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La investigación científica en la escuela


La investigación científica en la escuela Un enfoque pedagógico innovador Editado por: PUNTO ROJO LIBROS, S.L. Cuesta del Rosario, 8 Sevilla 41004 España 902.918.997 info@puntorojolibros.com Impreso en España ISBN: 9788417988258 Maquetación, diseño y producción (Coordinadores) Rosa María Belmonte Lozano y Pablo Ramírez del Amo (Autores) Pablo Ramírez del Amo, Mª José León Fernández, Juan Lorenzo Tallafigo, Juan Manuel García Arcos y Sonia Agüera González © 2019 Punto Rojo Libros, de esta edición Reconocimiento - No Comercial - Compartir Igual (by-nc-sa)

Esta licencia no permite un uso comercial de la obra original ni de las posibles obras derivadas. Además, la distribución de estas obras derivadas se debe hacer con una licencia igual a la que regula la obra original.


La investigación científica

en la escuela Un enfoque pedagógico innovador

(Coordinadores) Rosa María Belmonte Lozano Pablo Ramírez del Amo (Autores) Pablo Ramírez del Amo Mª José León Fernández Juan Lorenzo Tallafigo Juan Manuel García Arcos Sonia Agüera González


INTRODUCCIÓN "Everyone could be scientists, starting in school" Esta frase es la esencia del proyecto ERASMUS+ SWIS (Scientific Work Into School) 2017-1-ES01-KA201-038044 que ha culminado en la publicación de esta guía. Sorprendentemente esta fue la respuesta mayoritaria que los estudiantes participantes registraron en la encuesta inicial que les pedimos que cumplimentaran al inicio del trabajo para conocer sus inquietudes y percepción de la ciencia. En esta guía se resume el trabajo de tres años. El primer año supuso un gran esfuerzo para la preparación y redacción de un proyecto ERASMUS+ de Innovación Educativa que se presentó a la convocatoria del año 2017 y que nació por la convicción de que hay otras formas de enseñar y de aprender ciencia que pueden ayudar a cambiar la percepción sobre ésta que posee el alumnado en la etapa de secundaria de centros escolares europeos. Sabemos que la carga horaria semanal que un profesor y profesora de ciencias destina en un centro educativo a la enseñanza directa con diferentes grupos de alumnado es elevada. Además de esto, los sistemas educativos y la organización horaria del profesorado deja poco tiempo para preparar el diseño e implementación de proyectos o experiencias que muestren la realidad científica actual de una forma creativa y experimental. Por otra parte, los recursos materiales que los centros educativos poseen para llevar a cabo experiencias científicas son exiguos, haciendo difícil llevar al aula una metodología que motive a nuestro alumnado a interesarse por temas científicos reales.

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Por estas razones y por la voluntad de creernos parte responsable de la Educación y Formación de nuestro alumnado de Secundaria, creímos importante acercar la ciencia al aula con la misma rigurosidad con la que la ciencia es tratada desde las entidades que han sido socios de nuestro proyecto Erasmus: el Laboratorio Municipal de Sevilla de análisis de agua y control sanitario de productos alimenticos y el Departamento de Ingeniería Química de la Facultad de Química de la Universidad de Sevilla. Un aspecto a destacar de este proyecto ha sido la oportunidad de tener un asesoramiento profesional para el desarrollo de proyectos de investigación que han permitido acercar la realidad del trabajo en laboratorios científicos al alumnado de secundaria. Esto unido a la oportunidad de visitar y conocer de primera mano laboratorios reales de investigación y de análisis facilita una mejor compresión y aumenta la motivación de nuestro alumnado sirviendo además como referente y mostrando unas perspectivas reales para su formación futura. Otro aspecto que se ha trabajado en el proyecto ha sido la mejora de la formación científica de nuestro profesorado. Para ello, se ha contado con la colaboración de Open Science School, http://openscienceschool.org/, una comunidad formada por personas de todo el mundo cuya base es el Centro de Investigaciones interdisciplinares de París, https://cri-paris.org/, su principal apoyo y fuente de fondos desde 2014. El segundo y tercer año fue la puesta en marcha de un trabajo complejo que ha demandado grandes dosis de esfuerzo a los participantes socios para llevar a cabo este proyecto de una forma coherente y de calidad. El resultado ha sido la mejora indiscutible de las competencias sociales, comunicativas, científicas y técnicas de nuestro alumnado y profesorado implicados y la elaboración de un material de gran utilidad en la práctica docente. Los proyectos de investigación recogidos en esta guía están dirigidos a estudiantes de secundaria. La idea principal fue el de diseñar proyectos llamativos e interesantes basados en situaciones y problemas de su vida real con un coste económico asequible. 10


Son trabajos de fácil realización con una metodología explicada paso a paso. Para ello cada experiencia se acompaña de una breve introducción teórica de los contenidos necesarios para la realización del mismo. Cada proyecto dispone de un enlace web para que se pueda ver la experiencia explicada paso a paso, que sirve de apoyo al desarrollo de las prácticas. Creemos que es muy importante enseñar a nuestros adolescentes un pensamiento crítico que les convierta en los adultos garantes de un futuro mejor. Por esta razón, al final de cada experimento se plantean una serie de cuestiones que les obligan a analizar el mundo que les rodea en relación a los conocimientos adquiridos. Al final nuestros alumnos incorporan a su currículo conocimientos en biología, física y química, matemáticas, geografía, medio ambiente, salud, idiomas e incluso legislación. De forma transversal y aprendidas desde la experiencia directa. Además, se trabaja la cooperación y el trabajo en grupo entre ellos. El grado de complejidad puede adaptarse a los distintos niveles académicos e incluso los alumnos participantes pueden explicar las prácticas realizadas a compañeros de cursos inferiores para reforzar su aprendizaje y la vocación científica entre todo el alumnado. La guía se divide en tres bloques: Un primer bloque en el que se introduce al estudiante a trabajar conforme al método científico y respetando las normas básicas para trabajar con seguridad en un laboratorio. Para ello, se han propuesto dos pequeños proyectos introductorios. En el segundo bloque se compone de 5 proyectos cuyo nexo de unión es la importancia del agua como un bien esencial de nuestra sociedad. Se realizarán 2 proyectos en las que se evaluará los parámetros de calidad del agua en función de la normativa europea. El último proyecto de este bloque servirá para mostrar al alumnado como la ciencia es un pilar fundamental para el desarrollo sostenible, y como ejemplo el alumnado fabricará bioplásticos que pueden ser una alternativa para paliar la proliferación de plástico en el medio acuático.

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En el tercer bloque se presentan 4 proyectos basados en alimentos: leche, harina de trigo, zumo de naranja y cereales de desayuno. En estos proyectos aparte de descubrir la química y bioquímica que explica la composición y transformaciones de estos alimentos se abordarán problemas relacionados con la nutrición y salud tales como la intolerancia a la lactosa o la enfermedad celíaca. La guía incluye los proyectos que los colaboradores de Open science school han enseñado a los estudiantes durante el proyecto (Proyectos 5 y 6. Sección 2) y un resumen de la formación impartida al profesorado (Anexo). Este proyecto ERASMUS+ SWIS (Scientific Work Into School) 20171-ES01-KA201-038044 ha sido posible con la financiación concedida dentro del programa ERASMUS+ por el SERVICIO ESPAÑOL PARA LA INTERNALIZACION DE LA EDUCACION (SEPIE) del MINISTERIO DE EDUCACIÓN CULTURA Y DEPORTE. También aqueremos agradecer la participación de los estudiantes, profesores y demás personal de cada centro socio que, aún a pesar de lo acelerada y estresante que es la vida diaria en un centro escolar, supieron ver las posibilidades de este trabajo. Esperamos que alumnos y profesores disfruten de estos proyectos de investigación porque entender el proceso a través los sentidos hace del aprendizaje un puro placer, y este es el primer escalón del camino hacia el conocimiento y la vocación científica tan necesaria en nuestro mundo actual.

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SECCIÓN 1 EL MÉTODO CIENTÍFICO


Proyecto 1. Introducción al laboratorio y al método científico CONCEPTOS Y PROCEDIMIENTOS DESARROLLADOS Normas de Seguridad en el laboratorio. El método científico. Material de laboratorio básico. El proceso de medir. Medidas de masa y volumen. Preparación de una Disolución.

RESUMEN En este primer proyecto introductorio se sentarán las bases de trabajo que se utilizará a lo largo de esta guía y que se resumen en: 

El uso del método científico

El trabajo en el laboratorio químico

Para ello, en primer lugar, se explicará en qué consiste el método científico y se proponen unas primeras experiencias en el laboratorio que sirva para familiarizarse con diferentes equipos con los que se trabajarán en el resto de proyectos de la presente guía, haciendo un especial hincapié en las normas para trabajar con seguridad en el laboratorio. Una vez completada esta introducción el alumnado estará preparado para, realizar los siguientes proyectos de los que se compone esta guía.

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Cada uno de los proyectos se estructura en tres apartados: 

En primer lugar, se hará un breve RESUMEN del proyecto a realizar

En segundo, se presentarán unos fundamentos teóricos en la sección que llamaremos ANTES DE EMPEZAR,

En la sección MANOS A LA OBRA se explicará paso a paso las experiencias a realizar ilustrándolas con fotografías del alumnado que las han llevado a cabo.

Finalmente, en cada proyecto se incluye una pequeña autoevaluación para que el alumnado reconozca lo que ha aprendido.

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Antes de empezar ¿Qué es el método científico? Se conoce como método científico al proceso reconocido por la comunidad científica, y cada vez más aceptado por toda la sociedad, a partir del cual se generan nuevos conocimientos en las diferentes ramas del saber. De forma general el método científico se compone de las siguientes etapas (ver Figura 1) 

Plantear una cuestión El método científico comienza cuando alguien se hace una pregunta sobre algo que observa. Por tanto, la observación es la base para generar nuevos conocimientos.

Recopilar la información relevante El siguiente paso del método se basa en buscar y estudiar toda la información relacionada con la observación que hemos realizado. Lo más normal, es que alguien ya haya observado lo mismo o algo parecido y haya aplicado el método científico, por lo que como veremos en el último paso, habrá comunicado sus resultados. Esto nos ahorrará realizar experimentos repetidos, y nos facilitará plantear una hipótesis correcta y planear las experiencias de la forma más eficiente.

Construir una hipótesis Una vez realizada la observación y conocida toda la información relevante es el momento de realizar una hipótesis, es decir, realizar una proposición que dé respuesta a la observación realizada. Una forma general de hipótesis sería la siguiente: Si …(hago esto), entonces pasará (aquello)

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Definir variables Las variables son los factores que pueden ser cuantificados o valorados de alguna forma objetiva y que serán controlados en la parte experimental del método. De forma general podemos distinguir tres tipos de variables:

Variables independientes (controladas): son aquellas cuyos valores serán definidos por el científico para realizar los experimentos.

Variables dependientes: son aquellos factores que, de acuerdo a la hipótesis, se verán o no afectados por los valores escogidos de las variables independientes.

Poner a prueba la hipótesis (EXPERIMENTACIÓN) El siguiente paso es realizar las experiencias en las que en un entorno controlado y de forma reproducible se pueda poner a prueba la hipótesis, esto es, medir la respuesta de las variables dependientes en función de los valores asignados a las variables independientes. Para realizar una correcta experimentación se debe: o Hacer una lista de materiales en el que se incluya los materiales y equipos necesarios para realizar la experimentación. o Redactar un procedimiento experimental en el que se describa paso a paso el proceso del experimento, es decir, la receta que se ha seguido. Un buen procedimiento experimental tiene que estar lo suficientemente bien detallado y completo para que cualquier persona en cualquier parte del mundo pueda reproducirlo. o Realizar los experimentos. Se requiere que se utilice un cuaderno de laboratorio en el que se anoten todas las observaciones y resultados que se vayan obteniendo en el momento, para posteriormente analizarlos. Asimismo, para 18


realizar un buen análisis de los resultados en los que se pueda estimar un error en los datos las medidas experimentales se deben repetir al menos 3 veces. 

Analizar los resultados Una vez obtenidos los resultados experimentales llega el momento de analizarlos para comprobar si los resultados apoyan o no su hipótesis. Algunas de las acciones más usuales para el análisis de los resultados experimentales constan de: Revisión de los datos, para detectar posibles datos erróneos Calcular un valor promedio para las diferentes medidas y asignarle un margen de error. Realizar representaciones gráficas en las que se muestre la variación de la variable dependiente en función de los valores de la variable independiente.

Obtener conclusiones Indicar si los resultados apoyan o contradicen la hipótesis de partida. Obtener la relación que exista entre la variable independiente y la dependiente Evaluar la validez o no del procedimiento experimental Sugerir posibilidades para continuar o mejorar el estudio realizado

Comunicar sus resultados Finalmente, una parte fundamental para que el método científico siga siendo eficaz es necesario que los investigadores compartan sus resultados

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EL MÉTODO CIENTÍFICO PREGUNTA • Plantea una cuestión basada en la observación

ESTUDIA • Recopila toda la información que puedas relacionada con tu observación

PLANTEA UNA HIPÓTESIS • Propón una hipótesis que de respuesta a la cuestión planteada

EXPERIMENTA • Planifica y realiza las experiencias necesarias para poner a prueba tu hipótesis

ANALIZA LOS RESULTADOS • Anota todos los resultados y analízalos con métodos matemáticos (representación gráfica, estadística, etc.)

SACA CONCLUSIONES • ¿Es válida la hipótesis de partida?, y ¿es correcto el planteamiento experimental?

COMPARTE • Redacta un informe, artículo, etc. y comunica tus resultados de forma que otros puedan avanzar a partir de tus resultados

Figura 1.1. Los pasos del método científico Fuente: Elaboración propia

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Normas de seguridad en el laboratorio Para trabajar con seguridad en el laboratorio, es importante seguir un conjunto de normas de seguridad. No seguirlas puede resultar en un fracaso del experimento, una pérdida de tiempo e incluso un riesgo para la salud. Por tanto, es muy importante seguir las siguientes normas: 1. Cada producto que se comercializa para su uso en el laboratorio tiene asociada su propia “Hoja de datos de seguridad de materiales” (MSDS, en sus siglas en inglés). Antes de usar un nuevo compuesto, lea con atención los peligros y las normas de seguridad, uso de elementos de protección individual (EPIs), etc. que allí se recogen. Siempre siga las indicaciones y utilice los elementos de seguridad que le diga su profesor. 2. De forma general se debe llevar bata y gafas de seguridad dentro del laboratorio. 3. Recójase el pelo. 4. Nunca coma ni pruebe nada en el laboratorio. 5. Antes de empezar a trabajar despeje su área de trabajo y sólo tenga a mano los materiales necesarios para realizar su experimento. Asegúrese que todo el material que utilice está limpio y en perfectas condiciones. 6. Siga el procedimiento experimental exactamente a como está descrito. Si no entiende bien el procedimiento o tiene cualquier duda sobre algún paso del procedimiento, pídale ayuda a su profesor. 7. Si se producen derrames, pregunte a su profesor inmediatamente sobre cómo limpiarlo de manera adecuada. 8. No se distraiga, céntrese en su tarea y anote los datos y observaciones 9. Recoja y limpie su área de trabajo cuando complete su experimento. 10. Lávese las manos después de terminar el trabajo en el laboratorio. 21


Manos a la obra Introducción al trabajo en el laboratorio Objetivos     

Aprender a usar las propipetas y las pipetas Aprender a usar una balanza Aprender a preparar una disolución Practicar la lectura del menisco Estimar los errores en la medida de los volúmenes con la pipeta

Materiales         

Propipetas y pipetas de medición de diferentes volúmenes (1mL, 5 mL, 10 mL, 25 mL) Vasos de precipitado Agua destilada Balanza de precisión Cloruro de sodio (sal) Matraces Espátulas Pipetas Pasteur (cuentagotas) Vidrios de reloj

Procedimiento 1. Preste atención a las instrucciones del profesor sobre cómo usar la pipeta y la propipeta. 2. Practique tomar diferentes volúmenes con las pipetas: 5mL, 3.5 mL, 7.4 mL, 1.5 mL, 18mL y 0.8 mL. Asegúrese de utilizar la Pipeta adecuada para cada medición. Puede volver a colocar el agua de la Pipeta en el vaso de precipitados. 3. El maestro vendrá a pedirle que retire un volumen de agua en particular para ver cómo lo hace y corregir posibles errores o errores. 22


Cómo usar una báscula 1. Es muy importante revisar cómo utilizarlo correctamente para minimizar los errores en sus mediciones, así como para evitar cualquier daño a las escalas. 2. Coloque el saldo electrónico en una superficie plana y estable en interiores. 3. Pulse el botón "ON" y espere a que la balanza muestre ceros en la pantalla digital. 4. Use pinzas o guantes para colocar el recipiente vacío que utilizará para medir la sustancia en la plataforma de equilibrio. Las huellas dactilares y otras grasas de las manos añaden masa y deben evitarse para mediciones precisas. 5. Presione el botón "TARE" o "Zero" para deducir automáticamente el peso del recipiente de los cálculos futuros. La pantalla digital mostrará cero de nuevo, indicando que la masa del contenedor se almacena en la memoria de la balanza. 6. Agregue cuidadosamente la sustancia al recipiente.

