant responses to environmental stresses (Hayashi et al. 2001).

Ultrastructure of endodermal cells (Fig. 3) agrees with that characterized by Martinka et al. (2012) in A. thaliana ecotype Ler. Regardless of Zn concentration in the root media, the Casparian bands were not differentiated yet in the radial cell walls of endodermis of the populations of A. thaliana (Fig. 3 B), A. arenosa and the NM population Úhorná of A. halleri.

The reasons might be that (1) the sections were taken closer (500 to 900 µm) than the distance 1600 µm from the root cap junction where the Casparian bands appeared in A. thaliana (Alassimone et al. 2010; Martinka et al.

2012) and, (2) the 1000 µM Zn concentration was not high enough to induce the Casparian band differentiation closer to the root tips as reported with other species (Broadley et al.

2007; Vaculík et al. 2012). The only exception was the M population of A. halleri, in which the Casparian bands were formed in the radial walls of endodermis cells already at about 840 µm and 720 µm from the root cap junction under 10 µM (Fig. 3 A) and 1000 µM Zn (Fig. 3 C, D)

Čiamporová M. et al. Tissue organization and cell ultrastructure in the roots of Arabidopsis

71

Fig. 2. Cytoplasm in the apical part of trichoblast bulges (emerging root hairs) in Arabidopsis primary roots grown on agar medium with 10 µM Zn (A) and 1000 µM Zn (B, C, D). A – cytoplasm rich in organelles. B – autophagic vacuoles (white arrows) in Zn-treated A. thaliana Col root. C, D – cytoplasm with organelles, prominent Golgi bodies (asterisks), numerous Golgi-derived vesicles (arrows) and small vacuoles in the apical region of trichoblast bulge in the roots of A. arenosa M population (C) and A. halleri NM population (D). ER – endoplasmic reticulum; M – mitochondria; ocw – outer cell wall; V – vacuole. Bars represent 1 µm.

respectively. The formation of Casparian bands in this metallicolous population might relate to its adaptation to soil conditions severely contaminated with heavy metals, particularly copper in the locality Krompachy (Staňová et al. 2012).

Development of peri-endodermal cells with thickened and lignified walls was documented in

the roots of tolerant hyperaccumulator Thlaspi caerulescens J. Presl et C. Presl but not in the non-tolerant T. arvense L. (Zelko et al. 2008).

The authors discuss the role of this cell layer as a possible structural barrier in radial ion transport.

As the additional cortical tiers occurred more frequently in the tolerant Arabidopsis species, we inspected the cell walls between the endodermis

72

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Fig. 3. Ultrastructure of cortical and endodermal cells of the roots grown under 10 µM Zn (A) and 1000 µM Zn (B, C, D). A – radial cell wall with Casparian band (arrow) in the endodermis of A. halleri M population. B – radial cell wall (arrow) lacking Casparian band in the endodermis of A. thaliana population from natural locality Ratkovo.

C – Casparian bands (arrows) in the endodermis and globules with electron-dense material (thick arrows) in cortical cells of A. halleri M population. D – Casparian band present in the cell wall between endodermal cells (arrow), but absent in the cell wall between the endodermal and MC cell (arrowhead). C – cortex; En – endodermis; ER – endoplasmic reticulum; M – mitochondria; P – pericycle; Pl –plastid. Bars represent 1 µm.

cells and their derivatives, the MC cells. Our results show that while the Casparian bands were clearly defined in the radial walls between the endodermal cells in A. halleri population Krompachy (Fig. 3 C, D), the cell walls between the endodermis and the cells of the additive middle cortex lacked this barrier (Fig. 3 D).

In conclusion, our results confirmed the previously described details of root anatomy of the A. thaliana relatives, the non-model species A. arenosa and A. halleri, and their populations originating from the natural localities with either non-metalliferous of metalliferous soils.

We extended the knowledge with data on root cell ultrastructure of the Arabidopsis pseudometallophytes and their NM and M populations, which have not been previously reported in the plant literature. Formation of Casparian bands at the comparable DFT was found only in the root endodermis of the A. halleri M population originating from the locality severely contaminated with heavy metals. There were no remarkable effects of the 1000 µM Zn concentration except of the formation of autophagic vacuoles in the cytoplasm of trichoblast bulges of the sensitive A. thaliana.

Čiamporová M. et al. Tissue organization and cell ultrastructure in the roots of Arabidopsis Higher diversity among the populations could be expected in their responses to higher concentration of a variety of heavy metals.

Acknowledgements The work was supported by the Slovak Grant Agency VEGA, Project No. 02/0023/13.

We are thankful to Vladimír Polák for technical assistance in electron microscopy.

References Alassimone J., Naseer S., Gilder N., Chrispeels M.J. 2010. A developmental framework for endodermal differentiation and polarity. Proc. Nat. Acad. Sci. US 107: 5214–5219.

Azzarello A., Pandolfia C., Giordano C., Rossia M., Mugnaia S., Mancuso S. 2012.

Ultramorphological and physiological modifications induced by high zinc levels in Paulownia tomentosa.

Env. Exp. Bot. 81: 11–17.

Banásová V., Horak O., Čiamporová M., Nadubinská M., Lichtscheidl I. 2006. The vegetation of metalliferous and non-metalliferous grasslands in two former mine regions in Central Slovakia. Biologia, Bratislava 61: 433–439.

Bassham D.C., Laporte M., Marty F., Moriyasu Y., Ohsumi Y., Olsen L.J., Yoshimoto K. 2006.

Autophagy in development and stress responses of plants. Autophagy 2: 2–11.

Baum S.F, Dubrovsky J.G, Rost T.L. 2002. Apical organization and maturation of the cortex and vascular cylinder in Arabidopsis thaliana (Brassicaceae) roots.

Am. J. Bot. 89: 908–920.

Broadley M.R., White P.J., Hammond J.P., Zelko I., Lux A. 2007. Zinc in plants. New Phytol. 173: 677–702.

Clauss M.J., Koch M.A. 2006. Poorly known relatives of Arabidopsis thaliana. Trends Plant Sci. 11: 421–468.

Dechamps C., Elvinger N., Meerts P., Lefèbvre C., Escarre J., Colling G., Noret N. 2010. Life history traits of the pseudometallophyte Thlaspi caerulescens in natural populations from Northern Europe. Plant Biol. (Stuttgart) Suppl. 1: 125–135. doi: 10.1111/j.1438-8677.2010.00387.x.

Dolan L., Janmaat K., Willemsen V., Linstead P., Poethig S., Roberts K., Scheres B. 1993.

Cellular organization of the Arabidopsis thaliana root.

Development 119: 71–84.

Galway M.E., Heckman J.W. Jr., Schiefelbein J.W. 1997. Growth and ultrastructure of Arabidopsis root hairs: the rhd3 mutation alters vacuole enlargement and tip growth. Planta 201: 209–218.

73

Hayashi Y., Yamada K., Shimada T., Matsushima R., Nishizawa N.K., Nishimura M., Hara‑Nishimura I. 2001. A proteinase-storing body that prepares for cell death or stresses in the epidermal cells of Arabidopsis. Plant Cell Physiol. 42: 894–899.

Kenderešová L., Staňová A., Pavlovkin J., Ďurišová E., Nadubinská M., Čiamporová M., Ovečka M. 2012. Early Zn2+-induced effects on membrane potential account for primary heavy metal susceptibility in tolerant and sensitive Arabidopsis species. Ann. Bot. 110: 445–459.

Kupidlowska E. 2001. Changes in cell ultrastructure and morphology of Arabidopsis thaliana roots after coumarins treatment. Acta Soc. Bot. Polon. 70:187–198.

Lux A., Martinka M., Vaculík M., White P.J. 2011.

Root responses to cadmium in the rhizosphere: A review. J. Exp. Bot. 62: 21–37.

Martinka M., Dolan L., Pernas M, Abe J., Lux A. 2012. Endodermal cell-cell contact is required for the spatial control of Casparian band development in Arabidopsis thaliana. Ann. Bot. 110: 361–371.

Martinka M., Vaculík M., Lux A. 2014. Plant cell responses to cadmium and zinc. In: Nick P., Opatrný Z. (eds), Applied plant cell biology. Cellular tools and approaches for plant biotechnology: 209– 246. Springer-Verlag, Berlin, Heidelberg.

Richard O., Pineau C., Loubet S., Chalies C., Vile D., Marquès L., Berthomieu P. 2011.

Diversity of the response to Zn within the Arabidopsis thaliana species revealed a low contribution of Zn translocation to Zn tolerance and a new role for Zn in lateral root development. Plant Cell Environ. 34: 1065–1078.

Roosens N.H.C.J., Willems G., SaumitouLaprade P. 2008. Using Arabidopsis to explore zinc tolerance and hyperaccumulation. Trends Plant Sci. 13: 208–215.

Scheres B., Wolkenfeelt H., Willemsen V., Terlouw M., Lawson E., Dean C., Weisbeek P. 1994. Embryonic origin of the Arabidopsis primary root and root initials. Development 120: 2475–2487.

Staňová A., Banásová V., Čiamporová M. 2010.

Strategies of three Arabidopsis species under heavy metal excess in the soil In: Benčaťová B., Benčať T. (eds), Flóra a vegetácia Oravy. Bulletin Slovenskej botanickej spoločnosti 32 (Suppl. 2): 237–246. (in Slovak) Staňová A., Ďurišová E., Banásová V., Gurinová E., Nadubinská M., Kenderešová L., Ovečka M., Čiamporová M. 2012. Root system morphology and primary root anatomy in natural nonmetallicolous and metallicolous populations of three Arabidopsis species differing in heavy metal tolerance.

Biologia, Bratislava 67: 505–516.

74 Turisová I., Štrba T., Aschenbrenner Š., Andráš P. 2013. Arabidopsis arenosa (L.) Law. on metalliferous and non-metalliferous sites in central Slovakia. Bull.

Environ. Contam. Toxicol. 91: 469–474.

Vaculík M., Konlechner C., Langer I., Adlassnig W., Puschenreiter M., Lux L., Hauser M-T. 2012. Root anatomy and element distribution vary between two Salix caprea isolates with different Cd accumulation capacities. Environ.

Pollut. 163: 117–126.

Verbelen J-P., De Cnodder T., Jie Le, Vissenberg K., Baluška F. 2006. The root apex of Arabidopsis thaliana consists of four distinct zones of growth activities. Meristematic zone, transition zone, fast elongation zone and growth terminating zone.

Plant Signal. Behav. 1: 296–304.

Modern Phytomorphology 7 (2015) Zelko I., Lux A., Czibula K. 2008. Difference in the root structure of hyperaccumulator Thlaspi caerulescens and non-hyperaccumulator Thlaspi arvense. Int. J. Environ. Pollut. 3: 123–132.

Zhu T., Lucas W.J., Rost T.L. 1998. Directional cellto-cell communication in the Arabidopsis root apical meristem I. An ultrastructural and functional analysis.

Protoplasma 203: 35–47.

Modern Phytomorphology 7: 75–79, 2015

Effect of cadmium nitrate on morphological parameters of Lupinus luteus L. and L. angustifolius L. Katarzyna Możdżeń *, Patrycja Zagata, Grzegorz Migdałek, Grzegorz Rut, Andrzej Rzepka Abstract. The plants growing in the natural environment are exposed to the influence of adverse factors which can cause metabolic disturbances, inhibition of growth, damage tissues and organs. The particular threats to plants are heavy metals, especially cadmium which inhibits plant growth and development. The aim of this study was to determine the influence of cadmium nitrate at concentrations of 0.01, 0.05 and 0.1 mM on seed germination, plants length, fresh and dry weight and the water content in Lupinus luteus L. and L. angustifolius L. The cadmium which is present in soil causes inhibition of seed germination, changes in root and hypocotyl length, value of fresh to dry weight ratio and the water content in plants organs.

Key words: Lupinus luteus, Lupinus angustifolius, biometry, cadmium nitrate, fresh and dry weight, germination Institute of Biology, Department of Plant Physiology, Pedagogical University, Podchorążych St. 2, 30-084 Cracow, Poland; * kasiamozdzen@interia.pl

Introduction Heavy metals, such as cadmium, are the most significant threat to plant organisms.

Cadmium present in soil can inhibit plants metabolism (Luo et al. 1998; OciepaKubicka & Ociepa 2012). It comes from municipal and industrial wastewater and from waste incineration. The most common forms of cadmium are salts, organic chelates and ion complexes. Cadmium is strongly sorbed by clay materials and organic substances. In this form it accumulates in the upper layers of soil, while in acid soils this element is transported into the deeper layers due to their weaker absorption. In the water, cadmium is present as ion and in the form of inorganic complexes.

It gets into the water along with rainfall and through river transport, posing a risk to food chain. There are a lot of possibilities to contaminate the environment by cadmium because it accumulates easily in organism tissues. This metal is highly toxic for animals and humans so there is a need for constant monitoring of the environmental pollution, and especially of the food products (KabataPendias & Pendias 1999). © The Author(s), 2015

The aim of this study was to determine the influence of cadmium nitrate at concentrations of 0.01, 0.05 and 0.1 mM on seed germination, changes in the organ morphology, fresh and dry weight ratio and the water content in Lupinus luteus L. and L. angustifolius L. plants.

Material and methods In this investigation we used seeds of Lupinus luteus and L. angustifolius obtained from the National Seed Central – POLAN. First step of the experiment was aimed at the determination of the energy and power of seed germination. For this purpose, the seeds were washed with tap water and subsequently with distilled water. The seeds were placed on Petri dishes (100 seeds in five replicates) with filter paper soaked with distilled water (control sample) and cadmium nitrate solutions at concentrations: 0.01, 0.05 and 0.1 mM. After that, the samples were incubated in an incubator at the temperature of 25°C. The seedlings were counted every 24 hours for 7 days.

In the second step, 10 most similar seedlings were chosen from each of the control samples and then planted into the pots with sand.

76

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Fig. 1. Length of roots Lupinus luteus (A) and L. angustifolius (B).

Fig. 2. Length of hypocotyls Lupinus luteus (A) and L. angustifolius (B).

The pots were placed in an incubator at the temperature of 25°C during the day and at 20°C during the night, with a light intensity of 250 μmol m-2·s-1 and humidity approximately 60%. Plants were irrigated every two days with solutions of cadmium nitrate and with standard medium (Steiner) once a week.

Biometric analysis of root and hypocotyl of L. luteus and L. angustifolius was performed after 21 days. Moreover, fresh and dry weight as well as water content percentage of underground (root) and aboveground (hypocotyl, cotyledons, petioles, leaves, rest of the stalk) organs were measured.

The statistical analysis was performed using a Duncan’s test. The obtained results were the average from 5 independent replicates ±SE. The differences between values within a single row were statistically significant at p < 0.05.

concentration comparing to the control sample (Tab. 1). In the case of the root length of yellow and blue lupine plants, growth stimulation was observed in the plants watered with a concentration of 0.01 mM. The other concentrations inhibited root growing of L luteus, while in the case of L. angustifolius we did not observe any statistical differences (Fig. 1). The biometric measurements of L. luteus hypocotyls revealed the highest inhibition at the highest concentration of cadmium nitrate. The other concentrations did not affect the hypocotyl significantly comparing to the control sample. However we observed a significant inhibition of hypocotyl growth of L. angustifolius at all tested concentrations (Fig. 2). The fresh weight values were decreasing with increasing concentration of cadmium nitrate for L. luteus comparing to the control sample. In the case of L. angustifolius the lowest values were observed in the control sample comparing to all concentrations of cadmium nitrate. The growth of hypocotyl of L. luteus was inhibited, while the growth of hypocotyl of L. angustifolius was stimulated in comparison to the control sample. The fresh weight values of petioles in L. luteus were higher at concentration of 0.01 mM than at the other cadmium nitrate concentrations (0.05 and 0.1 mM). The fresh weight values of petioles in L. angustifolius were lower than in the control sample. The fresh weight values of leaves in L. luteus were significantly lower

Results The seed germination in the control sample started after 24 hours of incubation and after 6 days 100% of seeds had germinated. The presence of cadmium nitrate in the medium inhibited the germination, especially on the first day. The highest percentage of germinated seeds for L. angustifolius was demonstrated in cadmium nitrate solutions at a concentration of 0.1 mM comparing to the control sample.

The lowest percentage of seed germination for L. luteus was demonstrated in the same

Możdżeń K. et al. Effect of cadmium nitrate on Lupinus luteus and L. angustifolius

77

Tab. 1. Effect of cadmium nitrate on the percent of germinated seeds of Lupinus luteus (A) and L. angustifolius (B).

24

Cd(NO3)2 [mM]

Control

Time [h]

0.01

0.05

0.1

A

B

A

B

A

B

A

B

19

12

0

0

0

0

0

0

48

45

54

52

44

50

41

62

70

72

89

88

87

77

88

93

84

92

96

95

95

92

80

88

94

88

94

120

99

99

93

81

89

95

88

94

144

100

100

94

90

90

95

89

95

168

100

100

94

90

90

95

89

95

Tab. 2. Fresh weight [mg] in plant organs of Lupinus luteus (A) and L. angustifolius (B) irrigated with cadmium nitrate solution.

Root Hypocotyl Petioles Leaves Rest of stalk

Cd(NO3)2 [mM]

Control

Organ

0.01

0.05

0.1

A

B

A

B

A

B

A

B

1648.91a

487.68h

1361.77b

715.21e

1003.68d

633.23f

1074.91c

559.85g

206.89b

114.23h

204.236c

141.27f

237.266a

135.75g

201.66d

145.11e

191.66f

376.63a

194.95e

303.09d

150.34g

305.29c

151.93g

313.39b

610.38d

630.47b

692.81a

524.62h

586.27e

527.41g

622.23c

530.06f

319.50b

187.08e

347.81a

147.39g

273.75d

151.81f

315.47c

122.83h

±0.39 ±0.24 ±0.25

±0.39

±0.51

±2.21 ±0.11 ±0.54

±2.30

±0.22

±0.47

±0.04

±1.63

±0.08

±0.24

±0.57

±0.31

±0.20

±0.28

±0.50

±0.23

±0.42

±0.20 ±0.20

±0.33

±0.19

±1.84

±0.29

±0.22

±0.21

±0.48

±0.27

±0.33

±0.17

±0.27

±0.19

±0.42

±0.31

±0.29

±0.15

Tab. 3. Dry weight [mg] in plant organs of Lupinus luteus (A) and L. angustifolius (B) irrigated with cadmium nitrate solution.

Root Hypocotyl Petioles Leaves Rest of stalk

Cd(NO3)2 [mM]

Control

Organ

0.01

0.05

0.1

A

B

A

B

A

B

A

B

220.88b

305.06a

125.92d

200.23c

125.92f

123.69g

149.90e

70.84h

29.12a

14.62d

29.37a

10.27f

26.81b

11.88e

24.99c

11.76e

25.99

68.94

25.12

24.67

17.80

21.71

19.78

23.95d

161.432

46.85

60.02

91.09

51.70

101.85

26.3

42.23

30.49

11.18

38.13

±0.16 ±0.13

b

±0.14

104.99

b

b

±0.51

±2.30

±0.17

±0.40

a

c

±0.13

±0.30

38.85

±0.67

±0.06

a

±0.38 e

±0.07

h

±0.24 a

±0.32

±0.42

±0.22

c

±0.21

±0.11

g

±0.20

e

±0.07

d

±0.40

12.06

f

±0.05

±0.32

d

±0.21

±0.38 ±0.27

e

±0.28 g

±0.35 g

±0.11

±0.21 ±0.03

±0.22

f

±0.20

±0.05

c

±0.09

c

±0.09

±0.16

59.70f ±0.37

8.48h

±0.31

78

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Tab. 4. Water content [%] in plant organs of Lupinus luteus (A) and L. angustifolius (B) irrigated with cadmium nitrate solution.

Root Hypocotyl Petioles Leaves Rest of stalk

Cd(NO3)2 [mM]

Control

Organ

0.01

0.05

0.1

A

B

A

B

A

B

A

B

86.60b

87.46a

86.56b

72.00e

87.45a

80.47d

86.50c

87.35a

85.92g

87.20f

85.62g

92.41a

88.70d

91.25c

87.20e

91.90b

86.44f

74.39h

87.12e

91.86c

88.16d

92.89a

86.98e

92.36b

82.80g

81.69g

93.24a

88.53d

84.46e

90.20b

83.63f

88.85c

87.84e

85.94f

87.86e

91.82c

88.86d

92.64b

87.91e

93.10a

±0.008 ±0.05

±0.09

±0.05 ±0.06

±0.32 ±0.14 ±0.07

±0.04

±0.04

±0.02 ±0.18

±0.03 ±0.03 ±0.09

±0.06 ±0.15

±0.07 ±0.02 ±0.03

at concentration of 0.05 mM whereas these values in L. angustifolius were lower at all tested concentrations comparing to the control sample. The remaining parts of L. luteus were growing better at 0.01 mM concentration of cadmium nitrate but they were growing worse at other concentrations. On the other hand we observed the inhibition of the growth of other parts of sprout of L. angustifolius at all tested concentrations (Tab. 2). The dry weight values of both Lupinus species were decreasing with increase of cadmium nitrate concentration.

The L. luteus dry weight values were higher at a concentration of 0.01 mM than in the control sample. In general the dry weight values of L. angustifolius were higher than values of L. luteus except for hypocotyls, in which those values were lower at all tested concentrations (Tab. 3). The water content in both plants ranged from 70 to 90%. These parameters were significantly higher at all tested concentrations comparing to the control sample (Tab. 4).

Discussion The seed germination and the root growth are the two most critical and most sensitive to pollution plant developmental stages (Chang et al. 1997). The germination stage is the most intense process, when the reserve substances are easily broken down into simple compounds, which are easily absorbed (Lewicki 2010).

±0.03

±0.06

±0.13

±0.50

±0.08

±0.06 ±0.20 ±0.09

±0.07 ±0.08

±0.02 ±0.15 ±0.14

±0.20 ±0.03

±0.03 ±0.16

±0.01 ±0.08 ±0.25

According to Baranowska-Morek (2003) the effective barrier for plants against the penetration of heavy metals during the germination stage is seed integument. Drab et al. (2011) showed that salts with a high concentration of selected metals had the most negative impact on seed germination of Brassica napus L. subsp. oleifera (Moench) DC. and Sinapis alba L. In the present study, we observed an inhibition effect of cadmium compounds on number of germinated seeds (Tab. 1). Cadmium is easily absorbed by the root system and leaves proportionally to its concentration in the environment despite the fact that plants do not need cadmium to grow. The toxic effect of cadmium manifests in chlorosis of leaves, browning and reddening of veins, twisting and premature falling of leaves and the growth inhibition (KabataPendias & Pendias 1999). Wang & Zhou (2005) suggested that plants response to heavy metals is associated with their environmental requirements, defense mechanisms, concentration of the solution and the age of the plant. According to Kosynets et al. (2012) changes in root surface of Lolium multiflorum Lam. were associated not only with stressful factor concentration but with the exposure time ad well. Cadmium had different effect on the root and hypocotyl growth of Lupinus luteus and L. angustifolius. It inhibited the growth of root of L. luteus but had no effect on L. angustifolius (Fig. 1). In contrast, the hypocotyl growth

Możdżeń K. et al. Effect of cadmium nitrate on Lupinus luteus and L. angustifolius inhibition was observed in L. angustifolius, while in L. luteus the largest differences were observed at a concentration of 0.1 mM, compared to control plants (Fig. 2). Jasiewicz (1993) did not confirm the significant influence of low concentrations of cadmium on onion and radish (from 0.25 to 64.00 mg·kg-1 of soil), however high concentrations of this element (about 64 mg·kg-1 of soil) caused the inhibition of the growth of root and leaves in radish. Ciećko et al. (2000) in turn, observed decreasing in the yield of carrot grown in the soil contaminated with cadmium (25 mg·kg-1). Studies on seed germination and root growth of flax, vetch, charlock and pea revealed the high toxicity of cadmium even at the lowest concentration (Baran et al. 2008). We observed an inhibition of fresh and dry weight gain in L. luteus organs, while in the case of L. angustifolius we observed both the inhibitory and stimulating effect of cadmium (Tabs. 2, 3). Moreover, we noticed the increase of water content in tested underground and aboveground organs compared to the control sample (Tab. 4). The plants in response to heavy metals can not only limit metal absorption but also defend the cell metabolism against the toxic influence of metals (BaranowskaMorek 2003). According to Jing et al. (2007) the excessive accumulation of heavy metals in plant organs can cause the inhibition of various physiological and biochemical processes, especially photosynthesis and respiration. It can lead to degradation of main cell organelles and finally to death of the plant.

Conclusions According to obtained results we can conclude, that intensity of morphological changes in plants depends not only on species and variety but also on the concentration of stressful factor, exposure time and resistance of the organism.

79

References Baran A., Jasiewicz C., Klimek A. 2008. Reakcja roślin na toksyczną zawartość cynku i kadmu w glebie.

Proceedings of ECOpole 2 (2): 417–422. (In Polish) Baranowska-Morek A. 2003. Roślinne mechanizmy tolerancji na toksyczne działanie metali ciężkich Kosmos – Problemy Nauk Biologicznych 52 (2-3): 283–298. (In Polish) Chang L., Meier J.R., Smith M.K. 1997. Application of plant and earthworm bioassays to evaluate remediation of a lead-contaminated soil. Arch. Environ.

Contam. Toxicol. 32: 166–171.

Ciećko Z., Rzoska R., Rolka E., Harnisz M. 2000.

Wpływ zanieczyszczenia gleby kadmem na plonowanie i skład chemiczny marchwi. Zeszyty Problemowe Postępów Nauk Rolniczych 471: 889–894. (In Polish) Drab M., Greinert A., Kostecki J., Grzechnik M. 2011. Seed germination of selected plants underthe influence of heavy metals. Civil Environ. Eng. Rep. 7: 47–57.

Jasiewicz C.Z. 1993. Wpływ wzrastających dawek Cd na plon i zawartość tego metalu w niektórych warzywach.

Acta Agraria et Silvestria. Ser. Agraria 31: 64–69.

(In Polish) Jing Y., He Z., Yang X. 2007. Role of soil rhizobacteria in phytoremiediation of heavy metal contaminated soils.

J. Zhejiang Univ. Sci. Ser. B 8 (3): 192–207.

Kabata-Pendias A., Pendias H. 1999. Biogeochemia pierwiastków śladowych: 156–170 Wydawnictwo PWN, Warszawa. (In Polish) Kosynets O., Szatanik-Kloc A., Szerement J. 2012. Zmiany pozornej powierzchni właściwej korzeni życicy wielokwiatowej (Lolium multiflorum L.) determinowane toksycznością kadmu.

Acta Agrophysica 19 (3): 587–595. (In Polish) Lewicki P. 2010. Kiełki nasion jako źródło cennych składników odżywczych. ŻYWNOŚĆ. Nauka.

Technologia. Jakość 6 (73): 18–33. (In Polish) Luo L.X., Sun T.H., Jin Y.H. 1998. Accumulation of superoxide radical in wheat leaves under cadmium stress. Acta Sci. Circum. 18: 495–499.

Ociepa-Kubicka A., Ociepa E. 2012. Toksyczne oddziaływanie metali ciężkich na rośliny, zwierzęta i ludzi.

