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Exames Laboratoriais e Procedimentos Diagnósticos em Cães e Gatos aborda mais de 275 procedimentos, exames laboratoriais (incluindo os de sangue, urina e fezes), radiográficos, ultrassonográficos e endoscópicos. Cada tópico é elaborado por um especialista na área e fornece informações essenciais sobre a fisiologia relacionada ao tema, bem como indicações, contraindicações, riscos de complicações e orientações ao proprietário do animal. Os tópicos sobre procedimentos diagnósticos apresentam um texto de alta relevância clínica, além de um resumo sobre a realização de cada procedimento e a interpretação dos resultados. Já os capítulos sobre exames laboratoriais apresentam conteúdo abrangente acerca de sua preparação e realização, bem como fatores que os influenciam e uma breve orientação para a interpretação dos resultados. A apresentação prática do texto, que é organizado em ordem alfabética, facilita o acesso a informações, o que torna esta obra essencial na clínica veterinária. Características da obra •

Mais de 275 procedimentos diagnósticos e exames laboratoriais

Acesso rápido e fácil ao conteúdo, indispensável nas clínicas veterinárias

Informações fundamentais sobre fisiologia, indicações, contraindicações, complicações e orientação ao proprietário do animal de estimação

Capítulos elaborados por mais de 100 especialistas

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Exames Laboratoriais e Procedimentos Diagnósticos em Cães e Gatos

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Essas empresas, respeitadas no mercado editorial, construíram catálogos inigualáveis, com obras que têm sido decisivas na formação acadêmica e no aperfeiçoamento de várias gerações de profissionais e de estudantes de Administração, Direito, Enfermagem, Engenharia, Fisioterapia, Medicina, Odontologia, Educação Física e muitas outras ciências, tendo se tornado sinônimo de seriedade e respeito. Nossa missão é prover o melhor conteúdo científico e distribuí-lo de maneira flexível e conveniente, a preços justos, gerando benefícios e servindo a autores, docentes, livreiros, funcionários, colaboradores e acionistas. Nosso comportamento ético incondicional e nossa responsabilidade social e ambiental são reforçados pela natureza educacional de nossa atividade, sem comprometer o crescimento contínuo e a rentabilidade do grupo.

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O GEN | Grupo Editorial Nacional reúne as editoras Guanabara Koogan, Santos, Roca, AC Farmacêutica, Forense, Método, LTC, E.P.U. e Forense Universitária, que publicam nas áreas científica, técnica e profissional.

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Exames Laboratoriais e Procedimentos Diagnósticos em Cães e Gatos Shelly L. Vaden Joyce S. Knoll Francis W.K. Smith, Jr. Larry P. Tilley Revisão Técnica

Prof. Dr. José Jurandir Fagliari Professor Titular da Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias (UNESP), Campus de Jaboticabal. Membro da American Society for Veterinary Clinical Pathology e do National Mastitis Council-USA.

Tradução

Adriana Érica Wilkes Burton Meirelles Daniela Gomes da Silva Franco Metzker Poggiani Frederico Scuta Garcia José Jurandir Fagliari Kalina M. M. Gomes Simplicio

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CINCO MINUTOS

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Os autores deste livro e a editora roca ltda. empenharam seus melhores esforços para assegurar que as informações e os procedimentos apresentados no texto estejam em acordo com os padrões aceitos à época da publicação, e todos os dados foram atualizados pelos autores até a data da entrega dos originais à editora. Entretanto, tendo em conta a evolução das ciências da saúde, as mudanças regulamentares governamentais e o constante fluxo de novas informações sobre terapêutica medicamentosa e reações adversas a fármacos, recomendamos enfaticamente que os leitores consultem sempre outras fontes fidedignas, de modo a se certificarem de que as informações contidas neste livro estão corretas e de que não houve alterações nas dosagens recomendadas ou na legislação regulamentadora. Adicionalmente, os leitores podem buscar por possíveis atualizações da obra em http://gen-io.grupogen.com.br.



Os autores e a editora se empenharam para citar adequadamente e dar o devido crédito a todos os detentores de direitos autorais de qualquer material utilizado neste livro, dispondo-se a possíveis acertos posteriores caso, inadvertida e involuntariamente, a identificação de algum deles tenha sido omitida.



Traduzido de: BLACKWELL’S FIVE-MINUTE VETERINARY CONSULT: LABORATORY TESTS AND DIAGNOSTIC PROCEDURES: CANINE AND FELINE, FIRST EDITION Copyright © 2009 by Blackwell Publishing All Rights Reserved.



All Rights Reserved. Authorised Translation from the English language edition published by Blackwell Publishing Limited. Responsibility for the accuracy of the translation rests solely with Editora Roca, Ltda. and is not the responsibility of Blackwell Publishing Limited. No part of this book may be reproduced in any form without the written permission of the original copyright holder, Blackwell Publishing Limited.



Tradução autorizada da edição de língua inglesa, publicado pela Blackwell Publishing Limited. Responsabilidade para a exatidão da tradução baseia-se unicamente à Editora Roca, Ltda. e não é da responsabilidade da Blackwell Publishing Limited. Nenhuma parte deste livro pode ser reproduzida sob quaisquer formas sem a permissão por escrito do detentor dos direitos autorais original, Blackwell Publishing Limited. ISBN 978-0-8138-1748-4



Direitos exclusivos para a língua portuguesa Copyright © 2013 pela EDITORA ROCA LTDA. Uma editora integrante do GEN | Grupo Editorial Nacional



Rua Dona Brígida, 701 – Vila Mariana São Paulo – SP – CEP 04111-081 Tel.: (11) 5080-0770 www.grupogen.com.br | editorial.saude@grupogen.com.br



Reservados todos os direitos. É proibida a duplicação ou reprodução deste volume, no todo ou em parte, em quaisquer formas ou por quaisquer meios (eletrônico, mecânico, gravação, fotocópia, distribuição pela Internet ou outros), sem permissão, por escrito, da editora roca ltda.



Capa: Bruno Sales Editoração eletrônica: R.O. Moura Projeto gráfico: Editora Guanabara Koogan



Ficha catalográfica

V323e Vaden, Shelly L. Exames laboratoriais e procedimentos diagnósticos em cães e gatos / Shelly L. Vaden ... [et. al.]. tradução Adriana Érica Wilkes Burton Meirelles ... [et. al.]. – 1. ed. São Paulo: Roca, 2013. il. Tradução de: Laboratory tests and diagnostic procedures: canine and feline ISBN 978-85-412-0297-8 1. Medicina veterinária – Manuais, guias etc. 2. Cão – Doenças. 3. Gato – Doenças. I. Knoll, Joyce S. II. Smith Jr., Francis W. K. III. Tilley, Larry P. IV. Título. 13-04411

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CDD: 636.0896994 CDU: 619:616-006.6