¿Cómo preparar una disolución? En este experimento se utilizará un equipo importante llamado matraz aforado. Un matraz aforado se utiliza para preparar la solución de concentraciones conocidas ya que le da un volumen muy preciso (100 ml, 250 ml, etc.), debido a su estrecho cuello, minimizando así los errores en las concentraciones preparadas.

Materiales 

Agua

Sal

Balanzas electrónicas

Vaso de precipitado

Matraz volumétrico 23


Espátula

Pipetas de plástico Pasteur (cuentagotas)

Vidrio de reloj

Embudo de papel hecho a mano (si es necesario)

Procedimiento 1. Utilice un vidrio de reloj o haga una bandeja de papel y colóquelo en las básculas electrónicas. Recuerde presionar el botón de Tara para que solo pese la sal. 2. Pesar la cantidad indicada usando la espátula. 3. Añadir la sal al matraz aforado (si es necesario con la ayuda de un embudo de papel hecho a mano). 4. Añadir un poco de agua al matraz aforado. Poner el tapón en el matraz y sujetar el tapón en el matraz con el dedo índice invertirla cuidadosamente unas cuantas veces para mezclar la solución. 5. Una vez que la sal se haya disuelto, llene el matraz volumétrico justo por debajo de la línea con agua. 6. Con la Pipeta de plástico, agregue agua con cuidado hasta la línea. 7. Compruebe que la parte más baja del menisco (la parte curvada del agua) está tocando la línea. Asegúrese de que el nivel de los ojos esté al mismo nivel que el menisco.

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DESPUÉS DE HABER DESARROLLADO ESTA EXPERIENCIA… ¿Por qué crees que es importante conocer las normas de seguridad cuando se trabaja en un laboratorio? De las etapas del método científico cual de ellas es útil para comprobar que las hipótesis de partida son ciertas o no. ¿Cómo se llaman los instrumentos de laboratorios que has usado y qué magnitud física has medido con ellos? ¿Qué unidades has usado en la medición? ¿Cuáles son los componentes de una disolución? ¿Qué magnitudes físicas has medido para prepararla? ¿Conoces otra magnitud física que dependa de las mismas magnitudes que la disolución?

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Proyecto 2. Medida de la densidad CONCEPTOS Y PROCEDIMIENTOS DESARROLLADOS Mezcla homogénea. Cálculo de la concentración de una disolución. Densidad. Medida de masa, volumen y densidad. Elaboración e interpretación de gráficas.

RESUMEN Comenzamos la guía realizando una sencilla experiencia, que engloba aspectos fundamentales del trabajo en el laboratorio y del uso del método científico. De esta forma, con una medida sencilla, como es la determinación de la densidad de una disolución salina el alumnado será capaz de diferenciar la procedencia de 3 muestras de agua recogidas de 3 de los mares que bañan los países participantes en este proyecto:  Mar Mediterráneo (España)  Mar Báltico (Polonia y Lituania)  Mar Negro (Rumanía)

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Antes de empezar Una disolución es una mezcla homogénea compuesta de dos o más sustancias. De forma general se denomina soluto a la/s sustancia/s presentes en menor cantidad y disolvente a la sustancia presente en mayor cantidad. Así, las disoluciones acuosas son aquellas en el que el componente mayoritario, y que por tanto actúa como disolvente, es el agua. Otra característica de las disoluciones es que la composición, y, por tanto, las propiedades de la misma son uniformes y diferentes de las propiedades de las sustancias de las que se compone la disolución. Así, por ejemplo, al mezclar agua con una determinada cantidad de sal, se obtiene una disolución cuya composición viene definida por las cantidades de disolvente y soluto y se expresa como concentración de la disolución. Existen diferentes unidades para expresar la concentración de las disoluciones. En esta práctica se usarán las unidades de g/L y % (p/p): 

g/L: representa la expresión de la concentración de una disolución como: g de soluto / L disolución

% (p/v): representa la expresión de la concentración de una disolución como el porcent g soluto / 100 mL disolución x 100

Por otro lado, las propiedades de la mezcla serán diferentes de la de las sustancias puras y variarán en función de la concentración. En este caso, a medida que aumenta la concentración de sal la densidad de la disolución también aumenta. En esta práctica vamos a hacer uso de esta propiedad. Se prepararán disoluciones de concentración conocida y se les medirá la densidad. Al representar la variación de densidad frente a la concentración de la disolución se obtendrá una variación lineal. Determinando la función que relaciona la concentración con la densidad habremos realizado una curva de calibrado con la que 28


tenemos un método analítico para conocer la concentración de sal de una muestra desconocida que este compuesta de agua y sal.

Figura 2.1. Esquema de la formación de una disolución Fuente: Elaboración propia

Como muestra problemas vamos a medir la densidad de muestras de agua de 3 mares que bañan a los países participantes en el proyecto: Mar Mediterráneo (España); Mar Báltico (Lituania y Polonia); y Mar Negro (Rumanía). El agua de mar es una disolución salina en el que el soluto que se encuentra en una mayor proporción con gran diferencia es el cloruro de sodio. Por tanto, con el método analítico que se ha desarrollado, midiendo la densidad de las muestras problemas se puede estimar la concentración salina de cada una de ellas. Sabiendo que cada uno de los mares presenta una concentración salina diferente: ¿Serías capaz de averiguar a qué mar corresponde cada muestra?

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Manos a la obra Puede ver cómo realizar la experiencia en el siguiente enlace https://youtu.be/Z7k-PKukXuo o con este código QR:

Materiales 

Matraz aforado de 250 mL

Espátula

Pipeta Pasteur (gotero)

Probeta de 250 mL

Densímetro

Agua

Cloruro de sodio (NaCl)

Balanza de precisión

Termómetro

Vaso de precipitado

Procedimiento experimental Uso del densímetro El densímetro es un instrumento de medida que consiste en un tubo de vidrio terminado en un bulbo con un lastre (Figura 2.2). Su funcionamiento se basa en el principio de Arquímedes, según el cual un cuerpo sumergido en un fluido experimenta una fuerza de flotación igual al peso del fluido desalojado. 30


Al sumergir el densímetro en el fluido, el lastre se hundirá más o menos en función de la densidad del fluido. En el tubo de vidrio hay una escala graduada en la que se puede leer la densidad del fluido, como el valor de la escala que se encuentra a nivel de la superficie del líquido. Como la densidad es función de la temperatura es necesario medirla también y corregir el valor de la escala en función de la temperatura (generalmente los densímetros indican el factor de corrección en función de la temperatura).

Escala

Lastre Figura 2.2. Esquema del densímetro Fuente: Elaboración propia

1ª Parte: Construcción de la curva de calibrado 1.

Se preparan las siguientes disoluciones (complete la tabla con la expresión de las concentraciones expresadas como g/L y % (p/v))

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Disolución

Concentración, g/L

1 g/250 mL

4 g/L

Concentración, % (p/v) 0,4%

5 g/250 mL 10 g/250 mL 15 g/250 mL

Disolución

Concentración, g/L

Concentración, % (p/v)

20 g/250 mL 25 g/250 mL 30 g/250 mL

Para preparar las disoluciones soluciones, siga los siguientes pasos: a)

Pese la cantidad de NaCl en la balanza, usando el vaso de precipitado

b)

Añada un poco de agua destilada en el vaso de precipitado y disuelva la sal.

c)

Añada la disolución del vaso de precipitado al matraz.

d)

Lave el vaso con un poco de agua destilada para arrastrar posibles restos de sal que queden y añádalo al matraz.

e)

Enrase el matraz con agua destilada. Utilice un gotero para conseguir un buen enrase.

f)

Vierta la solución del matraz en un cilindro de medición de 250mL.

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g)

Coloque el densímetro en el cilindro y registre el valor de densidad.

h)

Si necesita preparar otra solución, enjuague el material de vidrio y luego repita los pasos a-g.

2. Una vez preparadas las disoluciones se procede a medir la densidad de cada una de ellas. Para ello se vierte la disolución del matraz en una probeta de 250 mL. 3. Con el termómetro se mide la temperatura de la disolución. 4. Con cuidado se introduce el densímetro sin que toque las paredes de la probeta. 5. Se registra el valor de la densidad que se lee en la escala graduada del densímetro. En función, de la temperatura, si es necesario, corrija el valor de la densidad. 6. Repita el procedimiento con todas las disoluciones y complete una tabla de datos en la que aparezca la concentración de cada disolución y la densidad medida. Utilice algún software para representar sus datos. 2ª Parte: Medida de las muestras problemas 1. Tome las muestras problemas y utilizando la probeta de 250 mL, el termómetro y el densímetro, determine las densidades de las muestras tal y como se explica en los puntos 2-5 de la primera parte de la experiencia. 2. Utilizando el software en el que ha representado la curva de calibración, introduzca los datos de sus muestras problemas 3. Utilice los parámetros del ajuste de la regresión lineal para, a partir de las medidas de densidad, obtener las correspondientes concentraciones de sal de las muestras problemas.

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4. Rellene la siguiente tabla: Muestra

Densidad

Concentración

Mar de

(g/mL)

(g/L)

procedencia1

A B C

DESPUÉS DE HABER DESARROLLADO ESTA EXPERIENCIA… ¿Cuál es el soluto y cuál el disolvente de la disolución que has preparado en este proyecto? ¿En qué unidades has medido la concentración? ¿Qué sistema gráfico has usado para registrar las medidas que has realizado? ¿Cuáles han sido las variables físicas que has representado en una gráfica? ¿Qué tipo de gráfica has obtenido? ¿Qué magnitudes físicas están relacionadas en este problema? ¿Podrías decir qué dependencia existe entre unas y otras?

1

 

Busque la concentración de sal de cada mar en los siguientes enlaces: http://www.newworldencyclopedia.org/entry/Baltic_Sea http://www.newworldencyclopedia.org/entry/Black_Sea http://www.newworldencyclopedia.org/entry/Mediterranean_Sea

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SECCIÓN 2 EL AGUA: UN RECURSO FUNDAMENTAL


Proyecto 3. Análisis de agua embotellada CONCEPTOS Y PROCEDIMIENTOS DESARROLLADOS Temperatura. Conductividad. Concentración. pH. Medida de Nitratos. Nitritos. y Cloro residual en muestras de agua potable

RESUMEN El objetivo de este proyecto es que el alumnado se ponga en la piel de una analista de laboratorio de calidad de agua. Su tarea será la de diseñar una campaña informativa para que los consumidores puedan contestar de forma científica y rigurosa a las siguientes preguntas: ¿Todas las botellas de agua tienen las mismas propiedades? ¿Es seguro reutilizar las botellas de agua?

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Antes de empezar ¿Qué se entiende por agua destinada a consumo humano? De acuerdo a la normativa de la Unión Europea (Directiva 98/83/CE), se define agua destinada a consumo humano: “a) todas las aguas, ya sea en su estado original, ya sea después de tratamiento, para beber, cocinar, preparar alimentos u otros usos domésticos, sea cual fuere su origen e independientemente de que se suministren a través de una red de distribución, a partir de una cisterna o envasadas en botellas u otros recipientes; b) todas las aguas utilizadas en empresas alimentarias para fines de fabricación, tratamiento, conservación o comercialización de productos o sustancias destinados al consumo humano, a menos que a las autoridades nacionales competentes les conste que la calidad de las aguas no puede afectar a la salubridad del producto alimenticio final;” Sin embargo, existen algunas excepciones al agua destinada al consumo humano que tiene que regirse por la anterior Directiva. Entre ella se encuentran aquellas aguas que sean consideradas aguas minerales naturales. Estas aguas tienen un tratamiento diferente que viene recogido en la Directiva 2009/54/CE. Una de las grandes diferencias radica en que a este tipo de aguas no se les puede aplicar ningún tratamiento de desinfección. Las aguas minerales naturales oficialmente reconocidas por los estados miembros de la Unión Europea se pueden consultar en el siguiente enlace: https://ec.europa.eu/food/sites/food/files/safety/docs/labellingnutrition_mineral-waters_list_eu-recognised.pdf

¿Cómo se regula el control de la calidad del agua que tomamos? En la propia Directiva 98/83/CE se establecen los parámetros físico-químicos y microbiológicos que hay que controlar, y con qué frecuencia. Así, se distinguen dos tipos de controles:

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Control de comprobación

En él se analizan los siguientes parámetros: o Aluminio2 o Antimonio o Color o Conductividad o o o o o

Clostridium perfringens (incluidas las esporas)3 Escherichia coli (E. coli) Concentración de iones hidrógeno Hierro1 Nitrito4

o Olor o Pseudomonas aeruginosa 5 o o o o

Sabor Recuento de colonias a 22 °C y 37 °C4 Bacterias coliformes Turbidez

Es el control básico que se realiza con la frecuencia recogida en el ANEXO II Cuadro B1 de la Directiva 98/83/CE y cuyo objetivo es comprobar que los parámetros organolépticos y microbiológicos cumplen con la normativa, asegurando el correcto funcionamiento del proceso de tratamiento del agua potable, haciendo especial hincapié en la correcta desinfección.

2

Sólo si se utiliza como floculante

3 Necesario solamente si el agua procede total o parcialmente de aguas superficiales 4

Necesario solamente si como desinfectante se utiliza la cloraminación

5 Necesario solamente para aguas comercializadas en botellas u otros recipientes

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Control de auditoria Es un control exhaustivo de todos los parámetros recogidos en la normativa.

¿Y con las aguas minerales naturales? En este caso de acuerdo a la Directiva 2009/54/CE, existe una serie de información obligatoria y otra opcional:  Información obligatoria o o o o o o

Nombre común Volumen Fecha de consume preferente Nombre y dirección del fabricante Lote Manantial (nombre y localización geográfica)

o Condiciones de utilización y mantenimiento o Composición analítica  Información opcional. Esta información está relacionada con las propiedades saludables del agua mineral natural en cuestión. La legislación es muy estricta en cuanto la información que puede aparecer en esta sección y se ciñe a una serie de frases de una lista (indicada para la preparación de alimentos infantiles, puede ser diurética, …). Así, está totalmente prohibido usar frases que atribuyan al agua propiedades curativas. Por ejemplo, está permitido que aparezca: “Indicada para una dieta baja en sodio”, pero no puede usarse una frase como: “previene la hipertensión”. En relación a la información acerca de la composición de las aguas minerales naturales hay que indicar que los límites de concentración de los diferentes componentes vienen regulados en la Directiva 2003/40/CE. Así, en el anexo I de esta directiva se ofrece la siguiente tabla:

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Componentes naturalmente presentes en las aguas minerales naturales y límites máximos cuyo rebasamiento puede suponer un riesgo para la salud pública. Componentes

Límites máximos (mg/L)

Antimonio

0,0050

Arsénico

0,010(total)

Bario

1,0

Boro

1,5(*)

Cadmio

0,003

Cromo

0,050

Cobre

1,0

Cianuro

0,070

Fluoruros

5,0

Plomo

0,010

Manganeso

0,50

Mercurio

0,0010

Níquel

0,020

Nitratos

50

Nitritos

0,1

Selenio

0,010

(*) Dictamen de la Comisión Técnica de Contaminantes de la Cadena Alimentaria, de 22 de junio de 2005, a petición de la Comisión en relación con los límites de la concentración de boro y fluoruro en las aguas minerales naturales: http://www.efsa.europa.eu/sites/default/files/ scientific_output/files/main_documents/237.pdf.

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Reutilización de las botellas Una pregunta recurrente acerca del agua mineral natural embotellada es si es seguro reutilizar las botellas. De forma general, no se recomienda la reutilización de botellas de un solo uso, por el riesgo de contaminación microbiológica si no se limpia adecuadamente. Esto, se confirma en estudios sobre la reutilización de botellas de un solo uso en los que se han encontrado la proliferación de bacterias patógenas. Sin embargo, con frecuencia la mayor preocupación con respecto a la reutilización de botellas de plástico de un solo uso para el agua potable se ha centrado en la contaminación del agua reutilizada por componentes químicos del plástico de la botella. Si nos centramos en el Tereftalato de polieteileno (PET) que es uno de los plásticos más utilizados para el embotellado del agua mineral natural, de acuerdo a investigaciones recientes, sólo hay evidencias de la migración de antimonio en concentraciones por encima de las marcadas por la normativa europea del plástico al agua en algunas botellas reutilizadas después de 11 meses de almacenamiento (Tukur y col., 2012). Por tanto, en las situaciones habituales de reutilización en plazos cortos de las botellas de PET no se ha observado que se aportaren niveles nocivos de químicos y/o toxinas al agua. El objetivo de este proyecto será el de determinar algunos de los parámetros recogidos en el control de comprobación de las aguas de consumo humano y estudiar la posible contaminación microbiológica al reutilizar botellas de agua mineral natural.

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Manos a la obra Puede ver cómo realizar la experiencia en el siguiente enlace: https://youtu.be/JmYclkvxeOA

o con este código QR:

Materiales 

6 botellas de agua. Se utilizarán tanto botellas de agua mineral natural como botellas de agua destinada a consumo humano. A la hora de escoger qué agua se utilizará en los experimentos nos fijaremos en el valor del residuo seco recogido en la etiqueta de la botella. Así, se debe escoger al menos un tipo de agua que tenga un residuo seco menor de 50 mg/L, otro con un residuo seco menor que 500 mg/L y, por último, otro cuyo residuo seco sea mayor de 1500 mg/L.