Inżynieria i Ochrona Środowiska 15 (2): 169–180. (In Polish) Wang X.F., Zhou Q.X. 2005. Ecotoxicological effects of cadmium on three ornamental plants. Chemosphere 60: 16–21.

Modern Phytomorphology 7: 81–86, 2015

The morphological changes of Phaseolus vulgaris L. exposed to the aqueous extracts of the leaves of Juglans regia L. Katarzyna Możdżeń * & Jakub Oliwa Abstract. To date the allelopathic interactions between plants didn’t explained, whether some substances are produced by plants to counteract competition or these substances are randomly generated and they are transferred from generation to generation. For that reason an attempt was made to investigate the influence of the aqueous extracts of dried leaves of walnut (Juglans regia L.) at concentrations of 3, 5 and 10% on the germination, growth, weight and morphology of bean (Phaseolus vulgaris L. cv. Laurina). The results indicate that increasing concentration of extract has a stimulating effect on seeds germination in comparison to the control. Extracts at a concentration of 3% and 10 % inhibited the growth of the majority of organs and caused reduction of their fresh and dry weight. Whereas the extract at a concentration of 5% stimulated plant growth.

Key words: Juglans regia, Phaseolus vulgaris, biometry of plants, fresh and dry weight, germination Department of Plant Physiology, Institute of Biology, Pedagogical University, Podchorążych St. 2, 30-084 Cracow, Poland; * kasiamozdzen@interia.pl

Introduction There is a strong correlation between the substances produced by plants and environmental factors in the allelopathic interactions. In case of deficiency of mineral components, high or low temperatures or attack of pathogens the formation of allelopathic substances is observed. Rate of their synthesis depends on the time and intensity of environmental factors and genetic factors of plants (Kołodziejczyk-Nieckuła 1994). The level of their toxicity is determined by processes of transport, transformation and retention in the soil, where they are permanently or periodically absorbed by soil colloids and humic compounds (Oleszek et al.

2001). These substances are then absorbed by roots and transported to the other organs of plant, where they fulfill regulatory functions at the cellular and tissue levels. The main sources of these substances are compounds released from decomposing plant biomass, especially in early spring, when the soil is poorly oxygenated (Wójcik‑Wojtkowiak 1998).

The practical application of allelopathy has become the subject of many studies, for © The Author(s), 2015

example of the impacts of weeds and pests on cultivated plants and methods to control them (Widera 1994; Azizi & Fuji 2006).

This aspect has become especially important from the point of view of reduction the use of pesticides in agriculture and gardening, due to environmental degradation. Substances of plant origin on the basis of which will be possible to produce non-toxic and readily biodegradable natural herbicides, have received great attention in recent years (Sobótka 1997; Gniazdowska 2004).

The leaves of walnut (Juglans regia L.) contain compounds from the group of flavonols and kaempferol which have an allelopathic impact on the other plants (Zhang et al. 2008). In this aspect, the aim of this study was to investigate the influence of aqueous extracts of the leaves of walnut on the germination of seeds, growth and morphology of bean (Phaseolus vulgaris L. cv. Laurina).

Material and methods The plant material were seeds of bean (Ph. vulgaris cv. Laurina) from the National Seed Central (POLAN) in Cracow and the leaves of

82

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Fig. 1. The influence of the aqueous extracts of the leaves of Juglans regia on a percent of germinated seeds of Phaseolus vulgaris cv. Laurina.

walnut (J. regia) collected in the summer in the south-eastern Poland and then dried at room temperature.

In the first experiment, extracts at concentrations of 3, 5 and 10% were prepared.

For this purpose 3, 5 and 10g of ground, dried leaves of walnut were weighed and drenched by distilled water. After 24 hours these extracts were filtered through Whatman’s paper on a Buchner’s funnel. Afterwards on the Petri’s dishes, previously sterilized with filter paper and soaked by prepared extracts, one hundred seeds of P. vulgaris were placed. Thus prepared material was kept in darkness at 25°C for 7 days to determine an impact of extract on the energy and the strength of germination.

In the second experiment, changes in length, weight and water content in the organs of P. vulgaris, were determined which grown from seeds germinating on distilled water and which were watered with extracts during the growth. Germinated seeds were planted into pots filled with clean river sand and were placed in a greenhouse at the turn of July and August in 2014. Once a week, the plants were watered

with standard medium and on the other days with aqueous extracts.

The statistical analysis was performed by parametric statistical test – ANOVA/MANOVA, using Duncan’s test, at probability level p ≤ 0.05, by means of Statistica for Windows 10.0.

Results In the first day a greater percentage of germinated seeds were found in the control plants in comparison to the seeds on media saturated with extracts of walnut. After 48 hours a higher percentage of germinated seeds were observed on the Petri’s dishes with extracts at concentration 3 and 10%, while the lowest in the control one. In the following days there was an increase in the number of germinated seeds in each of media with extracts. After 7 days the lowest percentage of germinated seeds was observed in case of seeds watered with extract at a concentration of 5%, in comparison to the other extracts and distilled water (Fig. 1).

Biometrical analysis of a root demonstrated significant growth inhibition of this examined

Możdżeń K., Oliwa J. Morphological changes of Phaseolus vulgaris under extracts of Juglans regia organ of plants, which were watered with extract at concentration of 3% in comparison to the control sample. There was no change in the length of the root in all other cases. The control plants have the longest hypocotyl of all other plants. The shortest hypocotyl have plants, which were watered with 3 and 10% extracts in comparison to 5% extract and control sample.

In case of epicotyl a significant stimulation of its length was found in the specimens watered with a solution of 5% in comparison to control sample and the other concentration of solutions. The shortest epicotyl had the plants watered with extract of 3%. For extract of 10% no change in the length of epicotyl was observed in comparison to the control sample.

The length of the remainder of the shoot was significantly stimulated by the extract of 5% and was inhibited by the extract of 10% in comparison to the other concentrations and control sample (Tab. 1).

The fresh weight of organs of P. vulgaris, which were watered with 5% extract of walnut leaves was greater than the fresh weight of plants organs in control sample. The smallest values of fresh weight of root and hypocotyl were recorded in the case of the plants watered by extract 10% while in the case of the petioles, the leaf blades and the remainder of the shoot in plants, which were watered with a solution at concentration of 3% (Tab. 2). The values of dry weight of plants in control and plants watered with extract 5% were similar. The extract of 5% caused decrease of the value of dry weight in comparison to control sample and to the other used extracts (Tab. 3).

The differences in percentage of water content in the organs of plants watered with extracts were statistically significant as compared to the control plants. In the case of the root the largest water content was found in the plants watered with extract of 10%. For the hypocotyl significant decrease of water content in plants watered with extract of walnut leaves at concentration of 5% was observed, compared to the control plants and the extract at concentration of 3%. In the epicotyl there was no difference in the values of the examined parameter. The leaf petioles had the largest

83

water content at a concentration of 3% and the smallest at concentration of 10%. The smallest water content in the leaf blades was observed in the plants watered with extract of 10%, as compared to the other concentrations of the extracts and control sample (Tab. 4).

Discussion According to Krupa (1970), germination is a complicated cycle of transformations, in which following the transition from the resting phase to the vegetative development takes place. During this process storage substances are decomposed to the simple available compounds, enzymes are activated and vitamins are synthesized. Starch, proteins and lipids are decomposed to the compounds, which are energy sources and substrates for the synthesis of new substances (Lewicki 2010).

The seeds of bean are non-endospermic seeds, which storage substances are accumulated in thickened cotyledons. They consist of embryo, storage tissue and seed coat. The seeds of bean germinated epigeally by growing up the cotyledons over the soil surface, which afterwards become green and serve as photosynthetic organs (Grzesiuk & Kulka 1981). The obtained results allow concluding that the aqueous extracts of the leaves of walnut inhibit germination of bean seeds on the first day and stimulate it for the next days. The most of seeds germinated on the media with the extract of 3% and the least with the extract of 5% in comparison to the control sample (Fig. 1).

The beginning of growth is a result of the end of germination and it’s also the next phase of development. From the plants examined in this investigation, the longest organs had the specimens, watered with extracts at concentration of 5%. In contrast, the specimens watered with extract of 3% were definitely shorter in comparison with the control plants.

The extract of leaves of walnut at concentration of 3% inhibited the growth of root, hypocotyl and epicotyl, while stimulated the remainder of the shoot (Tab. 1).

84

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Tab. 1. The influence of the aqueous extracts of the leaves of Juglans regia on the length of the above-ground and underground organs of Phaseolus vulgaris cv. Laurina; the average values of 5 repetitions, which were marked (on the same line) by different letters, are significantly different by Duncan’s test at probability level p ≤ 0.05.

Extracts concentration [%] Organ

0

3

5

10

Length [cm] Root

19.82a

18.10b

19.78a

19.89a

Hypocotyl

6.43a

5.00c

5.85b

4.81c

Epycotyl

2.83

2.36

3.32

2.83b

The remainder of the shoot

13.35c

14.55b

15.09a

12.64d

b

c

a

Tab. 2. The influence of the aqueous extracts of the leaves of Juglans regia on the fresh weight of the above-ground and underground organs of Phaseolus vulgaris cv. Laurina; the average values of 5 repetitions, which were marked (on the same line) by different letters, are significantly different by Duncan’s test at probability level p ≤ 0.05.

Organ

Extracts concentration [%] 0

3

5

10

Fresh weight [g] Root

5.11c

5.62b

6.08a

4.44d

Hypocotyl

0,51a

0,30c

0,40b

0,25d

Epycotyl

0,16

0,12

a

0,16

0,06c

Petioles

2.54b

1.87d

3.19a

1.94c

Leaf blades

0.16

0.06

b

0.09

0.08c

The remainder of the shoot

2.09b

1.62d

2.58a

1.69c

a

a

Independently from concentration, the extracts used in this examination caused changes in the values of fresh and dry weight of P. vulgaris compared to the control plants.

There was decrease of the fresh weight of plants at all concentration levels of prepared extracts in comparison to the control sample, except the fresh weight of the root, epicotyl and remainder of the shoot, when the plants was watered with extract of 5% (Tab. 2). The plants, watered with extracts of 3 and 10%, had slightly larger values of dry weight of root and smaller values of the other organs. Whereas the plants, which were watered with extract of 5%, had significantly larger values of dry weight of examined organs except of hypocotyl (Tab. 3). The largest changes in the water content in the examined organs of plants were found in plants watered with extract of 10%. In case of the other levels

b

d

of concentrations, the values of this examined parameter were similar or slightly deviated from control values (Tab. 4).

According to Wójcik-Wojtkowiak et al.

(1998) the reason of inhibiting the growth and weight reduction of the examined plant organs may be substances, which are present as neutral for other plants in above-grounds and only in the green parts of walnut. These substances are activated after a longer residence time in the soil, even to two meters deep (Harborn 1997). The allelopathic substances of walnut cause disturbances in the functioning of cell membranes and as a result reducing the absorption of mineral substances.

In addition, they have an inhibitory effect on the production of chlorophyll, photosynthetic activity of PSII and thus the deactivation of the photosynthesis process and the reduction of weight production (Gniazdowska et al. 2004).

Możdżeń K., Oliwa J. Morphological changes of Phaseolus vulgaris under extracts of Juglans regia

85

Tab. 3. The influence of the aqueous extracts of the leaves of Juglans regia on the dry weight of the above-ground and underground organs of Phaseolus vulgaris cv. Laurina; the average values of 5 repetitions, which were marked (on the same line) by different letters, are significantly different by Duncan’s test at probability level p ≤ 0.05.

Extracts concentration [%] Organ

0

3

5

10

Dry weight [g] Root

0.57b

0.58b

0.70a

0.42c

Hypocotyl

0.17

0.11

bc

0.09

0.07c

Epycotyl

0.05a

0.04b

0.05a

0.03c

Petioles

0.32

0.27

a

0.40

0.22d

Leaf blades

0.04a

0.01a

0.05a

0.01a

The remainder of the shoot

0.51a

0.16b

0.59a

0.18b

a

b

b

c

Tab. 4. The influence of the aqueous extracts of the leaves of Juglans regia on the water content in the above-ground and underground organs of Phaseolus vulgaris cv. Laurina; the average values of 5 repetitions, which were marked (on the same line) by different letters, are significantly different by Duncan’s test at probability level p ≤ 0.05.

Extracts concentration [%] Organ

0

3

5

10

Water content [%] Root

88.93c

89.72b

88.46d

90.62a

Hypocotyl

32.92a

36.28a

23.84b

27.91ab

Epycotyl

33.19

30.97

a

32.49

31.24a

Petioles

12.43b

14.35a

12.42b

11.40c

Leaf blades

23.55

a

17.61

b

20.77

11.23d

The remainder of the shoot

24.17a

9.81b

22.96a

10.59b

a

The allelopathic active compounds belong to various chemical groups, what is the main reason for the problems in studying the mechanisms of allelopathic interactions.

Moreover many plants secrete several active compounds, which can act comprehensively causing various changes in the morphology of plants.

Conclusion The obtained results allow concluding that depending on the concentration of the extract and at which stage it’s used, the allelopathic substances contained in aqueous extracts of the leaves J. regia have either stimulating or inhibiting effect on the germination and growth of P. vulgaris.

a

c

References Azizi M., Fuji Y. 2006. Allelopathic effect of some medicinal plant substances on seed germination of Amaranthus retroflexus and Portulaca oleraceae. Acta Hort. 699: 61–67.

Gniazdowska A., Oracz K., Bogatek R. 2004.

Allelopatia-nowe interpretacje oddziaływań między roślinami. Kosmos – Problemy Nauk Biologicznych 52 (2): 207–217.

Grzesiuk S., Kulka K. 1981. Fizjologia i biochemia nasion. PWR i L. Harborn J.B. 1997. Ekologia biochemiczna: 275–291.

Wyd. PWN, Warszawa.

Kołodziejczyk-Nieckuła E. 1994. Allelopatia.

Wiedza i Życie 10: 28–32.

Krupa J. 1970. Rola światła w procesie kiełkowania nasion i zarodników. Rocznik Naukowo Dydaktyczny WSP w Krakowie –Prace botaniczne II 39: 5–17.

Lewicki P. 2010. Kiełki nasion jako źródło cennych składników odżywczych. ŻYWNOŚĆ. Nauka.

Technologia. Jakość 6 (73): 18–33.

86 Oleszek W., Głowniak K., Leszczyński B. 2001.

Biochemiczne oddziaływania środowiska. Akademia Medyczna, Lublin.

Sobótka W. 1997. Alleloherbicydy – wczoraj i dziś.

Postępy w ochronie roślin 37 (1): 50–57.

Widera M. 1994. Możliwości wykorzystania zjawiska allelopatii w ochronie roślin. Ochrona roślin 38 (9): 15–16.

Modern Phytomorphology 7 (2015) Wójcik-Wojtkowiak D., Politycka B., Weyman‑Kaczmarkowa W. 1998. Allelopatia.

Wyd. AR, Poznań.

Zhang H., Gao J.M., Liu W.T., Tang J.C., Zhang X.C., Jin Z.G., Xu Y.P., Shao M.A. 2008. Allelopathic substances from walnut (Juglans regia L.) leaves.

Allelopathy J. 21 (2): 425–431.

Modern Phytomorphology 7: 87–93, 2015

УДК 634.076:510.645+577.355.2

Нормирование морфофизиологических индексов – прием, повышающий их информативность при диагностике продуктивности плодовых культур В.В. Антюфеев Аннотация. Для оценки и сравнения потенциальной продуктивности сортов и гибридов косточковых плодовых культур предложено использовать комплекс взаимосвязанных морфофизиологических и морфометрических показателей, отражающих архитектонику кроны, с одной стороны, и фотосинтетическую деятельность листового аппарата – с другой. Обоснована и описана вычислительная процедура, позволяющая формализовать вид (способ математического представления) сопоставляемых характеристик и повысить их информативность. На микроуровне оценка дается с помощью критерия D, отражающего эффективность работы фотосинтетических систем. Этот показатель рассчитывается после измерения интенсивности индуцированного флуоресцентного свечения фотосистем I и II. Одновременно оценивается продуктивность работы листового аппарата по плодообразованию на организменном уровне. В качестве оценочных критериев используются нормированные (т.е. отнесенные к единице объема кроны либо к единице площади листовой поверхности) значения следующих показателей: плотность упаковки генеративных элементов (ПУ), насыщенность кроны листовой поверхностью (НКЛ), фитомасса плодов и листьев, – и производные от них: индекс эффективности утилизации квантов света листьями (Dn), коэффициент продуктивной работы листовой поверхности на урожай (КПРЛ), индекс продуктивной работы объема кроны (ИПОК) и другие. Показано, что высокий урожай сортов достигается при оптимальных значениях предложенных критериев. Ключевые слова: плодовые культуры, продуктивность, архитектоника кроны, активность фотосинтетического аппарата, морфофизиологические индексы Ялтинский отдел Географического общества Украины, Никитский сад, дом 5, пос. Никита, г. Ялта, АР Крым, 98648; vivaant@ukr.net

Введение Изучение биологических процессов, формирующих потенциальную и реальную продуктивность плодовых культур – традиционное для Никитского ботанического сада (НБС) направление исследований. Основная цель работы – отбор растений на ранних стадиях развития для дальнейшей селекции высокоурожайных сортов (Смыков и Лищук 1999). Спектр применяемых методов достаточно широк (Смыков и др. 1991), одним из них является способ комплексной биологоматематической оценки, основанный на сопоставлении взаимозависимых количественных характеристик структуры © The Author(s), 2015

и функций фотосинтетического аппарата, репродуктивных органов, архитектоники кроны у разных по продуктивности сортов (Антюфеев и др. 1987). Данный подход лег в основу научнотехнических разработок, выполнявшихся в НБС начиная с 1986 г. под руководством профессоров В.К. Смыкова и А.И. Лищука комплексной группой, которую возглавила к.б.н. Н.М. Лукьянова, специализировавшаяся ранее в области изучения фотосинтеза декоративных растений. Результаты исследований многократно издавались и докладывались на конференциях в нашей стране и за рубежом (Горина и др. 2000; Смыков и др. 2001; Antyufeyev & Shishkina 2004; Антюфеєв та ін. 2007),

88 однако, как ни странно, некоторые основные моменты, на которых базируется предложенная методология – сочетание морфофизиологического анализа (Куперман 1977; Перфильева и Ахматова 1984) и формального математического, не нашли четко сформулированного отражения в этих публикациях. Исследование проводили, исходя из нескольких, в разной степени очевидных, рабочих гипотез. Во-первых, результативность работы листа на урожай определяется, в конечном счете, активностью фотосинтетического аппарата. Во-вторых, процессы фотосинтеза происходят при вполне определенном режиме освещенности, который формируется в кроне под влиянием особенностей ее архитектоники. В-третьих, растения одних сортов плодовых культур формируют высокий урожай за счет больших размеров кроны (это можно назвать «экстенсивной тактикой» растения), а другие сорта предрасположены к интенсивной деятельности компактной кроны. Наряду с этими принципиальными соображениями на выполнение исследования повлияли привходящие обстоятельства субъективного характера. Первоначально предполагалось, что в работе будут участвовать сотрудники отделов плодовых культур, физиологии растений и группы климата НБС. Однако климатологи были переключены на выполнение иных разделов темплана, поэтому не удалось организовать инструментальное измерение внутрикронового режима солнечной радиации. Агроклиматологическая часть исследований выполнялась автором этих строк по планам работы Ялтинского отдела Географического общества (ЯОГО), причём было предложено, во-первых, вместо абсолютных значений актинометрических величин внутри кроны использовать косвенный показатель, непосредственно влияющий на количество солнечной энергии, поступающей к плодам – густоту кроны (насыщенность ее листьями), а во-вторых, и морфофизиологические показатели

Modern Phytomorphology 7 (2015) представить в виде относительных величин (нормированных индексов). Из сказанного вытекала необходимость изучить и сопоставить геометрические параметры крон у достаточно широкого набора сортов и гибридов основных плодовых культур Крыма. Материалы и методы исследований Исследования особенностей плодоношения сортов и гибридов персика (Prunus persica L.), абрикоса (Prunus armeniaca L.) и алычи (Prunus cerasifera Ehrh.) вели на коллекционных участках плодовых культур НБС в центральной части Южного берега Крыма на высоте около 200 м над уровнем моря. Погодные условия описаны по данным измерений метеостанции «Никитский Сад», расположенной на расстоянии около 700 м от участков на высоте 210 м. От работ других авторов (Овсянников 1985; Седов и Огольцова 1999), которые заменяют некоторые абсолютные значения оценочных параметров относительными величинами, наш подход (Антюфеев и др. 1987; Смыков и Лищук 1999) отличается последовательным применением во всех случаях приема нормирования, то есть использованием только относительных значений (в пересчете на 1 м3 кроны или на 1 м2 площади листовой поверхности) всех показателей, которые вовлекаются в процедуру оценивания сортов, включая характеристики на микроуровне, например, изменчивость интенсивности низкотемпературной индуцированной флуоресценции хлорофилла (Раскин и др. 1988; Лукьянова и др. 1989). Определение геометрических размеров каждого модельного дерева, необходимых для дальнейших расчетов, не представляет трудности. Для определения объема кроны достаточно измерить ее высоту (без учета высоты штамба) и диаметр в наиболее широкой части (в горизонтальной плоскости). Объем вычисляется по формулам элементарной математики после аппроксимации формы кроны

Антюфеев В.В. Нормирование морфофизиологических индексов плодовых культур соответствующими геометрическими телами. Например, чашевидную форму кроны деревьев персика можно представить как сочетание усеченного и неусеченного конусов, конфигурация кроны алычи может быть аппроксимирована в виде цилиндра, у большинства сортов абрикоса – в виде конуса (в отдельных случаях – полусферы). Общая площадь листовой поверхности дерева определяется после измерения длины побегов и площадей отдельных листьев (как произведение длины и ширины листа) в каждой из шести групп побегов (длиной от 0,5 до 2 см, 2-5, 5-10, 10-20, 20-30 см и более 30 см) на одной скелетной ветви дерева. Затем полученная сумма площадей листьев умножается на количество скелетных ветвей и на коэффициент, полученный экспериментально для листьев каждого из сортов. Последняя операция необходима для поправки на степень отклонения формы листа от правильного прямоугольника. Чтобы определить накопление ассимилятов в растении по изменению содержания сухого вещества, ежедекадно брались высечки из одних и тех же маркированных листьев в нескольких биологических повторностях, для которых определялся (после высушивания) удельный вес листа (сухой вес его единичной поверхности), затем делался пересчёт для общей площади листовой поверхности модельного дерева. Интегрированный показатель «накопление сухого вещества в листьях» (НСВ), образованный путём суммирования декадных данных (либо представленный в виде среднего из декадных значений), характеризует хозяйственно непродуктивную работу листового аппарата на накопление собственной массы. Его нельзя отождествлять с реальной сухой массой в конце сезона, зато он отражает условия всего периода вегетации. После этого легко определяются описанные ниже показатели – внешне формальные, а по существу глубоко биологически обоснованные. Коэффициент продуктивной работы сухой массы листа на урожай (КПРЛ) –

89

отношение веса плодов с дерева к НСВ. Очень важно, что КПРЛ – величина безразмерная. Плотность распределения генеративных почек в кроне, или плотность их упаковки в ней (ПУ) – отношение общего их количества к объему кроны; этот морфобиологический индекс имеет размерность м-3. Показатель насыщенности кроны листьями, а точнее листовой поверхностью (НКЛ), определяется их суммарной площадью, заключенной в единице объема кроны. Размерность индекса – м-1 (м2 : м3). Урожай на единицу объёма кроны, или индекс продуктивной работы кроны на урожай (ИПОК) – отношение урожая с модельного дерева к объему его кроны. Измеряется в кг ∙ м-3. Аналогичен ему показатель продуктивности работы на урожай листовой поверхности ПРЛП, говорящий о массе плодов, производимой единицей площади листового аппарата и имеющий размерность кг ∙ м-2. Удельной плотностью листа (УПЛ) мы именуем сезонное накопление сухого вещества листьями, отнесенное к единице поверхности, измеряется в г ∙ см-2. Получение перечисленных выше оценок, которые делаются на организменном уровне, составляли первый раздел исследовательских работ. Эти оценочные индексы сопоставлялись с результатами, полученными во втором разделе исследований – при анализе продукционного процесса на клеточном уровне через параметры низкотемпературной флуоресценции хлорофилла в листьях плодовых культур (Раскин и др. 1988; Лукьянова и др. 1989). Данная работа выполнена Н.М. Лукьяновой совместно с сотрудниками Института фотобиологии АН Белоруссии на его оборудовании. Для анализа фрагмент завершившего рост листа, зафиксированный в жидком азоте, облучали слабым светом с длиной волны 350-450 нм, вызывая тем самым флуоресценцию хлорофилловых пигментов, включенных в хлорофилл-белковые комплексы фотосистем I и II (ФС I и ФС II). У персика максимум интенсивности свечения

90

Modern Phytomorphology 7 (2015)

(обозначим ее буквой J) ФС I отмечается в области 728 нм; ФС II дает максимум на волне 692 нм. Как доказано в результате работы по изучению флюоресценции листьев (Раскин и др. 1988), характеристикой активности и функционального состояния фотосинтетического аппарата может служить разница D между значением отношения ( J728/J692), которое получено до облучения, и значением ( J728/J692) после облучения. Величина D – показатель возможностей поверхности листа утилизировать солнечную энергию. Большое либо малое значение говорит о высокой либо низкой способности к миграции энергии между пигментами ФС I и ФС II, то есть об эффективности утилизации солнечной радиации фотосинтетическим аппаратом различных сортов плодовой культуры. Подчеркнем, что первоначально первый и второй разделы работы выполнялись независимо один от другого. Однако затем было выдвинуто предположение, что показатель D также можно подвергнуть процедуре нормирования – преобразовав его в индекс Dn, привязанный к показателям архитектоники кроны. Безразмерное нормированное значение Dn = D ∙ Sсеч. / Sпов. ................................. (1), – условное количество где Dn квантов света, утилизированных в фотосинтетическом аппарате на единице поверхности листа; D – описанный выше безразмерный показатель: изменчивость интенсивности флуоресценции фотосистем листа в лабораторных условиях; Sсеч. – площадь сечения кроны в плоскости, перпендикулярной солнечным лучам; Sпов. – общая площадь листовой поверхности дерева. Результаты и их обсуждение За 17 лет изучения названных выше культур наблюдались разные и даже

контрастные условия погоды как в холодный период года, так и в сезон вегетации. Сумма активных температур выше 10°С колебалась между 3400° и 4050° при климатической норме 3660°. Наиболее изменчивым был режим атмосферного увлажнения: от 165% обычной годовой суммы осадков за 1997 год до 26-месячной засухи 1992-1994 гг. Установлено, что достоверная, хотя и не очень тесная связь между содержанием сухого вещества в листьях (выраженным через НСВ или УПЛ) и урожаем плодов отмечается во все годы независимо от типа погоды во время периода вегетации. Среди метеорологических факторов наибольшее влияние на НСВ оказывают температура и дефицит влажности воздуха, а также продолжительность солнечного сияния (ЧЧСС); влажность почвы менее важна; сумма осадков существенного значения не имеет. Больше других сортов персика от прихода солнечной радиации зависят Гагаринский и Великолепный, которые имеют свойство скидывать листву при экологическом стрессе. Это особенно заметно в засушливые жаркие годы: в 1986 и 1993 гг., когда выпало, соответственно, 32 и 85 мм осадков с июня по сентябрь при норме 133 мм, коэффициенты корреляции между НКЛ и ЧЧСС для названных сортов (0,84 и 0,82) были почти вдвое выше, чем в 1987 и 1992 гг., характеризуемых как нормально увлажненные. Такое явление связано, по‑видимому, со степенью насыщенности кроны листовой поверхностью: густые кроны (большое значение НКЛ) в 1987 и 1992 гг., разреженная листва и, следовательно, повышенный уровень внутрикроновой радиации в 1986 и 1993 гг. Закономерности формирования биологических особенностей продуктивности, оцениваемые через КПРЛ и D, совпадают (Табл. 1). Помещенные в таблице данные показывают, что наблюдается тенденция повышения урожайности у сортов с более высокими значениями D (Крымский Фейерверк, Ветеран). Но эта закономерность недостаточно стабильна: сорт Золотая

Антюфеев В.В. Нормирование морфофизиологических индексов плодовых культур

91

Табл. 1. Некоторые параметры архитектоники кроны и морфофизиологические показатели модельных деревьев разных по урожайности сортов персика.