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Exames Laboratoriais e Procedimentos Diagnósticos em Cães e Gatos propicia aos clínicos e estudantes de veterinária uma referência completa e de rápida consulta para procedimentos diagnósticos e exames laboratoriais utilizados diariamente no diagnóstico e no controle de enfermidades de cães e gatos. Nosso objetivo ao elaborar este livro-texto também é fornecer informações atualizadas, em um formato de fácil acesso. Antes da publicação desta obra, este conteúdo estava disperso em diversas fontes clínicas. Não há outro livro tão abrangente que apresente todos estes procedimentos diagnósticos e exames laboratoriais em um só volume. A seção de exames laboratoriais possibilita rápido acesso aos clinicamente importantes, com informações gerais sobre sua preparação, realização e fatores que os influenciam, bem como um guia conciso para interpretação do resultado do exame. Essas informações podem ser utilizadas para otimizar resultados, evitando ter de repetir os exames por causa de problemas na manipulação de amostras ou na preparação do animal. A seção sobre procedimentos diagnósticos fornece informações de relevância clínica que possibilitam aos clínicos determinar com rapidez se um procedimento é indicado a um caso particular. Há informação suficiente para capacitar clínicos ou técnicos veterinários a realizar um procedimento em domicílio. Outros capítulos fornecem aos clínicos veterinários experientes dados sobre procedimentos e como preparar os donos e os animais para um possível encaminhamento a uma instituição de referência. A singularidade da abordagem da série Blackwell | Consulta Veterinária em Cinco Minutos, como referência para consulta rápida, deve-se à consistência da apresentação, à extensão dos assuntos, à contribuição de vários especialistas e à escolha apropriada dos tópicos. Há uma grande diversidade de tópicos, o que garante a cobertura completa de cada tema. Esta obra contém informações sobre mais de 250 procedimentos diagnósticos e exames laboratoriais, e tem como objetivo fazer com que as informações estejam facilmente disponíveis, por isso organizamos os tópicos em ordem alfabética. Na seção introdutória do livro podem ser encontradas informações gerais relativas à coleta e aos princípios de exames adequados, os quais podem ser aplicados à maior parte dos procedimentos, como ultrassonografia, radiografia e endoscopia. Os apêndices, no fim do livro, contêm tabelas com valores de análises laboratoriais normais, concentrações de produtos terapêuticos e uma lista de laboratórios de diagnóstico no território americano. Cada tópico é apresentado de modo padronizado, possibilitando rápida e fácil localização de determinada informação. Em todos os capítulos há dados sobre fisiologia, indicações, contraindicações, complicações potenciais e orientação ao proprietário do animal referentes ao assunto abordado. Os tópicos sobre exames laboratoriais incluem seções exclusivamente aplicáveis a exames de laboratório, como tipo de amostra

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necessária, informações sobre coleta, técnica, armazenamento e estabilidade da amostra, protocolo para realização do exame e importantes limitações do exame, bem como tabelas em que constem as causas de alterações dos exames. Esses capítulos contêm informações específicas para os procedimentos diagnósticos: preparação do animal, descrição detalhada da técnica, manuseio da amostra e cuidados pós-procedimentos apropriados. Em todos os tópicos há orientações para a interpretação do exame ou de resultados do procedimento, inclusive achados normais ou variações, valores anormais, valores críticos que induzem à intervenção imediata e listas de medicamentos ou outros fatores que podem interferir nos resultados, na realização ou na interpretação do exame ou procedimento. Há, ainda, um item sobre perspectiva clínica que propicia critérios clínicos sobre o uso e a interpretação do exame ou procedimento. Os capítulos são finalizados com informações sobre testes auxiliares, tópicos relacionados, leitura sugerida e referências de internet. Os capítulos propiciam informações suficientes aos clínicos para a compreensão e a aplicação de exames laboratoriais e procedimentos diagnósticos na prática diária da medicina veterinária. A elaboração deste livro contou com a participação de mais de 125 especialistas em medicina veterinária, de toda a parte do mundo, o que nos fez sentir satisfeitos e privilegiados. Além de fornecer informações especiais, esse grande grupo de especialistas possibilitou a publicação de modo apropriado deste importante conteúdo. Cada capítulo foi escrito por um profissional experiente da área, proporcionando a clara compreensão de cada assunto. Esta primeira edição é uma fonte de referência atualizada sobre dados médicos, por sua prática clínica. Houve um grande esforço de nossa parte para fazê-lo completo, além de prático e de fácil consulta. Nosso sonho se concretizará se esta obra auxiliá-lo a localizar e utilizar a informação rapidamente, aspecto fundamental para a prática de medicina veterinária de alta qualidade. Apreciaremos suas sugestões, de modo a tornar as futuras edições ainda mais úteis. Caso recomende qualquer alteração no conteúdo ou no formato, acréscimos ou exclusões, por favor, avise-nos. Envie seus comentários para: Wiley-Blackwell 2121 State Avenue Ames, IA 50014

Shelly L. Vaden Joyce S. Knoll Francis W.K. Smith, Jr. Larry P. Tilley

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Prefácio

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Karin Allenspach, DrMedVet, PhD Diplomate, ECVIM Lecturer in Internal Medicine Department of Veterinary Clinical Sciences Royal Veterinary College University of London North Mymms, England, UK Janice M. Andrews, DVM, PhD Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Laboratory Director North Carolina Laboratory Antech Diagnostics Cary, NC, USA Anne Bahr, DVM, MS Diplomate, ACVR Assistant Professor; Chief of Radiology Department of Large Animal Clinical Sciences Texas A&M University College Station, TX, USA

Nora Berghoff, DrMedVet Graduate Assistant Gastrointestinal Laboratory Department of Small Animal Clinical Sciences Texas A&M University College Station, TX, USA Clifford R. Berry, DVM Diplomate, ACVR Central Florida Veterinary Radiology, PA Winter Park, FL, USA Adam J. Birkenheuer, DVM, PhD Diplomate, ACVIM Assistant Professor Department of Clinical Sciences College of Veterinary Medicine North Carolina State University Raleigh, NC, USA

Nathan L. Bailiff, DVM Diplomate, ACVIM VCA Sacramento Veterinary Referral Center Sacramento, CA, USA

Karyn Bischoff, DVM, MS Assistant Professor Department of Population Medicine and Diagnostic Sciences Cornell University Ithaca, NY, USA

Perry James Bain, DVM, PhD Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Assistant Professor Department of Biomedical Sciences Cummings School of Veterinary Medicine Tufts University North Grafton, MA, USA

Sally A. Bissett, BVSc, MVSc Diplomate, ACVIM Assistant Professor Department of Clinical Sciences North Carolina State University Raleigh, NC, USA

Vanessa R.D. Barrs, BVSc, MVCS FACVSc (Feline Medicine) Senior Lecturer in Small Animal Medicine Faculty of Veterinary Science Valentine Charlton Cat Centre University of Sydney Sydney, Australia

Marie-Claude Blais, DMV Diplomate, ACVIM Professeure Adjointe Département de Sciences Cliniques Université de Montreal Québec, Canada

A. Brady Beale, VMD Diplomate, ACVO Hope Center for Advanced Veterinary Medicine Vienna, VA, USA Jerold S. Bell, DVM Clinical Associate Professor Department of Clinical Sciences Cummings School of Veterinary Medicine Tufts University North Grafton, MA, USA and Freshwater Veterinary Hospital Enfold, CT, USA

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Adrian Boswood, MA, VetMB, DVC, FHEA, MRCVS Diplomate, ECVIM (Cardiology) RCVS Specialist in Veterinary Cardiology Senior Lecturer in Internal Medicine and Cardiology Royal Veterinary College University of London London, England, UK Jennifer L. Brazzell, DVM Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Research Assistant Department of Veterinary Population Medicine University of Minnesota St. Paul, MN, USA

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Colaboradores

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Barbara P. Brewer, BA, BS, CVT, VTS (Cardiology) Cardiology Technician Department of Cardiology Cummings School of Veterinary Medicine Tufts University North Grafton, MA, USA Marjory B. Brooks, DVM Diplomate, ACVIM Associate Director Department of Population Medicine and Diagnostic Science Animal Health Diagnostic Center Cornell University Ithaca, NY, USA