1 botella reutilizada de agua mineral natural.

pH-metro

Conductímetro

Kit (de piscina) para cuantificar el cloro residual, los nitratos y los nitritos.

Mechero bunsen

Bastoncillos estériles

1 placa Petri Compact Dry© TC (de conteo total)

Legislación europea (ver las referencias de la práctica)

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Procedimiento 1. Compruebe y anote la información de la muestra: nombre común, fabricante, lote, fecha de consumo preferente, fuente (nombre y lugar). 2. Cumple el etiquetado de la botella con lo recogido en la legislación europea (artículos 7, 8 y 9 de la Directiva 2009/54/CE). 3. Compruebe si el agua mineral natural que esté usando se encuentra recogida en la lista oficial de las fuentes reconocidas por los estados miembros de la Unión Europea (https://ec.europa.eu/food/sites/food/files/safety/docs/labelling-nutrition_mineral-waters_list_eu-recognised.pdf). 4. Clasifique cada una de las botellas según las indicaciones recogidas en el Anexo III (Directiva 2009/54/CE). 5. Análisis del agua embotellada: a)

b)

Análisis organoléptico i.

Color

ii.

Turbidez

iii.

Olor

iv.

Sabor

Análisis físico-químico i.

Temperatura

ii.

pH

iii.

Conductividad

iv.

Cloro residual

v.

Nitratos

vi.

Nitritos

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6. Análisis microbiológico de un envase de agua reutilizado a) Prepare el área de trabajo utilizando el mechero bunsen. b) Rompa el sello del tubo que contiene el bastoncillo estéril. c) Coja el bastoncillo del tubo. d) Añada 1,5 mL de disolución salina estéril dentro del tubo. Utilice una pipeta Pasteur estéril. e) Moje el bastoncillo en la disolución del tubo. f) Frote, dando vueltas el bastoncillo alrededor de la boca de la botella. g) Ponga el bastoncillo dentro del tubo con la disolución salina y mezcle durante 30 segundos. h) Deposite 1 mL de la disolución salina en el medio de una placa Petri Compact Dry© i) La disolución se difunde de forma homogénea por toda la placa formando un gel en pocos segundos. j) Coloque la tapa de la placa y póngala boca abajo. k) Deje que se produzca el crecimiento microbiano en un lugar tranquilo, templado (se recomienda una temperatura ambiente de en torno a 22ºc) y sin que reciba radiación solar. l) Incube la placa durante 3 días. Pasado este tiempo, cuente el número de colonias coloreadas (este paso puede tardar más días en función de la temperatura en la que se hayan guardado las placas). m) Una vez realizado el recuento, antes de tirar las placas elimine

los microorganismos cubriéndolos con alcohol o lejía.

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DESPUÉS DE HABER DESARROLLADO ESTA EXPERIENCIA… Para comprobar que has aprendido en este proyecto, puedes realizar el siguiente informe que contendrá toda la información trabajada en él. Información general: Nombre comercial: Fuente (nombre): ¿Está incluida dentro de la lista de aguas naturales minerales autorizadas por la Unión Europea? (Sí/No): Clasificación de acuerdo al Anexo II (Directiva 2009/54/CE): Fabricante (nombre y dirección): Volumen: Lote: Fecha de consumo preferente: ¿Cumple el etiquetado con lo recogido en los artículos 7,8 y 9 de la Directiva 2009/54/CE)? (Sí/No): Organoleptic analysis (according to Article 5.3b of Directive 2009/54/EC): Color. Turbidez. Olor. Sabor Análisis fisicoquímicos: Temperatura pH Conductividad Cloro libre residual Nitratos (ver el Anexo III de la Directiva 2003/40/CE) Nitritos (ver el Anexo III de la Directiva 2003/40/CE)

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Análisis microbiológico: Conteo total de microorganismos aeróbicos (UFC/mL). Si la muestra está contaminada, adjunte fotos de placas con crecimiento bacteriano para conocer su nivel de contaminación. Resultados finales ¿Es un agua apta para el consumo humano de acuerdo a la legislación de la Unión Europea? (Sí/No):

Referencias Directiva 98/83/EC del 3 de noviembre de 1998 relativa a la calidad de las aguas destinadas al consumo humano. Recuperado de: https://eurlex.europa.eu/legalcontent/ES/TXT/PDF/?uri=CELEX:31998L0083&from=ES Directiva 2003/40/EC de 16 mayo de 2003 por la que se fija la lista, los límites de concentración y las indicaciones de etiquetado para los componentes de las aguas minerales naturales, así como las condiciones de utilización del aire enriquecido con ozono para el tratamiento de las aguas minerales naturales y de las aguas de manantial. Recuperado de: https://eurlex.europa.eu/legalcontent/ES/TXT/PDF/?uri=CELEX:32003L0040&from=ES Directiva 2009/54/EC de 18 de junio de 2009 sobre explotación y comercialización de aguas minerales naturales. Recuperado de: https://eur-lex.europa.eu/legalcontent/ES/TXT/PDF/?uri=CELEX:32009L0054&from=ES Tukur, A., Sharp, L., Stern, B., Tizaoui, C., & Benkreira, H. (2012). PET bottle use patterns and antimony migration into bottled water and soft drinks: the case of British and Nigerian bottles. Journal of Environmental Monitoring, 14(4), 1236-1246.

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Proyecto 4. Análisis del agua de tu ciudad CONCEPTOS Y PROCEDIMIENTOS DESARROLLADOS Temperatura. Conductividad. Concentración. pH. Medida de Nitratos. Nitritos. y Cloro residual en muestras de agua. Eutrofización. Análisis microbiológico. Microorganismos aeróbicos. Coliformes.

RESUMEN La Unión Europea está desarrollando actualmente el Plan para salvaguardar los recursos hídricos de Europa (Comisión Europea, 2012). Este plan establece una serie de mejoras en la implementación de la legislación existentes, con el objetivo de “garantizar que se disponga de una cantidad suficiente de agua de buena calidad para las necesidades de las personas, la economía y el medio ambiente en toda la UE” (Comisión Europea, 2017). Por esta razón, se requiere información de cada Estado miembro sobre la calidad de sus aguas. En el presente proyecto, el alumnado tendrá que diseñar y planificar el trabajo para realizar un estudio en el que se tomen y se analicen muestras de aguas que sean representativas de la calidad del agua de su ciudad.

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Antes de empezar El agua dulce: un bien fundamental De todos los recursos naturales, se puede considerar que el agua es el más esencial de todos ellos. Dentro de la Unión Europea nos encontramos con una gran abundancia de recursos hídricos, que, sin embargo, están distribuidos de manera muy desigual por los diferentes países que conforman la Unión. Como parámetro de referencia para determinar los recursos se define el recurso de agua dulce total de un país como el volumen total de la suma del agua dulce contenida en los ríos, aguas subterráneas, lagos y neveros. Otro parámetro que se utiliza para cuantificar los recursos hídricos es la disponibilidad de agua por habitante que es el resultado de dividir el valor del recurso de agua dulce total por el número de habitantes (Comisión Europea, 2007). Tal y como se muestra en el informe de la unión europea (Comisión Europea, 2007), la disponibilidad por habitante varía enormemente entre los diferentes países. Si se establece un valor crítico de 5000 m3 de agua dulce disponible por persona y año, se observa que al menos 13 estados miembros se encuentran por debajo de este valor. Entre ellos se encuentran las islas del Mediterráneo (Chipre, Malta) junto con países densamente poblados: Bélgica, Alemania, Reino Unido, España, Francia, Italia, … Uno de los factores que explican esta asimetría es la gran diferencia en la cantidad de agua recogida por las lluvias. Así, en un extremo se encuentran los 3000 mm que se recogen al año en la zona oeste de Noruega mientras que en la parte sudeste de España apenas se recogen 25 mm (Comisión Europea, 2007).

¿En qué utilizamos el agua? El agua consumida en Europa se distribuye entre los diferentes sectores como se ilustra en la Figura 4.1 (Comisión Europea, 2007):

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Figura 4.1. Distribución sectorial del consumo de agua Fuente: Elaboración propia

Factores que afectan negativamente a los recursos hídricos Hoy en día, los ecosistemas de agua dulce están amenazados debido a una gran variedad de factores estresantes (que influyen negativamente en los recursos hídricos). Los principales factores de estrés son:  Prácticas agrícolas: contaminación por el uso de plaguicidas; aumento de la concentración de nitratos.  Contaminación por el vertido de aguas residuales industriales y municipales: el 20% de todas las aguas superficiales de la UE está gravemente amenazada por este tipo de contaminación.  Las modificaciones geomorfológicas como pueden ser las canalizaciones de los ríos.  Sobreexplotación del agua, fundamentalmente por el riego de los cultivos y la presión que ejerce el turismo en determinadas zonas.

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Objetivos 1. Analizar la calidad del agua del grifo según la legislación de la Unión Europea. 2. Analizar si otras fuentes de agua dentro de tu ciudad (ríos, lagos, pozos, ...) están contaminadas e intentar identifica cuáles son las causas más probables.

Manos a la obra Puede ver cómo realizar la experiencia en el siguiente enlace: https://youtu.be/AHurjBI6aoI o con este código QR:

Materiales 

2 envases estériles de 100 mL para cada muestra de agua (uno para el análisis microbiológico y el otro para el resto de análisis)

pH metro

Conductímetro

Densímetro

Kit para la medición de cloro, nitratos y nitritos

Alcanfor

0.1 mL de solución de tiosulfato sódico al 1.88% (utilizando solución salina estéril como disolvente)

Agua destilada 52


Mechero bunsen

1 placa de Petri Compact Dry® TC (conteo total)

1 tubo de caldo de cultivo “Brilliant Green Bile 2%” de doble concentración

3 placas de Petri

Pipetas estériles de 1 mL

Pipetas estériles de 10 mL

Yogurtera de 1L de capacidad mínima

Alcohol o lejía

Legislación UE (Directiva 98/83/EC)

Procedimiento 1. Recolección de las muestras Se deberán recoger muestras de agua de diferentes orígenes: del grifo, de algún río o lago cercano, agua de pozo, etc. Necesitamos  

1 muestra de agua fría del grifo: 5 muestras de agua tomadas de una fuente que pueda estar contaminada (lago, río, agua de pozo,...).

1 muestra contaminada de una granja o cualquier otro lugar con presencia de animales. Si no es posible se puede, como última opción, preparar una muestra utilizando agua de un acuario o mezclando agua del grifo con heces de animales (pájaro, hámster...)

2. Procedimiento  

NOTA: Las botellas son estériles por lo que se debe tener cuidado de no contaminar la botella o el tapón. Deje que el agua fluya durante 1 o 2 minutos antes del muestreo. Abra rápidamente la botella (pero no fije la tapa hacia abajo), sostenga la tapa por sus bordes exteriores solamente, y llene la botella de muestra justo por encima de 53


  

 

la línea de 100 mL. Tape la botella inmediatamente y consérvela en un lugar fresco y seco. Tome 2 recipientes para cada punto de muestreo: 1 para el análisis microbiológico y otro para el resto de parámetros. No toque la boca del recipiente con las manos cuando la esté abriendo o cerrando. Registre la temperatura de la muestra después de su recolección. Mida únicamente la temperatura del bote que utilizará en los análisis físico-químicos (evite contaminar la muestra para se utilizará para el análisis microbiológico). La muestra debe mantenerse en el frigorífico y analizarse como máximo 24 h después de su recogida. Antes de realizar el análisis microbiológico al agua del grifo u otro tipo de agua que haya sido desinfectada con cloro, se debe inactivar el cloro residual libre. De lo contrario, los resultados microbiológicos pueden dar un resultado erróneo. Por tanto, a los botes para el análisis microbiológico de este tipo de muestras hay que añadir 0.1 mL de una disolución de tiosulfato de sodio al 1.8% utilizando una pipeta graduada de un 1mL. NOTA: No añadir el tiosulfato al resto de recipientes, exclusivamente en el recipiente con la muestra de agua clorada para el análisis microbiológico Ambos análisis (microbiológico y físico-químico) deben realizarse en el mismo día

3. Análisis organoléptico    

De color Turbidez Olor Sabor: sólo agua del grifo

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4. Análisis físico-químico 

Temperatura

pH (de acuerdo al procedimiento descrito en el proyecto de investigación 1) Conductividad (de acuerdo al procedimiento descrito en el proyecto de investigación 1) Salinidad (de acuerdo al procedimiento descrito en el proyecto de investigación 1) Cloro libre residual (siga las instrucciones del kit para análisis de piscina que utilice) Nitratos (siga las instrucciones del kit para análisis de piscina que utilice)

      

Nitritos (siga las instrucciones del kit para análisis de piscina que utilice) Grasa: Compruebe sobre un fondo negro Llene una placa de Petri con su muestra de agua. Prepare un control negativo llenando placa de Petri con agua destilada y un control positivo llenando otra placa de Petri con agua de grifo a la que se le añade una gota de aceite. Añada a cada placa (la de la muestra y a los dos controles) unos pocos microgramos de alcanfor utilizando una microespátula. Si las partículas de alcanfor describen movimientos circulares rápidos en la superficie del agua el resultado es NEGATIVO a la presencia de grasa. Si, por el contrario, las partículas de alcanfor se quedan estáticas en la superficie del agua el resultado es POSITIVO a la presencia de grasa en la muestra de agua. NOTA: el material debe estar muy limpio para obtener buenos resultados. Se ha de trabajar con guantes de laboratorio con el fin de evitar la contaminación con la grasa de las manos. 55


5. Análisis microbiológico Como principales indicadores de seguridad microbiana del agua potable se utilizará el conteo total en placa de microorganismos aeróbicos y coliformes totales. Los recuentos de colonias de bacterias heterotróficas proporcionan una indicación de la carga general de bacterias aeróbicas aerobias y facultativas de una muestra de agua. La principal preocupación de salud pública asociada con el agua potable es la enfermedad entérica. Debido a que es poco práctico buscar todos los patógenos entéricos conocidos que pueden contaminar el agua potable, la seguridad microbiana se evalúa mediante la detección de indicadores de contaminación fecal. Un indicador microbiano de la contaminación fecal es un organismo que se produce en cantidades elevadas en las heces humanas o de animales. Estos indicadores microbianos generalmente no son patógenos humanos, pero su presencia indica que es posible la consecuente presencia potencial de patógenos entéricos como Salmonella spp, Shigella spp, Escherichia coli, Campylobacter spp (Referencia 7, 8) Procedimiento  Por favor, precauciones extremas de manejo con el fin de preservar la esterilidad.  Utilice únicamente material estéril y evite tocar las superficies de inoculación del material estéril.  Para preparar la zona de trabajo use mecheros bunsen.  Utilice 1 placa Petri Compact Dry® TC (conteo total) y 1 tubo de caldo de fermentación “Brilliant Green Bile 2%” de doble concentración para cada muestra.  Agite cuidadosamente cada muestra.

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5.1. Recuento total de microorganismos aeróbicos (NO HACER PARA EL AGUA DEL GRIFO): 

Deposite 1 mL de la muestra de agua en el centro de la placa de Petri Compact Dry® TC (conteo total).

La muestra de agua se difundirá de forma uniforme por toda la placa transformando el contenido de la placa en un gel en cuestión de segundos.

Una vez que se haya formado el gel se coloca la tapa de la placa y se pone bocabajo.

Se deja en reposo para que se produzca el crecimiento microbiano en un lugar en el que este expuesto a la radiación solar y a una temperatura ambiente de aproximadamente 22ºC.

Después de tres días de incubación contar el número de colonias de colores (si la temperatura ambiente es inferior a 22ºC la aparición de las colonias puede tardar más tiempo)

Antes de desechar las placas se deben eliminar los microorganismos cubriéndolos con alcohol o lejía.

5.2. Detección de coliformes totales en agua 

Sujete el tubo de caldo de fermentación “Brilliant Green Bile 2%” con su mano izquierda y usando el dedo meñique de la mano derecha quítele la tapa al tubo.

Pase la boca del tubo por la llama del mechero bunsen.

Añada 10 mL de la muestra de agua dentro del tubo.

Incube el tubo a 37 ° en la yogurtera con los tubos en posición vertical con objeto de evitar los derrames.

Pasado un día se examina el tubo para determinar la formación de gas. Para ello, puede utilizarse un tubo Durham (se introduce el tubo Durham y se observa la formación de burbujas) o bien se agita suavemente el tubo para ver si se produce una efervescencia. El resultado será 57


positivo en presencia de coliformes si alguno de los ensayos muestra la formación de gas. 

Los tubos que dieran negativo (no hubiera presencia de gas) se vuelven a incubar en la yogurtera 24 horas más. Pasadas las 24 horas se procede de manera análoga.

Antes de desechar las placas se deben eliminar los microorganismos cubriéndolos con alcohol o lejía.