Tab. 1. Some parameters of the crown’s architectonics and morpho-physiological characteristics of model trees of peach varieties, different in yield. Название сорта

Урожай с дерева, кг

Объем кроны, м3

КПРЛ

D

Dn

НКЛ

Крымский Фейерверк

123,9

16,1

1,52

0,96

0,10

4,68

Санхейвен

21,7

10,6

0,46

0,60

0,07

4,52

Гагаринский

69,1

12,2

0,79

0,68

0,06

6,49

Сочный

9,1

6,6

0,17

0,34

0,03

7,06

Краснощекий

3,4

6,3

0,04

0,39

0,02

10,83

Великолепный

56,8

26,4

0,41

0,59

0,05

5,39

Золотая Москва

30,8

11,7

0,48

0,69

0,07

4,91

Ветеран

124,7

24,7

1,54

0,66

0,09

3,08

Москва с большим значением D не очень урожаен. Коэффициент корреляции для 16 изучавшихся сортов персика равен 0,66±0,19. После операции нормирования обсуждаемая закономерность стала более четкой, коэффициент корреляции между Dn и урожайностью равен 0,81±0,12. Физический смысл этого становится ясным при рассмотрении уравнения (1). Чем больше D и Sсеч., тем больше квантов утилизируется листьями. Чем больше Sпов. при одних и тех же D и Sсеч., то есть чем гуще крона, тем меньше квантов попадает на единицу поверхности листа. С биологической точки зрения, увеличение показателя Dn свидетельствует, что в единице поверхности листа повышается эффективность световой стадии фотосинтеза благодаря увеличению электронного потока, и это приводит к соответствующему повышению скорости образования органических веществ в последующих темновых фотосинтетических реакциях (Gorina et al. 2000). Абсолютные числовые значения КПРЛ не являются константой для определенного сорта, поскольку сама методика их получения подразумевает именно такое свойство этого индекса. Однако неизменной остается его суть (сорта, у которых лист «работает на себя», а не на формирование урожая, отличаются

низким КПРЛ), что дает возможность сопоставлять разные по урожайности сорта даже в неодинаковые по погодным условиям годы. Показатель НКЛ связан с урожайностью довольно сложным образом. Нежелательны как низкие, так и слишком высокие его значения. Оптимум заключен между 3,0 и 6,0 м-1 для персика, 2,0 и 2,5 м-1 для абрикоса и между 0,5 и 2,0 м-1 для алычи. При очень низкой НКЛ попытки увеличить урожайность лишь путем увеличения объема кроны не дадут эффекта и приведут к снижению единичной продуктивности работы последней (к уменьшению ИПОК), ибо из уравнения (1) вытекает, что Dn изменяется обратно пропорционально линейным размерам кроны. Действительно, в числитель (1) эти размеры входят во второй степени (Sсеч.), а значение знаменателя зависит от их третьей степени, так как при НКЛ = const величина Sпов. определяется только объемом кроны. Это становится особенно наглядным, если аппроксимировать форму кроны сферой, для которой подобран такой виртуальный радиус, что ее объем равен истинному объему реальной кроны. У алычи прослеживается зависимость между площадью листьев, питающих один плод, и продуктивностью сорта: у

92

Modern Phytomorphology 7 (2015)

продуктивных и непродуктивных сортов независимо от погодных условий четко сохраняются различия по этому показателю. У абрикоса и персика явных различий не отмечено (Антюфеев и др. 2006). Как следует из результатов нашей работы, одни сорта формируют высокий урожай благодаря крупным размерам дерева (Табл. 1, сорт Великолепный), у других же хорошая продуктивность обусловлена интенсивной работой единицы объема кроны и единицы листовой поверхности на урожай. У Крымского Фейерверка коэффициент ПРЛП 1,65 кг ∙ м-2, у Ветерана 1,64 кг ∙ м-2, достаточно высок у них и индекс ИПОК: соответственно, 7,7 кг ∙ м-3 и 5,1 кг ∙ м-3. Пользуясь такого рода индексами, селекционер имеет возможность выбрать направление работы: делать упор на интенсивный путь (отдавать предпочтение сортам с высокими значениями ИПОК и ПРЛП) либо на экстенсивный (создавать сорта с крупной кроной и большой листовой поверхностью). Заключение На протяжении всего периода исследований нормированные индексы сохраняли высокий уровень информативности о сравнительной продуктивности сортов косточковых плодовых культур. Значениями индексов, близкими к оптимальным, характеризовались персик Ветеран, Крымский Фейерверк, Золотая Москва, абрикос Спутник, Лунник, Родник, алыча Обильная, которые, учитывая их способность реализовать потенциальную продуктивность в урожай, признаны ценными для дальнейшей селекционной работы. Использование этих индексов поможет выделить сильные и слабые свойства каждого сорта, сохранение и развитие – либо, напротив, изменение и устранение которых даст возможность повысить урожайность в процессе селекционной работы.

Цитируемые источники Антюфеев В.В., Лукьянова Н.М., Перфильева З.Н.

1987. Некоторые формализованные подходы к оценке продуктивности плодовых культур. Бюл. Гос. Никит. ботан. сада 64: 40–44. Антюфеев В.В., Шишкина Е.Л., Лукьянова Н.М., Горина В.М. 2006. Архитектоника кроны и погодные условия как факторы, формирующие продуктивность сортов алычи. Вісник аграрної науки південного регіону 7: 52–58. Антюфеєв В.В., Шишкіна О.Л., Лук’янова Н.М.

2007. Інформативність морфофізіологічних індексів продуктивності плодових культур при стресових умовах погоди. Онтогенез рослин у природному та трансформованому середовищі (тези доп. III Міжнар. конф., Львів, 2007 р.): 106–107. Горина В.М., Лукьянова Н.М., Иващенко Ю.В., Антюфеев В.В. 2000. Комплексная оценка продуктивности сортов и гибридов абрикоса на основе морфо-биофизических показателей. Плодоводство на рубеже XXI века (матер. междунар. научн. конф., Минск, 2000 г.): 72–73. Куперман Ф.М. 1977. Морфофизиология растений. Высшая школа, Москва. Лукьянова Н.М., Антюфеев В.В., Перфильева З.Н.

1989. Морфофизиологические характеристики потенциальной продуктивности персика. Труды Гос. Никит. ботан. сада 108: 118–127. Овсяников А.С. 1985. Оценка фотосинтетической деятельности плодовых и ягодных культур в связи с формированием урожая. Методические рекомендации. Мичуринск. Перфильева З.Н., Ахматова З.Н. 1984. О морфофизиологическом анализе формирования потенциальной и реальной продуктивности сортов персика. Субтропические культуры 6 (194): 101–105. Раскин В.И., Легенченко Б.И., Лукьянова Н.М., Смыков В.К., Яблонский Е.А., Перфильева 3.Н., Пауль Э.Э. 1988. Способ определения потенциальной продуктивности персика. А.С. 1375184 (СССР). Открытия и изобретения 7: 11. Седов Е.Н., Огольцова Т.П. 1999. Программа и методика сортоизучения плодовых, ягодных и орехоплодных культур. Изд-во ВНИИСПК, Орёл. Смыков В.К., Лукьянова Н.М., Антюфеев В.В., Смыков А.В. 2001. Оценка формирования потенциальной продуктивности плодовых растений. Основные направления и методы селекции семечковых культур (матер. к междунар. научнометодич. конф., Орёл, 2001 г.): 92–93.

Антюфеев В.В. Нормирование морфофизиологических индексов плодовых культур Смыков В.К., Лищук А.И. (ред.) 1999. Интенсификация селекции плодовых культур. Труды Гос. Никит. ботан. сада 118: 1–217. Смыков В.К., Семин В.С., Антюфеев В.В. и др.

1991. Физиологические и биофизические методы в селекции плодовых культур. Методические рекомендации. Изд-во ВАСХНиЛ, Москва.

Antyufeyev V., Shishkina E. 2004. Normalised morpho-physiologic indices of a fruit tree productivity

93

in reasonable and marginal weather conditions.

Growth and development of plants (Int. Scient. Conf., Babtai, 2004): 21–22.

Gorina V., Lukianova N., Antyufeyev V. 2000.

Evaluation of harvest formation process in a fruit tree by its morphophysiologic characteristics. Sodininkyste ir darzininkyste. Scientific works of the Lithuanian institute of horticulture and Lithuanian university of agriculture 19 (3): 185–194.

Normalizing of morpho-physiological indexes as the mode, improving their informational value in the diagnosis of productivity of fruit cultures Victor V. Antyufeyev Abstract. The set of interrelated morphological and morphometric indexes connected with crown architectonics, on the one hand, and the photosynthetic activity of leaf apparatus on the other, are suggested to assess and compare the potential productivity of varieties of stone fruit cultures. The computational procedure to formalize a kind (method of mathematical representations) of features, which are comparing, are substantiated and described. This procedure makes it possible to improve informational value of these features. The evaluation was conducted on the micro-level by using the criterion D, which reflects the efficiency of photosynthesis systems. This index is calculated after measuring fluorescence irradiation intensity induced by photosystems I and II. At the same time, the work productivity of leaf apparatus is evaluated on the organism level (by assessing fruit-bearing). The following normalized (related to the crown volume unit or the leaf square unit) indexes are used as evaluative criteria: the density of pacing by generative elements, the saturation of a crown by leaf surfaces, the biomass of fruits and leaves and, also, some derivatives of these: the index of efficiency of utilization of solar radiation quantums by leaves (Dn), the coefficient of the productive work of leaf surfaces on harvest formation (КПРЛ in Russian transcription), the index of productive work of the crown volume (ИПОК in Russian transcription), etc. It has been shown that high harvests of the studied cultivars are obtained when optimal values of offered are achieved.

Key words: fruit cultures, productivity, the crown architectonics, the activity of photosynthetic apparatus, morphophysiological indices Yalta department of the Geographical society of the Ukraine, Nikita, bldg N5, 98648, Yalta, Crimea; vivaant@ukr.net

Modern Phytomorphology 7: 95–101, 2015

УДК [581.331.2+581.48+581.45]:582.669.26

Мікроморфологічні особливості пилкових зерен, насінин та листкової поверхні Atocion hypanicum (Klok.) Tzvel. та A. compactum (Fisch.) Tzvel. В.О. Мартинюк 1*, Н.І. Карпенко 1**, О.М. Царенко 2 Анотація. За допомогою сканувальної електронної мікроскопії проведено дослідження поверхні листкової пластинки, пилкових зерен та насінин південнобузького ендемічного виду Atocion hypanicum (Klok.) Tzvel. флори України та A. compactum (Fisch.) Tzvel., ареал якого охоплює Балкани, Кавказ та Передню Азію. Встановлено нові діагностичні мікроморфологічні ознаки, пов’язані з ультраструктурою пилкових зерен: відстань між порами (6,72±1,2 мкм у A. hypanicum та 5,19±1,22 мкм у A. compactum) та кількість зерен і шипиків на порі (6-15 у A. hypanicum та 11-26 у A. compactum). Насінини A. compactum відрізняються від таких у A. hypanicum наявністю чітко виражених папіл на периклінальній стінці екзотестальних клітин латеральної та дорзальної поверхонь. У мікрорельєфі поверхні листкової пластинки суттєвих відмін між видами не відмічено. Ключові слова: Atocion hypanicum, Atocion compactum, ендемічний вид, СЕМ, листкова поверхня, пилкове зерно, насінина 1 Київський національний університет імені Тараса Шевченка, ННЦ «Інститут біології», кафедра ботаніки, проспект академіка Глушкова, 2, м. Київ, 03022, Україна; * vikamartynuk@ukr.net, ** karpenko563@gmail.com 2 Інститут ботаніки імені М.Г. Холодного НАН України, вул. Терещенківська, 2, м. Київ, 01601, Україна; tsarenko_olga@ukr.net

Вступ Atocion hypanicum (Klok.) Tzvel. (bas. Silene hypanica Klok.) є вузьколокальним ендеміком гранітно-степового Побужжя, занесеним до Червоної книги України (Новосад та ін.

2009) і трапляється лише на південних відрогах Придніпровської височини в межах Правобережного Степу, в долині р. Південний Буг (Клоков 1952; Федорончук та ін.

2002; Новосад та ін. 2009). М.В. Клоков (1948: 20-31) в першоописі зазначив, що S. hypanica раніше неправильно визначалася як S. compacta Fisch. (bas. A. compactum (Fisch.)

Tzvel.), поширена на Кавказі, Балканах та частково в Передній Азії (Шишкин 1936; Frajman et al. 2013). Пізніше М.М. Цвельов (Цвелев 2001: 90‑113) переніс обидва види до роду Atocion Adans.

A. hypanicum та A. сompactum є досить близькими за морфологією, тому в західних публікаціях (Chater et al. 1993; Frajman © The Author(s), 2015

et al. 2009, 2013) A. hypanicum (S. hypanica) розглядають як молодший синонім A. compactum (= S. compacta), тоді як в Україні A. hypanicum вважається самостійним видом. За літературними даними (Клоков 1948; Федорончук 1997), A. hypanicum відрізняється від A. сompactum трав’янистими приквітками та верхівковими листками, коротшими придатками віночка та гострими зубцями чашечки. Нашими попередніми дослідженнями показано, що діагностичними є лише ознаки приквіток та верхівкових листків (плівчасті в A. сompactum та трав’янисті в A. hypanicum) (Martynyuk et al. 2014). Мікроморфологічні особливості цих близьких таксонів досліджені лише частково. Так, СЕМ-дослідження пилкових зерен (далі – п.з.) (Романова 1988; Yildiz 2001) та насінин (Yildiz & Cirpici 1998) проводилися лише для одного виду без порівняння з іншим, а ультраскульптура листкової пластинки взагалі не вивчалася.

96

Modern Phytomorphology 7 (2015)

У зв’язку з цим мета нашої роботи полягала у пошуку мікроморфологічних ознак, що дозволяють розрізнити A. hypanicum та A. сompactum. Матеріали і методи досліджень Матеріалами для досліджень слугували як оригінальні збори (A. hypanicum – ділянка рідкісних рослин Ботанічного саду ім. акад. О.В. Фоміна, Україна; A. compactum – смт. Домбай, Карачаєво-Черкеська Республіка, РФ), так і зразки з Національного гербарію України (KW № 081635) та Гербарію Київського національного університету імені Тараса Шевченка (KWU № 091207, KWU № z_701). Сухий матеріал (пилок, насіння та фрагменти листків) досліджували за допомогою сканувального електронного мікроскопа ( JSM-6060 LA). Матеріал, попередньо наклеєний на латунний столик, напилювали у вакуумному напилювачі шаром золота за стандартною методикою. Додатково для вимірювання діаметру п.з., підрахунку кількості пор, а також для встановлення розмірів насінин були залучені дані світлової мікроскопії. П.з. зафарбовували 0,01% розчином метиленового синього та досліджували при загальному збільшенні мікроскопа ×1000. Насінини не обробляли, морфометричний аналіз проводився при збільшенні ×40. Проміри робили за допомогою окуляр-мікрометра. Усі морфометричні характеристики розраховували як середнє значення не менш як 30 вимірів. Числові дані наведено у форматі “максимум-мінімум”, в дужках подано середнє значення та стандартне відхилення. Для опису листкової пластинки, пилку та насінин використовували загальноприйняту термінологію (Erdtman 1952; Barthlott 1984; Barthlott et al. 1998; Токарев 2002). Результати та їх обговорення Мікроморфологічні особливості поверхні листкової пластинки Листок A. hypanicum амфістоматичний

(продихи спостерігаються як на абаксіальній (Ab), так і на адаксіальній (Ad) поверхнях), продихи розташовані більш-менш рівномірно по всій поверхні листкової пластинки на одному рівні з основними епідермальними клітинами. Замикаючі клітини облямовані чітким кутикулярним валиком (Рис. 1 А). Кутикула добре розвинена, контури епідермальних клітин не простежуються. Епікутикулярний віск структурований у вигляді цілокраїх чи лопатеподібних пластинчастих та стрижнеподібних (більшменш тупих на кінцях) кристалоїдів як на абаксіальній, так і на адаксіальній поверхнях листкової пластинки (Рис. 1 В). Опушення відсутнє. Листок A. compactum амфістоматичний, продихи розташовані більш-менш рівномірно на всій поверхні листкової пластинки та приблизно на однаковому рівні з основними клітинами епідерми (Рис. 1 Б). Замикаючі клітини продихів облямовані чітким кутикулярним валиком. Кутикула добре розвинена, контури клітин епідерми не простежуються. Епікутикулярний віск у вигляді стрижнеподібних (з тупими кінцями) та цілокраїх чи лопатеподібних пластинчастих кристалоїдів на обох поверхнях листкової пластинки (Рис. 1 Г). Опушення відсутнє. Таким чином, за наявністю кутикулярного валика біля продиху, формою та розміщенням кристалоїдів ультраскульптура листкових пластинок A. hypanicum та A. compactum є досить подібною. Мікроморфологічні особливості пилкових зерен П.з. A. hypanicum (Рис. 2 А) багатопорові, сферичні, в обрисі округлі, з рівним краєм, діаметром 25,3-31,45 (28,4±2,05) мкм. Пори округлі, в кількості 20-25, діаметром 2,47-5,75 (3,84±0,58) мкм, оперкулюм дрібнозернисто-шипикуватий, шипики та зернистість нерівномірно розподілені на порі, в кількості 6-15 на 1 порі (Рис. 2 Б). Відстань між порами становить 4,26-8,94 (6,72±1,2) мкм. Скульптура екзини п.з. дрібношипикувато-зерниста, шипики

Мартинюк В.О. та ін. Мікроморфологічні особливості Atocion hypanicum і A. compactum

97

Рис. 1. Ультраструктура поверхні листків Atocion hypanicum (А, В) та A. compactum (Б, Г): А, Б – продих (Ab); В, Г – скульптура епікутикулярного воску (Ad).

Fig. 1. Leaf surface ultrastructure of Atocion hypanicum (А, В) and A. compactum (Б, Г): А, Б – stoma (Ab); В, Г – types of epicuticular waxes (Ad).

ширококонічні, тупі, покрив екзини з округлими заглибленнями чи перфораціями, 0,2-0,3 мкм в діаметрі. П.з. A. compactum (Рис. 2 В) сферичні, багатопорові, в обрисі округлі чи округлокутасті, по краю рівні, діаметром 24,8-43,9 (33,96±6,58) мкм. Пори округлі, в кількості 18-25, діаметром 3,65-5,1 (4,41±0,39) мкм, оперкулюм дрібнозернисто-шипикуватий, зернистість та шипики (в кількості 11‑26) нерівномірно розташовані на порі (Рис. 2 Г). Міжпорова відстань складає 3,4‑8,4 (5,19±1,22) мкм. Скульптура екзини п.з. дрібношипикувато-зерниста, шипики ширококонічні, тупі. Екзина перфорована, діаметр перфорацій складає 0,1-0,3 мкм. Проведений паліноморфологічний аналіз показав, що п.з. A. hypanicum та A. compactum

відрізняються кількістю зерен та шипиків на порі, а також відстанню між порами. Мікроморфологічні особливості насінин Насінини A. hypanicum дуже дрібні, 410‑590 (498,12±39,6) мкм завдовжки, 500-750 (662±59,05) мкм завширшки (відношення довжини до ширини становить 0,76±0,075), округлониркоподібної форми (Рис. 3 А). Насінина пласка чи двоввігнута, дорзальна та латеральна поверхні злегка увігнуті, на спинці неглибокий жолобок. Дорзальний бік насінини містить чотири ряди екзотестальних клітин (Рис. 3 Д). Добре виражений округлий заглиблений рубчик (Рис. 3 В).

98

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Рис. 2. Пилкові зерна Atocion hypanicum (А, Б) та A. compactum (В, Г): А, В – загальний вигляд; Б, Г – пора.

Fig. 2. Pollen grains of Atocion hypanicum (А, Б) and A. compactum (В, Г): А, В – general view; Б, Г – pore.

Клітини екзотести дистального ряду в обрисі витягнуті, полігональні. Їх розміри варіюють в межах 95-175 × 14,3-27,8 (128,24±20,72 × 21,55±3,59) мкм (Рис. 3 Є), ближче до рубчика вони стають менш витягнутими, в області рубчика дрібнішають і набувають ізодіаметричної форми. Периклінальна стінка екзотестальних клітин випукла, гранулярна. Розмір кутикулярних гранул, рівномірно розташованих по всій поверхні насінини, складає 0,8-4,0 мкм. Периклінальна стінка без папіли, інколи з незначним підвищенням на дистальному краї клітини, до того ж папіла ледве простежується або зовсім відсутня з вентрального боку насінини в області рубчика, де набуває округлої форми (10-15 мкм в діаметрі). Звивистість антиклінальних стінок найменше виражена в області рубчика та ділянок, що до нього прилягають, а найбільше – в

області спинки. Зубці антиклінальних стінок дистального ряду екзотестальних клітин ширококонічні, тупі (довжина складає 6.5‑14,1 (10,46±1,51) мкм, ширина при основі – 5,9-11,8 (8,94±1,45) мкм), їх кількість становить 18-30 шт. Насінини A. compactum дуже дрібні, 420‑600 (519,6±37,74) мкм завдовжки, 550‑790 (689±52,64) мкм завширшки (відношення довжини до ширини становить 0,76±0,05), округло-ниркоподібної форми (Рис. 3 Б). Насінина пласка, дорзальна поверхня увігнута, з чітко вираженим жолобком, латеральна – пряма. Дорзальний бік насінини містить три-чотири ряди екзотестальних клітин (Рис. 3 Е). Добре виражений округлий заглиблений рубчик (Рис. 3 Г). Клітини екзотести дистального ряду в обрисі витягнуті, полігональні (розміри

Мартинюк В.О. та ін. Мікроморфологічні особливості Atocion hypanicum і A. compactum

99

Рис. 3. СEM насінин Atocion hypanicum (А, В, Д, Є) та A. compactum (Б, Г, Е, Ж): А, Б – загальний вигляд; В, Г – вигляд з боку рубчика; Д, Е – дорзальна поверхня; Є, Ж – клітини екзотести.

Fig. 3. SEM of Atocion hypanicum (А, В, Д, Є) and A. compactum (Б, Г, Е, Ж) seeds: А, Б – general view; В, Г – hilum view; Д, Е – dorsal surface; Є, Ж – exotesta cells.

100

Modern Phytomorphology 7 (2015)

варіюють в межах 78,6-144 × 16,7-31 (115,35±14,18 × 22,9±3,75) мкм), а ближче до рубчика вони стають менш витягнутими і в області рубчика дрібнішають і набувають ізодіаметричної форми. Периклінальна стінка екзотестальної клітини випукла, гранулярна (Рис. 3 Ж). Розмір кутикулярних гранул, рівномірно розташованих по всій поверхні насінини, складає 0,77-2,9 мкм. Периклінальна стінка з чітко вираженою округлою (8,3-10,7 мкм в діаметрі) папілою. Звивистість антиклінальних стінок найбільше проявляється в області спинки, а найменше виражена в області рубчика та ділянок, що до нього прилягають. Зубці антиклінальних стінок дистального ряду екзотестальних клітин ширококонічні, тупі (довжиною 8,42‑14.34 (10,3±1,3) мкм, ширина при основі складає 7,1-13,2 (8,84±1.28) мкм), їх кількість варіює в межах 17-25. Таким чином, насінина A. compactum відрізняється від насінини A. hypanicum наявністю чітко вираженої папіли на периклінальній стінці екзотестальних клітин латеральної та дорзальної поверхонь. Висновки Проведені СЕМ-дослідження підтвердили наявність мікроморфологічних відмін між A. hypanicum та A. compactum. Діагностичними ознаками цих таксонів є: кількість зерен і шипиків на порі та відстань між порами пилкових зерен, а також наявність папіл на периклінальній стінці екзотестальних клітин насінин. Суттєвих відмін в ультраскульптурі листкових пластинок досліджених видів не виявлено. Використані джерела Клоков М.В. 1948. Нові матеріали до пізнання Української флори. Нові види з родин гвоздичних, гречкових і хрестоцвітих. Ботан. журн. 5 (1): 20–31. Клоков М.В. 1952. Рід Смілка – Silene L. В: Котов М.І. (ред.), Флора УРСР. 4: 523–554. Вид-во АН УРСР, Київ. Новосад В.В., Щербакова О.Ф., Крицька Л.І., Собко В.Г. 2009. Смілка бузька, зорянка південнобузька. В: Дідух Я.П. (ред.), Червона книга України. Рослинний світ: 402. Глобалконсалтинг, Київ.

Романова Л.С. 1988. Палиноморфология семейства Caryophyllaceae Juss. флоры УССР: Дис. ... канд. биол. наук. Киев. Токарев П.И. 2002. Морфология и ультраструктура пыльцевых зерен. Т-во научн. изд. КМК, Москва. Федорончук М.М. 1997. Silene L. sensu lato в Україні: огляд роду Silene sensu stricto (Caryophyllaceae). Укр. ботан. журн. 54 (6): 557–564. Федорончук М.М., Дідух Я.П., Бурда Р.І. 2002. Silene hypanica Klokov – Смілка бузька. В: Федорончук М.М., Дідух Я.П. та ін. (ред.), Екофлора України. 3: 248–249. Фітосоціоцентр, Київ. Цвелев Н.Н. 2001. О родах трибы Смолевковых (Sileneae DC., Caryophyllaceae) в Восточной Европе. Новости систематики высших растений 33: 90–113. Шишкин Б.К. 1936. Род Silene L. В: Комаров В.Л. (ред.), Флора СССР. 6: 577–691. Изд-во АН СССР, Москва-Ленинград.

Barthlott W. 1984. Microstructural features of seed surface. In: Heywood V.H., Moore D.M. et al. (ed.), Current concepts in plant taxonomy: 95–105.

Academic Press, London.