Daniel L. Chan, DVM, MRCVS Diplomate, ACVECC; Diplomate, ACVN Lecturer Department of Clinical Sciences Queen Mother Hospital Royal Veterinary College University of London North Mymms, England, UK Seth E. Chapman, DVM Clinical Pathology Resident Department of Veterinary Pathobiology Veterinary Teaching Hospital Texas A&M University College Station, TX, USA

Donald J. Brown, DVM, PhD Diplomate, ACVIM (Cardiology) Assistant Professor Department of Clinical Sciences Cummings School of Veterinary Medicine Tufts University North Grafton, MA, USA

Alison B. Clode, DVM Diplomate, ACVO Assistant Professor Department of Ophthalmology College of Veterinary Medicine North Carolina State University Raleigh, NC, USA

Scott A. Brown, VMD, PhD Diplomate, ACVIM Josiah Meigs Distinguished Professor Department of Small Animal Medicine and Surgery College of Veterinary Medicine University of Georgia Athens, GA, USA

Michael G. Conzemius, DVM, PhD Diplomate, ACVS Associate Professor Department of Veterinary Clinical Sciences College of Veterinary Medicine Iowa State University Ames, IA, USA

Colin F. Burrows, BVetMed, PhD, MRCVS Diplomate, ACVIM Professor and Chair; Chief of Staff Department of Small Animal Clinical Sciences College of Veterinary Medicine Small Animal Hospital Veterinary Medical Center University of Florida Gainesville, FL, USA

Stephanie C. Corn, DVM Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Clinical Pathologist IDEXX Laboratories Worthington, OH, USA

Anthony P. Carr, DMV Diplomate, ACVIM (Small Animal Internal Medicine) Associate Professor Department of Small Animal Clinical Sciences Western College of Veterinary Medicine Saskatoon, SK, Canada Sharon A. Center, DVM Diplomate, ACVIM (Small Animal Internal Medicine) Professor of Medicine Department of Clinical Sciences College of Veterinary Medicine Cornell University Ithaca, NY, USA Jose Joaquin Ceron, DVM, PhD Diplomate, ECVCP Associate Professor Department of Animal Medicine and Surgery Murcia Veterinary School University of Murcia Murcia, Spain

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Deborah Groppe Davis, DVM Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Clinical Pathologist IDEXX Laboratories North Grafton, MA, USA Ryan M. Dickinson, DVM Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Prairie Diagnostic Services and Adjunct Professor Western College of Veterinary Medicine Saskatoon, SK, Canada WM Tod Drost, DVM Diplomate, ACVR Associate Professor in Radiology Department of Veterinary Clinical Sciences Ohio State University Columbus, OH, USA Charlotte Dye, BVMAS, PhD, CestSAM, MRCVS Clinical Associate in Small Animal Medicine Department of Clinical Veterinary Science University of Bristol Bristol, England, UK

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Janice A. Dye, DVM, MS, PhD Diplomate, ACVIM (Small Animal Internal Medicine) Pulmonary Toxicology Branch US Environmental Protection Agency Research Triangle Park, NC, USA James Roger Easley, DVM, MS Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Adjunct Professor Department of Physiological Sciences College of Veterinary Medicine University of Florida Gainesville, FL, USA Peter David Eckersall, BSc, MBA, PhD, MRCPath Professor of Veterinary Biochemistry Department of Animal Production and Public Health Faculty of Veterinary Medicine University of Glasgow Glasgow, Scotland, UK Patty J. Ewing, DVM Diplomate, ACVP (Anatomic and Clinical Pathology) Department of Pathology Angell Animal Medical Center Boston, MA, USA Daniel A. Feeney, DVM, MS Diplomate, ACVR Professor of Medical Imaging Department of Veterinary Clinical Sciences College of Veterinary Medicine University of Minnesota St. Paul, MN, USA Theresa W. Fossum, DVM, MS, PhD Diplomate, ACVS Tom and Joan Read Chair in Veterinary Surgery; Professor of Surgery Department of Small Animal Clinical Sciences College of Veterinary Medicine and Biomedical Sciences Texas A&M University College Station, TX, USA

Rebekah Gray Gunn-Christie, DVM Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Antech Diagnostics Cary, NC, USA Elizabeth M. Hardie, DVM, PhD Diplomate, ACVS Professor Department of Clinical Sciences Veterinary Teaching Hospital North Carolina State University Raleigh, NC, USA Karyn Harrell, DVM Diplomate, ACVIM Clinical Assistant Professor of Internal Medicine Department of Clinical Sciences College of Veterinary Medicine North Carolina State University Raleigh, NC, USA Andrea Harvey, BVSc, DSAM (Feline) Diplomate, ECVIM-CA, MRCVS FAB Clinical Associate in Feline Medicine Department of Clinical Veterinary Science Division of Companion Animals University of Bristol Bristol, England, UK John W. Harvey, DVM, PhD Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Professor and Chair Department of Physiological Sciences College of Veterinary Medicine and Chief, Clinical Pathology Service UF Veterinary Medical Center University of Florida Gainesville, FL, USA

Kristen Rae Friedrichs, DVM Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Clinical Assistant Professor Department of Pathobiological Sciences School of Veterinary Medicine University of Wisconsin Madison, WI, USA

Eleanor C. Hawkins, DVM Diplomate, ACVIM (Small Animal Internal Medicine) Professor Department of Clinical Sciences College of Veterinary Medicine North Carolina State University Raleigh, NC, USA

Lorrie Gaschen, DVM, PhD, Diplomate, ECVDI Associate Professor Department of Veterinary Clinical Sciences Division of Radiology School of Veterinary Medicine Louisiana State University Baton Rouge, LA, USA

Rosemary A. Henik, DVM, MS Diplomate, ACVIM Clinical Associate Professor Department of Medical Sciences Veterinary Medical Teaching Hospital University of Wisconsin–Madison Madison, WI, USA

Carlos M. Gradil, DVM, MS, PhD Diplomate, ACT Assistant Professor Department of Veterinary and Animal Sciences University of Massachusetts Amherst, MA, USA

George A. Henry, DVM Diplomate, ACVR Associate Professor of Radiology Department of Small Animal Clinical Sciences University of Tennessee Knoxville, TN, USA

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Lee V. Herold, DVM Diplomate, ACVECC Dove Lewis Emergency Animal Hospital Portland, OR, USA Mark E. Hitt, DVM, MS Diplomate, ACVIM (Small Animal Internal Medicine) Head of Medicine Atlantic Veterinary Internal Medicine, LLC Annapolis, MD, USA Hilary A. Jackson, BVM&S, DVD Diplomate, ACVD, MRCVS Honorary Teacher Faculty of Veterinary Medicine Dermatology Referral Services University of Glasgow Glasgow, Scotland, UK Cheri A. Johnson, DVM, MS Diplomate, ACVIM Professor; Chief of Staff Department of Small Animal Clinical Sciences College of Veterinary Medicine Michigan State University East Lansing, MI, USA Lynelle R. Johnson, DVM, PhD Diplomate, ACVIM (Small Animal Internal Medicine) Assistant Professor Department of Medicine and Epidemiology University of California–Davis Davis, CA, USA Joyce S. Knoll, VMD, PhD Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Associate Professor; Clinical Pathology Section Head Department of Biomedical Sciences Cummings School of Veterinary Medicine Tufts University North Grafton, MA, USA Michael Stephen Lagutchik, DVM, MS Diplomate, ACVECC Lieutenant Colonel Department of Defense Veterinary Service Activity Lackland Air Force Base, TX, USA Allison Lamb, BA Research Associate College of Veterinary Medicine Ohio State University Columbus, OH, USA India F. Lane, DVM, MS Diplomate, ACVIM (Small Animal Internal Medicine) Associate Professor; Internist and Director of Medical Services Department of Small Animal Clinical Sciences College of Veterinary Medicine W.W. Armistead Veterinary Teaching Hospital University of Tennessee Knoxville, TN, USA