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DESPUÉS DE HABER DESARROLLADO ESTA EXPERIENCIA… Para comprobar que has aprendido en este proyecto, puedes realizar el siguiente informe que contendrá toda la información trabajada en él. Plantilla de informe Tipo de agua: Punto de muestreo: Volumen: La temperatura en el muestreo: Fecha de muestreo: Temperatura de almacenamiento (si es necesario): Fecha de análisis: Resultados: véanse los niveles de valor paramétrico en las partes de Anexo I B y C de la Directiva 98/83/CE para comprobar si la muestra es aceptable El análisis organoléptico ―Color (Anexo I parte C) ―Turbidez (Anexo I parte C) ―Olor (Anexo I parte C) ―Sabor para agua del grifo (Anexo I parte C) Análisis físico-químico 

Temperatura (en el punto de muestreo)

pH

Conductividad (Anexo I parte C)

Salinidad (utilice su gráfico proyecto de investigación 1)

Cloro libre residual (presencia/ausencia)

Nitratos (Anexo I parte B)

Nitritos (Anexo I parte B)

Grasa (presencia/ausencia)

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Análisis microbiológico 

Conteo total de microorganismos aeróbicos (UFC/mL) (no para el agua del grifo). Si la muestra está contaminada, adjunte fotos de placas con crecimiento bacteriano para conocer su nivel de contaminación.

Detección de coliformes totales (presencia/ausencia)

A partir de los resultados obtenidos, ¿se puede considerar apta para el consumo el agua analizada? Si su respuesta es negativa, ¿cuál es crees que es el origen de la contaminación de la muestra?

Referencias Comisión Europea (2012). Plan para salvaguardar los recursos hídricos de Europa. Recuperado de: https://eur-lex.europa.eu/legal-content/ES/TXT/ PDF/?uri=CELEX:52012DC0673&from=EN Comisión Europea (2017). A Water Blueprint – taking stock, moving forward. Recuperado de: http://ec.europa.eu/environment/water/blueprint/index_en.htm Comisión Europea (2007). Water Scarcity and Droughts Second Interim report.

Recuperado

de:

http://ec.europa.eu/environment/water/quantity/pdf/ comm_droughts/2nd_int_report.pdf Directiva 98/83/EC del 3 de noviembre de 1998 relativa a la calidad de las aguas destinadas al consumo humano. Recuperado de: https://eurlex.europa.eu/ legal-content/ES/TXT/PDF/?uri=CELEX:31998L0083&from=ES

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Proyecto 5. Análisis y tratamiento de la turbidez del agua DIY CONCEPTOS, PROCEDIMIENTOS Y RESULTADOS DE APRENDIZAJE Gestión del agua, contaminación del agua, turbidez, espectrofotómetro, ciencia ciudadana, hardware abierto, filtro, carbón activado

RESUMEN Contaminación del agua, turbidez y formas de medirla. El agua está ampliamente distribuida en nuestro planeta y es indispensable para la mayoría de las formas de vida, desde las bacterias hasta nosotros, los humanos. Estamos formados principalmente de agua (aproximadamente el 70% de nosotros es agua), por lo que necesitamos agua y la utilizamos de muchas maneras diferentes. Cuando pensamos en la cantidad de agua que usamos, tendemos a enfocarnos en la cantidad de agua que bebemos por día, sin embargo, usamos agua para casi todos los procesos en nuestras rutinas diarias. Por ejemplo, para producir 1 kg de carne de res usamos 15 000 litros de agua o para producir un par de jeans necesitamos 3000 litros. Un hogar consume alrededor de 200 litros de agua por persona por día en la mayoría de los países desarrollados. Sin embargo, este es un pequeño porcentaje del agua que usamos. Aproximadamente el 70% del agua utilizada por los humanos se destina a la agricultura, el 20% a la industria y el resto es solo para uso humano directo. 61


El agua se encuentra en todas partes de la Tierra, a niveles muy diferentes, incluidas las nubes, los ríos, los lagos, otras aguas dulces, el mar y los icebergs. Todos estos ciclos de agua a través de estos niveles y los usamos de diferentes maneras. Dependiendo de la forma en que lo usemos, lo contaminaremos de diferentes maneras y lo devolveremos al ciclo más o menos contaminado. Una forma de contaminar el agua es con fertilizantes para cultivos. Hoy en día, la agricultura comúnmente usa fertilizantes de plantas para alimentar los cultivos y lograr un mayor rendimiento por año. Si los fertilizantes se filtran en los cuerpos de agua circundantes, se pueden encontrar demasiados nutrientes para las plantas y esto puede causar el rápido crecimiento de algas verdes flotantes. Este problema ecológico se conoce como eutrofización y es el principal problema en el 53% de las aguas dulces europeas. Las consecuencias de esta rápida floración de algas pueden ser bastante devastadoras para el medio ambiente y el futuro del cuerpo de agua. Si las algas flotantes crecen extensa y rápidamente, pueden formar una capa gruesa que bloquea la penetración de la luz a través de la columna de agua. A menudo, esta capa consume una gran cantidad de luz, sin dejar suficiente para permitir una vida acuática saludable debajo. La luz y los nutrientes pueden ser escasos debajo de la capa de algas y las diferentes especies de moluscos, insectos y peces comienzan a sufrir. Las personas comienzan a morir debido a la falta de alimentos apropiados. Tener agua eutrófica en su comunidad puede tener resultados desastrosos para la salud del ecosistema acuático. La biodiversidad se ve comprometida y comienzan a aparecer especies invasoras. Además, si el agua tiene materiales flotantes crecientes, su uso recreativo se ve comprometido, y las actividades humanas como la navegación, la natación y la pesca pueden reducirse considerablemente. Por lo tanto, monitorear la eutrofización puede ser una forma de predecir el uso y la salubridad del cuerpo de agua de su comunidad.

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Por lo tanto, encontrar formas de medir la eutrofización es de gran interés para garantizar la buena calidad del agua de su vecindario. Un método que los estudiantes y los ciudadanos pueden realizar fácilmente es medir la turbidez del agua. Cuando el número de partículas flotantes en el agua es alto, la turbidez es alta. La turbidez del agua puede ser alta no solo debido a las algas verdes flotantes, sino también debido a los detritos orgánicos, partículas sólidas de rocas (arcilla o limo, por ejemplo). Diversas actividades humanas también pueden aumentar el número de partículas en suspensión en el agua, especialmente actividades que perturban mucho la tierra, como la minería, la construcción y la agricultura. La eliminación de los sedimentos del fondo y los detritos orgánicos de las descargas de aguas residuales también contribuyen a aumentar la turbidez del agua. Algunas industrias también causan niveles muy altos de turbidez, como la recuperación de carbón (1, 2). Para medir la turbidez del agua, podemos usar un espectrofotómetro “Di-lambda” de hardware abierto (http://openscienceschool.org/ spectrophotometer/). El espectrofotómetro mide la cantidad de luz que atraviesa la muestra. Si el agua es turbia, la absorbancia del agua es alta. Aprenderá más sobre espectrofotometría en la siguiente sección. También lo alentamos a que visite la página web de Open Science School para conocer más sobre este dispositivo y otras aplicaciones potenciales para otros temas (Bradford, BCA, ensayos colorimétricos para la medición de glucosa, etc.). El espectrofotómetro “Di-lambda” es un dispositivo de hardware abierto de bricolaje modular, que se puede abrir reensamblado y personalizado. Esta herramienta es el resultado de la estrecha colaboración entre profesores de escuela e investigadores durante 4 años. Todos los diseños de esta herramienta se comparten abiertamente y su bajo costo la convierte en una excelente herramienta para usar en el aula y en programas de ciencia ciudadana. Desde aquí, lo alentamos a que haga que la investigación ambiental sea más accesible y permeable mediante el uso de herramientas de ciencia ciudadana que estén abiertas y diseñadas para repetirse en un 63


presupuesto pequeño. Este es el caso del espectrofotómetro “Dilambda” de Open Science School, pero otras fuentes pueden encontrar herramientas similares como Public Lab (EE. UU.) (https://publiclab.org/ wiki/ottawa-homemade-spectrophotometer). En general, la ciencia ciudadana, el bricolaje y la ciencia abierta son herramientas valiosas para incorporar en el aula y ahora están pasando por un renacimiento, siendo patrocinados por gobiernos y programas públicos. OBJETIVOS En este proyecto, los estudiantes aprenderán sobre temas ambientales como la eutrofización, la contaminación del agua y la turbidez. Aprenderán un método para medir la turbidez del agua y se introducirán en la ciencia ciudadana con el espectrofotómetro de hardware abierto diseñado por Open Science School. Los estudiantes adquirirán nuevos aprendizajes y habilidades, y una comprensión más profunda del trabajo científico ambiental de la contaminación del agua y sus intervenciones al trabajar como investigadores. Después de medir la turbidez del agua, los estudiantes pensarán en grupos sobre cómo solucionar el problema utilizando un filtro de agua.

Antes de empezar Pautas para la recolección de muestras de agua: a) Tomar fotos, videos del sitio, tipo de entorno natural. b) Anote el día y la hora de muestreo. ¿Cuál es el patrón de lluvia en la última semana? c) Explore lo que hay alrededor del área, mapee los alrededores (se puede hacer en google maps o visualmente) d) Describa el tipo de cuerpo de agua (lago, río, estanque ...) y su fuente principal de agua 64


e) Registre la temperatura del clima si es posible (verifique en su teléfono). Tome al menos 250 ml y colóquelo en una botella limpia, manténgalo alejado del sol Comience esta actividad con una amplia introducción sobre la calidad del agua y los problemas ambientales del agua. Los maestros pueden descargar la presentación del maestro disponible en la documentación de código abierto de la Open Science School (http://openscienceschool.org/scienceinschools/). Idealmente, los docentes deberían haber preparado algunos estudios de casos ambientales de su propia región. También puede descargar la guía del estudiante en el mismo enlace. Tome sus materiales filtrantes (arena, algodón, piedras de río y carbón activado) y lávelos bien con agua durante dos días antes del experimento. No olvides cambiar el agua al menos 3-4 veces al día.

Manos a la obra Eche un vistazo a nuestros videos sobre cómo ensamblar y usar el espectrofotómetro “Di-lambda” en el sitio web de la Open Science School: (http://openscienceschool.org/spectrophotometer/).

La espectrofotometría como herramienta de hardware abierta para medir la turbidez El agua es turbia cuando no puedes ver a través. El agua puede ser turbia debido a la gran cantidad de partículas suspendidas que bloquean la luz que pasa por la columna de agua. El espectrofotómetro medirá cuánta luz atraviesa el agua limpia y la comparará con su muestra. El agua limpia tiene cero absorbancia. Primero debe calibrar el espectrofotómetro con agua limpia. Cuando el agua es turbia, la absorbancia es alta. El espectrofotómetro consta de varios módulos que tienen diferentes funciones. En un lado del dispositivo, hay una placa LED, que 65


es la fuente de luz. Hay un pinhole que hace un pequeño haz que puede atravesar nuestra muestra. Un pequeño sensor en el otro lado del dispositivo mide la luz que atraviesa la muestra. Tiene un pequeño puerto micro USB para conectarse a la alimentación o su teléfono móvil.

Materiales 

Espectrofotómetro “Di-lambda”.

Cubetas de plástico.

Papel de filtro.

Botellas de agua de plástico vacías.

Tijeras.

Carbón activado.

Piedras de río.

Arena.

Algodón.

Agua destilada (o agua del grifo).

Figura 5.1. Espectrofotómetro “Di-lambda”

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Protocolo Ensamble el espectrofotómetro 1. Tire de la tapa hacia arriba. ¡Ten cuidado! No abra la tapa mientras está tapada. Esto lo dañará. 2. Monte la luz LED y las placas de sensores en su lugar. Están diseñados para caber solo en el lugar correcto. Antes de usar el espectrofotómetro, asegúrese de estar usando la placa LED con la longitud de onda correcta. Para detectar la presencia de algas verdes, utilizaremos el LED de 460 nm, por ejemplo. 3. Asegúrese de que todas las partes estén en el lugar correcto y que todas las piezas formen una caja perfecta sin agujeros. 4. Enchufe el espectrofotómetro. Si el dispositivo no se enciende cuando lo conecta, intente desarmarlo y ensamblarlo nuevamente. No funcionará hasta que esté correctamente ensamblado.

Figura 5.2. Instrucciones de montaje para el espectrofotómetro “Di-lambda”

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¿Cómo medir la turbidez del agua? 1. Primero debe calibrar el espectrofotómetro con agua limpia. El agua limpia tiene cero absorbancia. Agregue agua destilada a una cubeta y colóquela en el soporte para cubetas del dispositivo. Asegúrate de manejar la cubeta por los lados rayados. Si no tiene agua destilada, puede usar agua limpia del grifo. 2. Presione muestra para calibrar el dispositivo. 3. Retire la cubeta de agua y límpiela. 4. Agregue su muestra de agua a la cubeta. 5. Incluya la cubeta en la cavidad cuadrada y presione la muestra. 6. Escribe el número

Figura 5.3. Instrucciones de uso del espectrofotómetro “Di-lambda”

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Tratamiento de aguas: hacer un filtro con carbón activado Cuando el agua está contaminada, tenemos que tratarla de diferentes maneras. La turbidez a menudo se trata mediante filtrado y un proceso de asentamiento. Esto incluye filtración de arena, clarificadores y enormes tanques de sedimentación encontrados en plantas de tratamiento de agua. La limpieza del agua in situ se puede lograr como una solución de bajo costo. Se agrega un floculante al cuerpo del agua y las partículas de agua suspendidas comienzan a agregarse formando escamas más grandes. De esta forma, se mejora la precipitación de escamas en el fondo del cuerpo de agua y su eliminación mecánica es más fácil. Estos reactivos deben usarse con cuidado para mantener el equilibrio natural del pH y no alterar la química del agua del ecosistema (1). En nuestra aula, podemos construir un filtro de agua simple para tratar el agua. Para esto, necesitaremos algunas botellas de agua vacías y un sustrato que absorba las partículas flotantes. Podemos usar carbón activado, arena o piedras de río. El carbón activado es un súper filtro. Se elabora tratando madera o carbón a temperaturas muy altas. Esto hace pequeños agujeros dentro del carbón creando una gran superficie en su interior. Esta superficie es "pegajosa" para casi todo lo que se disuelve en el agua o el aire y, por lo tanto, puede limpiar muchos problemas generales.

Cómo hacer un filtro de agua 1. Corte la botella de plástico vacía por la mitad con unas tijeras. No deseche la tapa de la botella. Usaremos esta parte. 2. Coloque un trozo de papel de filtro que bloquee el orificio de la botella. 3. Agregue los materiales de filtrado que elija. Puede usar arena, carbón activado de algodón y piedras de río. No olvide lavar a fondo todos estos materiales con agua antes de usarlos. Deben estar equilibrados antes de su uso. De lo contrario, agregarán partículas y harán que el agua sea aún más turbia.

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Mida la turbidez de su agua filtrada 1. Enchufe y equilibre nuevamente el espectrofotómetro. 2. Siga el protocolo anterior para medir la turbidez del agua filtrada. 3. ¿Es su agua más limpia? ¿Qué método funcionó mejor? (arena, carbón, etc.). DESPUÉS DE HACER ESTE EXPERIMENTO ... Con su clase, responda las siguientes preguntas: ¿Su agua está más limpia después de filtrarla? ¿Cuál fue el problema de su muestra de agua? ¿Qué método de filtrado funcionó mejor? ¿Cómo podemos tratar el agua? Cómo podemos medir con un espectrofotómetro: ¿qué parte del espectrofotómetro crees que es esencial para medir la turbidez? ¿Puedes pensar en otros métodos para limpiar tu agua?

Referencias (1) Wikipedia https://en.wikipedia.org/wiki/Turbidity (2) ¿Cuál es el porcentaje de aguas (lagos, ríos, etc.) afectadas por la eutrofización en todo el mundo? (3) Objetivo de Desarrollo Sostenible 14. Conservar y utilizar de manera sostenible los océanos, los mares y los recursos marinos para el desarrollo sostenible. (4) Luchando contra la floración: Lake Erie story. (5) Ejemplo de eutrofización en un pequeño estanque. (6) https://www.watercalculator.org (7) http://thewaterweeat.com/ (8) ¿Cuánta agua necesita una persona todos los días?

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Proyecto 6. Gestión pública del agua CONCEPTOS, PROCEDIMIENTOS Y RESULTADOS DE APRENDIZAJE Tratamiento del agua, gestión del agua, políticas ambientales, ciencia ciudadana.

RESUMEN En esta actividad sobre intervención ambiental, los estudiantes trabajarán en las conclusiones de sus actividades anteriores relacionadas con la calidad y la gestión del agua. Con una breve actividad de "juego de roles", los estudiantes realizarán una discusión abierta y se convertirán en los diferentes interesados involucrados en la gestión del agua de nuestra comunidad. Con este debate, los estudiantes aprenderán cómo garantizar una buena comunicación para lograr una intervención ambiental óptima; gestión de la calidad del agua y lograrán la comprensión de la complejidad de los problemas del agua.

OBJETIVOS En grupos, los estudiantes discutirán cómo se contaminó su agua y se convertirán en los diferentes actores involucrados en la gestión pública del agua.

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MANOS A LA OBRA La forma más efectiva de contrarrestar la contaminación en el medio ambiente no es tratar el agua, sino estudiar el problema y atacar su fuente. Para ello, los investigadores, gobiernos y activistas a menudo examinan los cuerpos de agua para identificar rápidamente los cambios en la calidad del agua y combatir el problema. Lo importante para recordar es que no solo hay una solución a un problema, sino muchas. Algunos de ellos presentarán malos resultados también. Como ejemplo, habíamos usado el río Guadalquivir en Sevilla. Lo alentamos a usar un mapa y recursos de su comunidad, cerca de su escuela.