Barthlott W., Neinchuis Ch., Cutler D., Ditsch F., Meusel I., Theisen I., Wilhelmi I. 1998. Classification and terminology of plant cuticular waxes. Bot. J. Linn. Soc. 126: 237–260.

Chater A.O., Walters S.M., Akerotd J.R. 1993.

SileneL. In: Tutin, T. G., Heywood, V. H., Burges, N. A. et al. (eds), Flora Europaea. 1: 191–218.

Cambridge University Press, Cambridge.

Erdtman G. 1952. Pollen morphology and plant taxonomy. Angiosperms. Almqvist & Wiksell, Stockholm.

Frajman В., Heidari N., Oxelman B. 2009.

Phylogenetic relationships of Atocion and Viscaria (Sileneae, Caryophyllaceae) inferred from chloroplast, nuclear ribosomal, and low-copy gene DNA sequences.

Taxon 58 (3): 811–824.

Frajman B., Tholleson M., Oxelman B. 2013.

Taxonomic revision of Atocion and Viscaria (Sileneae, Caryophyllaceae). Bot. J. Linn. Soc. 173: 194–210.

Martynyuk V.O., Tyshchenko O.V., Karpenko N.I. et al. 2014. Taxonomic status of Atocion hypanicum (Klokov) Tzvelev (Caryophyllaceae) inferred from analysis of ITS1 and ITS2 secondary structure.

Chornomors’k. Bot. Zhurn. 10 (4): 416–425.

Yildiz K., Cirpici A. 1998. Seed morphological studies of Silene L. from Turkey. Pac. J. Bot. 30 (2): 173–188.

Yildiz K. 2001. Pollen morphology of Silene L. (Caryophyllaceae) from Turkey. Pac. J. Bot. 33 (1): 13–25.

Мартинюк В.О. та ін. Мікроморфологічні особливості Atocion hypanicum і A. compactum

101

Micromorphological features of pollen grains, seeds and leaf surfaces of Atocion hypanicum (Klok.) Tzvel. and A. compactum (Fisch.) Tzvel.

V.O. Martynyuk 1*, N.I. Karpenko 1**, О.М. Tsarenko 2 Abstract. Based on scanning electron microscopy, ultrastructure of leaf surfaces, pollen grains and seeds have been investigated for two Atocion Adans. species – Ukrainian endemic A. hypanicum (Klok.) Tzvel., and A. compactum (Fisch.) Tzvel., which areal comprises the Balkans, Caucasus and Western Asia. New delimiting micromorphological characteristics, associated with ultrastracture of pollen grains (microechinate number on the operculum: A. hypanicum – 6-15, A. compactum – 11-26) and interporal distance (A. hypanicum – 6.72±1,2 µm, A. compactum – 5.19±1,22 µm), have been designated. A. compactum seeds also clearly differ from A. hypanicum by the papilla presence on periclinal walls of lateral and dorsal surfaces. However, ultrastructure of the leaf surface, including epicuticular wax projections, does not significantly differ between these taxa.

Key words: Atocion hypanicum, Atocion compactum, endemic species, SЕМ, leaf surface, pollen grain, seed Taras Shevchenko National University оf Kyiv, Educational and Scientific Centre «Institute of Biology», Department of Botany, Hlushkova avenue 2, 03022 Kyiv, Ukraine; * vikamartynuk@ukr.net, ** karpenko563@gmail.com 2 M.G. Kholodny Institute of Botany NAS of Ukraine, Tereschenkivska str. 2, 01601 Kyiv, Ukraine; tsarenko_olga@ukr.net 1

Modern Phytomorphology 7: 103–112, 2015

УДК 581.4:581.5

Оцінка адаптації ценопопуляцій Eragrostis minor Host. (Poaceae) до умов трансформованого середовища Наталія А. Пашкевич Анотація. Для дослідження адаптаційного потенціалу Eragrostis minor, з’ясовано структурно-функціональні особливості виду, за морфометричними ознаками та фракціями фітомаси модельних ценопопуляцій, у різних умовах трансформованого середовища лісової, лісостепової та степової зон. В залежності від едафічних умов, розміри рослин та окремих органів інколи перевищують середні значення в декілька разів. Значення індексу морфологічної інтеграції модельних ценопопуляцій вказує на рівномірність розвитку вегетативних і генеративних органів рослини за різних екологічних умов. Значний вклад в диференціацію ценопопуляцій в різних умовах вносять ознаки довжини особини та довжини і числа генеративних органів. Формування максимального числа колосків (ознака з найбільшим внеском у дисперсію даних) обумовлено екстремальними едафічними умовами зростання у комплексі з високим ступенем рекреаційного навантаження. Натомість, при зменшенні рівня трансформації середовища реалізація репродуктивного потенціалу ценопопуляціями E. minor зростає вдвічі, а щільність особин при цьому знижується майже в 5-15 разів. На підставі комплексного популяційного аналізу встановлено, що адаптацією E. minor до зростання в умовах вторинного ареалу є змішаний SR-тип стратегії. Ключові слова: Eragrostis minor, ценопопуляція, морфометричні характеристики, адаптація, ксерофітні умови Інститут еволюційної екології НАН України, Україна, 03143, м. Київ, вул. акад. Лебедєва, 37; paninata@bigmir.net

Вступ Для вирішення питань стійкості популяцій чужорідних видів та формування їх адаптаційних можливостей під дією стресових факторів важливим є вивчення структурних та функціональних особливостей популяцій, що необхідні для прогнозування напрямків розвитку популяцій в умовах змін навколишнього середовища. Важливим аспектом таких досліджень є оцінка впливу екологічних факторів на фенотипічні параметри рослини. Для з’ясування особливостей адаптації інвазійних видів в умовах антропогенної трансформації як модельний, було обрано найпоширеніший адвентивний вид роду Eragrostis Wolf на території України – Eragrostis minor Host., який за останні десятиліття значно розширив свій ареал. Це кенофіт південно-європейського походження, епекофіт, космополіт, однорічник, © The Author(s), 2015

мезофіт, сциогеліофіт, антропохор, бур’ян (Протопопова 1991; Galera & Sudnik‑Wójcikowska 2010). Рослина, кущиста при основі з висхідними, тонкими, гладкими, голими стеблами. Пластинки листків лінійні, до 3 мм завширшки. Волоть до 15 см завдовжки, колоски на ніжках, з 2-20 квітками, до 10 мм довжиною. Цвіте в липні‑жовтні (Лавренко 1940; Прокудин и др. 1977). Зростає на надрічкових пісках, гальці, кам’янистих схилах та насипах, біля доріг, на полях, в населених пунктах, в тріщинах тротуарів, підніжжя стіни, щебенистих і піщаних ділянках. Мета нашого дослідження: з’ясувати основні закономірності структури і динаміки популяцій E. minor в антропогенно трансформованих біотопах, які забезпечують виду формування адаптацій при заселенні нових місцезростань та стійкість до екстремальних умов.

104

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Табл. 1. Використані морфометричні ознаки Eragrostis minor.

Tab. 1. Studied morphometric traits of Eragrostis minor. №

Ознака

mean

min

max

SD

CV

1

Довжина рослини

2

Довжина кореня

L

35.22

10.80

85.30

18.18

51.6

Lr

6.55

1.70

20.40

2.80

42.7

3 4

Довжина пагона

Lrsh

27.94

4.80

74.20

17.42

62.4

Довжина суцвіття

Linfl

8.80

2.20

20.00

4.25

48.3

5

Довжина міжвузля

Linode

4.63

0.70

14.20

3.05

65.9

6

Довжина листка

Ll

6.47

1.10

17.00

4.40

68.1

7

Ширина листка

Wl

0.28

0.09

0.50

0.09

33.2

8

Довжина квітки

Lf

0.55

0.30

1.20

0.15

27.0

9

Кількість пагонів

Nrsh

8.75

2.00

31.00

5.25

60.0

10

Кількість листків

Nl

22.80

6.00

72.00

11.33

49.7

11

Кількість суцвіть

Ninfl

6.23

1.00

29.00

5.13

82.4

12

Кількість колосків

Nspl

72.65

8.00

189.00

40.20

55.3

13

Кількість квіток у колосі Nf

10.89

6.00

22.00

2.97

27.3

14

Вага особини (g)

0.36

0.01

1.76

0.4

80.1

m

Матеріали і методи досліджень Для досягнення вказаної мети проведено комплексне дослідження популяцій, на рівні ценопопуляцій, за чисельністю, морфометричними ознаками та показниками фітомаси особин на градієнті едафічних екологічних факторів. Збір матеріалу та його камеральна обробка проводилися за загальноприйнятими методиками (Злобин 1989, 2009; Злобін та ін. 2007) на генеративній стадії рослин. Для встановлення адаптаційного комплексу ознак було підібрано десять ценопопуляцій, де модельний вид є домінантом або співдомінантом, у відмінних екологічних умовах. Досліджені популяції відрізняються за ценотичною приуроченістю, екологічними характеристиками та ступенем антропогенної трансформації ценозу. З кожної популяції відбирали по 20 особин. Морфометричний аналіз проводився за 14 ознаками (Табл. 1), а також було обраховано абсолютно суху масу різних фракцій (коренів, листя, суцвіть). Нами оцінено репродуктивний потенціал (RE) всіх ценопопуляцій за співвідношенням:

(фітомаси суцвіття рослини / фітомаса рослини) × 100%. Статистична обробка кількісних даних проведена (Зайцев 1991) за допомогою програмного забезпечення Microsoft Excel 97-2003, Past 2.1., Statistica 10.0. В степовій зоні нами відібрано популяцію в курортному містечку, оселище якої представляє собою доріжку з бруківки, де між щілинами зростали особини E. minor і зазнали найбільшого витоптування (Табл. 2). В лісостеповій зоні відібрано ряд популяцій в різних екологічних умовах. Так, найбільше різноманіття місцезростань виявили в місті Києві та околицях (місто розташоване на межі лісової та лісостепової зон), що обумовлено як різним типом ґрунту, так і відмінностями режиму зволоження і рівня рекреації. Ще одна популяція з межі Степу і Лісостепу сформувалася під дією фактора витоптування на поживних ґрунтах. На півдні країни досліджено популяцію, місцезростання якої майже не зазнало рекреаційного впливу та характеризується досить поживними легкими ґрунтами.

Щільність на 1 м2

76

62

644

989

309

65

256

54

35

451

Популяція

I

II

III

IV

V

VI

VІІ

VІІІ

IX

X

20

10

10

30

15

40

60

40

5

20

Проективне покриття вида

90

100

20

50

100

100

70

50

90

30

Загальне проективне покриття на ділянці щілини бруківки, піщаний ґрунт ґрунтова доріжка, супіщаний грунт щілини асфальтованої доріжки, нітріфікований грунт газон на схилі експозицією 300 клумба, грунт з ознаками засолення ґрунтова доріжка, супіщаний грунт берег ставка, піщаний грунт ґрунтова доріжка вздовж поля, супіщоний грунт берег озера, глинистий грунт

Digitario sanguinalisEragrostietum minoris Portulacetum oleraceae Digitario sanguinalisEragrostietum minoris Digitario sanguinalisEragrostietum minoris Portulacetum oleraceae Portulacetum oleraceae Portulacetum oleraceae Eragrostio minorisPolygonetum arenastri Digitario sanguinalisEragrostietum minoris

Eragrostio-Amaranthetum albi доріжка гранітного кар’єру, чорноземний грунт

Характеристика екотопу

Угруповання

Tab. 2. Localization of studied samples of Eragrostis minor with accordance to habitat type.

Табл. 2. Локалітети досліджених зразків Eragrostis minor залежно від типу місцезростань.

Миколаївська обл., Вознесенський р-н., околиці с. Олександ-рівка

м. Київ, Московська площа

Кіровоградська обл., Світловодський р-н, с. Велика Андрусівка

Київська обл., Бориспільський р-н, околиці с. Старе

м. Київ, Труханів острів

м. Київ, Московський проспект

м. Київ, ППСПМ «Феофанія»

м. Київ, Виставковий центр

м. Київ, Труханів острів

Донецька обл., м. Святогірськ

Місцезростання

Пашкевич Н.А. Оцінка адаптації ценопопуляцій Eragrostis minor 105

106

Modern Phytomorphology 7 (2015) Результати та їх обговорення

Еколого-ценотичний аналіз (Пашкевич 2012; Pashkevich 2013) показав, що вид має широку екологічну амплітуду і освоює антропогенно трансформовані місцевості, при цьому відіграє значну ценотичну роль і як домінантний вид формує угруповання двох класів синантропної рослинності: Plantaginetea majoris та Stellarietea mediae.

E. minor формує ценози наприкінці літа, часто на місці інших угруповань, переважно сформованих однорічними злаками, що не витримують впливу лімітуючих едафічних факторів, інсоляції та рекреації. Проаналізовані нами популяції сформувалися в рудеральних угрупованнях чотирьох асоціацій обох класів: Клас Plantaginetea majoris R. Tx. et Prsg. in R. Tx 1950 Союз Coronopodo-Polygonion arenastri Sissingh 1969 Eragrostio minoris-Polygonetum arenastri Oberd. 1954 corr. Mucina 1993 Клас Stellarietea mediae R. Tx., Lohm. et Prsg 1950 Союз Eragrostion cilianensi-minoris Tüxen ex Oberdorfer 1954 Digitario sanguinalis-Eragrostietum minoris Tüxen ex von Rochow 1951 Portulacetum oleraceae Felföldy 1942 Eragrostio-Amaranthetum albi Morariu 1943 Угруповання за участю E. minor розподіляються за градієнтом едафічних факторів, таких як вологість, трофність, вміст нітрогену в ґрунті, та приурочені до добре освітлених постдемутаційних екотопів з легкими, піщаними, щебенистими з низьким вмістом органічних речовин ґрунтів (Пашкевич 2012; Pashkevich 2013). Кожна досліджена популяція несе свої специфічні значення морфометричних параметрів, що свідчать про індивідуальність всіх ознак досліджених ценопопуляцій і змінюються в досить широких межах. Саме едафічні умови, а особливо гідрорежим місцезростань, дозволили формування особин, значення

морфометричних ознак яких перевищують середнє значення цих ознак особин ксерофітних популяцій інколи вдвічі-тричі. Так, наприклад, середня довжина рослини (L) пригнічених популяцій в посушливих умовах 16-25 см, тоді як для інших – 26-72 см, число колосків (Nspl) для перших коливається в межах 23-65, для других 60-126. Цікаву тенденцію відмічено зі зростанням рівня витоптування біотопів, розмір рослин (L) в популяціях зменшується у 2-3 рази (від 85 до 10 см), при цьому число генеративних пагонів (Nrsh) особини зростає в багато разів (від 1 до 29). В оптимальних для розвитку екологічних умовах з найменшим рівнем рекреації зростають особини з 1-4 довгими (5,9-20 см) суцвіттями, але при цьому сформованими значною кількістю колосків: від 40 до 190, в той час коли для пригнічених популяцій кількість суцвіть до 24, (довжина яких від 2,2 см до 12,5) з 14-120 колосками у варіюванні числа генеративних пагонів (Рис. 1). Найбільше число (4-24) генеративних пагонів зафіксовано для ксеромезофітної популяції з Tруханового острова, м. Києва (Х), де у формуванні ценозу беруть участь ще два види Eragrostis (в тому числі E. pillosa (L.) P. Beauv.), а мінімальне (1‑4) – в порушених природних біотопах берега ставка (ІІ) та гранітного кар’єру Миколаївської області (ІV). Для виявлення зв’язку між морфометричними ознаками було застосовано кореляційний аналіз з використанням коефіцієнта кореляції Пірсона (Табл. 3). З’ясовано, що значима кореляція (на рівні достовірності 0,95) спостерігається між ознаками довжина особини та пагона рослини. Ознаки довжини пагона, суцвіття, міжвузля та листка також тісно пов’язані з довжиною рослини і між собою, а також з формуванням числа колосків. Інші числові ознаки та довжина кореня не корелюють з жодною з ознак. Такі взаємозалежності свідчать про рівномірний розвиток всіх органів рослини в різних екологічних умовах, але їх кількісні характеристики між собою пов’язані слабко, окрім ознаки, яка

Пашкевич Н.А. Оцінка адаптації ценопопуляцій Eragrostis minor

107

Рис. 1. Статистичні характеристики вивчених морфометричних ознак Eragrostis minor.

Fig. 1. Statistical description of the analysed morphometric traits of Eragrostis minor.

відповідає за репродукцію – числа колосків суцвіття (Nspl) і є обумовленою генетично. Для встановлення зв’язку та рівномірності розвитку вегетативних і генеративних органів рослини в різних екологічних умовах було обраховано індекс морфологічної інтеграції (Злобин 1989). Значення індексу E. minor –

10,5 вказує на те, що процес адаптації виду супроводжується рівномірністю розвитку вегетативних і генеративних органів рослини в різних екологічних умовах. Для оцінки мінливості морфометричних параметрів застосовано коефіцієнт варіації (Табл. 1). Проведений аналіз показав, що

108

Modern Phytomorphology 7 (2015)

0.34 0.39 0.29 0.35 0.16 0.29 0.16 0.29 0.07 0.35 0.36 Lr 0.93 0.94 0.89 0.61 0.49 -0.14 0.15 -0.29 0.82 0.46 Lrsh 0.84 0.90 0.68 0.58 -0.07 0.23 -0.25 0.88 0.55 Linfl 0.81 0.54 0.40 -0.17 0.12 -0.30 0.74 0.36 Linode

Табл. 3. Кореляція між морфометричними ознаками Eragrostis minor.

0.47 0.98 0.93 0.93 0.88 0.60 0.50 -0.09 0.19 -0.24 0.82 0.46 L 0.71 0.57 -0.15 0.16 -0.34 0.86 0.52 Ll

Tab. 3. Coefficients of correlation between morphometric traits of Eragrostis minor.

Lr Lrsh Linfl Linode Ll Wl Lf Nrsh Nl Ninfl Nspl Nf 0.45 -0.08 0.11 -0.26 0.70 0.28 Wl 0.26 0.49 0.09 0.61 0.83 Lf 0.84 0.89 -0.04 0.25 Nrsh 0.62 0.25 0.49 Nl -0.21 0.11 Ninfl 0.60 Nspl

досліджені ознаки 10-ти ценопопуляцій E. minor варіюють в межах від 27% до 82,4%. Так, наймінливішою є ознака кількості суцвіть, а найбільш стабільними, з невеликим рівнем варіювання – довжина квітки та кількість квіток у колосі, які є діагностичними для виду. Значну варіабельність (60-68%) ознак зазначено для вегетативних показників таких як довжина пагона, міжвузля, листка, кількість пагонів та суцвіть. Проведений кластерний аналіз досліджених ценопопуляцій виявив, що за морфометричними показниками найбільш подібними між собою виявилися популяції з міста Києва (VI-X) та міста Святогорська Донецької області (I), що формуються в ксерофітних умовах під прямою дією витоптування. Інші ценопопуляції (II-V) формуються в напівприродних умовах зі значним антропогенним впливом. Тому рівень подібності/відмінності між дослідженими ценопопуляціями напряму залежить від їх місцезростання, а саме на градієнті едафічних умов, що визначаються, насамперед рівнем зволоженості ґрунту. Для оцінки розподілу ценопопуляцій I-V за дослідженими морфологічними ознаками було проведено PCA аналіз (Рис. 3). За першою компонентою найбільший внесок в яку мають ознаки числа колосків (Nspl) та довжини (L, Lrsh), ценопопуляції II-V диференціюються в окремі групи, в той же час популяції IV-X за дослідженими ознаками майже повністю перекриваються між собою та дуже близькі до І. На розподіл ценопопуляцій за другою компонентою найбільш впливають кількісні ознаки листків, пагонів, суцвіть та колосків (Nrsh, Nl, Ninfl, Nspl). Можна зробити висновок, що розвиток числа колосків (так як саме ця ознака є диференціюючою) обумовлений як впливом едафічного фактору, що випливає з характеристики екотопу: популяції ІІ, IV-X формуються на піщаних, бідних на поживні речовини ґрунтах, так і високим ступенем рекреаційного навантаження. Проведений аналіз популяцій E. minor в різних екологічних умовах, в тому числі різного ступеню рекреації, дозволив

Пашкевич Н.А. Оцінка адаптації ценопопуляцій Eragrostis minor

109

Рис. 2. Дендрограма 10 ценопопуляцій Eragrostis minor побудована на основі найменшої Евклідової відстані (номери згідно з Табл. 2).

Fig. 2. Dendrogram of 10 coenopopulations of Eragrostis minor constructed on the basis of the shortest Euclidean distances (numbers correspond to Tab. 2).

встановити достовірну зворотну кореляцію (-0,7) між щільністю особин на 1 м2 (Р) та репродуктивним потенціалом (RE) (Рис. 5). Показник репродуктивного зусилля збільшується разом зі зменшенням щільності особин, не залежно від умов рекреаційного навантаження, лише від показників едафічних факторів. З’ясовано, що у ценопопуляціях E. minor реалізація репродуктивного потенціалу зростає вдвічі зі зниженням щільності особин на ділянці майже в 20 разів. Загалом, статистична і аналітична оцінка морфометричних ознак та ознак фітомаси показала, що найкрупніші рослини сформували ценопопуляцію IV в ксеромезофітних умовах порушеного

господарською діяльністю степового ценозу. Хоча за показниками фітомаси найбільшими значеннями характеризується популяція ІІІ, що розвинулася в береговій зоні озера Глина. Найдрібніші особини характерні для ценопопуляції також степової зони, але сформувалися на бруківці в ксерофітних умовах і при незначному рівні витоптування. При цьому, найдовші корені та найбільше число листків відмічено у рослин ценопопуляції V, що розвинулася на багатих чорноземних ґрунтах. Для цієї популяції встановлено також найбільш розвинені репродуктивні органи, так середнє число квіток у суцвітті варіює від 12 до 22 при довжині колоса від 0,5 до 1,1 см.

110

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Рис. 3. Результати PCA-ординації ценопопуляцій Eragrostis minor.

Fig. 3. Results of PCA-ordination of coenopopulations Eragrostis minor.

0.8578

0.8 0.4

0.2 0.0 -0.2

0.35360.3393 0.08524 0.08594 0.06211 0.03772 0.02327 0.05403 0.00195 0.001437 -0.006305 -0.0253

0.2 0.0 -0.2

-0.4

-0.4

-0.6

-0.6

-0.8

-0.8

-1.0

-1.0

0.6128 0.3198 0.29 0.243 0.07536 0.003395 0.01119 -0.000112 -0.04839 -0.05718 -0.08515 -0.4139 -0.4348

L Lr L rsh L infl L inode Ll Wl Lf N rsh Nl N infl N spl Nf

0.6

0.4

Loading

0.6

L Lr L rsh L infl L inode Ll Wl Lf N rsh Nl N infl N spl Nf

Loading

0.8

Рис. 4. Навантаження морфометричних ознак на І та ІІ головні компоненти.

Fig. 4. Loads of morphometric traits in the first and second principal components.

Пашкевич Н.А. Оцінка адаптації ценопопуляцій Eragrostis minor

111

120 100 80

y = -25.655Ln(x) + 110.38

60 40 y = 31.654Ln(x) - 18.075

20 0 1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

-20 -40

Рис. 5. Залежність між щільністю особин на 1 м2 (Р, чорна лінія) та репродуктивним потенціалом (RE, синя лінія).

Fig. 5. The relationship between the density of individuals per 1 m2 (P, black line) and breeding potential (RE, blue line).

Висновки Таким чином, аналіз морфометричних параметрів виду показав, що при заселенні нових місцезростань з екстремальними умовами (низький рівень вологості ґрунту, ущільнений субстрат, витоптування) вид формує адаптації, що виражаються у мініатюризації особин та збільшення чисельності суцвіть, що супроводжується підвищеною щільністю особин на ділянці. В той час як в оптимальних умовах, при значно меншій кількості суцвіть, зростають їх розміри та кількість колосків. При цьому, кількість суцвіть є наймінливішою ознакою, а найбільш стабільними, з невеликим рівнем варіювання – довжина колоса та кількість квіток у колосі, які є діагностичними для виду. Таку тенденцію можна оцінити як найкращу реалізацію кількісних характеристик в екстремальних умовах, натомість якісних, що відповідають за генетичний потенціал виду – в оптимальних. Значення індексу морфологічної інтеграції свідчить що процес адаптації E. minor супроводжується рівномірним розвитком вегетативних і генеративних органів рослини в різних екологічних умовах.

Можемо припустити, що комплекс адаптивних ознак ценопопуляції E. minor сформований в умовах антропогенної трансформації біотопів, сприяє успішному розвитку і збереженню потенціалу, але не є достатніми для значної трансформації місцезростань видом. Показник репродуктивного зусилля у ценопопуляціях E. minor збільшується разом зі зменшенням щільності особин, залежно від екологічних умов. Значний вклад в диференціацію ценопопуляцій в різних умовах вносять інтегральна ознака довжини особини та ознаки довжини і числа генеративних органів. Риси ценотичної патієнтності (S прояв захисних механізмів підтримання чисельності під час стресу) з’являються на організмовому і популяційному рівнях; в фітоценозах головним чином відіграють роль домінантів чи содомінантів. І можна говорити, що вид характеризується змішаним SRтипом стратегії з переважанням рис патієнтності (стрес-толерантності): в несприятливих умовах S-складова екологічної стратегії підсилюється за рахунок підвищення насіннєвого розмноження і є захисною компонентою в стратегії виду. В сприятливих умовах проявляються риси експлерентності.

112

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Ймовірно, що саме змішаний тип стратегії дозволяє виду існувати довго в умовах постійного стресового екологічного і антропогенного впливу. Використані джерела Зайцев Г.Н. 1991. Математика в экспериментальной ботанике. Наука, Москва. Злобин Ю.А. 1989. Принципы и методы изучения ценотических популяций растений. Изд-во Казан. ун-та, Казань. Злобин Ю.А. 2009. Популяционная экология растений: современное состояние, точки роста. Университетская книга, Сумы. Злобін Ю.А., Кирильчук К.С., Тихонова О.М., Мельник Т.І. 2007. Взаємозумовленість формування вегетативної та генеративної сфер рослин: метод канонічних кореляцій. Укр. ботан. журн. 64 (2): 206–218.

Лавренко Е.М. 1940. Родина Злаки. Флора УРСР. 2: 386. Вид-во АН УРСР, Київ. Пашкевич Н.А. 2012. Екологічні особливості розподілу рудеральних угруповань однорічних злаків Києва і Київської області. Синантропізація рослинного покриву України (м. ПереяславХмельницький, 27-28 вересня 2012 р.): 71–73. Прокудин Ю.Н., Вовк А.Г., Петрова О.А. 1977. Злаки Украины. Наукова думка, Киев. Протопопова В.В. 1991. Синантропная флора Украины и пути ее развития. Наук. думка, Киев.

Galera H., Sudnik-Wójcikowska B. 2010. Central European botanic gardens as centres of dispersal of alien plants. Acta Soc. Bot. Polon. 79 (2): 147–156.

Pashkevich N. 2013. Ecological assessment ruderal communities annual cereals Kyiv region (Ukraine).

Fifth Inter. Symp. Ecologists of the Republic of Montenegro (Tivat, 2-5 October 2013): 82. Centre for Biodiversity of Montenegro, Tivat.