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Robin Lazaro, RVT, VTS (ECC) Veterinary Teaching Hospital College of Veterinary North Carolina State University Raleigh, NC, USA Andrew K.J. Linklater, DVM Clinical Instructor Animal Emergency Center Milwaukee, WI, USA Marla K. Lichtenberger, DVM Diplomate, ACVECC Emergency and Critical Care Specialist Milwaukee Emergency Center for Animals and Specialty Services Milwaukee, WI, USA Sofija Rockov Liles, DVM Radiology Resident Department of Biomedical Sciences College of Veterinary Medicine North Carolina State University Raleigh, NC, USA Heidi B. Lobprise, DVM Diplomate, AVDC Senior Veterinary Specialist Veterinary Specialty Team Pfizer Animal Health McKinney, TX, USA Michael Logan, DVM Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Graduate Student Department of Veterinary Pathobiology School of Veterinary Medicine Purdue University West Lafayette, IN, USA Jody P. Lulich, DVM, PhD Diplomate, ACVIM Professor Department of Clinical Sciences College of Veterinary Medicine University of Minnesota St. Paul, MN, USA Orla M. Mahony, MVB, MRCVS Diplomate, ACVIM; Diplomate, ECVIM Clinical Assistant Professor Department of Small Animal Clinical Sciences Cummings School of Veterinary Medicine Tufts University North Grafton, MA, USA Kathryn M. Meurs, DVM, PhD Diplomate, ACVIM (Cardiology) Professor and Ott Chair of Small Animal Medicine and Research Department of Veterinary Clinical Sciences College of Veterinary Medicine Washington State University Pullman, WA, USA

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Tammy Miller Michau, DVM, MS, MSpVM Diplomate, ACVO Assistant Professor Department of Clinical Sciences College of Veterinary Medicine North Carolina State University Raleigh, NC, USA Jan A. Mol, PhD Associate Professor Department of Clinical Sciences of Companion Animals Faculty of Veterinary Medicine Utrecht University Utrecht, The Netherlands Lisa Moses, VMD Diplomate, ACVIM Staff Veterinarian Angell Animal Medical Center Jamaica Plain, MA, USA Karen R. Muñana, DVM, MS Diplomate, ACVIM (Neurology) Associate Professor Department of Clinical Sciences College of Veterinary Medicine North Carolina State University Raleigh, NC, USA Mary B. Nabity, DVM Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Postdoctoral Research Associate Department of Veterinary Pathobiology College of Veterinary Medicine Texas A&M University College Station, TX, USA

Jerry M. Owens, DVM Diplomate, ACVR Staff Radiologist Veterinary Radiology Services San Rafael, CA, USA Mark A. Oyama, DVM Diplomate, ACVIM (Cardiology) Associate Professor Department of Clinical Studies School of Veterinary Medicine University of Pennsylvania Philadelphia, PA, USA Philip Padrid, DVM Associate Professor of Molecular Medicine (Adjunct) University of Chicago and Associate Professor of Small Animal Medicine (Adjunct) Ohio State University School of Veterinary Medicine Columbus, OH, USA and Family Pet Animal Hospital Chicago, IL, USA Mark Papich, DVM, MS Diplomate, ACVCP Professor Department of Molecular Biomedical Sciences College of Veterinary Medicine North Carolina State University Raleigh, NC, USA

Jacqueline M. Norris, BVSC, MVST, PhD Senior Lecturer in Veterinary Microbiology Faculty of Veterinary Sciences University of Sydney Sydney, Australia

Cecilia Parrula Resident Department of Veterinary Biosciences College of Veterinary Medicine Ohio State University Columbus, OH, USA

Natasha Jane Olby, VET MB, PhD Diplomate, ACVIM (Neurology) Associate Professor Department of Clinical Sciences College of Veterinary Medicine North Carolina State University Raleigh, NC, USA

Patricia A. Payne, DVM, PhD Assistant Professor Department of Diagnostic Medicine/Pathobiology College of Veterinary Medicine Kansas State University Manhattan, KS, USA

Carl A. Osborne, DVM, PhD Diplomate, ACVIM Professor Veterinary Clinical Sciences Department College of Veterinary Medicine University of Minnesota St. Paul, MN, USA

Anthony Pease, DVM, MS Diplomate, ACVR Assistant Professor in Diagnostic Imaging Department of Molecular Biomedical Sciences College of Veterinary Medicine North Carolina State University Raleigh, NC, USA

Jed Overmann, DVM Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Instructor, Clinical Pathology Veterinary Clinical Sciences Department College of Veterinary Medicine University of Minnesota St. Paul, MN, USA

Barrak M. Pressler, DVM, PhD Diplomate, ACVIM Assistant Professor Department of Veterinary Clinical Sciences School of Veterinary Medicine Purdue University West Lafayette, IN, USA

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M. Judith Radin, DVM, PhD Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Professor Department of Veterinary Biosciences Ohio State University Columbus, OH, USA Paul M. Rist, DVM Diplomate, ACVR Assistant Professor Department of Clinical Sciences College of Veterinary Medicine Oregon State University Corvallis, OR, USA Ian Douglas Robertson, BVSc Diplomate, ACVR Assistant Professor Department of Molecular Biomedical Sciences North Carolina State University Raleigh, NC, USA Duane A. Robinson, DVM Research Fellow/Clinician Department of Veterinary Sciences College of Veterinary Medicine Iowa State University Ames, IA, USA Simon C. Roe, BVSC, PhD Diplomate, ACVS Department of Clinical Science North Carolina State University Raleigh, NC, USA

H. Mark Saunders, VMD, MS Diplomate, ACVR Lynks Group—Veterinary Imaging Shelburne, VT, USA Karine Savary-Bataille, DVM Diplomate, ACVIM (Internal Medicine); Diplomate, ECVIM-CA Department of Medicine and Clinical Biology of Small Animals Ghent University Merelbeke, Belgium Deanna M.W. Schaefer, DVM, MT (ASCP) Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Lecturer Department of Population Medicine and Diagnostic Sciences Cornell University Ithaca, NY, USA Kielyn Scott, DVM Resident, Emergency and Critical Care Department of Clinical Science North Carolina State University Raleigh, NC, USA Peter V. Scrivani, DVM Diplomate, ACVR Assistant Professor of Imaging Department of Clinical Sciences College of Veterinary Medicine Cornell University Ithaca, NY, USA

Elizabeth Rozanski, DVM Diplomate, ACVIM (Internal Medicine); Diplomate, ACVECC Assistant Professor Department of Clinical Sciences Cummings School of Veterinary Medicine Tufts University North Grafton, MA, USA

Leslie C. Sharkey, DVM, PhD Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Associate Professor Department of Veterinary Population Medicine University of Minnesota St. Paul, MN, USA

John E. Rush, DVM, MS Diplomate, ACVIM (Cardiology); Diplomate, ACVECC Associate Chair Department of Clinical Sciences Cummings School of Veterinary Medicine Tufts University North Grafton, MA, USA

G. Diane Shelton, DVM, PhD Diplomate, ACVIM Professor Department of Pathology University of California–San Diego La Jolla, CA, USA

Karen Elizabeth Russell, DVM, PhD Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Assistant Professor Department of Pathobiology College of Veterinary Medicine Texas A&M University College Station, TX, USA Sherry Lynn Sanderson, DVM, PhD Diplomate, ACVIM; Diplomate, ACVN Associate Professor Department of Physiology and Pharmacology College of Veterinary Medicine University of Georgia Athens, GA, USA