Figura 6.1. ejemplo de mapa con el río Guadalquivir (Sevilla). 1.9 ciudad // 3,4,5 ríos // 2 caminos // 6,7,8 cultivos // 10 lago.

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Protocolo 1. Presente un mapa de un río de su comunidad 2. Con los estudiantes, localice las principales fuentes posibles de contaminación cerca: granjas, industrias, áreas urbanas, minas y tierras baldías. Ubique otros cuerpos de agua cerca de nuestro punto de recolección. 3. Haga la siguiente pregunta a los estudiantes: Mire el mapa donde se tomó el agua. ¿Podría localizar la fuente de contaminación de su agua? 4. Divida la clase en los siguientes grupos: a) Agricultores b) Políticos c) Activistas del medio ambiente d) Empresa de gestión del agua e) Ciudadanos 5. Discuta las siguientes preguntas con los estudiantes: ¿Cómo resolvería este problema en el medio ambiente? Intente encontrar algunos problemas específicos y encuentre soluciones y alternativas con diferentes puntos de vista. ¿Cuál sería la opinión de un agricultor / político / activista ... etc.? ¿Podríamos llegar a un acuerdo para gestionar el agua en nuestra comunidad de una manera que garantice su calidad?

DESPUÉS DE HACER ESTE EXPERIMENTO… Discuta con el aula: ¿Fue fácil lograr un entendimiento y una base común de las diferentes partes involucradas en la gestión del agua? ¿Cuáles son los problemas que enfrentan para implementar intervenciones ambientales? 73


Proyecto 7. Bioplásticos solubles en agua CONCEPTOS Y PROCEDIMIENTOS DESARROLLADOS Polímeros. Monómeros. Plástico. Bioplástico. Bionanocomposite. Solubillidad. Disolución.

RESUMEN "Si no cambiamos la forma en que producimos y usamos plásticos, habrá más plásticos que peces en nuestros océanos por 2050. Este es un desafío que los ciudadanos, la industria y los gobiernos deben abordar juntos." (Comisión Europea, 2018A) Para conseguir tener éxito ante un reto de tanta envergadura como el lanzado por el vicepresidente primero de la comisión europea y responsable del desarrollo sostenible, Frans Timmermans, es de vital importancia la apuesta decidida por un mayor desarrollo del conocimiento y de la cultura científica potenciando a su vez una mayor sensibilidad medioambiental con objeto de concienciar al alumnado en uno de los grandes retos de la humanidad como es, sin lugar a dudas el desarrollo sostenible, es decir, ser capaces de seguir avanzando en la mejora de los productos y procesos que mejoren nuestro día a día, sin que ello conlleve un perjuicio para el medioambiente y, por tanto una hipoteca a nuestro futuro.

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Antes de empezar El plástico es un material presente en infinidad de objetos y procesos que forman parte de nuestro día a día. Desde todo tipo de envases, elementos para la construcción, materiales biocompatibles para aplicaciones médicas y un sinfín más de objetos y usos que nos rodean por todas partes. Desafortunadamente, la mayoría de estos plásticos terminan en el medio ambiente, contaminándolo. Uno de las grandes preocupaciones actuales es la de continuar desarrollando bienes y procesos que mejoren las condiciones de vida de las personas, pero sin hipotecar el futuro medioambiental del planeta, es decir, conseguir un desarrollo sostenible. Unos de los principales desafíos en el desarrollo sostenible es el de minimizar el impacto medioambiental de la masiva utilización de plásticos en nuestra sociedad. Para conseguirlo, la principal estrategia desarrollada por la Comisión Europea se centra en el reciclaje y la reutilización de plásticos, con el fin de limitar la fuga de plásticos al medio ambiente, especialmente a los océanos. Pero, además de la estrategia de reciclaje-reutilización, la Comisión Europea también fomenta la investigación para encontrar plásticos totalmente biodegradables tal y como se recoge en el documento “A European Strategy for plastics in a circular economy”: "La Comisión está especialmente atenta a la innovación en materiales que se biodegradan plenamente en agua de mar y agua dulce y son inocuos para el medio ambiente y los ecosistemas" (Comisión Europea, 2018b) En el mismo informe se observa que la generación de desechos es provocada principalmente por residuos plásticos provenientes de aplicaciones de envasado.

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¿Qué es un plástico? El término plástico incluye una gran variedad de materiales tanto sintéticos como naturales siendo todos ellos polímeros, es decir, moléculas que se forman mediante la repetición de unidades estructurales llamadas monómeros. Además, los plásticos muestran una plasticidad, o maleabilidad, durante la fabricación. Por lo tanto, son materiales versátiles que se pueden obtener en una gran variedad de formas, tales como: láminas, fibras, placas, tubos, etc. mediante el uso de diferentes técnicas industriales, tales como: fundición, extrusión, etc. Recientemente, la comunidad científica está desarrollando numerosos proyectos de investigación con objeto de desarrollar nuevos biomateriales que sean biodegradables y que puedan sustituir a los envases de plástico consiguiendo así paliar la principal fuente de residuos de plásticos (Vieira et al., 2011). Una de las estrategias que en la que se están realizando numerosas investigaciones recientemente es el uso de biopolímeros en combinación con otros productos naturales y/o no tóxicos para producir nuevos bioplásticos. Entre estos sistemas, los bionanocomposites que se forman a partir de biopolímeros naturales y arcillas inorgánicas aparecen como una alternativa muy prometedora a los plásticos sintéticos (Chivrac, Pollet, Schmutz, & Avérous, 2010; Alcântara & Darder, 2018).

¿Qué es un bionanocomposite? Los materiales compuestos se componen de dos o más componentes con propiedades físicas y químicas significativamente diferentes, que, cuando se combinan, dan lugar a un material con diferentes características de los componentes individuales. Otra característica básica de los materiales compuestos es que los componentes que la forman pueden distinguirse físicamente en la

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estructura y se pueden separar mecánicamente. En general, todos los materiales compuestos están compuestos por: (Zafar et al., 2016):  Matriz. Es el componente que tiene un carácter continuo. Es responsable de las propiedades físicas y químicas del material compuesto.  Agente reforzante. Es el componente que formaría la fase discreta del material y sería responsable de modificar las propiedades mecánicas del componente de matriz. Los bionanocomposites son una especie de bioplásticos formados por una matriz de un biopolímero y un agente de refuerzo inorgánico que tiene al menos una de sus dimensiones en la escala nanométrica (Ruiz-Hitzky et al., 2013; Zafar et al., 2016). Estos materiales se están estudiando actualmente como una alternativa ambientalmente sostenible para la sustitución de plásticos obtenidos del petróleo, además de tener aplicaciones en campos tan diversos como la liberación controlada de compuestos activos, la construcción de materiales, etc.

Objetivos 1. Obtener bioplásticos biodegradables elaborados a partir de alginato de sodio en combinación con la arcilla sepiolita. 2. Explorar cómo se modifica el bioplástico cuando: 

Se añade glicerol

El bioplástico se trata con una disolución de CaCl2

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Manos a la obra Puede ver cómo realizar la experiencia en el siguiente enlace: https://youtu.be/pLl_6dvbc5A o con este código QR:

Equipos y materiales Equipo     

Agitador magnético con calefacción Batidora 2 vasos de precipitados (250 ml) Yogurtera Varilla de agitación de vidrio

Materiales  150 g 6% (p/p) solución de sepiolita  150 g 4% (p/p) solución de alginato  2, 5 g glicerol Equipo  2 placas de Petri (60 mm x 15 mm)  2 vasos de precipitados (100 mL)

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Materiales  50 g 1.5% (p/p) solución CaCl2 Nota: todas las soluciones deben efectuarse con agua destilada.

Procedimiento Primera parte. Fabricación del bioplástico Día 1. (Tiempo estimado: 1 h)  Preparar una disolución de alginato de 150 g al 4% (p/p) utilizando el agitador magnético a 50 º C.  Preparar una suspensión de sepiolita 150 g 6% (p/p) utilizando la batidora. Bata durante 5 minutos (tenga cuidado de que la batidora no se caliente demasiado). La solución de sepiolita debe terminar teniendo un color más claro y una mayor consistencia.  Mezclar ambas disoluciones utilizando el mezclador y dividir la suspensión resultante en seis partes de 20 g cada una en las placas de Petri. El resto de la suspensión que no se haya utilizado se conserva refrigerada.  Poner las placas de Petri en la yogurtera  A continuación, encienda la yogurtera sin la cubierta de plástico, para que el agua en las placas de Petri se pueda evaporar. Déjalo durante toda la noche Día 1 (Tiempo estimado: 1

El resto de la suspensión se guarda

150 g

150 g

Alginato

Sepiolite

AlginatoSepiolita

6 placas Petri (20 g en cada una) Yogurtera (toda la noche)

80


Día 2. (Tiempo estimado: 1 h)  En las placas Petri se forma una película plástica translúcida de coloración marrón. Retire el plástico cuidadosamente de las placas de Petri.  Divida el bioplásticos retirado de cada placa de Petri en tres partes como se muestra en el esquema gráfico del procedimiento experimental. Marque la placa de Petri como "0% glicerol". Guarde los bioplásticos que se utilizarán en la segunda parte del proyecto.  Tome 150 g de la suspensión de alginato + sepiolita del día anterior (la que se guardó en el frigorífico). Deseche la solución restante (si la hay).  Añada 3.06 g de glicerol a la suspensión de alginato + sepiolita y mezcle con el agitador magnético durante 1 hora a 50 º C  Divida la suspensión resultante en seis partes de 20 g en las placas de Petri. Deseche la solución restante (si la hay).  Ponga las placas de Petri en la yogurtera.  A continuación, encienda la yogurtera sin la cubierta de plástico, para que el agua en las placas de Petri se pueda evaporar. Déjalo durante toda la noche.

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Día 3. (Tiempo estimado 1/2 h)  En las placas Petri se forma una película plástica translúcida de coloración marrón. Retire el plástico cuidadosamente de las placas.  Divida el bioplásticos retirado de cada placa de Petri en tres partes como se muestra en el esquema gráfico del procedimiento experimental. Marque la placa de Petri como "2% glicerol". Guarde los bioplásticos que se utilizarán en la segunda parte del proyecto.

2’ 1’ 3’

82

2% glicerol


Segunda parte. Caracterización de los bioplásticos Día 4. (Tiempo estimado: 1 h) Experiencia 1. ¿Cuál es la influencia de la concentración de glicerol en las propiedades de los bioplásticos?  Tome la muestra más grande de cada uno de los dos bioplásticos obtenidos y complete la información que se pide en el informe de resultados (ver abajo) Resultados Tabla de datos 1. Propiedades físicas de las muestras

Muestra

Glicerol (%)

Descripción cualitativa

Descripción

del bioplástico (color,

cualitativa de su

transparencia,

comportamiento

etc.) 1

0

2

2

tacto,

a la tracción

¿Qué conclusiones puede extraer de esta experiencia?

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*Fuente: Vector de la mano de https://www.freepik.es/vector-gratis/coleccion-bocetos-manos_1047679.htm

Experiencia 2. Solubilidad en agua.  La solubilidad en agua del bioplástico se estudiará siguiendo el método descrito por Qiang y col. (2018):  Tome una de las muestras más pequeñas de cada bioplástico. Pésela y anote su valor en la tabla del informe de ejemplo (M0)  Sumerja cada muestra en un vaso de precipitado de 100 mL que contenga 50 mL de agua destilada durante 24 h a temperatura ambiente.  Tome la muestra restante de cada bioplástico. Pésela y anote su valor en la tabla del informe de ejemplo (M0)

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2 2 0% glicerol

50 mL agua 24 h

Pese el bioplástico y anote el valor de M0

2’ 2’ 2% glicerol

50 mL agua 24 h

Pese el bioplástico y anote el valor de M0

 A continuación, ponga en un vaso de precipitado de 100 mL, 50 mL de una disolución de CaCl2 al 1,5% durante 30 minutos.  Pasado los 30 minutos sáquela y enjuáguela con agua destilada.  Sumerja cada muestra en un vaso de precipitado de 100 mL que contenga 50 mL de agua destilada durante 24 h a temperatura ambiente. 3 3 0% glycerol

Pese el bioplástico y anote el valor de M0

50 mL 1,5% CaCl2 30 min

3 50 mL agua 24 h

3’

2% glycerol

Pese el bioplástico y anote el valor de M0

85

3’

3’

50 mL 1,5% CaCl2 30 min

50 mL agua 24 h


Día 5. (Tiempo estimado: 1/4 h)  Saque el resto insoluble de bioplástico (si queda algún resto) y déjelo secar durante toda la noche. Día 6. (Tiempo estimado: 1/2 h)  Pese el peso del bioplástico seco y anote su valor (M1).  La solubilidad en agua del bioplástico se calcula mediante la siguiente ecuación:

Solubilidad =

 M 0  M1  100% M0

Tabla de datos 2. Solubilidad en agua de los bioplásticos

Muestra

Glicerol (%)

Tratada

M0 (g)

M1 (g)

con CaCl2

2

0

No

3

0

2'

2

No

3'

2

¿Qué conclusiones puede extraer de esta experiencia?

Medidas de seguridad Evite la generación de polvo al manipular la sepiolita.

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Solubilidad


DESPUÉS DE HABER DESARROLLADO ESTA EXPERIENCIA… ¿Podría la ciencia y la tecnología salvar el grave problema de los residuos plásticos en nuestro planeta? ¿De qué forma? ¿Crees que los gobiernos actuales son sensibles al grave problema que se está generando entorno al consumo excesivo de plásticos? ¿Deberían destinar más dinero a investigaciones en ciencia y tecnología que estén relacionadas con este problema? ¿Has localizado las regiones en océanos y mares dónde se concentra gran cantidad de residuos plásticos? ¿Qué medidas medioambientales pueden ponerse en marcha para reducir la producción, el consumo y el residuo de plásticos en el planeta? Diseña una campaña de sensibilización y un plan estratégico para concienciar a tu familia y a tu barrio y hacer efectiva la reducción de vertidos plásticos.

Referencias Alcântara,

A. C. S., &

Darder, M.

(2018). Building

up

Functional

Bionanocomposites from the Assembly of Clays and Biopolymers. Chemical Record, 1–18. https://doi.org/10.1002/tcr.201700076 Chivrac, F., Pollet, E., Schmutz, M., & Avérous, L. (2010). Starch nanobiocomposites based on needle-like sepiolite clays. Carbohydrate Polymers,

80(1),

145–153.

https://doi.org/10.1016/J.CARBPOL.2009.11.004 Comisión

europea

(2018a).

Magazine

Environment

for

Europeans.

“Ambitious new strategy to make plastic fantastic”. Retrieved from: https://ec.europa.eu/environment/efe/themes/economics-strategy-andinformation/ambitious-new-strategy-make-plastic-fantastic_en Comisión europea (2018b). A European Strategy for plastics in a circular economy.

Retrieved

from:

http://ec.europa.eu/environment/circular-economy/pdf/plastics-strategybrochure.pdfy-make-plastic-fantastic_en

87


Qiang, X., Zhou, S., Zhang, Z., Quan, Q. & Huang, D. (2018) Synergistic effect of halloysote nanotubes and glycerol on the physical properties of fish gelatin

films.

Polymers,

10,

1258.

https://doi.org/10.3390/polym10111258 Ruiz-Hitzky, E., Darder, M., Fernandes, F. M., Wicklein, B., Alcántara, A. C. S., & Aranda, P. (2013). Fibrous clays based bionanocomposites. Progress in Polymer Science, 38(10–11), 1392–1414. https://doi.org/10.1016/ j.progpolymsci.2013.05.004 Vieira, M.G.A., Da Silva, M.A., Dos Santos, L.O., Beppu, M.M. (2011) Naturalbased plasticizers and biopolymer films: A review. European Polymer Journal, 42, 254-263. https://doi.org/10.1016/j.eurpolymj.2010.12.011 Zafar, R., Zia, K. M., Tabasum, S., Jabeen, F., Noreen, A., & Zuber, M. (2016). Polysaccharide based bionanocomposites, properties and applications: A review. International Journal of Biological Macromolecules, 92, 1012– 1024. https://doi.org/10.1016/J.IJBIOMAC.2016.07.102

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SECCIÓN 3 ALIMENTACIÓN Y SALUD


Proyecto 8. Intolerancia a la lactosa CONCEPTOS Y PROCEDIMIENTO DESARROLLADOS Biomoléculas. Proteínas. Enzimas. Catalizador. Catálisis enzimática. Biotecnología. Intolerancia a la lactosa. Lactasa. Galactosa. Influencia de la temperatura en procesos enzimáticos. Persistencia a la lactosa. Diferencia entre intolerancia y alergia.

RESUMEN En el presente proyecto se utilizará un trastorno alimentario muy común como es la intolerancia a la lactosa como eje de una intervención didáctica que abordará temas científicos, sociales e históricos con un enfoque innovador y cuya conclusión será la de introducir de forma significativa una experiencia práctica en el laboratorio. Por tanto, estamos ante un proyecto multidisciplinar en el que se trabajarán los siguientes conceptos: 

Bioquímica: Biomoléculas: Enzimas; azúcares (hidratos de carbono) Catálisis enzimática

Biotecnología: Biorreactores Técnica de inmovilización de enzimas

Historia Revolución neolítica. Cambio del estilo de vida humano y su influencia en la evolución.