The evaluation of adaptation of Eragrostis minor Host. (Poaceae) coenopopulations to the conditions of transformed environment Nataliia A. Pashkevych Abstract. Structural and functional features of E. minor, using morphometric traits and phytomass fractions of model coenopopulations are studied to determine adaptive capacity of species in different environments transformed the environment of forest, forest-steppe and steppe zones. Depending on edaphic conditions plants and organs of plants may increase several times in size and weight. The index of morphological integration of model coenopopulations indicates the uniformity of vegetative and generative organs of plants at different environmental conditions. In various conditions significant value to coenopopulations differentiation contribute signs of individual length as well as length and number of generative organs. Formation of the maximum number of spikelets (feature with the highest contribute to dispersion of data) corresponds to extreme edaphic conditions of growth combined with a high degree of recreation. However, decreasing environmental transformation is accompanied by double fulfillment of breeding potential of E. minor coenopopulations, while setting density of individuals reduce in almost 5-15 times. Thus, E. minor has mixed competitive Stress-tolerant Ruderal type as adaptation to condition of secondary areal.

Key words: Eragrostis minor, coenopopulations, morphometric features, adaptation, xerophytic conditions Institute for Evolutionary Ecology of NAS Ukraine, Acad. Lebedev str. 37, 03143 Kyiv, Ukraine; paninata@bigmir.net

Modern Phytomorphology 7: 113–119, 2015

УДК 582.682.1:581.144.3:581.526.5+727.64

Хлоренхіма стебла сукулентних рослин роду Euphorbia L. (Euphorbiaceae) Сергій О. Калашник Анотація. Необхідність виконання стеблом функції фотосинтезу спричиняє цілий ряд структурних та функціональних перебудов у рослинах. Стебло більшості сукулентних рослин роду Euphorbia L. тривалий час залишається вкритим лише епідермою, а у рослин деяких видів з’являється палісадна паренхіма, яку можна вважати вторинним або наслідковим пристосуванням до виконання стеблом функції фотосинтезу. Досліджено анатомічну будову однорічних стебел рослин 23 видів роду Euphorbia, що мають зелене стебло. Для 12 з них характерна палісадна паренхіма. Палісадна паренхіма у стеблі відрізняється від такої в листках за формою, розмірами та розміщенням клітин. Наявність чи відсутність в первинній корі стовпчастої паренхіми свідчить про рівень спеціалізації тканин пагона до виконання асиміляційної функції. Оскільки на ступінь розвитку палісадної паренхіми впливає кількість сонячної радіації, то наявність та кількість стовпчастої паренхіми напряму не свідчить про пристосування до зростання в умовах певного ступеню аридності. Проте її поява, імовірно, спричинена зростанням рослин в умовах високої інсоляції. Поява палісадної паренхіми у стеблах сукулентно-стеблових рослин пов’язана з редукцією листків та, імовірно, є одним із її наслідків. Ключові слова: Euphorbia, хлоренхіма, палісадна (стовпчаста) паренхіма, анатомія стебла, сукулентність, фотосинтез, інсоляція, аридні території Київський національний університет імені Тараса Шевченка, ННЦ «Інститут біології», НДЛ «Ботанічний сад», Ботанічний сад ім. акад. О.В. Фоміна, вул. Симона Петлюри, 1, Київ, 01032 Україна; kalashniks@ukr.net

Вступ Хлоренхіма – інтенсивно фотосинтезуюча паренхіма, клітини якої містять численні хлоропласти, зазвичай найбільше розвинута в мезофілі листків (Эзау 1980). Трапляється вона і в стеблах. Однак, якщо в помірних зонах планети молоді зелені стебла багаторічних рослин зазвичай швидко вкриваються корком, то для рослин тропічних і субтропічних територій фотосинтезуюче протягом багатьох сезонів стебло є досить поширеним явищем. Особливо часто трапляється воно у стеблових сукулентів (Гайдаржи та ін.

2011). Необхідність виконання стеблом функції фотосинтезу спричиняє цілий ряд структурних та функціональних перебудов у рослинах. Стебла тривалий час залишаються вкриті лише епідермою, а у рослин деяких видів з’являється палісадна паренхіма (Steinmann 2000; Mauseth 2004). © The Author(s), 2015

Перспективною для досліджень в даному напрямку є група стеблових сукулентів роду Euphorbia L., що налічує понад 800 видів, поширених на аридних територіях тропічних та субтропічних регіонів планети (Carter 2004). Найбільш широко представлені вони в південній, південно-східній Африці, на о. Мадагаскар. Трохи менше – по всій території Африки, на Канарських островах, о. Сокотра, Аравійському півострові, в Індії, Середземномор’ї та в центральній Америці. Група сукулентних рослини роду Euphorbia є неоднорідною, є дані про те, що сукулентність в межах цього космополітичного роду виникала щонайменше п’ять разів. Однак всі вони є представниками рослинності аридних територій і характеризуються подібними пристосуваннями до зростання в умовах високих температур та дефіциту вологи (Steinmann 2000). Значна частина цих

114

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Табл. 1. Об’єкти дослідження та їх поширення.

Tab. 1. Objects of research and their distribution. Види

Батьківщина

E. dendroides L.

Середземномор’я

E. neriifolia L.

Пд. Індія

E. epiphylloides S. Kurz

Індія

E. franckiana A. Berger

Сх. Судан, Еритрея, Пн. Ефіопія

E. lamarckii Sweet

Пд.-Зх. Марокко

E. grandicornis Goebel ex N.E. Brown

Свазіленд, Пд. Мозамбік

E. greenwayi P.R.O. Bally et S. Carter

Танзанія

E. ingens E. Meyer ex Boissier

Замбія, Малаві

E. monteiri Hooker

Пд. Ангола, Намібія, Пн. Ботсвана

E. trigona Miller

?

E. abyssinica Gmelin, E. grandidens Haworth, Південна Африка, Східно-Капська провінція E. caerulescens Haworth, E. bubalina Boissier, E. mamillaris L., E. meloformis Aiton, E. obesa Hooker E. pseudocactus A.Berger

Південна Африка

E. tirucalli L.

троп., субтроп. Африка

E. stenoclada Baillon

пд.-зх., пд., центр. Мадагаскар

E. milii Bojer ex Hooker

центр. Мадагаскар

E. leuconeura Boissier

? (імовірно прибережні ліси Пн.-Зх. Мадагаскару)

E. pteroneura A. Berger

Пд. Мексика

Примітка: ? – види невідомі на сьогоднішній день в дикому стані, зустрічаються лише в культурі (Carter 2004).

Note: ? – Species are not known in the wild, but known only as a cultivated plant (Carter 2004).

рослин має частково чи повністю редуковані листки. Для деяких характерні два типи вегетативних пагонів (в такому випадку пагони І типу несуть здебільшого опірну та водозапасаючу функції, а ІІ типу – функції фотосинтезу та транспірації). У стеблових сукулентів вода запасається в тканинах первинної кори та серцевини. В первинній корі більшості сукулентних рослин роду Euphorbia дуже добре розвинута хлоренхіма, у деяких видів хлоропласти зустрічаються навіть в клітинах серцевини (Калашник та Гайдаржи 2013). Метою нашої роботи було дослідити особливості хлоренхіми стебла сукулентних рослин роду Euphorbia та з’ясувати ступінь її спеціалізації до виконання функції фотосинтезу.

Матеріали і методи досліджень Робота виконувалась на базі колекції сукулентних рослин Ботанічного саду ім. акад. О.В. Фоміна Київського національного університету імені Тараса Шевченка. Було досліджено анатомічну будову однорічних стебел рослин 23 видів роду Euphorbia (Табл. 1). Тимчасові препарати виготовляли зі свіжого та фіксованого матеріалу. Фрагменти стебел фіксували та зберігали у 70% етанолі. Поперечні зрізи стебел виготовляли лезом небезпечної бритви від руки, контрастували I2KI (Ромейс 1954). Тимчасові препарати зрізів вивчали за допомогою світлового мікроскопа XSP-146TP. Мікрофотографії робили за допомогою цифрової фотокамери Canon PowerShot A630.

Калашник С.О. Хлоренхіма стебла сукулентних рослин роду Euphorbia

115

Табл. 2. Стовпчаста паренхіма в пагонах сукулентних рослин роду Euphorbia.

Tab. 2. Palisade parenchyma in the shouts of Euphorbia succulent plants. Види*

Кількість шарів клітин стовпчастої паренхіми

E. tirucallі L. (пагони ІІ типу)

~18-20

E. abyssinica Gmelin

~13

E. caerulescens Haworth

~11-12

E. obesa Hooker

~9-10

E. neriifolia L.

~8

E. mamillaris L.

~6

E. ingens E. Meyer ex Boissier

~5-6

E. meloformis Aiton

~5-6

E. pseudocactus A. Berger

~5

E. lamarckii Sweet

~4

E. grandicornis Goebel ex N.E. Brown

~3-4

E. trigona Miller

~2

Примітка: * – види розміщені у порядку зменшення кількості шарів клітин стовпчастої паренхіми.

Note: * – species placed in descending order due the number of layers of palisade parenchyma.

Результати та їх обговорення Клітини корової паренхіми досліджуваних рослин містять значну кількість хлоропластів, які концентруються в периферійних ділянках клітин, а їх кількість в напрямку до серцевини поступово зменшується без чітких меж (Рис. 1). Крім наявності хлоропластів у коровій паренхімі досліджуваних рослин, в пагонах деяких видів нами виявлено стовбчасту паренхіму, що зазвичай не характерно для тканин стебла (Табл. 2). Раніше вже відмічалась наявність палісадної паренхіми в стеблах деяких сукулентних рослин роду Euphorbia (Steinmann 2000; Mauseth 2004), однак для досліджуваних нами видів ця ознака виявлена вперше. Крім того, автори не зазначали, яким саме чином розташовані стовпчасті клітини. Ми з’ясували, що на відміну від палісадної паренхіми в листках, де клітини мають приблизно однакову форму та розміри й розташовані паралельно рівними шарами і таких шарів може бути декілька (Васильев и др. 1988; Васильев 1988), в стеблах клітини групуються по кілька у радіальні, паралельні один до одного ряди. При цьому довжина цих клітин (радіальний параметр) може значно

відрізнятись, а ширина (тангентальний параметр) – приблизно однакова. Таким чином, створюється ефект оптичних волокон, коли світло проходить уздовж довгої осі клітини до наступної, а крізь неї ще далі. При цьому кількість шарів стовпчастих клітин (Табл. 2) можна порахувати лише приблизно, оскільки в двох сусідніх рядах вона може значно відрізнятися (Рис. 1). Найбільша кількість шарів стовпчастої паренхіми спостерігається в пагонах ІІ типу E. tirucallі L. (рослина має два типи вегетативних пагонів (Калашник 2009), при тому, що пагони І типу стовпчастої паренхіми не мають. Цей факт є додатковим свідченням того, що пагони ІІ типу у даного виду виконують функції наближені до функцій листків, що зазначалось нами раніше (Калашник 2009). Найменшу кількість стовпчастої паренхіми містять пагони E. trigona Miller. Стовпчаста паренхіма в пагонах рослин даного виду імовірно не несе значного функціонального навантаження, тому розвинута досить слабо. Відомо, що на ступінь розвитку палісадної паренхіми впливає кількість сонячної радіації (Гамалей та Шийревдамба 1988). Тому кількість шарів стовпчастих клітин в листках

116

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Табл. 3. Зв’язок ступеню редукції листків та наявності палісадної паренхіми в стеблах досліджуваних рослин.

Tab. 3. Correlation of leaves reduction and presence of palisade parenchyma in the stems of plants studied. Ступінь редукції листків

Палісадна паренхіма у стеблі Наявна

Відсутня

Справжні листки

E. neriifolia L.

E. bubalina Boissier, E. dendroides L., E. leuconeura Boissier, E. milii Bojer ex Hooker, E. pteroneura A. Berger

Частково редуковані листки

E. ingens Meyer ex Boissier, E. trigona E. monteiri Hooker Miller, E. lamarckii Sweet, E. tirucalli L.

Сильно редуковані листки

E. abyssinica Gmelin, E. caerulescens E. epiphylloides S. Kurz, E. franckiana Haworth E. mammillaris L., E. meloformis A. Berger, E. grandidens Haworth, Aiton, E. grandicornis Goebel ex E. greenwayi P.R.O. Bally et S. Carter N.E. Brown

Повністю редуковані листки E. obesa Hooker, E. pseudocactus A. Berger E. stenoclada Baillon (афільні рослини)

залежить від освітленості конкретної частини пагона і не може бути статистичним показником без врахування кількості світла. Імовірно схожий механізм діє і в стеблах, однак сама наявність палісадної паренхіми однозначно свідчить про значний ступінь спеціалізації хлоренхіми. Стебла 11 досліджуваних нами видів (E. stenoclada Baillon, E. franckiana A. Berger, E. pteroneura A. Berger, E. epiphylloides S. Kurz, E. grandidens Haworth, E. bubalina Boissier, E. greenwayi P.R.O. Bally et S. Carter, E. dendroides L., E. monteiri Hooker, E. leuconeura Boissier, E. milii Bojer ex Hooker) не мають стовпчастої паренхіми. Всі клітини хлоренхіми в стеблах цих рослин типові для паренхіми – округлі та мають ізодіаметричну форму, що, ймовірно, свідчить про зростання цих рослин в умовах нижчої інсоляції, аніж в попередньому випадку, або слабшу спеціалізацію тканин стебла до виконання асиміляційної функції. Васильєв (Васильев и др. 1988) вказував, що в результаті існування у степах, пустелях, на сухих схилах та інших відкритих місцях, ксерофіти добре пристосовані до яскравого освітлення. Тому не завжди можна відмежувати ксероморфні ознаки від ознак, зумовлених пристосуванням до яскравого освітлення. Таким чином, наявність та кількість стовпчастої паренхіми напряму не

свідчить про пристосування до зростання в умовах певного ступеню аридності, проте її поява, імовірно, спричинена зростанням рослин в умовах високої інсоляції. Отже наявність стовпчастої паренхіми в стеблах досліджуваних рослин є доказом зростання їх в умовах високої інсоляції, що повністю узгоджується із картою розподілу сонячної енергії на планеті (Breyer & Kries 2009). Порівнявши цю карту із картою аридних територій (Бабаев и др. 1986), можемо відмітити, що території, куди припадає найбільше сонячного світла, є водночас і найбільш аридними територіями. Проте, нами виявлено ще одну залежність. Більшість рослин, в стеблах яких наявна стовпчаста паренхіма, мають частково, сильно чи повністю редуковані листки (Табл. 3), а площа поверхні стебел більш ніж удвічі перевищує площу поверхні листків (Калашник 2014). Ці дані цілком узгоджуються із переходом функції фотосинтезу від листків до стебел. Виключенням є лише E. neriifolia. Рослини цього виду мають справжні сезонні листки, площа поверхні яких більш ніж удвічі перевищує площу зелених стебел, та добре розвинену палісадну паренхіму в стеблі. З’ясування причин такого поєднання ознак потребує подальших досліджень.

Калашник С.О. Хлоренхіма стебла сукулентних рослин роду Euphorbia A

Б

100 мкм В

100 мкм Г

100 мкм

100 мкм

Рис. 1. Хлоренхіма в пагонах: А – Euphorbia epiphylloides; Б – E. leuconeura; В – E. ingens; Г – E. abyssinica.

Fig. 1. Chlorenchima in shoots: А – Euphorbia epiphylloides; Б – E. leuconeura; В – E. ingens; Г – E. abyssinica.

117

118

Modern Phytomorphology 7 (2015) Висновки

З огляду на вищевказане можна зробити наступні висновки: - палісадна паренхіма в стеблі відрізняється від такої в листках за формою, розмірами та розміщенням клітин; - оскільки стовпчаста паренхіма у стеблі характерна далеко не для всіх видів роду Euphorbia, які мають багаторічні зелені стебла, то її можна вважати вторинним або наслідковим пристосуванням до виконання стеблом функції фотосинтезу. Тобто спочатку з’явилась фотосинтезуюча паренхіма і лише після цього у частини видів її клітини набули палісадної форми; - наявність чи відсутність в первинній корі стовпчастої паренхіми свідчить про рівень спеціалізації тканин пагона до виконання асиміляційної функції; - поява палісадної паренхіми в стеблах сукулентно-стеблових рослин пов’язана з редукцією листків та, імовірно, є одним із її наслідків. Використані джерела Бабаев А.Г., Зонн И.С., Дроздов Н.Н., Фрейкин З.Г. 1986. Пустыни. Мысль, Москва. Васильев А.Е., Воронин Н.С., Еленевский А.Г., Серебрякова Т.И., Шорина Н.И. 1988. Ботаника: Морфология и анатомия растений: учеб. пособие для студентов пед. ин-тов по биол. и хим. спец. Просвещение, Москва Васильев Б.Р. 1988. Строение листа древесных растений различных климатических зон. Издательство Ленинградского университета, Ленинград.

Гайдаржи М.М., Нікітіна В.В., Баглай К.М.

2011. Сукулентні рослини (Анатомо-морфологічні особливості, поширення й використання). ВПЦ «Київський університет», Київ. Гамалей Ю.В., Шийревдамба Ц. 1988. Структура растений Заалтайской Гоби. В кн.: Гамалей Ю.В., Гунин П.Д., Камелин Р.В., Слемнев Н.Н. (ред.), Пустыни Заалтайской Гоби. Характеристика растений-доминантов: 44–106. Наука, Ленинградское отд-ние, Ленинград. Калашник С.О. 2009. Особливості продихового апарату видів роду Euphorbia L. (Euphorbiaceae Juss.) з різними типами пагонів. Збереження біорізноманіття тропічних і субтропічних рослин (мат-ли міжнар. наук. конф., Київ, 2009): 115–119. Калашник С.О. 2014. Співвідношення площі листків та зелених стебел і ступінь редукції листків у сукулентних рослин роду Euphorbia L. (Euphorbiaceae Juss.). Mod. Phytomorphol. 6: 277–281. Калашник С.О., Гайдаржи М.М. 2013. Анатомічна характеристика стебел однорічних пагонів сукулентних рослин роду Euphorbia L. (Euphorbiacae). Укр. ботан. журн. 70 (1): 45–53. Ромейс Б. 1954. Микроскопическая техника. Издат. иностр. лит., Москва Эзау К. 1980. Анатомия семенных растений. Мир, Москва.

Breyer C., Knies G. 2009. Global energy supply potential of concentrating solar power. Proc.

SolarPAСES: 1–9.

Carter S. 2004. Euphorbia. Illustrated handbook of succulent plants: Dicotyledons: 102–203. SpringerVerlag, Berlin.

Mauseth J.D. 2004. The structure of photosynthetic succulent stems in plants other than cacti. Int. J. Plant Sci. 165 (1): 1–9.

Steinmann V.W. 2000. Comparative anatomy of the New World succulent Euphorbia (Euphorbiaceae).

Botany 2000! (Oregon Convention Center, 6-10 August, 2000 Portland, OR): 40. http://www.botany.org/bsa/ portland/section2/abstracts/40.shtml

Сhlorenchyma in stem of succulent plants from the genus Euphorbia L. (Euphorbiaceae) S.О. Kalashnyk Abstract. The necessity of photosynthesis execution by stems causes the structural and functional changes in plants.

The stems of majority of succulent plants of the genus Euphorbia L. are covered only with the epidermis for a long time.

In plants of some species the palisade parenchyma can appear which can be considered as a secondary or consequential tool to perform photosynthesis function by their stems. The anatomical structure of green annual stems of 23 Euphorbia species was examined. For 12 of them the palisade parenchyma has been established. The palisade parenchyma in the

Калашник С.О. Хлоренхіма стебла сукулентних рослин роду Euphorbia

119

stem differs from such in the leaf by cells form and size as well as cells arrangement. The presence or absence of palisade parenchyma in the primary cortex indicates the level of specialization of stem tissues to perform the assimilation function.

As the degree of development of palisade parenchyma depends on the amount of solar radiation, the presence and number of palisade parenchyma does not directly confirm the adaptation to the growth in conditions of a certain degree of aridity.

Its appearance is could be caused also by growth under high insolation. Undoubtedly, appearance of palisade parenchyma in the stems of stem-succulent plants is correlated with reduction of leaves and probably is consequence of this.

Key words: Euphorbia, chlorenchyma, palisade (columnar) parenchyma, anatomy of stem, succulence, photosynthesis, insolation, arid areas Taras Schevchenko National University of Kyiv, ESC “Institute of Biology”, O.V. Fomin Botanical Garden, Petliura, str. 1, 01032 Kyiv, Ukraine; kalashniks@ukr.net

Modern Phytomorphology 7: 121–128, 2015

УДК 582.394 (477)

Морфолого-анатомічні особливості Asplenium × souchei Litard. та його батьківських форм Олеся О. Безсмертна 1 та Наталія В. Нужина 2 Анотація. Проведено порівняльний аналіз окремих морфологічних ознак та розглянуто анатомічні особливості черешків Asplenium × souchei Litard. та його батьківських форм (A. obovatum Viv. subsp. billotii (F.W. Schultz) O. Bolòs, Vigo, Masalles & Ninot та A. septentrionale (L.) Hoffm.) у зв’язку із систематикою. Відповідно до морфологічних особливостей пластинки ваї (розсіченість та форма) A. × souchei є ближчим до батьківського виду A. obovatum Viv. subsp. billotii, ніж до A. septentrionale. Однак за анатомічними особливостями черешка A. × souchei, навпаки, більш споріднений із A. septentrionale. За результатами досліджень ми рекомендуємо А. × soushei включити до наступного видання Червоної книги України. Ключові слова: Asplenium, папоротеподібні, гібридні види, природна флора України, морфологія, анатомія 1 Кафедра ботаніки, ННЦ «Інститут біології», Київського національного університету імені Тараса Шевченка, вул. Симона Петлюри, 1, м. Київ, 01032, Україна; olesya.bezsmertna@gmail.com 2 Ботанічний сад ім. О.В. Фоміна ННЦ «Інститут біології», Київського національного університету імені Тараса Шевченка, вул. Симона Петлюри, 1, м. Київ, 01032, Україна

Вступ Для флори України наводилася різна кількість (від 10 до 13) видів роду Asplenium L. (Knapp 1872; Шмальгаузен 1897; Федченко и Флеров 1910; Комаров 1934; Фомін 1938; Федоров 1974; Фодор 1974; Барбарич и др. 1986; Доброчаева и др. 1987; Голубев 1996; Сазонов 1997; Mosyakin & Fedoronchuk 1999; Дідух 2000; Мосякін і Тищенко 2010). Однак, за останніми відомостями (Безсмертна та ін. 2012; Безсмертна 2013; Рифф 2013) підтверджено наявність 17 видів і підвидів роду Asplenium L., чотири з яких – гібридного походження (Asplenium × alternifolium Wulfen ex Jacq., A. × heufleri Reichardt, A. × protoadulterinum Lovis et Reichstein та A. × souchei Litardt.). Очевидно, що саме стосовно цих гібридних видів виникає найбільше спірних питань під час досліджень (Безсмертна та ін. 2012; Безсмертна 2013). Метою нашої роботи було уточнення морфологічних та анатомічних особливостей одного із гібридних видів (A. × souchei) та його © The Author(s), 2015

батьківських форм (A. obovatum Viv. subsp. billotii (F.W. Schultz) O. Bolòs, Vigo, Masalles & Ninot та A. septentrionale (L.) Hoffm.) для полегшення подальших досліджень та ідентифікації цього виду. Матеріали і методи досліджень Для досягнення поставленої мети ми вивчали анатомічну будову черешків A. obovatum subsp. billotii, A. septentrionale та A. × soushei. Для анатомічних досліджень зразки відбирали в базальній частині, на відстані 2-3 см від основи та в термінальній частині листка. Фіксували у фіксаторі Чемберлена, заливали в желатин методом Гаскелла-Грефа та виготовляли зрізи товщиною 15-20 мкм на заморожуючому мікротомі, після чого забарвлювали їх сафраніном (Ромейс 1954; Паушева 1988). Фотографії виготовляли за допомогою цифрової камери Canon Power Shot A630. Морфологічні описи виконували відповідно до атласу з описової морфології (Федоров и др. 1956; Вашека та Безсмертна 2012).

122

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Рис. 1. Ваї Asplenium × souchei, ілюстрація із протологу (Litardiere 1909-1910).

Fig. 1. Leaves of Asplenium × souchei, illustration from protolog (Litardiere 1909-1910).

Безсмертна О.О., Нужина Н.В. Морфолого-анатомічні особливості Asplenium × souchei Впродовж 2003-2014 років було опрацьовано зразки зазначених видів з гербарних фондів низки наукових установ України, Росії і Румунії (загалом 33): BUC, CHER, СWU, DNZ, DSU, I, IAGB, IASI, KW, KWHA, KWU, KWHU, LE, LW, LWKS, LWS, MELIT, MSUD, PWU, SOF, YALT, UU, Волинського краєзнавчого музею, Волинського національного університету ім. Лесі Українки, Кам’янецьПодільського університету ім. Івана Огієнка, Прикарпатського університету ім. Василя Стефаника, Рівненького національного університету водного господарства та природокористування, Рівненського природознавчого музею, Криворізького ботанічного саду, Тернопільського педагогічного університету ім. Володимира Гнатюка, Чернігівського державного педагогічного університету ім. Т.Г. Шевченка, Музею історії природи у м. Ясси; опрацьовано літературні джерела та використані результати власних польових досліджень на території України. Опрацьовано типові зразки досліджуваного гібридного виду (MPU та BR). Також досліджувались оригінальні збори, зокрема зразки видів із Автономної республіки Крим. Результати та їх обговорення Для України A. × soushei вперше наводиться у 1984 р. (Сазонов 1997; Безсмертна та ін. 2012) лише з одного локалітету і лише за єдиним гербарним зразком: «г. Аюдаг, юго-восточный склон. На выходах габбро-диабазов, 14 V 1984, В.Н. Голубев, А.В. Сазонов» (YALT, Голубев 1995; Сазонов 1997). Пізніше, ми (спільно із С.О. Свіріним) під час експедиційних досліджень виявили ще дві особини у двох окремих локаціях на горі Аюдаг (Безсмертна, Свірін KWHU, YALT). У цілому ж, ареал A. × soushei охоплює Європу (дві диз’юнкції): окрім як в Україні зафіксований на території Франції. Необхідно відзначити, що, відповідно до протологу A. × soushei, батьківськими формами цього виду зазначено A. adiantum-nigrum L.

123

та A. septentrionale (L.) Hoffm. (Litardiere 1909-1910) (Рис. 1). Однак, дещо пізніше було описано новий вид A. × contrei Callé, Lovis & Reichst. власне як гібрид вищевказаних батьківських форм (синонім A. × souchei auct., non Litard.), а першочерговий вид A. × soushei Litardt. було визнано гібридом між іншими батьківськими таксонами – A. obovatum subsp. billotii та A. septentrionale (Callé et al.

1975; Page 1997; Hassler & Swale 2002; Christenhusz & von Raab-Straube 2013; NBN 2014; NHM 2014). З метою уникнення номенклатурних помилок, наводимо таксономічне цитування A. × soushei Litard.