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Rob Simoni, DVM Clinical Pathology Resident Department of Biomedical Sciences Cummings School of Veterinary Medicine Tufts University, Large Animal Hospital North Grafton, MA, USA David Sisson, DVM Diplomate, ACVIM (Cardiology) Professor of Cardiovascular Medicine; Director, Small Animal Hospital Department of Clinical Sciences College of Veterinary Medicine Oregon State University Corvallis, OR, USA

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Francis W.K. Smith Jr., DVM Diplomate, ACVIM (Cardiology and Small Animal Internal Medicine) Vice President, VetMed Consultants Lexington, MA, USA and Clinical Assistant Professor Cummings School of Veterinary Medicine Tufts University North Grafton, MA, USA Kathy Ann Spaulding, DVM Diplomate, ACVR Professor of Radiology Department of Molecular Biomedical Sciences North Carolina State University Raleigh, NC, USA

Kathy C. Tater, DVM Diplomate, ACVD Staff Dermatologist Angell Animal Medical Center Boston, MA, USA Larry Patrick Tilley, DVM Diplomate, ACVIM (Small Animal Internal Medicine) President VetMed Consultants Consultant, New Mexico Veterinary Specialty Referral Center Santa Fe, NM, USA

Jennifer D. Steinberg, DVM Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) IDEXX Laboratories Glen Burnie, MD, USA

Reid Tyson, DVM Diplomate, ACVR Assistant Professor Department of Clinical Sciences College of Veterinary Medicine Oregon State University Corvallis, OR, USA

Jörg M. Steiner, Med Vet, Dr Med Vet, PhD Diplomate, ACVIM (Small Animal Internal Medicine); Diplomate, ECVIM-CA Associate Professor; Director, Gastrointestinal Laboratory Department of Small Animal Clinical Sciences Texas A&M University College Station, TX, USA

Lisa K. Ulrich, CVT Principle Veterinary Technician Minnesota Urolith Center Department of Veterinary Clinical Sciences College of Veterinary Medicine University of Minnesota St. Paul, MN, USA

Cheryl Maccabe Stockman, MT (ASCP), BS Supervisor Clinical Pathology Laboratory Department of Biomedical Sciences Cummings School of Veterinary Medicine Tufts University North Grafton, MA, USA

Shelly L. Vaden, DVM, PhD Diplomate, ACVIM (Small Animal Internal Medicine) Professor, Internal Medicine Department of Clinical Sciences College of Veterinary Medicine North Carolina State University Raleigh, NC, USA

Tracy Stokol, BVSc, PhD Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Assistant Professor Department of Population Medicine and Diagnostic Sciences College of Veterinary Medicine Cornell University Ithaca, NY, USA

Maria A. Vandis, DVM Clinical Pathology Resident Department of Pathology Cummings School of Veterinary Medicine Tufts University North Grafton, MA, USA

Jan S. Suchodolski, DVM, PhD Research Assistant Professor; Associate Director Gastrointestinal Laboratory Department of Small Animal Clinical Sciences Texas A&M University College Station, TX, USA

Heather L. Wamsley, DVM Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Clinical Instructor of Veterinary Clinical Pathology Department of Physiological Sciences Veterinary Medical Center University of Florida Gainesville, FL, USA

Stacey A. Sullivan, DVM Diplomate, ACVIM (Neurology) Animal Specialty Group Los Angeles, CA, USA Séverine Tasker, BSc, BVSc, PhD Diplomate, ACVIM (Small Animal Internal Medicine); Diplomate, ECVIM, MRCVS Lecturer in Small Animal Medicine Department of Clinical Veterinary Science University of Bristol Bristol, England, UK

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Maxey Lee Wellman, DVM, PhD Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Associate Professor Department of Veterinary Biosciences Ohio State University Columbus, OH, USA Terri Ann Wheeler, MA, DVM Area Veterinarian, New England Pfizer Animal Health Northbridge, MA, USA

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Exames Laboratoriais e Procedimentos Diagnósticos em Cães e Gatos

Angela L. Wilcox, BVSc Assistant Lecturer Department of Veterinary Pathobiology Veterinary Teaching Hospital Texas A&M University College Station, TX, USA Michael D. Willard, DVM Diplomate, ACVIM (Small Animal Internal Medicine) Professor Department of Small Animal Medicine and Surgery Texas Veterinary Medical Center Texas A&M University College Station, TX, USA Diane Colette Williams, PhD Staff Research Associate III Department of Electrophysiology Laboratory/ Neuromuscular Diseases Veterinary Medical Teaching Hospital University of California–Davis Davis, CA, USA Laurel E. Williams, DVM Diplomate, ACVIM (Oncology) Associate Professor Department of Clinical Sciences College of Veterinary Medicine North Carolina State University Raleigh, NC, USA

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Michael W. Wood, DVM Diplomate, ACVIM (Small Animal Internal Medicine) Clinical Investigator Department of Clinical Sciences College of Veterinary Medicine North Carolina State University Raleigh, NC, USA Denise Wunn, DVM, MS Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Head of Clinical Pathology, Eastern Region IDEXX Laboratories North Grafton, MA, USA Brenda Michiyo Yamamoto, DVM Research Associate; Clinical Pathology Resident Department of Veterinary Biosciences Ohio State University Columbus, OH, USA Panagiotis G. Xenoulis, DVM, DrMedVet Research Assistant Gastrointestinal Laboratory Department of Small Animal Clinical Sciences College of Veterinary Medicine and Biomedical Sciences Texas A&M University College Station, TX, USA Karen L. Zaks, DVM Diplomate, ACVP (Clinical Pathology) Veterinary Specialists of Northern Colorado Antech Diagnostics Loveland, CO, USA

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AINE: anti-inflamatório não esteroide ALT: alanina aminotransferase ANOVA: análise de variância AST: aspartato aminotransferase ATP: adenosina trifosfato BUN: nitrogênio ureico sanguíneo (do inglês, blood urea nitrogen) CBC: hemograma completo (do inglês, complete blood count) CHCM: concentração de hemoglobina corpuscular média DNA: ácido desoxirribonucleico DP: desvio padrão ECG: eletrocardiograma EDTA: ácido etilenodiaminotetracético ELISA: ensaio imunossorbente ligado à enzima FeLV: vírus da leucemia felina FIV: vírus da imunodeficiência felina g: força de gravidade GGT: ␥-glutamiltransferase ou gamaglutamiltransferase GI: gastrintestinal H&E: hematoxilina-eosina HCH: hemoglobina corpuscular média He: hemácia

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Htc: hematócrito IFA: anticorpo por imunofluorescência indireta [teste] Ig: imunoglobulina IgA: imunoglobulina A IgE: imunoglobulina E IgG: imunoglobulina G IgM: imunoglobulina M IM: intramuscular IV: intravenosa Le: leucócito N/A: não aplicável NADH: forma reduzida do dinucleotídio nicotinamida-adenina NADPH: fosfato de dinucleotídio nicotinamida-adenina PCR: reação da cadeia de polimerase PIF: peritonite infecciosa felina PM: peso molecular RNA: ácido ribonucleico RPM: rotação por minuto SC: subcutânea VCM: volume corpuscular (ou globular) médio VG: volume globular