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Sociales Intolerancia alimentarias

Y que además permitirá trabajar temas transversales tales como:

 Alimentación saludable  Prevención de riesgos (salud e higiene en el trabajo)  Trabajo en equipo  Trabajo en igualdad

Antes de empezar A día de hoy estamos acostumbrados a consumir productos lácteos de forma habitual. Sin embargo, los mamíferos (exceptuando el hombre) no consumen leche una vez que ha pasado la edad del destete. Esto se debe a que sólo durante la lactancia las crías de los mamíferos producen la enzima lactasa. Esta enzima es la que permite digerir correctamente la lactosa que contiene la leche. A diferencia de los demás mamíferos el hombre ha desarrollado una capacidad inédita de seguir produciendo lactasa tras el destete. Este hecho único en los seres humanos se denomina persistencia a la lactasa. Aproximadamente hace 10.000 años los seres humanos empezaron a establecer asentamientos permanentes, abandonando el estilo de vida nómada de los cazadores-recolectores. En ese momento clave los seres humanos comienzan a producir y consumir leche. Diversos estudios relacionan claramente el comienzo de estas prácticas con el desarrollo de la persistencia a la lactosa, es decir, la modificación del entorno provocada por el cambio de estilo de vida condujo a una adaptación biológica de los seres humanos que les permitió consumir leche en la edad adulta con las ventajas que ello le confería (acceso a una fuente de alimento, rica en calcio y vitamina D, esencial por ejemplo para zonas con poca horas solares como el norte de Europa que es la zona del mundo con un mayor porcentaje de población persistente a la lactasa (Gerbault et al., 2011). 92


Sabías que. En contra de lo que muchas personas creen no es aconsejable dar leche a los gatos puesto que les ocasionará problemas digestivos Aunque, como hemos visto, ciertos individuos han desarrollado la persistencia a la lactasa, estamos más acostumbrados a referirnos a las personas que presentan problemas digestivos como intolerantes a la lactosa. Actualmente se estima que el 68% de la población mundial sufre este problema que se produce al no absorberse la lactosa en el intestino (Storhaug, Fosse, & Fadnes, 2017). La ausencia de la enzima lactasa en el aparato digestivo provoca que la lactosa no se hidrolice en glucosa y galactosa que sí pueden ser absorbidas a través de las paredes del intestino. La lactosa que no ha sido hidrolizada en el intestino llega hasta el colon donde es metabolizada por las bacterias allí presentes. Se produce, por tanto, una fermentación bacteriana que da lugar a una gran cantidad de gases. Además, la lactosa que llega al colon crea un aumento de la presión osmótica que es compensado con un aumento de la cantidad de agua en el intestino lo que da lugar a episodios de diarrea (National Institue of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases).

¿Qué es la lactosa? Hoy en día, sin embargo, con el desarrollo del conocimiento y la tecnología es posible que personas intolerantes a la lactosa puedan consumir leche. Para ello, se puede tratar previamente la leche con objeto de descomponer la lactosa utilizando la enzima lactasa. El objeto de este proyecto es el desarrollo de un método que nos permita eliminar la lactosa de la leche mediante la hidrólisis enzimática con lactasa Pero antes de ponernos manos a la obra vamos a explicar unos cuántos conceptos básicos. Una enzima es una proteína con una función específica: la de catalizar reacciones químicas. 93


Las enzimas son macromoléculas que tienen estructuras muy específicas en las que destaca unas zonas denominadas sitios activos. A su vez, existen moléculas que tienen una gran afinidad para unirse a esos sitios activos de las enzimas. Al unirse se forma una estructura compleja que disminuye la barrera energética para que se produzca una reacción en la que la molécula que se ha unido a la enzima se transforma en otro/s productos. Estas moléculas que se unen a las enzimas y que se transforman en el trascurso de la reacción enzimática se denominan sustratos. Y al complejo que se forma por la unión entre la molécula y la enzima se le denomina complejo enzima-sustrato.

¿Qué es una proteína? Una proteína es una macromolécula biológica formada por cadenas de aminoácidos. Existen multitud de proteínas cada una de ellas con funciones biológicas muy diversas entre la que destacan las proteínas con funciones estructurales como, por ejemplo, el colágeno.

¿Qué es un aminoácido? Es un compuesto orgánico formado por un grupo funcional amino (-NH2) y otro carboxílico (-COOH) junto a una cadena lateral con un grupo específico (R).

Figura 8.1. La estructura de un aminoácido en su forma no ionizada Fuente: https://commons.wikimedia.org/wiki/File:AminoAcidball.svg (dominio público)

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G+     (Sin catalizar)

G (Energía libre)

G+           (Catalizada)

Sustratos

G (reacción) Productos

Avance de la reacción Figura 8.2. El fundamento de la acción catalítica es la disminución de la energía libre de activación (∆G+) Source: self made

El primer paso en la catálisis enzimática es la formación del complejo enzima-sustrato. Las enzimas son muy selecticas con el sustrato con el que se pueden acoplar. Esta formación del complejo enzima-sustrato se explica con los modelos de llave y cerradura y de ajuste inducido

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Figura 8.3. Modelo de llave y cerradura para la hidrólisis de la lactosa catalizada por la enzima lactasa. Fuente: Elaboración propia

La acción enzimática puede ser inhibida La presencia en el medio de algunas moléculas provoca la desactivación de la acción de las enzimas. Esta inhibición enzimática ocurre por dos mecanismos diferentes: 

Inhibición competitiva Si las moléculas inhibidoras tienen tendencia a unirse al sitio activo de la enzima, compitiendo por este con el sustrato. Por ejemplo, en la hidrólisis de la lactosa se produce galactosa que compite por unirse al sitio activo con la lactosa. Por tanto, a medida que avanza la reacción y se produce más galactosa la acción catalítica de la lactasa se reduce progresivamente.

Inhibición no-competitiva Si la molécula inhibidora se une a otro sitio de la enzima provocando un cambio conformacional de la enzima y, por tanto, la imposibilidad de que el sustrato se una al sitio activo

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Las enzimas se pueden desnaturalizar Se dice que una enzima se ha desnaturalizado cuando sufre un cambio estructural irreversible, de manera que el sustrato no sea capaz de unirse al sitio activo y formar el complejo enzima-sustrato. Este proceso de desnaturalización se produce por una serie de factores como pueden ser cambios de temperatura o del pH del medio.

Figura 8.4. Una fuente de calor puede ocasionar la desnaturalización de las proteínas al provocar un cambio estructural por el aumento de la temperatura Fuente: Elaboración propia

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Enzimas y biotecnología La biotecnología se ocupa de estudiar todos aquellos procesos tecnológicos necesarios para transformar una materia prima mediante una reacción catalizada por células o enzimas. El dispositivo donde se produce la transformación de la materia prima se denomina biorreactor y es el corazón de cualquier proceso biotecnológico. Existen diferentes configuraciones de los biorreactores en función de que se trabaje con una alimentación continua de la materia prima (biorreactores en continuo) o por lotes (biorreactores discontinuos). Cuando un biorreactor enzimático funciona en continuo es imprescindible fijar las enzimas en algún soporte físico dentro del reactor de forma que no salgan junto al flujo de salida del reactor. Esto se consigue haciendo que las enzimas se fijen a una serie de soportes sólidos dentro del reactor bien mediante interacciones físicas o químicas. Sabías que (Renneberg, Berkling, Loroch, & Demain, 2017). Hace miles de años que se utilizan procesos biotecnológicos, aunque sin ser consciente de ello. Como ejemplo tenemos: 

Hace más de 6000 años ya se producía cerveza en Mesopotamia.

Se cree que la primera evidencia de la obtención de vino es de unos restos de hace más de 9000 años en una región de China. Los egipcios hacían pan hace 4000 años.

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Manos a la obra Experimental (Madden, 2008). Puede ver cómo realizar la experiencia en el siguiente enlace https://spark.adobe.com/video/x0gwNZmAif2XY o con este código QR:

Materiales and reagents Material  Común para todos los grupos:    

Vidrio de reloj Vaso de precipitado de 400 mL Placa magnética calefactora Agitador magnético

 Para cada grupo:  Una jeringa de plástico de 10 mL (sin aguja)  Un trozo pequeño de una red de plástico que encaje dentro del depósito de la jeringa  Un tubito de silicona que se ajuste en la punta de la jeringa de unos 7 mm de longitud  Una pinza de Mohr para regular el caudal a través del tubo de silicona  Soporte y pinza para colocar la jeringa (el biorreactor)  2 vasos de precipitado de 100 mL  Matraz aforado de 100 mL  Un Colador 99


Reactivos  Común para todos los grupos:  Alginato de sodio  Agua destilada  Para cada grupo:  2 mL de enzima lactasa  8 mL de una disolución acuosa de 2% (p/p) de alginato de sodio  1.5 g de cloruro de calcio  50 mL de leche entera  Tiras de análisis de glucosa en orina

Procedimiento 1. Preparación de la disolución de alginato (se recomienda que el profesor la prepare con antelación)  Pese en un vidrio de reloj 4 g de alginato de sodio  Pese un vaso de precipitado de 400 mL limpio y seco  En ese mismo vaso de precipitado añada aproximadamente unos 180 g de agua destilada  Ponga el vaso de precipitado con el agitador magnético encima de la placa magnética calefactora  Agite de forma vigorosa y caliente a unos 60ºC  Añada poco a poco el alginato de sodio evitando que se formen grumos  Mantenga la agitación a 60ºC hasta que se disperse bien todo el alginato  Espere a que se atempere y pese la disolución + el vaso. Reste a ese valor el peso del vaso de precipitado y añada el peso que falte de agua hasta llegar a 200 g  Vuelva a agitar (sin temperatura) la disolución hasta que se mezcle bien el agua añadida posteriormente  Almacene la disolución en un bote de cristal y etiquétela como alginato de sodio 2% (p/p) 100


2. Preparación de la disolución de cloruro de calcio  Pese 1,5 g de cloruro de calcio en un vidrio de reloj  Disuélvalo en unos 80 mL de agua destilada  Pase la disolución a un matraz aforado de 100 mL y enráselo  Vierta la disolución de cloruro de calcio 1,5 % (p/v) en un vaso de precipitado de 250 mL 3. Inmovilización de la enzima  Utilice una probeta de 10 mL para tomar unos 2 mL de la disolución comercial de lactasa  Mezcle la lactasa con 8 mL de la disolución de alginato de sodio preparada en el paso 1  Con ayuda de una pipeta pasteur o gotero añada, lentamente, la disolución de lactasa y alginato sobre la disolución de cloruro de calcio preparada en el paso 2  Observará como se forman unas pequeñas bolitas transparentes de alginato de calcio que contienen la enzima lactasa  Tenga precaución de no poner en contacto la punta del gotero con la disolución de cloruro de calcio, de otro modo se formaría un tapón en el gotero que no le permitiría seguir añadiendo la disolución de lactasa-alginato

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 Espere unos minutos para que las bolitas formadas en la disolución de cloruro de calcio adquieran una mayor consistencia  Con ayuda del colador, separe las bolitas con la enzima inmovilizada 4. Preparación del biorreactor  Coloque el tubito de silicona en la punta del cuerpo de la jeringa e inserte una pequeña malla de plástico dentro de la jeringa para evitar que las bolitas con la enzima bloqueen la salida  Con cuidado introduzca las bolitas dentro de la jeringa  Bloquee el tubo de silicona con una pinza de Mohr  Antes de comenzar las experiencias compruebe, con las tiras de glucosa, que no hay glucosa en la leche que vaya a utilizar. 5. Experiencias a realizar:  Experiencia 1. Las enzimas pueden usarse una y otra vez  Coloque un vaso de precipitado debajo de la salida del biorreactor (tubo de silicona)  Llene el biorreactor con la leche y abra un poco la pinza de manera que fluya la leche a través del biorreactor hasta el vaso de precipitado  Determine el contenido en glucosa de la leche recogida en el vaso de precipitado mediante las tiras de glucosa. Anote el resultado en su cuaderno  Vuelva a echar la misma leche en el biorreactor y opere de la misma forma tantas veces como sea necesario hasta que se mantenga constante la concentración de glucosa  Experiencia 2. Estudio de la influencia del caudal  El caudal es uno de los factores más importantes a la hora de diseñar el funcionamiento de un biorreactor.

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 Utilizando la pinza de Mohr vamos a controlar el caudal a través de nuestro biorreactor.  En primer lugar y con la pinza totalmente cerrada, llenaremos el biorreactor con agua.  Se coloca una probeta de 10 mL debajo a la salida del biorreactor  Se abre un poco la pinza de Mohr y se cronometra el tiempo que se tarda en llenar la probeta. Dividiendo el volumen de la probeta por el tiempo en segundos se conoce la velocidad de flujo.  Antes de que se vacíe completamente el biorreactor y manteniendo la misma apertura del tubo, se alimenta el biorreactor por la parte superior con 50 mL de leche.  Cuando empiece a salir la leche se recoge en un vaso de precipitado. Una vez que se ha recogido todo el volumen se determina la cantidad de glucosa.  Se repite la operación aumentando progresivamente el caudal, es decir, la apertura del tubo de silicona (repetir al menos con 3 caudales diferentes)  Experiencia 3. Estudio de la influencia de la temperatura  Se ajusta el biorreactor al caudal en el que se obtuvo una mayor conversión de lactosa (de acurdo a los datos obtenidos en la experiencia anterior)  En esta experiencia se hace una sola pasada de 50 mL de leche, con la única diferencia que la leche estará inicialmente a diferentes temperaturas: 4ºC (directamente del frigorífico), a temperatura ambiente a 30ºC y 50ºC (utilizar el calentador magnético)

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Medidas de seguridad No beba la leche utilizada en esta experiencia Evite el contacto con la piel y los ojos con las disoluciones que contengan a la enzima (use guantes y gafas de protección) Evite la formación de aerosoles de las disoluciones enzimáticas No deje que se sequen completamente las disoluciones enzimáticas Si, por accidente, le cae un poco de disolución enzimática en la piel o los ojos lave abundantemente con agua. Esto debe ser suficiente, pero si nota cualquier síntoma acuda al médico inmediatamente.

Después de haber desarrollado la experiencia… Podrías realizar un informe con toda la información obtenida

Plantilla de informe Experiencia 1 Resultados Temperatura (ºC): Pasadas

Color del test de

Concentración de glucosa

glucosa

(si se conoce)

Escriba en un párrafo que conclusiones puede obtener de esta experiencia

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Experiencia 2 Resultados Temperatura (ºC): Caudal (mL/s)

Color del test de

Concentración de glucosa

glucosa

(si se conoce)

Escriba en un párrafo que conclusiones puede obtener de esta experiencia Experiencia 3 Resultados Caudal (mL/s): Temperatura (ºC)

Color del test de

Concentración de glucosa

glucosa

(si se conoce)

Escriba en un párrafo que conclusiones puede obtener de esta experiencia

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Referencias Gerbault, P., Liebert, A., Itan, Y., Powell, A., Currat, M., Burger, J., … Thomas, M. G. (2011). Evolution of lactase persistence: An example of human niche construction. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences, 366(1566), 863–877. https://doi.org/10.1098/rstb.2010.0268 Madden, D. (2008). Better milk for cats : immobilised lactase used to make lactose-reduced milk. Science in School, (10), 51–54. Renneberg, R., Berkling, V., Loroch, V., & Demain, A. L. (Arnold L. . (2017). Biotechnology for beginners. Elsevier/Academic Press. Storhaug, C. L., Fosse, S. K., & Fadnes, L. T. (2017). Country, regional, and global estimates for lactose malabsorption in adults: a systematic review and meta-analysis. The Lancet Gastroenterology and Hepatology, 2(10), 738–746. https://doi.org/10.1016/S2468-1253(17)30154-1 National Institue of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases (U.S. Departmente of Health and Human Services). Retreived 3 October 2018 from https://www.niddk.nih.gov/health-information/digestive-diseases/ lactose-intolerance/definition-facts

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Proyecto 9. ¿Qué es el gluten? CONCEPTOS Y PROCEDIMIENTOS DESARROLLADOS Gluten. Prolaminas. Glutelinas. Celiaquía. Propiedades viscoelásticas.

RESUMEN Hoy en día es muy común ver en los envases de alimentos, en las cartas de los restaurantes la leyenda sin gluten. Pero, ¿qué es el gluten? ¿por qué es importante indicar si está o no presente en los alimentos? En este proyecto se responderán a ésta y otras cuestiones que seguro serán de interés para el alumnado. A la vez se irán descubriendo más características y propiedades del gluten que nos conducirán a realizar una sencilla práctica que permita utilizar el método científico.