A. × souchei Litard., 1909, Bull. Soc. Bot. DeuxSevres.: 100; Голубев 1995, Ботан. журн., 80 (11): 46-54; Голубев 1996, Биол. фл. Крыма: 27; Сазонов 1997, Стр. фл. и раст. Крыма, 117: 51; Mosyakin & Fedoronchuk 1999, Vascular plants of Ukraine. A nomenclature checklist: 3. – A. × paradoxum Beauverd, 1911, Bull. Soc. Bot. Genève, 2, 3: 297, non Blume, 1828. – A. × adiantonigroides Léveillé, 1915, Bull. Géogr. Bot., 4 (25): 43. З метою деталізації відомостей щодо досліджуваного виду та полегшення його ідентифікації у природних умовах подаємо порівняльний аналіз виду морфологічних ознак A. × souchei та його батьківських видів.

A. × souchei Litard. (костянець (аспленій) Суше) – це гемікриптофіт заввишки 5–25 см. Ці ознаки є спільними як для гібридного виду, так і для A. obovatum subsp. billotii та A. septentrionale. Кореневище у всіх трьох видів коротке, галузиться та утворює дернинку. У A. × souchei кореневище на верхівці вкрите видовжено-трикутними із загостреними верхівками сітчастими (клатратними) лусками до 4 мм завдовжки. Ця ознака зближує гібридний вид із A. obovatum subsp. billotii, в той час як у A. septentrionale луски на кореневищі мікроскопічні лінійні, а також наявні членисті трихоми. Знову ж спільними ознаками є те, що ваї в усіх трьох видів розміщені пучком, мономорфні, вічнозелені. Черешок A. × souchei за довжиною дорівнює пластинці або довший

124 за неї, жолобчастий, з адаксіального боку – зелений, з абаксіального – каштановий, що є ознаками притаманними саме гібридному виду: в A. obovatum subsp. billotii черешок дорівнює пластинці чи коротший від неї, каштанового кольору, присутні поодинокі трихоми, в A. septentrionale – черешок довгий, в базальній частині – каштановий, а вище – зеленого кольору. Ознаки що стосуються пластинки у гібридного виду наближують його до A. obovatum subsp. billotii: пластинка трикутна, м’яко-шкіряста, блискуча, двічі перисторозсічена, її вісь в апікальній частині крилата. Сегменти першого порядку на черешечках, трикутні або видовженотрикутні, перисті, на верхівці із зубцями. Сегменти другого порядку сидячі, оберненояйцеподібні з клиноподібною основою, зубчасті. Соруси овальні, розміщені вздовж бічних жилок сегментів другого порядку, індузій цілокраїй або виїмчастий, прикріплений латеральною частиною (знову ж, як і у A. obovatum subsp. billotii). В той час як у A. septentrionale пластинка вильчасторозділена на 2-5 лінійноланцетних часток; соруси вузьколінійні (Рис. 2) (Вашека і Безсмертна 2012). Розглянемо також анатомічні особливості досліджуваних видів, а саме будову черешків. Черешки рослин роду Asplenium в цілому мають подібну будову. До спільних ознак можна віднести наступні: зовнішня кора складається з одношарового епідермісу з кутикулою та кількох шарів механічної тканини. З абаксіальної сторони кількість шарів механічної тканини, як правило, більша ніж з адаксіальної. В напрямку до термінальної частини листка зменшується кількість шарів механічної та паренхімної тканин, що обумовлює зменшення діаметру черешка. Внутрішня кора представлена паренхімними клітинами та великими міжклітинниками. Провідні пучки (меристели) є гадроцентричними і оточені перициклом та ендодермою. Разом з цим нами виявлені специфічні характеристики будови черешків досліджуваних видів. Форма черешка A. obovatum subsp. billotii округла з двома вп’ячуваннями з верхньої

Modern Phytomorphology 7 (2015) (адаксіальної) сторони (Рис. 3 А). Поверхня черешка в незначній кількості вкрита багатоклітинними трихомами (характерними лише для цього виду з досліджуваних). Багато трихом зосереджено переважно в основі листкової пластинки та по жилках. Кора поділяється на внутрішню і зовнішню, що власне є характерною ознакою для більшості папоротей. Зовнішня кора поділяється на епідерміс з дуже товстими лігніфікованими зовнішніми периклінальними стінками та механічну тканину. З адаксіальної сторони механічна тканина представлена 1 шаром склеренхімних клітин і кількома шарами коленхіми, тоді як з протилежного боку черешка – 4-5 шарами лігніфікованої склеренхімної тканини. Внутрішня кора складається з паренхімних клітин округлої форми і великих міжклітинників. Провідна тканина в основі черешка та на відстані 2-3 см від базальної частини черешка має два пучка, кожен з яких відділений від кори ендодермою, далі йде шар крупніших клітин перицикла. Ксилема С-подібної форми і представлена метаксилемою та протоксилемою. По мірі наближення до термінальної частини черешка дві меристели з’єднуються в одну. Такий пучок містить Х-подібну ксилему. Також в термінальній частині змінюється форма черешка: видовжуються бічні валики, порівняно з середнім валиком на адаксіальному боці. Черешок A. septentrionale «грибоподібної» форми за рахунок дещо ввігнутої верхньої сторони та ввігнутостей з латеральних сторін. Периклінальні та антиклінальні стінки клітин епідермісу дуже потовщені, нелігніфіковані (Рис. 3 В). Зовнішня кора складається з епідермісу та 2-3 шарів нездерев’янілої механічної тканини. Внутрішня кора складається з паренхімних клітин округлої форми і великих міжклітинників. В черешку наявний один провідний пучок округло-серцеподібної форми, що відділений від кори ендодермою, далі йде шар крупніших клітин перициклу. Ксилема представлена метаксилемою та протоксилемою, які розміщені Х-подібно.

Безсмертна О.О., Нужина Н.В. Морфолого-анатомічні особливості Asplenium × souchei

A

B

125

C

Рис. 2. Ваї Asplenium septentrionale (А), A. × souchei (B) та A. obovatum subsp. billotii (C).

Fig. 2. Leaves of Asplenium septentrionale (А), A. × souchei (B) and A. obovatum subsp. billotii (C).

Х-подібна форма ксилеми спостерігається і в базальній, і середній, і в термінальній частині черешка. Потоншення черешка в термінальній частині обумовлене в більшій мірі зменшенням кількості шарів паренхімної тканини. До відмінних ознак порівняно з A. obovatum subsp. billotii також можна віднести відсутність трихом на поверхні епідермісу черешка. Черешок A. × soushei має «грибоподібну» форму подібну до A. septentrionale, але з більш розвинутою абаксіальною частиною (Рис. 3 C). На черешку трихоми відсутні, і лише в області жилок листка трапляються в малій кількості одноклітинні прості трихоми. Зовнішня кора представлена епідермісом з потовщеними стінками та коленхімною

тканиною: 2-3 шари з адаксіальної сторони та 3-4 шари з абаксіальної сторони. Наявна одна меристела з Х-подібною ксилемою вздовж усього черешка. Висновки Підсумовуючи, можна сказати, що основні макроморфологічні ознаки, за якими можна ідентифікувати гібридний вид це форма та розсічення листкової пластинки. За цими ознаками А. × soushei наближається до A. obovatum subsp. billotii. Водночас, за анатомічною будовою черешків більш подібними виявились А. × soushei та A. septentrionale (за формою черешка, будовою провідної системи та

126

A

Modern Phytomorphology 7 (2015) відсутністю трихом вздовж черешка). За результатами досліджень ми можемо констатувати унікальність гібридного виду не тільки за морфологічними та анатомічними ознаками, але й відмічаємо його надзвичайну рідкісність (лише по декілька локалітетів відомі у Франції та в Україні). Серед папоротеподібних флори України значна частина видів є рідкісними і зникаючими: на державному рівні сьогодні охороняється 20 видів папоротеподібних (Дідух 2009). Надання охоронного статусу на державному рівні сприяє розвитку збереження біорізноманіття України. Враховуючи вищезазначені особливості А. × soushei ми рекомендуємо включити цей вид до наступного видання Червоної книги України. Подяки Вважаємо своїм приємним обов’язком висловити подяку флористові-любителю С.О. Свіріну (м. Севастополь). Використані джерела

B

C Рис. 3. Поперечний зріз черешка A. obovatum subsp. billotii (А), A. septentrionale (B) та А. × soushei (C): 1 – епідерміс; 2 – механічна тканина; 3 – паренхіма; 4 – ендодерма; 5 – перицикл; 6 – протоксилема; 7 – метаксилема; 8 – флоема.

Fig. 3. Cross section through the petiole of A. obovatum subsp. billotii (А), A. septentrionale (B) and А. × soushei (C): 1 – epidermis; 2 – mechanical tissue; 3 – parenchyma; 4 – endodermis; 5 – pericycle; 6 – protoxylem; 7 – metaxylem; 8 – phloem.

Барбарич А.И., Доброчаева Д.Н., Дубовик О.Н. и др. 1986. Хорология флоры Украины. Наукова думка, Киев. Безсмертна О.О. 2013. Особливості морфологічної структури підвидів Asplenium trichomanes L. флори України. Mod. Phytomorphol. 4: 301–304. Безсмертна О.О., Перегрим М.М., Вашека О.В.

2012. Рід Asplenium L. (Aspleniaceae) у природній флорі України. Укр. ботан. журн. 69 (4): 544–558. Вашека О.В., Безсмертна О.О. 2012. Атлас папоротей флори України. Видавництво Паливода А.В., Київ. Голубев В.Н. 1996. Биологическая флора Крыма. Изд‑во ГНБС, Ялта. Голубев В. Н. 1995. Дополнение к флоре Крыма. Ботан. журн. 80 (11): 46–54. Дідух Я.П. (ред.) 2000. Екофлора України. Т. І. Загальна частина. Lycopodiophyta. Equisetophyta.

Polypodiophyta. Pinophyta. Фітосоціоцетр, Київ. Дідух Я.П. (ред.) 2009. Червона книга України. Рослинний світ. Глобалконсалтинг, Київ. Доброчаева Д.Н., Котов М.И., Прокудин Ю.Н. и др. 1987. Определитель высших растений Украины. Наукова думка, Київ. Комаров В.Л. (ред.) 1934. Флора СССР. Т. 1. Изд-во АН СССР, Ленинград.

Безсмертна О.О., Нужина Н.В. Морфолого-анатомічні особливості Asplenium × souchei Мосякін С.Л., Тищенко О.В. 2010. Прагматична філогенетична класифікація спорових судинних рослин флори України. Укр. ботан. журн. 67 (6): 802–817. Паушева З.П. 1988. Практикум по цитологии растений. Агропромиздат, Москва. Рифф Л.Е. 2013. Asplenium lepidum C. Presl subsp. haussknechtii (Godet et Reut.) Brownsey (Aspleniaceae) – новий для флори Східної Європи таксон папоротеподібних. Укр. ботан. журн. 70 (4): 519–521. Ромейс Б. 1954. Микроскопическая техника. Издательство иностранной литературы, Москва. Сазонов А.В. 1997. Папоротникообразные флоры Крыма. Структура флоры и растительности Крыма. Сб. науч. трудов 117: 44–52. Федоров А.А. (ред.) 1974. Флора Европейской части СССР. Т. 1. Плаунообазные, Хвощеобразные, Папоротникообразные, Голосеменные, Покрытосеменные (Злаки). Изд-во «Наука», Ленин. отд-ние, Ленинград. Федоров А.Л., Кирпичников М.Э., Артюшенко З.Т. 1956. Атлас по описательной морфологии высших растений. Лист. Изд-во Академии Наук СССР, Москва – Ленинград. Федченко Б.А., Флеров А.Ф. 1910. Флора Европейской России: Иллюстрированный определитель дикорастущих растений Европейской России и Крыма в 3-х частях. Изд. А.Ф. Девриена, Санкт-Петербург. Фодор С.С. 1974. Флора Закарпаття. Видавниче об’єднання «Вища школа», вид-во при Львівському держ. ун-ті, Львів. Фомін О.В. 1938. Флора УРСР. Т. І. Вид-во АН УРСР, Київ. Шмальгаузен И.Ф. 1897. Флора средней и Южной России, Крыма и Съеверного Кавказа. Руководство для опредления семянных и высших споровых растений. Тип. т-ва печ. дела и торг. И.Н. Кушнерев и Ко в Москве, Киевск. отд-ние, Киев.

127

Callé J., Lovis J.D., Reichstein T. 1975. Asplenium × contrei (A. adiantum-nigrum × A. septentrionale) hybr. nova et la vraie ascendance de l’Asplenium × souchei Litard. Candollea 30: 189–201.

Christenhusz M., von Raab-Straube E. 2013.

Asplenium obovatum subsp. billotii. In: Euro+Med Plantbase – the information resource for EuroMediterranean plant diversity. http://ww2.bgbm.org/ EuroPlusMed/PTaxonDetail.asp?NameId=7500294 &PTRef Fk=7500000 [Accessed 29.03.2015] Hassler M., Swale B. 2002. Family Aspleniaceae, genus Asplenium; world species list. http://homepages. caverock.net.nz/~bj/fern/asplenium2.htm In: Hassler M., Swale B. Checklist of World Ferns. http://homepages. caverock.net.nz/~bj/fern/ [Accessed 29.03.2015] Knapp J.A. 1872. Die bisher bekannten Pflanzen Galiziens der Bukowina. Wilhelm Braumüller k. k.

Hof- und Universitätsbuchhändler, Wien.

Litardiere R.V., de. 1909-1910. Les Fougères des Deux-Sèvres. Bulletin de la Société Botanique des DeuxSèvres: 68–123.

Mosyakin S.L., Fedoronchuk M.M. 1999. Vascular plants of Ukraine. A nomenclature checklist, Kiev.

NBN 2014. Asplenium adiantum-nigrum × septentrionale = A. × contrei Callé, Lovis & Reichst. https://data. nbn.org.uk/Taxa/NHMSYS0001754697 . National Biodiversity Network. [Accessed 29.03.2015] NHM 2014. Asplenium adiantum-nigrum × septentrionale = A. × contrei Callé, Lovis & Reichst.: http://www.nhm.ac.uk/ research-curation/scientific-resources/biodiversity/ukbiodiversity/uk-species/species/asplenium_adiantumnigrum_x_septentrionale_=_a._x_contrei.html . The Trustees of the Natural History Museum, London.

[Accessed 29.03.2015] Page C.N. 1997. The ferns of Britain and Ireland. 2nd edition. Cambridge University Press, Cambridge.

Morpho-anatomical peculiarities of Asplenium × souchei Litard and its parent forms Olesya O. Bezsmertna 1 & Natalia V. Nuzhyna 2 Abstract. The comparative analysis of structural features of some morphological characters has been conducted.

Anatomic peculiarities of petioles of Asplenium × souchei Litard. and its parental forms (A. obovatum Viv. subsp. billotii (F.W. Schultz) O. Bolòs, Vigo, Masalles & Ninot and A. septentrionale (L.) Hoffm.) in correspond with systematics are mentioned. Accordingly to the morphologic peculiarities of leaf blade (shape and dissection) of A. × souchei is closer to

128

Modern Phytomorphology 7 (2015)

A. obovatum Viv. subsp. billotii than to A. septentrionale. But the anatomic structure and cross-sectional shape of petiole of A. × souchei place this species closer to A. septentrionale. The species A. × souchei we recommend to include in the next edition of the Red Book of Ukraine.

Key words: Asplenium, ferns, hybrid species, native flora of Ukraine, morphology, anatomy Botany Department of the Educational-scientiic Centre «Institute of Biology», Taras Schevchenko National University of Kyiv, Symona Petliyry str. 1, 01032 Kyiv, Ukraine; olesya.bezsmertna@gmail.com 2 O.V. Fomin Botanical Garden of the Educational-scientific Centre “Institute of Biology”, Taras Schevchenko National University of Kyiv, Symona Petliyry str. 1, 01032 Kyiv, Ukraine 1

Modern Phytomorphology 7: 129–133, 2015

УДК 57.012.3:582.394:581.45+181.162.1

Мікроструктура поверхні органів водної папороті Salvinia natans (L.) All. М.М. Щербатюк *, Л.М. Бабенко, О.А. Шейко, І.В. Косаківська Анотація. За допомогою сканувального електронного мікроскопа досліджено мікроструктуру поверхні вегетативних і генеративних органів водної папороті Salvinia natans (L.) All. Встановлено, що існування на межі повітряного й водного середовищ забезпечується специфічною мікроструктурою плаваючих вай, адаксіальна поверхня котрих має добре розвинену кутикулу й продихові щілини розміщені нижче поверхні епідерми, тоді як абаксіальна поверхня й підводні видозмінені вайї мають надтонкі клітинні стінки епідерми й численні ниткоподібні вирости епідермальних клітин. Обраховано кількість продихів на одиницю площі поверхні плаваючих вай та середній діаметр продихових щілин. Вказується, що будова оболонки спорокарпіїв сприяє проходженню річного літньо-зеленого феноритму, забезпечуючи занурення на дно водойми восени і підняття мега- та мікроспорангіїв на поверхню води навесні. Ключові слова: Salvinia natans (L.) All., вайя, водна папороть, мікроструктура, спорокарпій Інститут ботаніки імені М.Г. Холодного НАН України вул. Терещенківська, 2, Київ, 01601, Україна; * mshcherbatiuk@ukr.net

Вступ Папороті (Polypodiophyta) – одні з найдревніших і найчисельніших рослин на Землі. Дана група нараховує більше 12000 видів, що розповсюджені на всіх континентах і представлені різними життєвими формами. Папороті є одним із головних компонентів рослинного покриву землі (Stern et al.

2003). Вони належать до судинних спорових рослин, більшість із них рівноспорові. Життєвий цикл складається з послідовності гетероморфних поколінь із домінуванням вільноіснуючого спорофіту. Різноспорові папороті представлені підкласом Salviniidae, який на сьогодні нараховує десятки видів. Водна папороть Salvinia natans (L.) All. належить до однорічних гідрофітів із літньо-зеленим феноритмотипом (Дубина та ін. 2003; Nagalingum et al. 2006). У межах температно-меридіонального ареалу ареалу (Meusel et al. 1965) вид зустрічається спорадично. У південних регіонах утворює великі масиви площею до 800-1000 м2 із щільністю 100‑1200 особин на 1 м2. Розповсюджений у мезо-евтрофних © The Author(s), 2015

і евтрофних прісноводних замкнутих або слабопроточних водоймах, котрі добре прогріваються. Має розгалужене стебло завдовжки від 3 до 8 см. Містить у кільцях по три ваї, з яких дві – цільнокраї плаваючі, а третя – розсічена на 9-14 долей, занурена у воду, виконує функцію кореня, і, водночас, містить асиміляційні тканини, хлоропласти яких активно фотосинтезують, принаймні на початкових етапах вегетації рослини в травні та червні (Холодний 1956). Плаваючі ваї овально-еліптичні, тупі, на верхньому боці із щетинистими білими волосками, на нижньому – з бурими. Біля основи занурених вай розташовані кулеподібні, зібрані в групи по 4-5 штук спорокарпії (соруси). Коренева система відсутня (Чорна 2001). Оскільки, гетерофілія належить до адаптивних пристосувань, які сприяють розповсюдженню папоротей, метою нашої роботи було вивчення мікроструктури плаваючих і підводних вай, а також структури поверхні репродуктивних органів водної папороті S. natans, що існує на межі повітряного й водного середовищ.

130

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Рис. 1. Продихи на адаксіальній поверхні плаваючої ваї Salvinia natans.

Рис. 2. Адаксіальна поверхня плаваючої ваї Salvinia natans.

Fig. 1. Stomata on the adaxial sufface of Salvinia natans floating leaf.

Fig. 2. The аdaxial surface of Salvinia natans floating leaf.

Матеріали і методи досліджень

Результати та їх обговорення

Дослідження проводили зі зразками водної папороті S. natans, зібраними у першій половині серпня (фазу формування спорокарпіїв) і другій половині вересня (початок фази відмирання вегетативних органів) у прісноводній замкнутій водоймі у Київській області. Вивчення ультраструктури поверхні фіксованого в 70° етиловому спирті рослинного матеріалу проводили за допомогою сканувального електронного мікроскопу JEOL JSM-6060 LA (Японія). Зразки відпрепаровували від цілої рослини, спорокарпії розрізали. Матеріал зневоднювали у розчинах етилового спирту зростаючої концентрації. Після обробки абсолютним спиртом переносили і наклеювали на латунні предметні столики за допомогою адгезивної стрічки, висушували до повітряно-сухого стану, для надання кондуктивності покривали шаром золота в іонному напилювачі. Розміри структур на мікрофотографіях визначали за допомогою програми UTHSCSA Image Tool 3.0, використовуючи задану приладом на зображенні лінійку-шкалу. Отримані дані обробляли статистично.

Адаксіальна поверхня надводних (плаваючих) вай вкрита продихами простої будови. Продихові щілини розташовані нижче рівня епідерми (Рис. 1). Кількість продихів на 1 мм2 площі поверхні сягає 142 шт. Замикаючі клітини занурені у шар епідерми і візуально в поле зору повністю не потрапляють. Клітинна стінка замикаючих клітин продихів, на відміну від продихового апарату квіткових рослин, практично не має на своїй поверхні розвиненого кутикулярного шару. Середній діаметр продихової щілини 8,1 мкм. Клітини поверхневої епідерми сотоподібні, вкриті значним шаром воску, містять почленовані ряди ворсинок галузистого типу (Рис. 2). Епідерміс нижньої (абаксіальної) поверхні вай значно густіше вкритий гідрофобними ворсинками (трихомами), ніж адаксіальний. На ньому повністю відсутні продихи і практично не розвинена кутикула. Завдяки ворсинкам площа контакту абаксіальної поверхні з водою значно збільшується, що стабілізує флотацію рослини (Рис. 3). Епідерма водних видозмінених вай сформований з клітин із тонкими стінками без відкладень, що забезпечує виконання ними поглинальної функції. Підводні ваї

Щербатюк М.М. та ін. Мікроструктура поверхні Salvinia natans

Рис. 3. Абаксіальна поверхня плаваючої ваї Salvinia natans з численними трихомами.

Рис. 4. Підводна видозмінена вая Salvinia natans.

Fig. 3. The аbaxial surface of Salvinia natans floating leaf with numerous trichomes.

Fig. 4. Submerged leaf of Salvinia natans.

Рис. 5. Загальний вигляд спорокарпіїв Salvinia natans.

Рис. 6. Мегаспорангій Salvinia natans.

Fig. 5. Common view of Salvinia natans sporocarps.

Fig. 6. Megasporangium of Salvinia natans.

галузисті, завдяки чому суттєво збільшують площу контакту з водою (Рис. 4). У них відсутні кутикула та продихи, що характерно для підводних листків квіткових рослин із чітко вираженою гетерофілією (Клименко 2012). У S. natans спори утворюються у спорангіях, що знаходяться всередині специфічних кулеподібних сорусів, які називаються спорокарпіями (Чорна 2001). Спорокарпії знаходяться біля основи підводних вай та занурені у воду. Завдяки гігроскопічним властивостям своїх оболонок, спорокарпії восени опадають і зимують на дні водойми. У S. natans діаметр окремих сорусів (спорокарпіїв)

Рис. 7. Мікроспорангії Salvinia natans.

Fig. 7. Microsporangia of Salvinia natans.

131

132

Modern Phytomorphology 7 (2015)

складає 2,5-3 мм. Мікросоруси, що містять мікроспорангії, зазвичай сидячі, тоді як овальні мегасоруси на ніжках – мегаспорангії. Поверхня сорусів вкрита ворсинкамитрихомами (Рис. 5). У мегасорусі розвивається до 25 мегаспорангіїв, у кожному з яких формується одна мегаспора. Мегаспора вкрита пінистою масою (периплазмодієм), що відіграє роль плавального пристосування, як для мегаспори, так і для жіночого гаметофіту, який розвивається навесні (Вашека та Безсмертна 2012). Діаметр мегаспорангія (Рис. 6) може досягати 500 мкм. Середній діаметр мікроспорангія складає 181 мкм. Поверхня мегаспорангіїв сітчастопочленована, тоді як у мікроспорангіїв – слабо борозенчаста (Рис. 7).

властивостям оболонки спорокарпіїв, відбувається занурення їх на дно водойми восени, тоді як після руйнування оболонок впродовж зими макро- і мікроспорангії вивільняються і навесні піднімаються на поверхню. Проростання спор та утворення чоловічого та жіночого гаметофітів відбувається безпосередньо всередині спорангіїв.

Висновки

Вашека О.В., Безсмертна О.О. 2012. Атлас папоротей флори України. Паливода А.В., Київ. Дубина Д.В., Шеляг­Сосонко Ю.Р., Жмуд О.І., Дворецький Т.В., Дзюба Т.П. 2003. Дунайський біосферний заповідник. Рослинний світ. Фітосоціоцентр, Київ. Клименко О.М. 2012. Морфолого-анатомічні особливості наземних, плаваючих та придонних листків Nuphar lutea (L.) Smith. Mod. Phytomorphol.

2: 59–62. Холодный Н.Г. 1956. О метаморфозе пластид в волосках подводных листьев у Salvinia natans. В кн.: Холодный Н.Г. Избранные труды в 3 т. Т. 1. Работы по физиологии растений. Издательство АН УССР, Киев. Чорна Г.А. 2001. Рослини наших водойм (атласдовідник). Фітосоціоцентр, Київ.

Meusel H., Jäger E., Weinert E. 1965. Vergleichende Chorologie der zentraleuropäischen Flora. VEB Gustav Fischer Verlag, Jena.

Nagalingum N.S., Schneider H., Pryer K.M. 2006.

Comparative morphology of reproductive structures in heterosporous water ferns and a reevaluation of the sporocarp. Int. J. Plant Sci. 167: 805–815.

Stern K.R., Jansky S., Bidlack J.E. 2003. Introductory plant biology. McGraw-Hill, New York.

Отже, мікроструктура адаксіальної і абаксіальної поверхонь плаваючих вай водної папороті S. natans адаптована для існування цього виду на межі повітряного та водного середовищ. Головною ознакою адаксіальної поверхні вай є добре розвинена кутикула і розташування продихових щілин нижче рівня епідерми. Абаксіальна поверхня плаваючих вай і мікроструктура підводних видозмінених вай відзначаються тонкими клітинними стінками епідерми і ниткоподібними виростами, що забезпечує ефективне мінеральне живлення та газообмін. Будова підводних вай, клітини епідерми яких мають тонкі клітинні стінки без кутикули, сприяє поглинанню світла у товщі води в умовах затінення, спричиненого плаваючими ваями. Будова спорокарпіїв забезпечує успішне проходження річного літньо-зеленого феноритму, оскільки, саме завдяки

Подяки Автори статті висловлюють щиру подяку професору, доктору біологічних наук Дмитру Васильовичу Дубині за консультації при обговоренні результатів дослідження. Використані джерела

Microstructural features of water fern Salvinia natans (L.) All. organ surfaces M.M. Shcherbatiuk *, L.M. Babenko, O.A. Sheyko, I.V. Kosakivska Abstract. The microstructure of the organs surface of the water fern Salvinia natans (L.) All. has been studied under scanning electron microscope. It was established that the existence on the border between air and water environments

Щербатюк М.М. та ін. Мікроструктура поверхні Salvinia natans

133

is suported by specific microstructure of floating leaves. The adaxial side of floating leaves has well-developed cuticle and stomata placed below the level of epidermis, while abaxial surface of such leaves and submerged modified leaves are characterized by ultra-thin cell walls of the epidermis and numerous filamentous trichomes. We calculated number of stomata per unit area of leaves and the average diameter of stomata. It is claimed that the structure of wall of the sporocarp promotes the passage of the annual summer-green rhythm. Sporocarp provides diving of mega- and microsporangia to the bottom of the water reservoir in autumn and their raising on the water surface in the spring after destruction of its walls.