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Siglas

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A

Abdominocentese e Análise do Líquido, 2 Acetilcolinesterase, 6 Ácidos Biliares, 8 Alanina Aminotransferase, 11 Albumina, 14 Albumina na Urina, 16 Amilase, 19 Amônia, 21 Análise de Líquidos, 24 Análise de Urólitos, 27 Angiografia e Angiocardiografia, 30 Anticorpo Antinuclear, 35 Anticorpo Antirreceptor de Acetilcolina, 37 Antígeno de Giardia nas Fezes, 39 Aquocentese e Vitreocentese, 41 Artrocentese e Análise do Líquido Sinovial, 43 Artroscopia, 49 Aspartato Aminotransferase, 51 Aspiração com Agulha Fina, 54 Atividade Enzimática na Hemácia, 56 Audiometria de Tronco Cerebral, 58 Autoanticorpo Antitireoglobulina, 60 

B

Babesia, 64 Bartonella, 66 Bicarbonato, 69 Bilirrubina, 71 Bilirrubina na Urina, 74 Biopsia Cutânea, 76 Biopsia de Músculo e Nervo, 78 Biopsia de Tecido | Agulha e Punch, 81 Biopsia e Aspirado de Medula Óssea, 84 Biopsia Hepática, 87 Biopsia Óssea, 92 Broncoscopia, 95 

C

Cálcio, 100 Calcitriol, 103 Carnitina, 105 Cateterização Cardíaca, 109

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Cateterização Vesical, 117 Cetonas na Urina, 120 Chumbo, 122 Cinomose, 124 Cintigrafia de Perfusão Pulmonar, 127 Cintigrafia da Tireoide, 130 Cintigrafia Óssea, 133 Cintigrafia Portal Transesplênica, 137 Cistocentese, 140 Cistometria e Medida da Pressão Uretral, 143 Citologia Auricular e de Superfície Cutânea, 146 Citologia de Aspirado de Medula Óssea | Exame Microscópico, 148 Citologia e Esfregaço de Fezes Direto, 153 Cloreto, 156 Cobalamina, 158 Colesterol, 160 Coleta de Amostra de Sangue, 163 Coleta de Líquido Cefalorraquidiano, 165 Coleta de Sêmen, 168 Colonoscopia, 170 Conservação do Sêmen, 174 Contagem de Hemácias, 176 Contagem de Reticulócitos, 179 Contagem Total e Diferencial de Leucócitos, 182 Coronavírus Felino, 185 Corpúsculos de Heinz, 187 Cortisol, 190 Creatinina, 192 Creatinoquinase, 194 Cultura Bacteriana e Antibiograma, 197 Cultura de Dermatófitos, 200 Curva Glicêmica, 202 

D

Densidade da Urina, 208 Desobstrução Nasolacrimal, 211 Detecção de Anticorpos contra Plaquetas, 213 Determinação da Pressão Sanguínea | Não Invasiva e Invasiva, 215 Dímero D, 219 

E

Ecocardiograma, 224 Ehrlichia/Anaplasma, 228 Elastase Fecal, 231

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Sumário

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Eletrocardiografia, 232 Eletroencefalografia, 237 Eletroforese de Proteínas, 240 Eletromiografia, 244 Eletroneurografia, 247 Eletrorretinografia, 249 Epidurografia, 252 Eritropoetina, 254 Esferas de Polietileno Impregnadas com Bário, 256 Esfregaço por impressão | Imprint, 260 Esofagogastroduodenoscopia, 261 Esofagograma, 264 Estradiol, 267 Estudos Radiográficos Contrastados do Trato Gastrintestinal Inferior, 269 Esvaziamento da Bexiga por Hidropropulsão, 271 Etilenoglicol, 273 Exame com a Lâmpada de Wood, 275 Exame de Urina, Considerações Gerais, 277 Exame do Sêmen, 279 Exame Microscópico de Esfregaço Sanguíneo, 282 Excreção Urinária Fracionada de Eletrólitos, 285 

F

Fator de von Willebrand, 290 Fator Reumatoide, 292 Fatores de Coagulação, 294 Febre Maculosa das Montanhas Rochosas, 297 Ferritina, 299 Fibrinogênio, 301 Flotação Fecal, 303 Fluoroscopia, 307 Folato, 309 Fosfatase Alcalina, 311 Fósforo, 313 Fragilidade Osmótica, 316 Frutosamina, 318 

G

Gamaglutamiltransferase, 322 Gastrina, 324 Glicose, 326 Glicose na Urina, 329 Globulinas, 332 Gordura nas Fezes, 334

Hemoglobina Glicosilada, 345 Hemograma, 348 Hormônio Estimulante da Tireoide, 349 Hormônio Luteinizante, 352 

I

Imunorreatividade da Lipase Pancreática, 356 Imunorreatividade Semelhante à Tripsina, 358 Indicadores de Tumor de Bexiga, 360 Índices Hematimétricos, 362 Inibidor da Alfa1-Protease, 364 Insulina e Razão Insulina:Glicose, 366 Intervalo aniônico | Anion Gap, 369 

L

Lactato, 374 Laparoscopia, 376 Lavado Broncoalveolar, 379 Lavado e Biopsia Nasais, 383 Lavado Prostático, 388 Lavado Traqueal, 391 Leptospirose, 393 Leucócitos | Basófilos, 396 Leucócitos | Eosinófilos, 398 Leucócitos | Linfócitos, 400 Leucócitos | Monócitos, 403 Leucócitos | Neutrófilos, 405 Linfangiografia, 407 Lipase, 410 

M

Magnésio, 414 Mensuração do Sulco Gengival, 416 Metemoglobina, 419 Micoplasmas Hemotróficos, 421 Mielografia, 423 Miosite de Músculos Mastigatórios (Teste de Anticorpo 2M), 426 Monitoramento Eletrocardiográfico Ambulatorial, 428 Morfologia das Hemácias, 432 

N

Nitrogênio Ureico, 438 

H

Hematócrito, 338 Hemogasometria, 340 Hemoglobina, 343

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O

Osmolalidade, 442 Oximetria de Pulso, 444

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P

Paratormônio, 448 Peptídios Natriuréticos, 451 Pericardiocentese, 453 Pesquisa de Anticoagulante, 458 Pesquisa de Célula LE, 459 pH da Urina, 461 Potássio, 463 Preparação de Creme Leucocitário, 466 Preparação de Esfregaço Sanguíneo, 468 Pressão Venosa Central, 471 Produtos de Degradação da Fibrina, 473 Progesterona, 476 Proteína de Bence-Jones, 479 Proteína Heme na Urina, 481 Proteína na Urina, 484 Proteína Relacionada com o Paratormônio, 487 Proteína Total, 489 Proteínas Anticoagulantes, 491 Proteínas de Fase Aguda, 493 Punção Aspirativa de Massa ou Órgão Guiada por Ultrassonografia, 495 Punção Aspirativa e Biopsia Renais, 499 

R

Radiografia Abdominal, 504 Radiografia com Feixe Horizontal, 509 Radiografia de Tórax, 513 Radiografia Dentária, 520 Radiografia do Crânio, 525 Radiografia Óssea, 529 Radiografias Contrastadas do Trato Gastrintestinal Superior, 532 Raspado de Pele e Tricograma, 535 Raspado e Citologia Conjuntivais, 537 Raspado Retal e Citologia, 539 Razão Cortisol:Creatinina, 541 Razão Gamaglutamiltransferase:Creatinina na Urina, 543 Razão Proteína:Creatinina Urinária, 545 Reação Cruzada, 548 Relaxina, 550 Ressonância Magnética, 552 Retirada de Cálculos Guiada por Cateter, 556 Rinoscopia, 557 

S

Sangue Oculto nas Fezes, 564 Sedimentação Fecal e Teste de Baermann, 566 Sedimento Urinário, 568 Sódio, 573