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Antes de empezar ¿Qué es el gluten? El gluten es un compuesto formado por la interacción de las proteínas contenidas en la harina de trigo que son insolubles tanto en agua como en una disolución de cloruro de sodio de concentración 0,5 M. Las proteínas que forman el gluten se dividen a su vez en dos grupos: las prolaminas (proteínas monoméricas) y las glutelinas (proteínas poliméricas). Las prolaminas procedentes de los granos de trigo se denominan gliadinas y las glutelinas se denominan gluteínas. Las prolaminas y glutelinas están presentes también en todas las harinas de cereales que existen. Este hecho causa confusión a la hora de explicar qué es el gluten, y, por tanto, qué alimentos debo evitar si padezco algún trastorno alimenticio relacionado con el “gluten”. Es decir, ¿sólo me afecta lo que realmente es el gluten (la combinación de prolaminas y glutelinas de la harina de trigo)?, o ¿tengo que tener cuidado con el resto de harina de cereales?. La respuesta es que a día de hoy sólo se consideran que afectan a las personas que sufren de celiaquía el “gluten” (entendido como la combinación de las prolaminas y glutelinas) contenidas en las harinas de trigo, cebada, centeno y avena). Así, según la normativa europea sobre el etiquetado de productos con gluten, este se define como: “‘«gluten»: una fracción proteínica del trigo, el centeno, la cebada, la avena o sus variedades híbridas y derivados de los mismos, que algunas personas no toleran y que es insoluble en agua y en solución de cloruro sódico de 0,5 M;” (REGLAMENTO (CE) No 41/2009 DE LA COMISIÓN)

¿Qué es la celiaquía? Se trata de una enfermedad autoinmune: el organismo que la padece genera anticuerpos para combatir porciones de gluten que son capaces de atravesar la pared del intestino. Esta respuesta del sistema inmunitario acaba provocando daños en el intestino delgado, lo que da lugar a problemas digestivos y la falta de absorción de todos los nutrientes necesarios (US Food and drug administration). 108


Hay que tener en cuenta que la enfermedad no se produce por la ingesta de gluten, sino que es el consumo del mismo el que provoca la aparición de los síntomas en aquellas personas que tengan una predisposición genética previa. Actualmente, no existe un tratamiento para la enfermedad y la única forma de combatirla para las personas que la sufren es no consumir “gluten”, y, por tanto, ningún alimento que contenga harinas de trigo, cebada, centeno y avena. Por esa razón, la legislación europea obliga a informar en el etiquetado de los alimentos si contienen o no gluten (REGLAMENTO (CE) No 41/2009 DE LA COMISIÓN).

El gluten y la fabricación de pan El proceso de fabricación del pan a partir de harina de trigo, consta de las siguientes etapas:

“Amasado: Se trata de mezclar de forma homogénea los ingredientes básicos (agua, harina, sal y levadura) hasta formar una masa flexible y elástica. ―Reposo ― 1ª fermentación: Se deja la masa un tiempo hasta doblar su volumen. ―División: Consiste en pesar y cortar la masa en partes homogéneas. ―2ªFermentación: La masa se deja reposar de nuevo hasta doblar el volumen. ―Cocción ― horneado: La masa continúa inflándose hasta que se alcanzan los 55º C. Internamente se forma la miga y a medida que aumenta la temperatura, la corteza se endurece y adquiere un tono dorado. (Ministerio de agricultura pesca y alimentación, gobierno de España) En la primera etapa, el amasado, es en la que se desarrolla la red de gluten que confiere a la masa de pan sus propiedades viscoelásticas. Durante el amasado la harina se mezcla con agua y se aplica un esfuerzo mecánico. De esta manera, se consigue hidratar la gliadina y 109


gluteína dando lugar a que se establezcan interacciones entre las cadenas poliméricas de las proteínas. Esto hace que se forme una red polimérica en toda la masa. Las propiedades viscoelásticas de esta red de proteínas son las que confieren a la harina de trigo sus propiedades únicas para obtener alimentos fermentados y horneados con una consistencia esponjosa, con una miga llena de huecos de aire formando una red tipo panal de abeja. (Chiron & Roussel, 2016). Generalmente, en el proceso de amasado se suele añadir una cierta cantidad de sal al agua. Aunque se trata de un ingrediente minoritario, la adición de la sal puede afectar de forma significativa al desarrollo del gluten. En esta práctica vamos a obtener el gluten de la harina de trigo e estudiaremos la influencia de la concentración de sal en el agua de hidratación. De acuerdo a los estudios realizados, la presencia concentraciones de cloruro de sodio entorno al 1 o 2% (m/m) tiende a mejorar las propiedades de la masa. Se postula que los iones de la sal actúan facilitando que las proteínas poliméricas del gluten se encuentren en una configuración más extendida. (Tuhumury, Small & Day, 2014).

Manos a la obra Materiales 

Balanza

Cuenco grande

Varilla agitadora

Cloruro de sodio (sal)

Agua destilada

Harina (mejor de fuerza, es decir con alto contenido en gluten)

Procedimiento Se pesan 110 g de harina y se mezclan con 65 g de agua destilada en un cuenco con ayuda de la varilla, hasta que se obtenga una masa que se pueda seguir trabajando con las manos. La bola obtenida se 110


amasa manualmente durante 2 minutos y se deja reposar otros 10. Se repite el mismo procedimiento, pero con una masa preparada con 110 g de harina, y diferentes disoluciones de sal: 

Disolución 1: 65 g de agua + 0.75 g sal

 

Disolución 2: 65 g de agua + 3.5 g de sal Disolución3: 65 g de agua + 7 g de sal

Una vez pasado el tiempo de reposo la masa se pone en un cuenco grande y se llena de agua. Se lava la masa en el agua. Se observa como el agua adquiere un color blanquecino debido al almidón que estamos retirando de la masa. Se tira el agua con cuidado de que no se vaya ningún trozo de masa y se repite el procedimiento de lavado hasta que el agua salga transparente. En ese momento, se habrá eliminado todo el almidón de la masa y sólo nos quedará la parte insoluble que corresponde al gluten. Una vez obtenido el gluten se observa la cantidad y características: color, elasticidad, viscosidad, si es muy pegajoso, etc. Se anotan las observaciones en el cuaderno. Finalmente, se deja secar unos 20 minutos al aire y se pesa.

Después de desarrollada esta experiencia… Puedes realizar un pequeño informe y contestar a las preguntas. Plantilla de informe Resultados

Cantidad de sal

Características del

añadida

gluten

111

Cantidad de gluten


¿Conoces a personas que sean intolerante al gluten? ¿de los productos que consumes podrías decir cuáles llevan gluten? ¿Qué porcentaje de población en tu país es intolerante al gluten?

Referencias Chiron, H., & Roussel, P. (2016). From Wheat to Bread and Pasta. Handbook of Food Science and Technology 3: Food Biochemistry and Technology, 145204. Ministry of Agriculture, Fishing and Food, Government of Spain. Accessed 5 May 2019 from: http://www.alimentacion.es/es/conoce_lo_que_comes/ bloc/pan/proceso-de-elaboracion/ COMMISSION REGULATION (EC) No 41/2009 of January 20, 2009. Accessed on

May

6,

2019

from:

https://eur-lex.europa.eu/legal-

content/ES/TXT/PDF/ ?uri=CELEX:32009R0041&from=EN Tuhumury, H.C.D., Small, D.M. & Day, L. (2014). The effect of sodium chloride on gluten network formation and rheology Journal of Cereal Science, 1(60), 229-237. https://doi.org/10.1016/j.jcs.2014.03.004. U.S. Food and drug administration. Accessed 5 May 2019 from: https://www.fda.gov/media/78205/download

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Proyecto 10. Cinética de oxidación de la vitamina C CONCEPTOS Y PROCEDIMIENTOS DESARROLLADOS Expresión de la concentración. Valoraciones. Reacciones redox. Cinética química

RESUMEN La vitamina C es un nutriente esencial que se puede encontrar en concentraciones altas en multitud de frutas y verduras. Por tanto, beber zumo de frutas con alto contenido en vitamina C como la naranja es muy recomendable para conseguir el consumo diario recomendado. Sin embargo, hay que tener en cuenta que la vitamina C (el ácido ascórbico) se oxida transformándose en el ácido deshidroascórbico. En este proyecto se estudiará el proceso de oxidación de la vitamina C mediante la medida de la concentración del ácido ascórbico utilizando como técnica analítica un tipo de valoración redox (la iodometría).

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Antes de empezar La vitamina C, o ácido ascórbico (AA), es un compuesto hidrosoluble de 6 átomos de carbono esencial para la vida humana. El ácido ascórbico presenta varias funciones, como su acción antioxidante, capacidad para eliminar radicales libres o su acción como cofactor en reacciones enzimáticas. En los zumos de fruta del 65 al 100% de la actividad antioxidante está relacionada con el alto contenido en vitamina C (150-450 mg/L), su consumo está relacionado con la reducción de enfermedades pulmonares, cardiovasculares o algunos tipos de cáncer. La vitamina C es hidrosoluble y por ello es fácilmente oxidable por compuestos químicos, como el oxigeno disuelto en agua, o por reacciones enzimáticas. El ácido ascórbico es oxidado a ácido deshidroascórbico (DHA), teniendo una actividad biológica similar pero una actividad antioxidante cinco veces menor al ácido ascórbico. Además, la pérdida de actividad biológica de la vitamina C también está relacionada con la degradación del ácido deshidroascórbico en otras sustancias inactivas, como el ácido 2,3-dicetogulónico (DKG) producido en la hidrólisis del DHA. Debido a la gran reactividad de la vitamina C, su estabilidad y sus propiedades biológicas pueden verse afectadas con el transcurso del tiempo, la temperatura, pH y por la presencia de sustancias, como el oxígeno disuelto, iones metálicos o azúcar. En esta práctica se determinará la concentración de vitamina C en un zumo de naranja comercial y en un zumo de naranja recién exprimido. La determinación de la concentración se llevará a cabo a través de una valoración, ésta es un método de análisis químico cuantitativo usado en los laboratorios para determinar la concentración desconocida a través de un reactivo de concentración conocida. En este caso, La determinación se llevará a cabo mediante una valoración redox usando yodo como agente oxidante (Iodometría), esta técnica volumétrica determina cuantitativamente la concentración de ácido ascórbico en muestras problema. La determinación redox se basa en una reacción de oxidación-reducción entre un agente oxidante y un agente reductor siendo uno de ellos de concentración conocida. En este 114


caso el agente oxidante, y patrón, es el yodo y el agente reductor el ácido ascórbico. Conociendo la estequiometría de la reacción (r1), la concentración (M) y el volumen adicionado (L) del patrón, la concentración de la muestra problema puede ser determinada a través de la eq. 1. ácido ascórbico

I → 2I

ácido ascórbico M

ácido deshidroascórbico

(r1) (eq. 1)

Siendo ácido ascórbico (M) la concentración molar de ácido ascórbico determinada, I2 (M) la concentración de la disolución patrón de yodo, VI2 (L) el volumen de disolución de yodo adicionada, Vmuestra el volumen de muestra medido, a el coeficiente estequiométrico del yodo y b el coeficiente estequiométrico del ácido ascórbico, siendo ambos igual a 1 (r1). Para realizar la valoración es necesario el uso de un compuesto que indique la finalización de la reacción, en el caso de la iodometría el almidón actúa como indicador. En el transcurso de la valoración el yodo adicionado reacciona rápidamente con el ácido ascórbico produciéndose yoduro, una vez todo el ácido ascórbico es consumido el yodo adicionado interactúa con el almidón (en una disolución que contenga yoduro) formando un complejo de color azul que indicaría la finalización de la valoración. El almidón se hidroliza fácilmente siendo la glucosa uno de sus productos, ésta tiene carácter reductor que podría interceder en la cuantificación del ácido ascórbico por lo que se recomienda adicionar el almidón cuando la valoración esté próxima a finalizar. Debido a la inestabilidad de la vitamina C es importante conocer la velocidad a la que se oxida en disolución, debido a que sus propiedades biológicas se pierden una vez que la vitamina C es oxidada. El estudio de las velocidades de reacción se denomina cinética química, es la parte de la química encargada de determinar e interpretar la velocidad de las reacciones químicas. La velocidad de una reacción química 115


depende de muchas variables, como la concentración de reactivos o de la temperatura. Para una reacción dada: aA + bB → cC + dD donde A y B son reactivos, y C y D son productos, siendo a, b, c y d los coeficientes estequiométricos para cada compuesto, la velocidad de desaparición de reactivos o de aparición de productos en un momento dado suele seguir la siguiente forma: 1d D d dt

1d C c dt

1d A a dt

1d B b dt

Generalmente, la velocidad de reacción puede ser expresada como una función donde la velocidad es proporcional a la concentración de reactivos elevada a una potencia, pudiéndose expresar la velocidad de una reacción a través de una función denominada ley de velocidad (eq. 2): v

kA

B

(eq. 2)

Siendo v la velocidad de reacción, n el orden de reacción con respecto al reactivo A, m el orden de reacción con respecto al reactivo B, pudiendo ser n y m = 0, 1, 2, …, y k la constante de reacción. El orden de reacción juega un papel muy importante en las reacciones químicas, ya que según el valor que tome la reacción que tenga lugar puede tener una cinética muy distinta. La Figura 1 muestra a modo de ejemplo la concentración de un reactivo A con respecto el tiempo de reacción para distintos órdenes de reacción, se puede observar que en cada caso la reacción transcurre de una forma muy diferente en función del orden de reacción.

116


Figura 10.1. Variación de la concentración de un reactivo A en función del tiempo para distintos órdenes de reacción. Fuente: Elaboración propia

La constante de reacción depende de la temperatura exponencialmente, expresándose a través de la ecuación de Arrhenius (eq. 3). k

A e

(eq. 3)

Siendo EA la energía de activación de la reacción, A el factor preexponencial, R la constate de los gases y T la temperatura expresada en K. Todos estos parámetros cinéticos pueden ser determinados empíricamente, uno de los métodos más usados es el método integral. Normalmente, para realizar estos experimentos uno de los reactivos se adiciona en gran exceso con respecto a los demás para aproximar que la concentración de dicho reactivo es constante durante el transcurso de toda la reacción. Las ecuaciones de velocidad son ecuaciones diferenciales, por lo que si se desear conocer la concentración de los reactivos dicha ecuación debe ser integrada. En muchos casos, la ley de velocidad puede ser resuelta de forma analítica pudiéndose 117


determinar experimentalmente el orden de reacción de los reactivos y la constante de velocidad. A modo de ejemplo, para una reacción de primer orden con respecto al reactivo A la ley de velocidad puede ser integrada como sigue, dA dt

k

A →

dA A

k dt

Que, integrando, siendo [A] la concentración en un momento dado y [A]0 la concentración inicial, queda como: dA A

k dt →

ln A

ln A

k

t

0

Despejando la ecuación, queda una ecuación lineal con respecto a la concentración de reactivo y el tiempo, ln

A A

k t

Teniendo la concentración de A a distintos tiempos, se pueden representar las distintas ecuaciones lineales integradas en función del orden de reacción (Tabla 1). La ecuación lineal (Tabla 1) que mejor se ajuste a los datos experimentales indicará el orden de reacción con respecto a dicho reactivo, pudiéndose obtener así la ley de velocidad. Tabla 1: Ecuación de velocidad integrada en función del orden de reacción.

Orden de reacción

Ecuación de velocidad

0 1

2

v v

v

k k

k

Ecuación integrada A

A

A

118

A

ln A ⁄ A 1 A

1 A

k t k t

k t


El objetivo de esta práctica se puede diferenciar en dos partes; en primer lugar, acercar al alumno al manejo de un método analítico como es la Iodometría y, en segundo lugar, la planificación de un experimento de acuerdo con el método científico para observar la velocidad de desaparición de la vitamina C en un zumo de naranja.

Manos a la obra Materiales  Reactivos:  Yodo  Yoduro potásico  Almidón  Zumo de naranja comercial  Naranja  Agua destilada  Material:  Bureta 50 mL  Matraz aforado 50 y 1000 mL  Balanza analítica o granatario  Pipeta pasteur  Pipeta 20 mL  Exprimidor  Embudo alemán  Papel de filtro  Erlenmeyer 100 y 250 mL  Vasos de precipitado de 100 y 500 mL  Agitador magnético  Difusor  Bomba de aire

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Procedimiento  Preparación zumo de naranja En primer lugar, se ha de cortar y exprimir suficientes naranjas para obtener alrededor de 500 mL de zumo de naranja natural. Posteriormente, filtrar el zumo de naranja natural y el comercial (500 mL) con un papel de filtro y un embudo alemán en un vaso de precipitado de 500 mL. Estos volúmenes están indicados para las dos partes de la práctica, si sólo se desea determinar el contenido de vitamina C el volumen podrá ser menor.  Determinación de vitamina C En primer lugar, se debe preparar la disolución patrón de Yodo (0,005M) y la disolución indicadora (almidón al 0,5%) (ver la sección de notas). Rellenar la bureta con la disolución patrón de Yodo. Pipetear 20 mL de cada muestra de zumo (natural y comercial) y adicionarlo cada alícuota en un Erlenmeyer de 250 mL, una vez adicionado añadir agua destilada (alrededor de 100 mL). Una vez preparada la muestra para la Iodometría, se va adicionando lentamente la disolución de Yodo sobre la muestra. Cuando la valoración esté cercana al punto final, se debe adicionar 1 mL de la disolución indicadora. El punto final se alcanza cuando se observe una leve tonalidad azul que no desaparece pasado un tiempo, este color es debido a que el yodo adicionado no reacciona con ningún agente reductor y forma un complejo coloreado con el almidón. Repetir cada valoración varias veces hasta obtener un resultado significativo (± 0,1mL). Para obtener la concentración de vitamina C usar la eq. 1, donde el volumen de disolución patrón, la concentración de patrón, el volumen de muestra y estequiométricos son valores conocidos. 120

los

coeficientes


 Cinética de oxidación de vitamina C Siguiendo la guía para la preparación de zumo se toman 250 mL del zumo de naranja comercial y 500 mL del zumo de naranja natural. Los 250 mL del zumo comercial deben ser adicionados a un vaso de precipitado y dejarlo estático y a temperatura ambiente, igualmente se toman 250 mL del zumo natural y se procede de la misma forma, con el objetivo de observar la estabilidad de la vitamina C en ambos zumos. A distintos tiempos (20, 40, 60, 100, 150 y 180 min) se deben tomar 20 mL del zumo para determinar la concentración de vitamina C en función del tiempo. Para determinar la concentración de vitamina C se ha de seguir los mismos pasos que en la sección anterior. De la misma forma, los 250 mL restantes del zumo natural se han de verter en un vaso de precipitado provisto de un difusor (conectado a una bomba de aire) y una placa calefactora con agitación magnética. En este ensayo, el zumo se agitará y se borboteará aire a través del difusor para favorecer la entrada de oxígeno en el zumo, a su vez el zumo se llevará a una temperatura de 50 ºC para observar con mejor detalle la desaparición de la vitamina C. Al igual que antes, cada cierto tiempo (20, 40, 60, 100, 150, 180 min) se tomarán 20 mL de zumo de naranja para determinar la concentración de ácido ascórbico. Por último, una vez se tengan todos los datos experimentales y con la ayuda de la tabla 1, se representarán los datos para cada orden de reacción y se calculará el coeficiente de correlación (R2) con el objetivo de discernir que orden de reacción se ajusta mejor a la vitamina C. Nota: El ensayo con agitación se puede realizar indistintamente con el zumo de naranja natural o con el comercial.