Key words: Salvinia natans, leaf, microstructure, sporocarp, water fern M.G. Kholodny Institute of Botany of the National Academy of Sciences of Ukraine, Tereshchenkivska str. 2, 01601 Kyiv, Ukraine; * mshcherbatiuk@ukr.net

Modern Phytomorphology 7: 135–146, 2015

УДК 582. 929.4:581.5 (477.42)

Онтоморфогенез Hyssopus officinalis L. за умов інтродукції в ботанічному саду ЖНАЕУ Людмила А. Котюк Анотація. Встановлено особливості росту, розвитку та морфології Hyssopus officinalis L. при інтродукції в умовах ботанічного саду ЖНАЕУ. Наведено результати вивчення гісопу лікарського еx situ за періодами онтогенезу: латентним, прегенеративним, генеративним. Описані ознаки вікових станів особин. Упродовж семи років зростання максимальні показники висоти кущів спостерігали на третій рік життя (89,7±2,7см), кількості вегетативногенеративних пагонів – на п’ятий (96,7±8,4 шт.). Продуктивнність зеленої маси гісопу першого року життя складала 2,81± 0,2 т/га, четвертого – 38,91±2,04 т/га, сьомого – 36,19±1,12 т/га. Встановлено, що рослини досліджуваного виду повністю проходять весь цикл розвитку, що є свідченням достатнього ступеня адаптації виду до умов регіону та успішності інтродукції. Ключові слова: Hyssopus officinalis, інтродукція, вікові стани, морфологічні особливості, біопродуктивність Житомирський національний агроекологічний університет, Старий бульвар,7, м. Житомир, 10008, Україна; kotyuk-la@ukr.net

Вступ Гісоп лікарський (Hyssopus officinalis L.) – цінна пряно-ароматична, ефіроолійна і лікарська рослина родини Губоцвіті (Lamiaceae). Батьківщина гісопу лікарського – Середземномор’я і Західна Європа. Цей вид досить поширений у Західній Європі, куди потрапив завдяки монахам-бенедиктинцям. В культурі і природі рослина трапляється у Північній Америці (США), Європейській частині Росії (Курська, Воронезька, Липецька області, Підмосков’я), передгір’ї Алтаю. В Україні зустрічається у Криму, вздовж верхньої і середньої течії Дніпра, на крутих степових схилах, виходах материкових порід Донецької області (Работягов та ін. 2003; Бойко та ін. 2012). У даний час сировинні ресурси виду недостатні для ведення промислової заготівлі, гісоп зростає розсіяно, вирощується в культурі у різних регіонах України (Мінарченко 2005). Гісоп лікарський в культурі відомий близько 1000 років, його лікувальні властивості високо цінували та успішно використовували Гіпократ, Гален, Діоскорид. Авіцена рекомендував його як ефективний © The Author(s), 2015

засіб для лікування легеневих захворювань (Воронина и др. 2001; Песцов и др.

2009). Надземна частина гісопу лікарського входить до Фармакопеї Франції, Португалії, Румунії, Німеччини і Швеції, на Україні її використовують у народній медицині (Воронина и др. 2001). Фітосировина гісопу лікарського містить такі цінні компоненти як ефірну олію, стероїди, флавоноїди, тритерпеноїди, вітаміни, органічні кислоти, жирні олії. Використання H. officinalis забезпечує протистоцидну, лактогенну, відхаркувальну, протизапальну, в’яжучу, тонізуючу, ранозагоювальну дію. Рослини використовують при астмі, диспепсіях, анемії, неврозах, метеоризмі, ревматизмі, стенокардії, гострих респіраторних інфекціях, як зменшуючий потовиділення засіб, пом’якшуючий, антигельмінтний засіб. Зовнішньо застосовують настої і відвари для промивання очей, при стоматитах, захворюваннях глотки, для компресів при крововиливах, забиттях і як ранозагоювальний засіб (Беленовская и др. 1991; Гоменюк и др. 2001; Мінарченко 2005).

136 У науковій літературі є повідомлення про те, що кавова кислота і полісахарид MAR-10, виявлені у траві гісопу лікарського, ефективні для лікування вірусу імунодефіциту людини (Kreis et al. 1990; Gollapudi et al. 1995). Молоді і нездерев’янілі пагони гісопу лікарського, що починають квітувати, мають терпкий пряний гіркуватий смак і приємний аромат, їх використовують для ароматизації страв. Свіжу зелень рослин додають у салати, супи, фарші, паштети, овочеві страви, висушену і протерту – у дієтичні страви, м’ясні продукти. Додавання зелені гісопу до їжі сприяє травленню, підвищує апетит, тонізує організм, діє як загальнозміцнюючий засіб (Аутко и Рупасова 2003). Ефірну олію і екстракти гісопу застосовують у виноробстві, консервній і парфумерно-косметичній галузях. Гісоп лікарський – цінний медонос, мед з якого має високу якість (Гоменюк и др. 2001). Відомо, що особливості росту і розвитку, а також продуктивність H. officinalis зележить від схеми посіву, кліматичних, грунтових умов і способу розмноження рослин. Так, в умовах Новгородської області урожайність сирої маси гісопу лікарського при насіннєвому розмноженні складала від 0,170 до 0,810 кг/м2 (від 8,5 до 29,2 т/ га зеленої маси, в т.ч. 800-5100 кг сухої речовини). Урожайність гісопу за умов розмноження рослин вкоріненими живцями становила – відповідно 0,22 кг/м2, а поділом куща – 0,99-1,44 кг/м2. Урожайність насіння H. officinalis в умовах інтродукції становила 0,3-0,5 т/га, маса 1000 шт. насінин 0,890,90 г, енергія проростання –78-90% і схожість – 88-90% (Иванов 2006, 2011a, 2011b). В умовах Нечорноземної зони Росії урожай сировини гісопу лікарського упродовж 2012 року коливався від 0,17 до 0,83 кг/м2, а 2013 – від 0,76 до 2,07 кг/м2, що зумовлено більш сприятливими погодними умовами (Калиниченко 2013). В умовах Любліна (Польша) рослини в період цвітіння мали середню висоту 41,8 см, діаметр куща становив 37,1 см, а урожайність становила 1,2‑1,8 кг/м2 (Zawiślak 2013). В інших наукових джерелах відмічено,

Modern Phytomorphology 7 (2015) що урожайність зеленої маси H. officinalis становила 250‑300 ц/га, вихід ефірної олії – 8-41 кг/га (Беленовская и др. 1991). За повідомленням Парамонової і Повлін (2011) урожайність гісопу в умовах Закарпаття складала від 2,29 до 3,37 т/га у перерахунку на суху речовину. За повідомленням Шибко (2011), при культивуванні гісопу лікарського в умовах Пердгірського Криму маса 1000 шт. насінин у середньому складала 0,930-1,445 г, довжина еремів – 2,64, ширина – 1,14 мм. При культивуванні рослин у Казахстані маса 1000 шт. еремів гісопу лікарського складала 1,105 г, довжина – 2,72 мм, ширина – 1,16 мм (Курбатова и др. 2009). Щодо онтоморфогенетичного розвитку H. officinalis відомості досить обмежені. Є повідомлення, що онтогенез однорічних сіянців гісопу лікарського в умовах Алматинської області Казахстану завершився у віргінільному стані (Курбатова и др.

2009), цвітіння та плодоношення в умовах Нечорноземної зони Росії було відмічено на другий рік життя (Песцов и др. 2009; Калиниченко 2013). У зв’язку з відсутністю відомостей щодо адаптивних властивостей H. officinalis при введенні у культуру в умовах Полісся України метою наших досліджень було вивчення онтоморфогенезу, морфобіологічних особливостей та господарсько цінних ознак інтродуцента. Матеріали і методи досліджень Об’єктом досліджень були рослини гісопу лікарського сорту Маркіз (Hyssopus officinalis cv. Markiz). У дослідженнях використовували насінний матеріал із колекції пряноароматичних рослин відділу нових культур Національного ботанічного саду імені М.М. Гришка НАН України. Рослини гісопу лікарського вирощували упродовж 2008-2014 рр на відкритій, добре освітленій ділянці. Насіння висівали у першій декаді травня на глибину 1 см за схемою 50×30 см. Догляд за посівами полягав у видаленні бур’янів та рихленні міжрядь.

Котюк Л.А. Онтоморфогенез Hyssopus officinalis за умов інтродукції Догляд за сіянцями другого-сьомого років життя полягав у ранньовесняній обрізці рослин на висоті 20 см від поверхні ґрунту, видаленні відмерлих частин пагонів. Особливості росту і розвитку рослин вивчали згідно з загальноприйнятими методиками (Работнов 1950; Уранов и Смирнова 1969; Бейдеман 1974), якісні показники насіння оцінювали згідно з ДСТУ 7160-2010. Для мікроскопічних досліджень використовували вегетативні і генеративні органи рослин, мікроскопи МБС-10, Біолам-70. Фотофіксацію результатів здійснювали за допомогою цифрової фотокамери DSC-W40. Результати та їх обговорення Гісоп лікарський – багаторічний гіллястий полікарпічний напівкущик (далі – «кущ»), заввишки 60-90 см, діаметр куща 60-150 см. В кущі налічується 40-180 прямостоячих або дугоподібних квітконосних стебел. Стебла біля основи здерев’янілі, у нижній частині коричневі, вище – зелені, набувають антоціанового відтінку у період плодоношення, чотиригранні, коротко опушені. Встановлено здерев’яніння стебел у особин першого року життя у середньому на 15 см вище кореневої шийки, у рослин другого року життя – до 20, третьогочетвертого – 32, п’ятого-сьомого – 35 см (Рис. 4 Б1-Б7). Стебло гісопу лікарського у поперечному перерізі чотиригранне, непучкового типу, вкрите епідермою із залозистими волосками. Первинна кора утворена коленхімою і паренхімою, коленхіма у ребрах утворена 4-6 рядами клітин, у бічних стінках – 2-3 рядами. Клітини паренхіми округлі, видовжені, тонкостінні, розміщені у 3-5 рядів. Провідна система представлена флоемою і ксилемою. Паренхімні клітини серцевини великі, округлі, тонкостінні, поступово руйнуються, в результаті чого утворюється порожнина (Рис. 1 Б). Листки гісопу лікарського лінійноланцетоподібні, цілокраї, супротивні, краї листків загнуті донизу. У нижній частині

137

пагона листки короткочерешкові, у верхній – сидячі. Два супротивно розміщених листки мають довжину 2,7-3,5 см, ширину 0,8‑1,3 см, а інші чотири (інколи 6 або 8) – менші за метричними показниками (довжина – 1,4‑1,6 см, ширина – 0,2-0,3 см) (Рис. 1 А1, А2). Приквітки лінійні, загострені, завдовжки 0,91,6 см, шириною 0,1-0,15 см. На адаксіальній та абаксіальній поверхні листків – велика кількість залозистих волосків і пельтатних ефіроолійних залоз, які накопичують ефірні олії (див. Рис.1 А1). Суцвіття у верхній частині стебла тирсоподібні, завдовжки до 5-18 см, квітки знаходяться в пазухах листків у несправжніх напівкільчатках, по 4-8 шт. (див. Рис. 1 В). Кількість суцвіть на одній рослині від 28 (1 рік життя) до 386 (5 рік життя). Квітки гісопу лікарського зигоморфні, дрібні. Чашечка у фазу бутонізації та початку цвітіння має зелене забарвлення, під час завершення цвітіння і упродовж плодоношення набуває антоціанового відтінку. Чашечка трубчастодзвоникоподібна з п’ятьма загостреними ланцетними зубцями майже однакової довжини. Середня довжина чашечки 8,2 мм, ширина – 2,5 мм, зубців – 1,8 мм. На адаксіальній поверхні чашечки чітко видно 15 ребер, між якими знаходяться ефіроолійні пельтатні залозки, а уздовж ребер – велика кількість одно- та багатоклітинних прямих, загнутих залозистих волосків (див. Рис.1 Д1‑Д3). Віночок квітки двогубий, розміром 12 мм, переважно синьо-фіолетового забарвлення. Слід зазначити, що серед досліджуваних рослин виявлено форму гісопу, у якої віночок синього кольору з білими краями (див. Рис. 1 Г2). Верхня губа віночка дволопатева, нижня – трилопатева, з великою середньою лопаттю. Адаксіальна поверхня віночка густо вкрита покривними і залозистими волосками. Тичинки виступають з віночка на 3-5 мм. Тичинок у квітці чотири, дві з них довші, дві коротші. Гінецей ценокарпний. Маточка – з чотирироздільною верхньою зав’яззю і дволопатевою приймочкою (див. Рис. 1 Г1, Г2).

138

Modern Phytomorphology 7 (2015)

A1

В

A2

Г1

Д1

Б

Г2

Д2

Д3

Рис. 1. Морфологічні особливості органів рослин: А1, А2 – листок (×56, ×20); Б – стебло у поперечному перерізі (×120); В – суцвіття; Г1, Г2 – квітка (×20); Д1-Д3 – чашечка (×20, ×60, ×60).

Fig. 1. Morphological features of different plants’ organs: А1, А2 – leaf (×56, ×20 ); Б – stem in cross section (×120); В – inflorescence; Г1, Г2 – flower (×20); Д1-Д3 – calyx (×20, ×60, ×60).

Котюк Л.А. Онтоморфогенез Hyssopus officinalis за умов інтродукції

139

Рис. 2. Схожість та енергія проростання насіння Hyssopus officinal залежно від тривалості терміну зберігання.

Fig. 2. The germination capacity and sprouting energy of Hyssopus officinal seeds depending on storage duration term.

Плоди гісопу – ценобії, формуються у чашечці квітки, що є характерним для рослин родини Губоцвіті. Ценобій є розпадним плодом, який розвивається з ценокарпного двочленного гінецею. У результаті розриву кожного з плодолистиків відділяються 4 замкнуті однонасінні фрагменти – ереми (Рис. 3 se1). Корінь H. officinalis стрижневий, дерев’янистий, з добре розвиненими бічними розгалуженнями. На п’ятий рік життя оособин спостерігали розпад коренів на 2-4 партикули, на сьомий – на 6-10 (див. Рис. 4 Б5‑Б7). В умовах інтродукції під час онтогенезу гісопу лікарського виділено три вікові періоди: латентний, прегенеративний (віргінільний) і генеративний та п’ять вікових станів: проростки, ювенільний, іматурний, молодий генеративний і дорослий генеративний.

1. Латентний період Насіння (se) Період розпочинається з моменту дозрівання насіння і триває до моменту його проростання. За типом поширення H. officinalis – механохор, насіння характеризуються

нетривалим перодом фізіологічного спокою, тому біля материнських рослин спостерігали самосів. Насіння гісопу – ереми, довгастооберненояйцеподібної форми, тригранні. Базальна частина ерему округла, апікальна – загострена. Поверхня насіння шорстка, темно-бурого або чорного забарвлення, насінний рубчик світло-коричневий, серцеподібної форми, розміщений у базальній частині вентральної поверхні (див. Рис. 3 se1). Ереми гісопу лікарського дрібні. Маса 1000 шт. становить в середньому 1,10 г, мінімальною (1,00 г) вона була 2014 року, а максимальною (1,17 г) – 2008 року (Табл. 1). Зібране насіння характеризувалось високою життєздатністю. Так, через 6 місяців після збирання урожаю лабораторна схожість насіння становила 97,5% й істотно не змінювались упродовж чотирьох років зберігання. Схожість насіння, зібраного 2011 року, знизилась до 90,8%, а 2008 – до 74,8%. Встановлено зниження енергії проростання насіння через три роки зберігання до 76,8%, через сім років – до 55,8%, тоді як через шість місяців після збирання урожаю цей показник становив

140

Modern Phytomorphology 7 (2015)

j

se1

se2

pl1

pl2

im

v

g

Котюк Л.А. Онтоморфогенез Hyssopus officinalis за умов інтродукції

141

Табл. 1. Біометричні показники насінного матеріалу гісопу лікарського в умовах інтродукції (2008-2014 рр.).

Tab. 1. The biometric parameters of seeds of hyssop officinal under the conditions of introduction (2008-2014). Показники

Рік життя 1

2

3

4

5

6

7

Середнє

Маса 1000 шт., г 1,17±0,03 1,12±0,02 1,14±0,25 1,08±0,13 1,04±0,11 1,06±0,11 1,00±0,07 1,1±0,1 Довжина, мм

2,54±0,09 2,47±0,12 2,23±0,07 2,18±0,07 2,18±0,06 2,24±0,07 2,22±0,21 2,29±0,1

Ширина, мм

1,08±0,04 1,03±0,0

1,01±0,05 0,97±0,05 1,05±0,04 1,04±0,03 1,05±0,05 1,03±0,04

83% (Рис. 2). Польова схожість насіння гісопу лікарського в умовах зростання була нижчою від лабораторної в середньому на 20%.

2. Прегенеративний (віргінільний) період Період починався з моменту появи сходів і завершувався формуванням генеративних пагонів. Цей період включав наступні вікові стани: проростки, ювенннільний та іматурний стан. Проростки (р) Насіння гісопу лікарського характеризувалось надземним типом проростання. Сходи рослин у польових умовах з’являлись через 7-22 доби після посіву, залежно від погодних умов та терміну посіву. При проростанні насіння спочатку з’являвся корінець, згодом на поверхню грунту на довгих черешках виносились два округлих сім’ядольних листки (див. Рис. 3 se2). Сім’ядольні листки були спочатку жовтуваті, а згодом - зелені, опушені, цілокраї, довжиною 4 мм, шириною 2 мм. Епікотиль майже не виражений, завдовжки до 1-2 мм, гіпокотиль – 5-7 мм, головний корінець утворював 1-2 додаткових. (див. Рис. 3 pl1, pl2). Ювенільні рослини (j) Через 4-5 діб від моменту появи сім’ядолей формувалась перша пара листків. Перші листки сіянця – видовжено-яйцеподібної форми, цілокраї, опушені, розміщуються парами супротивно упродовж моноподіально

наростаючої осі. Довжина перших листків – 0,9-0,12 см, ширина – 0,4‑0,6 см. Сіянці 2,4‑2,7 см заввишки, довжина їх корінця – 2,3‑2,8 см. Епікотиль короткий, антоціанового забарвлення, завдовжки – 0,3-0,5, гіпокотиль завдовжки 0,6-1,1 см. На головному корені ювенільної рослини – від 4 до 8 бічних коренів, стебло сіянця у поперечному перерізі має округлу форму. Упродовж першого місяця після появи сходів, сіянці ростуть дуже повільно, при формуванні 6 пар справжніх листків закладались бічні пагони першого порядку в пазухах 2-6 пари листків, сім’ядольні листки рослини починали втрачати (див. Рис. 3 j). Іматурні рослини (іm) Наявні ознаки перехідного стану від ювенільних до дорослих рослин. У сіянців гісопу лікарського спостерігали подальші морфологічні зміни підземних і надземних органів. Розвиток кореня супроводжувався збільшенням його довжини і формуванням великої кількості бічних корінців. На пагонах першого порядку формувались пагони другого порядку. Особливо помітна зміна форми листкової пластинки – від видовжено-яйцеподібної до видовжено-ланцетної (див. Рис. 3 іm). Віргінільні рослини (v) Характеризувались інтенсивним ростом головного та бічних пагонів першого і другого порядків, розвитком кореневої системи. У структурі особин переважали ознаки дорослих рослин. Із сіянця формувався

◀ Рис. 3. Онтогенез Hyssopus officinalis : se1 – насіння; se2 – проростання насіння; pl1, pl2 – проростки; j – ювенільний стан; im – іматурний стан; v – віргінільний стан; g – генеративний стан. ◀ Fig. 3. Ontogenesis of Hyssopus officinalis: se1 – seeds; se2 – germination of the seed; pl – plants; j – juvenile state; im – immature state; v – virgin state; g – generative state.

142

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Табл. 2. Продуктивність і структура урожаю Hyssopus officinalis в умовах Полісся України залежно від вікових особливостей.

Tab. 2. Hyssopus officinalis yielding capacity and harvest structure under the conditions of Ukrainian Polissya depending on age peculiarities. Показники

Рік життя рослин 1

2

3

4

5

6

7

Висота пагонів,см

50,9±3,0

73.4±4,2

89,7±2,7

81,6± 2,3

75,4± 2,6

78,9±0,9

78,2±1,3

Кількість вегетативногенеративних пагонів, шт.

1

37,5±4,9

91,7±3,3

96,2± 7,8

96,7± 8,4

97,6±2,1

95,7±3,7

Маса 1 рослини, г

42,1±3,2

402,4±31,7

572,1±29,7

583,7± 3 0,6

574,3±30,3

561,1±15,0

542,8±16,7

Урожайність, т/га

2,81±0,2

26,83±2,1

38,14±1,98

38,91±2,04

38,29±2,02

37,41±1,0

36,19±1,12

кущ заввишки 38-50 см, на головному пагоні – 20-32 пагонів першого порядку і 60-86 пагонів другого порядку. Стебло в основі чотиригранне, діаметр стебла вище кореневоїї шийки 1,0-1,2, вище першого вузла – 0,4-0,5 см (див. Рис. 3 v).

3. Генеративний період (g) В умовах інтродукції генеративний період у особин H. officinalis значно перевищує прегенеративний (віргінільний), але повну його тривалість не встановлено. У генеративний період сіянці вступали ще на першому році життя. Молоді генеративні рослини (g1) Характеризувались подальшим формуванням дорослих структур: ростом кореневої системи, бічних пагонів, генеративних органів, суцвіття розвивались як на головному пагоні, так і на бічних. Інтенсивний ріст рослин відбувався упродовж бутонізації, під час цвітіння і плодоношення він фактично припинявся. Фазу бутонізації у молодих рослин гісопу лікарського спостерігали з останньої декади

липня, цвітіння – з останньої декади серпня до жовтня, плодоношення – у вересніжовтні. Упродовж першого року життя формувався один продуктивний пагін, який утворював бічні пагони першого і другого порядків. Встановлено, що у фазу масового цвітіння рослини першого року життя досягали у середньому 50,5 см висоти, а маса надземної частини однієї рослини складала 42,1 г (Табл. 2; Рис. 4 Б1). Розкривання квіток у суцвіттях H. officinalis відбувалось у акропетальному напрямі, спочатку у нижніх напівкільчатках, а коли зацвітали верхівкові квітки – у нижній частині суцвіть відбувалось плодоутвоення. Цвітіння розпочиналось спочатку на основному пагоні, а згодом – на бічних. Тривалість квітування гісопу лікарського – від 35 до 47 діб, але в умовах підвищення температури і недостатньої кількості опадів цей період зменшувався. Вегетація сіянців гісопу лікарського після формування і дозрівання насіння завершувалась у жовтні-листопаді. Фаза спокою рослин гісопу наставала з моменту

Рис. 4. Сіянці Hyssopus officinalis: A – четвертого року життя у період весняняного відростання; Б1-Б7 – першого- ▶ сьомого років життя у генеративний період.

Fig. 4. Hyssopus officinalis seedlings: A – 4th year of life in the period of spring growth; Б1-Б7 – 1st-7th year of life in the ▶ generative period.

Котюк Л.А. Онтоморфогенез Hyssopus officinalis за умов інтродукції

143

А

Б1

Б2

Б3

Б4

Б5

Б6

Б7

144 стійкого похолодання, коли температура повітря сягала нижче –5°С. Дорослі генеративні особини (g2) У цей стан особини H. officinalis вступали на другий рік життя. Цей віковий стан є найтривалішим і чіткого завершення цього періоду в умовах зростання не встановлено. У сіянців другого-сьомого років зростання фаза весняного відростання наступала за температури вище +5°С переважно з другої декади квітня, бутонізація – з першої декади липня, цвітіння – з третьої декади липня, плодоношення – з третьої декади серпня, а насіння збирали у 2-3 декаді вересня. Дослідженням динаміки ростових процесів гісопу лікарського упродовж генеративного пероду встановлено, що максимальної висоти рослини досягали на третій рік життя (89,7), в той час як мінімальною була у перший рік (50,9 см). Починаючи з четвертого року життя цей показник поступово знижувався до 78,2 см (7 рік вегетації) (див. Табл. 2; Рис. 4). Починаючи з другого року життя гісопу кількість вегетативно-генеративних пагонів у кущі зростала. Так, на другий рік їх середня кількість становила 37,5 шт., а на шостий – 97,6 шт. Максимальна кількість вегетативно-генеративних пагонів одного сіянця нараховувала 185 шт. Встановлено, що лише 60% вегетативно-генеративних пагонів формували 6-12 пагонів другого порядку (див. Табл. 2; Рис. 4). При умові зрізання отави H. officinalis наприкінці липня (фаза початку цвітіння) спостерігали відростання пагонів на 30‑50 см і їх цвітіння упродовж останньої декади вересня – початку жовтня. При цьому, у зв’язку із зниженням температури, сформовані квітки були дрібніші, насіння не дозрівало. Урожайність фітомаси у даному випадку була удвічі меншою у порівнянні з першим укосом, тому в умовах Полісся України збирання зеленої маси гісопу двічі за рік вважаємо недоцільним. Найвища урожайність зеленої маси гісопу лікарського встановлена на четвертий рік

Modern Phytomorphology 7 (2015) життя (38,91 т/га), найменша – у перший рік (2,81 т/га). Урожайність рослин другого року життя складала 26,83, сьомого – 36,19 т/га. Починаючи із п’ятого року життя урожайність гісопу незначно знижувалась, хоча інші кількісні та метричні параметри не зменшувались. Очевидно, це зумовлено збільшенням площі здерев’яніння пагонів і появою ознак старіння рослин (див. Табл. 2; Рис. 4). Незначне зниження біопродуктивності рослин 4-6 років життя, партикуляція кореневої системи можуть свідчити про ознаки початку переходу особин H. officinalis до старого генеративного стану (g3), хоча чіткі ознаки цього стану не встановлені. Висновки В умовах ботанічного саду Житомирського національного агроекологічного університету особини H. officinalis проходили наступні періоди розвитку: латентний, віргінільний (прегенеративний) і генеративний. Генеративний період є найтривалішим і чіткого завершення цього періоду в умовах зростання не встановлено. Упродовж першого року життя сіянці гісопу лікарського утворили один розгалужений пагін, який квітував і сформував життєздатне насіння. Починаючи з другого року життя кількість вегетативногенеративних пагонів у кущі зростала. Максимальну висоту рослини мали на третій рік життя (89,7±2,7 см), кількість вегетативно-генеративних пагонів – на п’ятий (96,7±8,4 шт.). Найбільша урожайність рослин досліджуваного виду була встановлена на четвертий (38,91 т/га), найменша – у перший рік рік життя (2,81 т/га). Таким чином, рослини H. officinalis повністю проходять весь цикл росту та розвитку, формують вегетативні, генеративні органи і життєздатне насіння, що є свідченням достатнього ступеня адаптації виду до умов регіону, успішності його інтродукції.