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Somatomedina C, 576 Sorologia Específica para Alérgenos, 579 Sorologia para a Doença de Lyme, 581 Sorologia para Brucelose, 584 Sorologia para Dirofilariose, 587 Sorologia para Toxoplasmose, 589 

T

Taurina, 594 Taxa de Filtração Glomerular, 597 Tempo de Coagulação Ativada, 601 Tempo de Protrombina, 603 Tempo de Sangramento, 605 Tempo de Tromboplastina Parcial Ativada, 608 Teor de Ferro e Capacidade de Ligação de Ferro Total, 611 Teste Alimentar, 613 Teste da Fluoresceína, 616 Teste de ACTH, 618 Teste de Coombs, 620 Teste de Estimulação do ACTH, 622 Teste de Estimulação do Hormônio Estimulante da Tireoide, 625 Teste de Knott, 627 Teste de Privação de Água Modificado, 629 Teste de Resposta à Desmopressina, 632 Teste de Resposta ao Hormônio Liberador de Tireotropina (TRH), 635 Teste de Schirmer, 637 Teste de Sensibilidade Alimentar por Gastroscopia e Colonoscopia, 639 Teste de Supressão com Alta Dose de Dexametasona, 642 Teste de Supressão com Baixa Dose de Dexametasona, 645 Teste de Supressão de T3, 647 Teste Genético, 649 Teste PIVKA, 651 Testes de Função Plaquetária, 653 Testes de Função Pulmonar, 656 Testes Intradérmicos, 660 Testes para Imunoglobulinas, 662 Testosterona, 665 Tipagem Sanguínea, 667 Tiroxina (T4) Livre, 669 Tiroxina (T4) Total, 672 Tomografia Computadorizada, 675 Tonometria, 677 Toracocentese e Análise do Líquido, 681 Toracoscopia, 684 Triglicerídios, 687 Troponinas Cardíacas Específicas, 689

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Exames Laboratoriais e Procedimentos Diagnósticos em Cães e Gatos

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U

Ultrassonografia Abdominal, 694 Ultrassonografia Cerebral, 698 Ultrassonografia de Baço, 700 Ultrassonografia de Fígado e Vesícula Biliar, 704 Ultrassonografia de Glândulas Adrenais, 710 Ultrassonografia de Pâncreas, 713 Ultrassonografia de Tireoide e Paratireoide, 716 Ultrassonografia de Tórax, 720 Ultrassonografia de Trato Urinário Inferior, 723 Ultrassonografia de Útero, 726 Ultrassonografia Gastrintestinal, 729 Ultrassonografia Ocular, 733 Ultrassonografia Renal, 737 Uretrocistografia, 741 Uretrocistoscopia, 745 Urografia Excretora, 749

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V

Vaginografia, 754 Vírus da Imunodeficiência Felina, 757 Vírus da Leucemia Felina, 760 Volume e Contagem de Plaquetas, 763 

Z

Zinco, 768 

Apêndices

Apêndice 1 | Tabelas de Valores Laboratoriais Normais, 772 Apêndice 2 | Monitoramento Terapêutico, 774 Apêndice 3 | Laboratórios de Referência, 776 Índice Alfabético, 781

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Exames laboratoriais

Acetilcolinesterase, 6 Ácidos Biliares, 8 Alanina Aminotransferase, 11 Albumina, 14 Albumina na Urina, 16 Amilase, 19 Amônia, 21 Análise de Líquidos, 24 Análise de Urólitos, 27 Anticorpo Antinuclear, 35 Anticorpo Antirreceptor de Acetilcolina, 37 Antígeno de Giardia nas Fezes, 39 Aspartato Aminotransferase, 51 Atividade Enzimática na Hemácia, 56 Autoanticorpo Antitireoglobulina, 60 Babesia, 64 Bartonella, 66 Bicarbonato, 69 Bilirrubina, 71 Bilirrubina na Urina, 74 Cálcio, 100 Calcitriol, 103 Carnitina, 105 Cetonas na Urina, 120 Chumbo, 122 Cinomose, 124 Citologia de Aspirado de Medula Óssea | Exame Microscópico, 148 Citologia e Esfregaço de Fezes Direto, 153 Cloreto, 156 Cobalamina, 158 Colesterol, 160 Contagem de Hemácias, 176 Contagem de Reticulócitos, 179 Contagem Total e Diferencial de Leucócitos, 182 Coronavírus Felino, 185 Corpúsculos de Heinz, 187 Cortisol, 190 Creatinina, 192 Creatinoquinase, 194 Cultura Bacteriana e Antibiograma, 197 Cultura de Dermatófitos, 200 Curva Glicêmica, 202 Densidade da Urina, 208 Detecção de Anticorpos contra Plaquetas, 213 Dímero D, 219

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Ehrlichia/Anaplasma, 228 Elastase Fecal, 231 Eletroforese de Proteínas, 240 Eritropoetina, 254 Estradiol, 267 Etilenoglicol, 273 Exame de Urina, Considerações Gerais, 277 Exame do Sêmen, 279 Exame Microscópico de Esfregaço Sanguíneo, 282 Excreção Urinária Fracionada de Eletrólitos, 285 Fator de von Willebrand, 290 Fator Reumatoide, 292 Fatores de Coagulação, 294 Febre Maculosa das Montanhas Rochosas, 297 Ferritina, 299 Fibrinogênio, 301 Flotação Fecal, 303 Folato, 309 Fosfatase Alcalina, 311 Fósforo, 313 Fragilidade Osmótica, 316 Frutosamina, 318 Gamaglutamiltransferase, 322 Gastrina, 324 Glicose, 326 Glicose na Urina, 329 Globulinas, 332 Gordura nas Fezes, 334 Hematócrito, 338 Hemogasometria, 340 Hemoglobina, 343 Hemoglobina Glicosilada, 345 Hemograma, 348 Hormônio Estimulante da Tireoide, 349 Hormônio Luteinizante, 352 Imunorreatividade da Lipase Pancreática, 356 Imunorreatividade Semelhante à Tripsina, 358 Indicadores de Tumor de Bexiga, 360 Índices Hematimétricos, 362 Inibidor da Alfa1-Protease, 364 Insulina e Razão Insulina:Glicose, 366 Intervalo Aniônico | Anion Gap, 369 Lactato, 374 Leptospirose, 393 Leucócitos | Basófilos, 396 Leucócitos | Eosinófilos, 398 Leucócitos | Linfócitos, 400