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Seguridad Para la realización de esta práctica se ha de usar guantes, bata y gafas de seguridad. Se ha de tener precaución en el manejo del yodo ya que deja manchas en la piel y en la ropa.

Notas Disolución patrón de yodo: para la preparación de un 1L de disolución 0,005M de yodo se han de pesar 1,3g de yodo y 2g de yoduro potásico. Ambos compuestos se han de disolver en una pequeña proporción de agua destilada (unos 100mL) y posteriormente enrasarlo en un matraz aforado de 1L, cuidando que toda la disolución pase al matraz. Si se desea tener una mayor exactitud en la determinación de ácido ascórbico se debe de titular la disolución de yodo con una disolución estándar de ácido ascórbico o tiosulfato de sodio. Disolución de almidón: para preparar 50 mL de disolución de almidón al 0,5% se han de pesar 0,25g de almidón y adicionarlo en agua cercana al punto de ebullición, una vez adicionado se agita hasta disolver todo el almidón y se deja enfriar. Por último, se ha de enrasar a un volumen de 50 mL.

Después de desarrollar esta experiencia… ¿Cuál es la importancia de la vitamina C? ¿A qué se debe su inestabilidad? ¿Se corresponde la concentración de vitamina C determinada con la que aporta el etiquetado del zumo de naranja comercial? Si existe alguna diferencia explíquela. ¿A qué se debe que en el caso del ensayo realizado con agitación y a una mayor temperatura la concentración de vitamina C decrezca a una mayor velocidad? Tras representar los datos obtenidos con las distintas ecuaciones cinéticas, ¿Cuál es el orden de reacción que mejor se ajusta a la vitamina C? ¿Cuáles son los principales conceptos que se han aprendido con la realización de esta práctica? 122


Referencias Atkins, P. W., & De Paula, J. (2008). Physical chemistry (No. 541 A84y.). Buenos Aires: Panamericana. University of Canterbury. Determination of vitamin C Concentration by titration.

https://www.canterbury.ac.nz/media/documents/science-

outreach/vitaminc_iodine.pdf (20-04-2019). Sapei, L., & Hwa, L. (2014). Study on the kinetics of vitamin C degradation in fresh strawberry juices. Procedia Chemistry, 9, 62-68. Van Bree, I., Baetens, J. M., Samapundo, S., Devlieghere, F., Laleman, R., Vandekinderen, I., ... & De Meulenaer, B. (2012). Modelling the degradation kinetics of vitamin C in fruit juice in relation to the initial headspace oxygen concentration. Food Chemistry, 134(1), 207-214.

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Proyecto 11. Determinación de hierro en cereales CONCEPTOS Y PROCEDIMIENTOS DESARROLLADOS La función del hierro en el organismo. Determinación del hierro. Separación magnética en mezclas heterogéneas.

RESUMEN El hierro, uno de los elementos más abundantes del planeta, desempeña una función esencial en nuestro organismo y su deficiencia provoca la anemia. Por su importancia nutricional hay productos alimenticios como los cereales que destacan en su promoción su alto contenido en hierro. Aunque resulte sorprendente la mayor parte del hierro de los cereales suele ser hierro añadido como hierro metálico que posee propiedades magnéticas. En este último proyecto de la guía se realizará un sencillo experimento que permitirá determinar la cantidad de hierro contenido en los cereales. Para conseguirlo se molerán los cereales, de forma que el hierro que contienen es liberado y debido a las propiedades magnéticas de este metal, será atraído y retenido por un imán.

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Antes de empezar El hierro es el segundo elemento más abundante en la corteza terrestre (alrededor del 5,6%), este elemento juega un papel fundamental en el cuerpo humano y en el resto de los seres vivos, en un varón adulto de 70 kg el contenido total de hierro puede ser de 4 o 5 gramos. La principal función del hierro en el organismo es la de transportar el oxígeno desde los pulmones hacía todas las partes del organismo. Concretamente el hierro forma parte de la hemoglobina, la cual está constituida por 4 cadenas peptídicas donde el hierro, que se encuentra como Fe2+, que actúa como el grupo prostético (parte no aminoacídica de la hemoglobina). El oxígeno es un gas fundamental para la vida ya que juega un papel fundamental en el metabolismo celular, pero presenta una solubilidad muy baja en agua que complica su uso, la hemoglobina gracias al hierro es capaz de captar reversiblemente el oxígeno y transportarlo hacía todas las partes del organismo (Figura 1). Además, la hemoglobina también es capaz de unirse a otros gases como el dióxido de carbono o el monóxido de carbono, lo que permite también excretar de las células algunos productos del metabolismo. Además de en la hemoglobina, el hierro también se encuentra en otras macromoléculas como la mioglobina (proteína encargada de almacenar el oxígeno), la ferritina y la hemosiderina (moléculas encargadas de almacenar el hierro en el organismo) y en enzimas que contienen hierro.

Figura 11.1. Transporte del oxígeno por la hemoglobina desde los pulmones hacía las diferentes partes del organismo. Fuente: Elaboración propia

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Una dieta pobre en hierro, y por consiguiente la deficiencia de hierro en el organismo, puede acarrear graves problemas de salud debido a la dificultad de transportar y almacenar el hierro. Normalmente, la deficiencia de hierro (o glóbulos rojos) genera falta de energía y cansancio, esta insuficiente cantidad de glóbulos rojos sanos se denomina anemia. Una posible causa de la anemia es una dieta deficiente en hierro, que puede evitarse con el consumo de alimentos con un alto contenido en hierro. Los alimentos de origen animal como las carnes rojas o las visceras (principalmente, hígado) o moluscos son las principales fuentes de hierro, las legumbres también contienen un alto contenido de hierro, pero su biodisponibilidad es mucho menor, en el lado opuesto se encuentran la leche y los productos lácteos que contienen una baja cantidad de hierro. Otra fuente alternativa son los alimentos enriquecidos en hierro, como por ejemplo los cereales enriquecidos en hierro. El hierro adicionado a los cereales se encuentra en su estado elemental (hierro metálico), el hierro se solubiliza en el estómago por la acción del ácido clorhídrico a formas más bioasimilables para el organismo. Debido a las propiedades magnéticas que presenta el hierro, éste puede ser separado específicamente del resto de los componentes de los cereales pudiéndose cuantificar el porcentaje de hierro que contienen los cereales. El magnetismo es un fenómeno natural por el cuál algunos materiales sienten fuerzas de atracción o repulsión al someterse a un campo magnético, éste presenta dos polos debido a la orientación de las cargas a nivel atómico teniendo un polo carga positiva y el otro polo carga negativa (figura 2). Los polos del mismo signo se repelen debido a que presentan la misma carga, y los polos de signo opuesto se atraen. El fenómeno del magnetismo se debe a que a nivel atómico los espines de los electrones y los momentos orbitales de estos se orientan de manera ordenada al interactuar con un campo magnético, este orden microscópico forma a nivel macroscópico un dipolo capaz de interactuar con los campos magnéticos.

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N S

Figura 11.2. Ilustración del campo magnético producido por un imán. Fuente: Elaboración propia

En esta práctica, aprovechando las propiedades magnéticas del hierro, se realizará una separación física del hierro metálico procedente de los cereales en función del comportamiento que presenten los distintos componentes del cereal con respecto a un campo magnético. El objetivo principal es obtener el hierro adicionado a los cereales al someter a los cereales al campo magnético generado por un imán y cuantificar el rendimiento de la separación en función de la información nutricional de los cereales usados.

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Manos a la obra Reactivos y Materiales Reactivos 

Cereales enriquecidos en hierro

Agua destilada

Materiales 

Agitador magnético

Imán

Balanza analítica

Mortero

Vaso de precipitado (500 o 1000 mL)

Vidrio de reloj

Estufa

Procedimiento En primer lugar, se ha de observar el contenido en hierro de los cereales con el objetivo de pesar una cantidad de cereales suficiente para poder pesar la cantidad de hierro extraído. Una vez calculada la cantidad de cereales necesario, se debe moler los cereales con un mortero hasta obtener granos finos para conseguir que todo el hierro esté accesible para ser extraído. Posteriormente, se ha de pesar una cantidad específica de cereales molido en un vaso de precipitado y anotarlo. Adicionar agua destilada en el vaso de precipitado que contiene los cereales hasta obtener una mezcla que pueda ser bien agitada (no debe quedar una pasta). Para realizar la extracción se debe adicionar un imán (núcleo del agitador), previamente pesado, en el vaso de precipitado y comenzar a agitar la mezcla en el agitador magnético durante 20-30 minutos. Durante ese tiempo se debe pesar un vidrio de reloj en el cual se secará el imán con las trazas de hierro metálico. 129


Una vez transcurrido el tiempo indicado y con la ayuda de otro imán o una varilla imantada se extrae el imán del vaso de precipitado, con la precaución de que no se desprenda parte del hierro del imán. Colocar el imán con las limaduras de hierro sobre el vidrio de reloj e introducirlo en la estufa hasta que quede seco. Pesar el conjunto del vidrio de reloj, imán y las limaduras de hierro y calcular el hierro extraído de acuerdo con la eq. 1. masa de hierro

masa del sistema

masa vidrio reloj

masa imán

(eq. 1)

Por último, se ha de calcular el rendimiento de la extracción. El rendimiento de una extracción se define como el porcentaje extraído de un compuesto en función de la cantidad inicial que había de dicho compuesto en la muestra, matemáticamente se puede expresar con la eq. 2. Rendimiento %

í

100

(eq. 2)

La masa inicial de hierro puede ser calculada a través de la etiqueta nutricional de los cereales, en esta etiqueta la cantidad de hierro suele venir expresada en mg de hierro por 100 g de cereal. Para usar un parámetro más científico podemos calcular en primer lugar el porcentaje en masa de hierro en los cereales para ello usaremos la eq. 3. El porcentaje en masa de un compuesto informa de la cantidad, en gramos, de ese compuesto que está contenido en 100 g de muestra, por ejemplo, unos cereales que contengan un 0,25% de hierro quiere decir que en 100 g de cereales habrá 0,25 g de hierro. Porcentaje hierro m/m

130

/

100

(eq. 3)


Una vez que se tiene el porcentaje en masa de hierro en los cereales, la masa de hierro inicial en el ensayo puede ser calculada a través de la eq. 4. masa de hierro inicial g

/

(eq. 4)

Después de haber desarrollado esta experiencia… ¿Cuál es la principal función del hierro en el organismo? ¿Qué problemas puede causar una deficiencia de hierro en el organismo? ¿Cuáles son las principales fuentes de hierro en la dieta? ¿Qué es el magnetismo? ¿Existen otros tipos de fuerzas fundamentales que interacciones también con la materia? Calcula la masa inicial de hierro que contiene la masa de cereales pesados y el rendimiento de la extracción de hierro. ¿A qué se puede deber que no se consiguen rendimientos altos?

Referencias Serway, R. A., & Jewett, J. W. (2016). Física: electricidad y magnetismo. Cengage Learning. Rojas, M. O., Palacio, C. M. E., Grueso, R. R., & Torres, K. C. (2006). Bioquímica en la vida diaria: el equilibrio químico y la función transportadora de la hemoglobina. Revista Ciencias de la Salud, 4(2). Martínez, C., Ros, G., Periago, M. J., & López, G. (1999). Biodisponibilidad del hierro de los alimentos. Arch Latinoam Nutr, 49(2), 106-13. You be the chemist® activity guide, 129-139. https://www.chemed.org/ programs/activity-guides/ (14/05/2019) Extracting iron from breakfast cereal. Royal Society of Chemistry. http://www.rsc.org/learn-chemistry/resource/res00000393/extractingiron-from-breakfast-cereal?cmpid=CMP00005110 (14/05/2019)

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ANEXO FORMACIÓN DEL PROFESORADO


Curso “citizen science in schools” Durante el programa SWIS, la asociación Open Science School ha impartido a los profesores un programa de formación “online”. Este curso es gratuito y abierto, disponible en la web openscienceschool.org/teachertraining. Durante este curso, los profesores han recibido formación sobre los problemas medioambientales relacionados con la calidad del agua y se han propuesto estrategias para desarrollar sus propios proyectos de ciencia ciudadana en la escuela. El curso dura dos meses, con 3 horas de trabajo a la semana. El objetivo de esta formación era actualizar la base de conocimientos de los profesores en temas relacionados con la ciencia abierta y la ciencia ciudadana, así como presentar numerosos casos de estudio y ejemplo con los que trabajar en su escuela.

Unidad 1 Durante la primera unidad, se presentan diferentes materiales sobre el tema de la calidad del agua, y su importancia. Se aprende como la ciencia ciudadana contribuye a tratar problemas sobre la crisis del agua que ocurre a nivel mundial. Temas tratados: ¿Cuánta agua consumimos cada día? ¿Cómo se contamina el agua? ¿Qué es la eutrofización?

Autor: Sonia Agüera González

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Unidad 2 En la segunda unidad, tratamos como medir y evaluar la calidad del agua, presentando sus diferentes métodos (colorimetría, electroquímica... etc.) con diferente nivel de precisión. Se desarrollan temas como la turbidez del agua, los análisis microbiológicos, y otros diferentes tipos de contaminantes del agua (fosfatos, nitratos y metales). Presentamos un caso práctico de la contaminación histórica del agua en Londres, diferentes métodos para medir la calidad del agua y algunas ideas sobre cómo compartir tus datos con la comunidad científica.

Unidad 3 En la tercera unidad, se trabaja cómo desarrollar un proyecto científico en la escuela. Se presentan los diferentes modelos de proyectos de ciencia ciudadana con diferentes ejemplos, los diferentes componentes de un proyecto de estas características y cómo evaluar y documentar tu trabajo.

Autor: Juan Manuel GARCIA ARCOS (Juanma Garcia)

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Unidad 4 En la cuarta y última unidad, se presentan diferentes ejemplos de proyectos de ciencia ciudadana. Se presenta una base de datos de proyectos de ciencia ciudadana en relación con el tema de la calidad del agua, y se propone una guía de pasos a seguir para implementar un proyecto de ciencia ciudadana en la propia escuela.

Autor: Juan Manuel GARCIA ARCOS (Juanma Garcia)

Toda esta documentación está disponible la página de Open Science School bajo licencia creative commons (licencia CC 4.0 BY SA).

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ÍNDICE Introducción................................................................................................ 9 Sección .1 El método científico............................................................... 13  Proyecto 1. Introducción al laboratorio y al método científico ....... 15  Proyecto 2. Medida de la densidad.................................................... 27  Sección 2. El agua: un recurso fundamental.......................................... 35  Proyecto 3. Análisis de agua embotellada ........................................ 37  Proyecto 4. Análisis del agua de tu ciudad ....................................... 49  Proyecto 5. Análisis y tratamiento de la turbidez del agua DIY ...... 61  Proyecto 6. Gestión pública del agua ................................................ 71  Proyecto 7. Bioplásticos solubles en agua ....................................... 75  Sección 3. Alimentación y salud ............................................................. 89  Proyecto 8. Intolerancia a la lactosa ................................................. 91  Proyecto 9. ¿Qué es el gluten? ......................................................... 107  Proyecto 10. Cinética de oxidación de la vitamina C ..................... 113  Proyecto 11. Determinación de hierro en cereales ......................... 125  Anexo Formación del profesorado ....................................................... 133 


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La investigación científica en el aula. Un enfoque pedagógico innovador  

Esta guia didactica es producto intelectual del proyecto Eramus + SWIS. En ella ofrecemos guía para la realización de investigaciones en el...

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