Котюк Л.А. Онтоморфогенез Hyssopus officinalis за умов інтродукції Використані джерела Аутко А.А., Рупасова Ж.А. 2003. Биоэкологические особенности выращивания пряно-ароматических лекарственных растений. Тонпик, Минск. Бейдеман И.Н. 1974. Методика изучения фенологии растений и растительных сообществ. Наука, Новосибирск. Беленовская Л.М., Корхов В.В., Мац М.Н., Медведева Л.И. 1991. Растительные ресурсы СССР. Цветковые растения, их химический состав, использование. Семейства HippuridaceaeLobeliaceae. Наука, Санкт-Петербург. Бойко А.В., Остапко В.М., Приходько С.А., Муленкова Е.Г. 2012. Флористические находки на Юго-Востоке Украины. Промышленная ботаника 12: 107–110. Воронина Е.П., Годунов Ю.Н., Годунова Е.О.

2001. Новые ароматические растения для Нечорноземья. Наука, Москва. Гоменюк Г.А, Даниленко В.С., Гоменюк И.И., Даниленко И.В. 2001. Практическое применение лекарственных сборов: справочник. А.С.К., Киев. Иванов М.Г. 2006. Влияние схем посева и почвенных условий на урожайность растений Hyssopus officinalis L. в условиях северо-запада России. Современные наукоемкие технологии 8: 75–76. Иванов М.Г. 2011a. Методы ускоренного создания многолетних медоносных плантаций душицы и иссопа в условиях Северо-Запада РФ. Фундаментальные исследования 4: 53–58. Иванов М.Г. 2011b. Состояние и пути совершенствования получения экологически чистой продукции нетрадиционных пряновкусовых культур семейств Apiaceae, Asteraceae и Lamiaceae в условиях Северо-Запада России. Фундаментальные исследования 10: 193–195. Калиниченко Л.В. 2013. Агробиологические особенности иссопа лекарственного (Hyssopus officinalis L) и пути повышения продуктивности культуры в условиях Нечерноземной зоны. Автореф. дис. ... канд. с.-х.н. Москва. Курбатова Н., Мухитдинов Н., Туякова А., Абидкулова К. 2009. Ботанические и фотохимические исследования Hyssopus officinalis L. культивируемого в Казахстане. Вісник КНУ ім. Т.Г. Шевченка. Інтродукція та збереження рослинного різноманіття 25-27: 95–97.

145

Мінарченко В.М. 2005. Лікарські судинні рослини України (медичне та ресурсне значення). Фітосоціоцентр, Київ. ДСТУ 7160-2010. Насіння овочевих, баштанних, кормових і пряно-ароматичних культур. Сортові та посівні умови. Технічні умови. 2010. [Чинний від 2010–07–01]. Держспоживстандарт України (Національний стандарт України), Київ. Парамонова Т.В., Повлін І.Е. 2011. Сортові елементи вирощування меліси і гісопу лікарських в низинній зоні Закарпаття. Вісник ЦНЗ АПВ Харківської області 11: 121–126. Песцов Г.В., Чепурнова М.А., Музафаров Е.Н.

2009. Особенности интродукции и перспективы изучения эфиромасличных растений. Известия Тульського государственного университета. Естественные науки 2: 246–254. Работнов Т. А. 1950. Жизненный цикл многолетних травянистых растений в луговых ценозах. Труды БИНАН СССР. Сер. 3. Геоботаника 6: 7–204. Работягов В.Д., Свиденко Л.В., Деревьянко В.Н., Бойко М.Ф. 2003. Эфиромасличные и лекарственные растения, интродуцированные в Херсонской области (эколого-биологические особенности и хозяйственно ценные признаки). Айлант, Херсон. Шибко А.Н. 2011. Биоморфологические особенности семян Hyssopus officinalis L. при возделывании в условиях Предгорного Крыма. Ученые записки ТНУ им. В.И. Вернадского. Серия «Биология, химия» 24/63 (4): 371–377. Уранов А.А., Смирнова О.В. 1969. Классификация и основные черты развития популяций многолетних растений. Бюлл. МОИП. Отд. биол. 79 (1): 19–135.

Gollapudi S., Sharma H.A., Aggarwal S., Byers L.D., Ensly H.E., Gupta S. 1995. Isolation of a previously unidentified polysaccharide (MAR‑10) from Hyssop officinalis that exhibits strong activity against human immunodeficiency virus type 1.

Biochem. Biophys. Res. Commun. 210 (1):145–151.

Kreis W., Kaplan M.H., Freeman J., Sun D.K., Sarin P.S. 1990. Inhibition of HIV replication by Hyssop officinalis extracts. Antiviral Res. 14 (6): 323–337.

Zawiślak G. 2013. Morphological characters of Hyssopus officinalis L. and chemical composition of its essential oil. Mod. Phytomorphol. 4: 93–95.

Ontomorphogenesis of Hyssopus officinalis L. introduced in conditions of ZhNAEU’s Botanical Garden Lyudmyla A. Kotyuk Abstract. The paper establishes some special features of Hyssopus officinalis growth, development and morphology when being introduced in the ZhNAEU’s Botanical Garden. The results of investigations of H. officinalis ontogenesis ex situ

146

Modern Phytomorphology 7 (2015)

are presented for the next periods: latent, pregenerativе and generative. The signs of the age states of individuals are specified. In the period of 7 years of growing the maximum indices of shrub height were observed in the 3rd year of life (89,7±2,7 cm), whereas the maximum numder of vegetative and generative sprouts – in the 5th year (96,7±8,4 cm). The green mass yielding capacity of hyssop in the 4th year – 38,91± 2,04 t/ha and in 7th year – 36,19±1,12 t/ha. It has been stated that while introduced, plants of the species under consideration go through the complete cycle of growth and development, which speaks about sufficient rate of adaptation of the species to the conditions of the region.

Key words: Hyssopus officinalis, introduction, age stages, morphological features, bioproductivity Zhytomyr National Agroecological University, Stary Boulevard 7, 10008 Zhytomyr, Ukraine; kotyuk-la@ukr.net

Modern Phytomorphology 7: 147–152, 2015

УДК: 581.1:581.8

Морфологія стебла та васкулярна анатомія Fagopyrum esculentum Moench. за дії ретарданту хлорхолінхлориду Олександр Є. Смірнов *, Анатолій М. Косян, Оксана І. Косик, Наталія Ю. Таран Анотація. Досліджено вплив різних концентрацій ретарданту хлорхолінхлориду на довжину гіпокотиля та першого міжвузля рослин гречки звичайної (Fagopyrum esculentum Moench.). Встановлено, що передпосівна обробка рослин гречки хлорхолінхлоридом призводила до зменшення довжини стебла, викликала ранню інтенсивну лігніфікацію провідних та механічних елементів, збільшувала кількість та розмір судинно-волокнистих пучків, що може бути пов’язано з функціональними перебудовами на рівні донорно-акцепторних зв’язків між органами рослин. Ключові слова: Fagopyrum esculentum, хлорхолінхлорид (CCC), гіпокотиль, міжвузля, провідні пучки, лігніфікація Навчально-науковий центр «Інститут біології» Київського національного університету імені Тараса Шевченка, кафедра фізіології та екології рослин, вул. Володимирська, 64/13, Київ, 01601, Україна; * plantaphys@gmail.com

Вступ Механізм дії синтетичних регуляторів росту групи ретардантів протилежний природним і синтетичним стимуляторам – гіберелінам, ауксинам, кінінам, брасиностероїдам (Tabatabaei & Akhgari 2014). Відкриття високої ретардантної активності та вибірковості дії у похідних групи четвертинних амонійних солей виявилось потужним поштовхом для синтезу великої кількості сполук та розширення ряду речовин з ретардантними властивостями. Первинні випробування цих сполук дозволили не тільки виділити найбільш ефективні препарати, але й встановити загальні закономірності залежності фізіологічної активності від будови діючої молекули (Гафуров и Зефиров 2007). За своїм хімічним складом та будовою група синтетичних регуляторів росту ретардантів об’єднує різноманітні сполуки. Одним з найбільш вживаних серед них є – хлорхолінхлорид (ССС, [(CH3)3N+CH2CH6ClCl-]). ССС пригнічує розтягування клітин стебел під час їх росту, спрямовуючи поділ клітин у поперечному © The Author(s), 2015

напрямку, блокує в організмі рослин синтез гібереліну, що стимулює витягування стебел, не заподіюючи шкоди іншим фізіологічним процесам (North et al. 2010). Найбільш широке застосування ССС має у плодово-ягідному садівництві, він значно підвищує продуктивність культур, підвищує морозостійкість. А також використовується для обробки зернових культур для запобігання передчасному виляганню (Bennett et al. 2012). В ході досліджень на рослинах Hordeum vulgare L. виявлено, що підвищення стійкості до вилягання відбувається за рахунок вкорочення перших міжвузль, потовщення механічних тканин та збільшення кількості провідних елементів (Степанюк 2010). Метою даної роботи було виявити механізми дії ССС на структурнофункціональному рівні – вивчити вплив різних концентрацій ССС на морфологію стебла та виявити анатомічні зміни у тканинах стебла і черешків листків рослин гречки звичайної (Fagopyrum esculentum Moench.) за дії діапазону обраних концентрацій ретарданту.

148

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Рис. 1. Довжини гіпокотиля та першого міжвузля рослин Fagopyrum esculentum за дії різних концентрацій хлорхолінхлориду: * – різниця порівняно з контролем статистично значуща за р ≤ 0,05.

Fig. 1. Hypocotyl and first internode lengths of Fagopyrum esculentum plants at different chlormequat chloride concentrations: * – significant difference at p ≤ 0,05.

Матеріали і методи досліджень Насіння гречки звичайної (Fagopyrum esculentum cv.

Rubra) пророщували в термостаті на змоченому CCC у концентраціях 0,25%, 0,5%, 1,0%, 2,0% на фільтрувальному папері у чашках Петрі впродовж 48 годин у темряві та за температури 25°С. Контролем слугували рослини, насіння яких було замочено у дистильованій воді. Дводенні проростки пересаджували у ґрунт. Рослини вирощували в контрольованих умовах освітлення, температури у атмосфері (25°С) та фотоперіоду (16 годин при щільності квантів світлового потоку ≈ 200 мкмоль·м‑2·с-1). Виміри довжини гіпокотилів та першого міжвузля і мікроскопічне дослідження

зрізів стебла та черешка листка проводили на третій тиждень вегетації рослин. Для виявлення лігніну використовували кольорову реакцію з сірчанокислим аніліном (Vermerris & Nicholson 2006). Зрізи були розглянуті під світловим мікроскопом Leitz Wetzlar SM-LUX (Germany) при ×250 збільшенні та сфотографовані фотоапаратом Nikon Coolpix L21. Статистичну обробку результатів проводили шляхом дисперсійного однофакторного аналізу з використанням t-критерію Стьюдента за р ≤ 0,05 і програми «Microsoft Excel 2010». Кількість біологічних повторів та аналітичних повторностей у досліді – не менше трьох, загальна вибірка – 300 рослин.

Смірнов О.Є. та ін. Морфологія стебла та васкулярна анатомія Fagopyrum esculentum Результати та їх обговорення Особливістю дії ретарданту хлорхолінхлориду на рослини є потовщення і зміцнення стебла, припинення клітинами росту розтягуванням (Tabatabaei & Akhgari 2014). В ході експерименту нами відзначено зменшення довжин гіпокотиля та першого міжвузля у рослин F. esculentum із зростанням концентрації ретарданту. Вивчаючи вплив ССС на рослини гречки можна простежити чітку тенденцію зменшення довжин гіпокотиля та першого міжвузля при збільшенні концентрації діючої речовини. Зокрема, найбільш інгібуючий вплив мала 2% концентрація ретарданту. При обробці насіння F. esculentum цією концентрацією ССС, довжина гіпокотиля досліджуваних рослин зменшилася на 60%, а довжина першого міжвузля – на 65% (Рис. 1). ССС виступає індуктором адаптивних реакцій на морфологічному рівні, також передпосівна обробка рослин регулятором росту викликає фізіологічні перебудови на функціональному рівні – збільшується вміст усіх груп фотосинтетичних пігментів (Kuznetsov et al. 1992). Такі перебудови тісно пов’язані зі структурними модифікаціями, які відбуваються під дією ретарданту. Наші дослідження показали, що передпосівна обробка рослин найбільш рістінгібуючою концентрацією (2%) призводить до ранньої та інтенсивнішої лігніфікації клітин у складі провідної та механічної тканини. За даними літератури інтенсифікація лігніфікації може мати прямий зв’язок із змінами активності ензиму біосинтезу попередників лігніну – фенілаланін аміак-ліази та опосередкований зі зв’язаною з клітинною стінкою пероксидазою. Обидва ензими беруть участь у вторинних перебудовах клітинних стінок за участі лігніну (Michalak, 2006). Анатомічні зміни в пагонах рослин, оброблених ретардантом у концентрації 2%, супроводжувалися посиленим відкладанням лігніну. Підвищеної лігніфікації зазнавали як

149

провідні, так і механічні елементи ксилеми. Також нами відмічені зміни у кількості і ксилемних, і флоемних елементів у складі судинно-волокнистих пучків стебла (Рис. 2). На підставі аналізу отриманих мікроскопічних зрізів, можна припустити існування закономірності – основа пагона відрізняється від верхівки більшою площею ксилемної зони, яка поступово зменшується з підвищенням ярусності. Під впливом рістінгібуючих концентрацій ССС у плодових дерев відбувається прискорене формування ксилемних елементів. Ретардант сприяє не тільки більш швидкому формуванню провідних пучків, але й покращує їх розвиток. Збільшення флоемних елементів судинноволокнистих пучків може бути пов’язано з інтенсифікацією процесу фотосинтезу та збільшенням вмісту фотосинтетичних пігментів. Отже, стебла дослідних рослин під впливом ССС формують значно більшу кількість провідних елементів ніж контрольні. Проведені нами мікроскопічні дослідження зрізів черешка листка F. esculentum підтверджують цей факт (Рис. 3). Черешки контрольних рослин (А) мають лише один центральний судинноволокнистий пучок. В черешках листків дослідних рослин, оброблених 1% ССС, на третій тиждень вегетації починає формуватися другий центральний провідний пучок (Б). На зрізах черешків листків рослин оброблених 2% ССС добре помітні три відокремлених центральних пучка, розділених паренхімною тканиною (В). Збільшення кількості провідних елементів у черешках листків може бути пов’язано з посиленням фотосинтетичної активності, потребою у перерозподілі потоків фотоасимілятів та зміною «запиту» атрагуючих центрів. Такі структурні перебудови можуть бути направлені на підтримання балансу у донорно-акцепторних взаємодіях між органами рослини. Висновки На підставі проведених досліджень можна стверджувати, що морфометричні

150

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Рис. 2. Вплив хлорхолінхлориду на розвиток провідних елементів стебла Fagopyrum esculentum: А – перше міжвузля контрольних рослин; Б – друге міжвузля контрольних рослин; В – перше міжвузля за дії 2% ССС; Г – друге міжвузля за дії 2% ССС. СВП – судинно-волокнистий пучок.

Fig. 2. Effect of chlormequat chloride on development of conducting elements in Fagopyrum esculentum stem: А – first internode of control plants; Б – second internode of control plants; В – first internode under 2% CCC action; Г – second internode under 2% CCC action. СВП – vascular bundle.

та структурно-функціоналіні перебудови стебла та черешків рослин F. esculentum за дії ССС беруть участь у підвищенні стійкості до передчасного вилягання рослин. Механізми формування стійкості подібні до тих, що були досліджені на злакових. Крім цього, зміни на рівні морфо- і гістогенезу – вкорочення гіпокотиля та першого меживузля, збільшення кількості та розмірів судинно-волокнистих пучків у відповідь на обробку ССС можуть

бути пов’язані зі змінами у метаболізмі рослин та підтриманням донорно-акцепторної рівноваги. Використані джерела Гафуров Р.Г., Зефиров Н.С. 2007. Роль молекулярной структуры фиторегуляторов в восприятии химического сигнала рецепторами гормональных систем растений. Вестн. Моск. ун-та. Сер. 2. Химия 48 (1): 60–68.

Смірнов О.Є. та ін. Морфологія стебла та васкулярна анатомія Fagopyrum esculentum Степанюк Г.Я. 2010. Изменчивость анатомических признаков стебля ячменя (Hordeum vulgare L.) в условиях лесостепи Кемеровской области. Автореф. дис. … канд. биол. наук. Кемерово.

Bennett J.T., Virgona J.M., Martin P.J., O’Connell P. 2012. Effects of plant growth regulators that reduce stem height on yield of wheat in southern Australia. Materials of 16th Australian Agronomy Conference: 56–59.

Kuznetsov E.D., Vasilenko V.F., Kreslavski V.D. 1992. Stimulation effects of short-time red light and plant growth retardant on greening and formation of photosynthetic apparatus in wheat seedlings. Plant Physiol. Biochem. 30: 559–564.

Michalak A. 2006. Phenolic compounds and their antioxidant activity in plants growing under heavy metal stress. Polish J. Environ. Stud. 15 (4): 523–530.

North J.J., Laubscher C.P., Ndakidemi P.A. 2010.

Effect of the growth retardant Cycocel® in controlling the growth of Dombeya burgessiae. Afr. J. Biotechnol.

9 (29): 4529–4533.

Tabatabaei S.S.M., Akhgari H. 2014. The investigation of growth reducer Cycocel effect on yield and some quantitative characteristics of rice (Oryza sativa) at different nitrogen kevels. Int. J. Farm. Allied Sci. 3 (2): 197–202.

Vermerris W., Nicholson R. 2006. Phenolic compound biochemistry. Springer Science + Business Media V.B.

Рис. 3. Вплив хлорхолінхлориду на провідні елементи черешка Fagopyrum esculentum: А – контроль; Б – 1% концентрація ССС; В – 2% концентрація ССС.

Fig. 3. Effect of chlormequat chloride on conducting elements in Fagopyrum esculentum petiole: А – control; Б – 1% CCC; В – 2% CCC.

151

152

Modern Phytomorphology 7 (2015)

Stem morphology and vascular anatomy of Fagopyrum esculentum Moench. under retardant chlormequat chloride action Oleksandr E. Smirnov *, Anatoliy M. Kosyan, Oksana I. Kosyk, Natalia Yu. Taran Abstract. Effects of different concentrations of retardant chlormequat chloride on hypocotyl and first internode lengths of common buckwheat (Fagopyrum esculentum Moench.) were investigated. It was established that treatment of buckwheat plants with chlormequat chloride before presowing led to: reduction of stem length, activation of early and intensive lignification of vascular and mechanical elements, increasing number and size of vascular bundles in correlation with functional reconstructions on donor-acceptor connections of plant organs.

Key words: Fagopyrum esculentum, chlormequat chloride (CCC), hypocotyl, internode, vascular bundles, lignification Taras Shevchenko National University of Kyiv, ESC â&#x20AC;&#x153;Institute of Biologyâ&#x20AC;?, Plant Physiology and Ecology Department, 64/13, Volodymyrska str., 01601 Kyiv, Ukraine; * plantaphys@gmail.com

Авторський показчик

А Антюфеев В.В. ......................87

М Мартинюк В.О. .....................95

Ц Царенко О.М. .......................95

Б Бабенко Л.М. ......................129 Безсмертна О.О. .................121

Н Нужина Н.В. ........................121

Ш Шейко О.А. .........................129

П Пашкевич Н.А. ...................103

Щ Щербатюк М.М. ................129

К Калашник С.О. ...................113 Карпенко Н.І. ........................95 Косаківська І.В. ..................129 Косик О.І. .............................147 Косян А.М. ..........................147 Котюк Л.А. ..........................135

С Смірнов О.Є.........................147 Т Таран Н.Ю. ..........................147

Author index

A Antyufeyev V.V. ......................87 B Babenko L.M. ......................129 Banásová V. .............................67 Barabasz-Krasny B. ................39 Bezsmertna O.O. .................121 Bohdanowicz J. ......................59 Č Čiamporová M. ......................67 D Damerval C. ...........................13 Deroin T. .............................5, 13 Ďurišová E. .............................67

Kosakivska I.V. .....................129 Kosyan A.M. ........................147 Kosyk O.I. .............................147 Kotyuk L.A. ..........................135 Kowalkowska A. ....................59 L Le Guilloux M........................13 M Martynyuk V.O. .....................95 Migdałek G. ............................75 Możdżeń K. ..................... 75, 81 N Naskar S. .................................47 Nuzhyna N.V. .......................121

J Jabbour F. ................................13

O Oliwa J. ....................................81

K Kalashnyk S.О. .....................113 Karpenko N.I. ........................95 Kleszcz I. .................................55

P Pashkevych N.A. .................103 Popielarska-Konieczna M....55

R Rakotondrainibe F. ................. 5 Rut G. ......................................75 Rzepka A. ................................75 S Shcherbatiuk M.M. .............129 Sheyko O.A. .........................129 Smirnov O.E. ........................147 Sołtys-Lelek A. .......................39 Staňová A. ...............................67 T Talebi S.M. ..............................21 Taran N.Yu. ...........................147 Tsarenko О.М. .......................95 Turis P. .....................................39 Turisová I. ...............................39 W Wiśniewska N. .......................59 Z Zagata P. ..................................75

IнформацIя для авторIв Сучасна Фітоморфологія виходить один раз на рік, публікує оригінальні наукові статті, огляди та короткі повідомлення, що стосуються анатомічних, морфологічних, фізіологічних і таксономічних з використанням морфологічних ознак досліджень рослин та грибів у широкому розумінні. Перевага надається статтям, написаним англійською мовою, проте також приймаються до розгляду публікації, написані українською або російською мовами. Обсяг публікації – не обмежений; шрифт Times New Roman, розмір – 12, відступ – 1,25 см, інтервал – 1,5; усі поля – по 2 см; вирівнювання по ширині. Порядок тексту: 1) УДК, 2) назва публікації, 3) імена і прізвища авторів, 4) анотація (не менше 100 слів) і ключові слова мовою основного тексту, 5) назви і адреси установ і e-mail авторів, 6) основний текст, 7) список використаних джерел наведеного зразка, 8) підписи до рисунків і таблиць мовою основного тексту і продубльовані англійською мовою. У випадку, якщо основний текст подано українською або російською мовою, після підписів подаються англійською мовою: 1) назва публікації, 2) імена і прізвища авторів, 3) анотація (не менше 100 слів) і ключові слова, 4) назви і адреси установ і e-mail авторів. Посилання в тексті просимо подавати наступним чином. Для одного автора: (Kondracki 1978); для двох авторів: (Capelletti & Poldini 1984); для трьох і більше авторів: (Cieśliński et al. 2009). Допускаються посилання: Kondracki (1978: 55-60); (Kondracki 1978, 1980). Матеріали просимо надсилати на скриньку редакції (novikoffav@gmail.com). Текст слід надсилати у форматах «.doc», «.docx» або «.rtf». Рисунки слід подавати окремими файлами у форматі «.jpg» або «.tiff» з роздільністю не менше 300 dpi, або ж вставляти у кінці текстового файлу на окремих сторінках. Таблиці слід подавати окремими файлами у форматі «.xls» або «.xlsx», або ж розміщувати у кінці текстового файлу. Кожен автор отримує безкоштовно pdf власної статті Редакція залишає за собою право редагувати і відхиляти матеріали, які не відповідають правилам оформлення або ж тематиці журналу.

Зразок оформлення списку використаних джерел:

Capelletti E. & Poldini L. 1984. Seed morphology in some European aconites (Aconitum, Ranunculaceae). Plant Syst. Evol. 145: 193-201.

Cieśliński S., Czyżewska K., Fabiszewski J. 2003. Red list of extinct and threatened lichens in Poland. In: K. Czyżewska (ed.), The threat to lichens in Poland. Monogr. Bot. 91: 13-49 (in Polish).

Paczoski J. 1927. Aconitum. In: W. Szafer (ed.), Flora Polska. 3: 19-25. PWN, Warszawa-Krakow.

Kondracki J. 1978. Karpaty. Wydawnictwo Szkolne i Pedagogiczne,Warszawa.

I nformation for a u thor s Modern Phytomorphology publishes original research articles, reviews and short reports covering anatomical, morphological, physiological and taxonomical on the base of morhology investigations of plants and fungi in wide sense. Journal prefers manuscripts written in English, but also accepts papers in Russian and Ukrainian.

Modern Phytomorphology is annual.

The manuscript size is unlimited; font – Times New Roman, size – 12 pt., indentation – 1,25 сm, 1,5-spaced, width fitted; margins 2 cm on all four sides.

Text sequence: 1) article title, 2) author’s names, 3) abstract (no less than 100 words) and keywords in the language of main text, 4) institute, postal address, e-mail, 5) main text, 6) references by the following examples, 7) titles for figures and tables in the language of main text and in English. If the language of the main text is different from English, than you also must write in English by 10 pt.: 1) article title, 2) author’s names, 3) abstract (no less than 100 words) and keywords, 4) institute, postal address, e-mail.

References in the text should be quoted as follows. For one author: (Kondracki 1978); for two authors: (Capelletti & Poldini 1984); for three or more authors: (Cieśliński et al. 2009). Also can be quoted as Kondracki (1978: 55-60) or (Kondracki 1978, 1980).

Please send the manuscripts to the editor (novikoffav@gmail.com). Text should be saved as «.doc», «.docx» or «.rtf» files. Images should be given as separate “.jpg” or “.tiff ” files (300 dpi), or they also may be placed at the end of the main file on the separated pages. Tables should be given as separate “.xls” or “.xlsx” files, or they can be placed at the end of the main file on the separate pages too.

Pdf of each paper are supplied to each author free of charge.

Editorial board reserves the right to edit and decline the papers which have format errors or do not correspond to the journal thematics.

References examples: Capelletti E. & Poldini L. 1984. Seed morphology in some European aconites (Aconitum, Ranunculaceae). Plant Syst. Evol. 145: 193-201.

Cieśliński S., Czyżewska K., Fabiszewski J. 2003. Red list of extinct and threatened lichens in Poland. In: K. Czyżewska (ed.), The threat to lichens in Poland. Monogr. Bot. 91: 13-49 (in Polish).

Paczoski J. 1927. Aconitum. In: W. Szafer (ed.), Flora Polska. 3: 19-25. PWN, Warszawa-Krakow.

Kondracki J. 1978. Karpaty. Wydawnictwo Szkolne i Pedagogiczne,Warszawa.

Flowering plants are known for their enormous structural diversity, representing adaptations to a wide range of habitats and life styles.

For the plant biologist interested in the developmental basis of variation in plant form, such morphological variety raises certain basic questions. For example, how much of this morphological diversity is merely the result of quantitative variations in growth distribution on a common developmental theme and how much is the result of qualitatively unique developmental programs which are distinctive for individual plant groups? Answers to such broad questions can be of significance to both evolutionary and developmental biologists.

Donald R. Kaplan, 1984

ISSN 2226-3063 e-ISSN 2227-9555