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Sumário por assunto

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Leucócitos | Monócitos, 403 Leucócitos | Neutrófilos, 405 Lipase, 410 Magnésio, 414 Metemoglobina, 419 Micoplasmas Hemotróficos, 421 Miosite de Músculos Mastigatórios (Teste de Anticorpo 2M), 426 Morfologia das Hemácias, 432 Nitrogênio Ureico, 438 Osmolalidade, 442 Paratormônio, 448 Peptídios Natriuréticos, 451 Pesquisa de Anticoagulante, 458 Pesquisa de Célula LE, 459 pH da Urina, 461 Potássio, 463 Preparação de Creme Leucocitário, 466 Produtos de Degradação da Fibrina, 473 Progesterona, 476 Proteína de Bence-Jones, 479 Proteína Heme na Urina, 481 Proteína na Urina, 484 Proteína Relacionada com o Paratormônio, 487 Proteína Total, 489 Proteínas Anticoagulantes, 491 Proteínas de Fase Aguda, 493 Razão Cortisol:Creatinina, 541 Razão Gamaglutamiltransferase:Creatinina na Urina, 543 Razão Proteína:Creatinina Urinária, 545 Reação Cruzada, 548 Relaxina, 550 Sangue Oculto nas Fezes, 564 Sedimentação Fecal e Teste de Baermann, 566 Sedimento Urinário, 568 Sódio, 573 Somatomedina C, 576 Sorologia Específica para Alérgenos, 579 Sorologia para a Doença de Lyme, 581 Sorologia para Brucelose, 584 Sorologia para Dirofilariose, 587 Sorologia para Toxoplasmose, 589 Taurina, 594 Tempo de Protrombina, 603 Tempo de Tromboplastina Parcial Ativada, 608 Teor de Ferro e Capacidade de Ligação de Ferro Total, 611 Teste de ACTH, 618 Teste de Coombs, 620 Teste de Estimulação do ACTH, 622 Teste de Estimulação do Hormônio Estimulante da Tireoide, 625 Teste de Knott, 627 Teste de Resposta ao Hormônio Liberador de Tireotropina (TRH), 635 Teste de Supressão com Alta Dose de Dexametasona, 642 Teste de Supressão com Baixa Dose de Dexametasona, 645 Teste de Supressão de T3, 647 Teste Genético, 649

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Teste PIVKA, 651 Testes de Função Plaquetária, 653 Testes para Imunoglobulinas, 662 Testosterona, 665 Tipagem Sanguínea, 667 Tiroxina (T4) Livre, 669 Tiroxina (T4) Total, 672 Triglicerídios, 687 Troponinas Cardíacas Específicas, 689 Vírus da Imunodeficiência Felina, 757 Vírus da Leucemia Felina, 760 Volume e Contagem de Plaquetas, 763 Zinco, 768 

Procedimentos diagnósticos

Abdominocentese e Análise do Líquido, 2 Angiografia e Angiocardiografia, 30 Aquocentese e Vitreocentese, 41 Artrocentese e Análise do Líquido Sinovial, 43 Artroscopia, 49 Aspiração com Agulha Fina, 54 Audiometria de Tronco Cerebral, 58 Biopsia Cutânea, 76 Biopsia de Músculo e Nervo, 78 Biopsia de Tecido | Agulha e Punch, 81 Biopsia e Aspirado de Medula Óssea, 84 Biopsia Hepática, 87 Biopsia Óssea, 92 Broncoscopia, 95 Cateterização Cardíaca, 109 Cateterização Vesical, 117 Cintigrafia de Perfusão Pulmonar, 127 Cintilografia da Tireoide, 130 Cintilografia Óssea, 133 Cintilografia Portal Transesplênica, 137 Cistocentese, 140 Cistometria e Medida da Pressão Uretral, 143 Citologia Auricular e de Superfície Cutânea, 146 Coleta de Amostra de Sangue, 163 Coleta de Líquido Cefalorraquidiano, 165 Coleta de Sêmen, 168 Colonoscopia, 170 Conservação do Sêmen, 174 Desobstrução Nasolacrimal, 211 Determinação da Pressão Sanguínea | Não Invasiva e Invasiva, 215 Ecocardiograma, 224 Eletrocardiografia, 232 Eletroencefalografia, 237 Eletromiografia, 244 Eletroneurografia, 247 Eletrorretinografia, 249 Epidurografia, 252 Esferas de Polietileno Impregnadas com Bário, 256

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Esfregaço por Impressão | Imprint, 260 Esofagogastroduodenoscopia, 261 Esofagograma, 264 Estudos Radiográficos Contrastados do Trato Gastrointestinal Inferior, 269 Esvaziamento da Bexiga por Hidropropulsão, 271 Exame com a Lâmpada de Wood, 275 Fluoroscopia, 307 Laparoscopia, 376 Lavado Broncoalveolar, 379 Lavado e Biopsia Nasais, 383 Lavado Prostático, 388 Lavado Traqueal, 391 Linfangiografia, 407 Mensuração do Sulco Gengival, 416 Mielografia, 423 Monitoramento Eletrocardiográfico Ambulatorial, 428 Oximetria de Pulso, 444 Pericardiocentese, 453 Preparação de Esfregaço Sanguíneo, 468 Pressão Venosa Central, 471 Punção Aspirativa de Massa ou Órgão Guiada por Ultrassonografia, 495 Punção Aspirativa e Biopsia Renais, 499 Radiografia Abdominal, 504 Radiografia com Feixe Horizontal, 509 Radiografia de Tórax, 513 Radiografia Dentária, 520 Radiografia do Crânio, 525 Radiografia Óssea, 529 Radiografias Contrastadas do Trato Gastrointestinal Superior, 532 Raspado de Pele e Tricograma, 535 Raspado e Citologia Conjuntivais, 537 Raspado Retal e Citologia, 539 Ressonância Magnética, 552

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Retirada de Cálculos Guiada por Cateter, 556 Rinoscopia, 557 Taxa de Filtração Glomerular, 597 Tempo de Coagulação Ativada, 601 Tempo de Sangramento, 605 Teste Alimentar, 613 Teste da Fluoresceína, 616 Teste de Privação de Água Modificado, 629 Teste de Resposta à Desmopressina, 632 Teste de Schirmer, 637 Teste de Sensibilidade Alimentar por Gastroscopia e Colonoscopia, 639 Testes de Função Pulmonar, 656 Testes Intradérmicos, 660 Tomografia Computadorizada, 675 Tonometria, 677 Toracocentese e Análise do Líquido, 681 Toracoscopia, 684 Ultrassonografia Abdominal, 694 Ultrassonografia Cerebral, 698 Ultrassonografia de Baço, 700 Ultrassonografia de Fígado e Vesícula Biliar, 704 Ultrassonografia de Glândulas Adrenais, 710 Ultrassonografia de Pâncreas, 713 Ultrassonografia de Tireoide e Paratireoides, 716 Ultrassonografia de Tórax, 720 Ultrassonografia de Trato Urinário Inferior, 723 Ultrassonografia de Útero, 726 Ultrassonografia Gastrointestinal, 729 Ultrassonografia Ocular, 733 Ultrassonografia Renal, 737 Uretrocistografia, 741 Uretrocistoscopia, 745 Urografia Excretora, 749 Vaginografia, 754

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Atualmente, com a maior disponibilidade de equipamentos para uso domiciliar, os profissionais podem escolher entre a realização dos exames laboratoriais de rotina na própria clínica ou enviar as amostras para um laboratório comercial. Com frequência, o uso de um laboratório de referência, que dispõe de pessoal treinado e programa de garantia de qualidade rigorosamente cumprido, aumenta a qualidade dos cuidados prestados pela instituição. Na maioria das vezes, os profissionais podem escolher entre vários laboratórios de análises clínicas, que fornecem extensa lista de exames que, frequentemente, inclui exames não disponíveis no laboratório da clínica. Na escolha de um laboratório, é importante considerar o tempo de realização dos exames de rotina, como hemograma completo, perfil bioquímico sérico e urinálise e se os resultados são disponibilizados em tempo razoável. Laboratórios maiores costumam fornecer os resultados até a manhã seguinte ao envio da amostra, com tempo maior para cultura, biopsia e exames relativamente incomuns. Checar se há mensageiro disponível e, em caso positivo, se há tempo apropriado para buscar as amostras em horário comercial. O serviço de recolhimento regular das amostras em geral é realizado ao final do dia; todas as amostras obtidas do animal após esse recolhimento aguardam até o dia seguinte para o transporte ao laboratório. A integridade da amostra é melhor quando a análise é realizada o mais próximo possível do horário de coleta. Caso não haja mensageiro disponível para apanhá-la, verificar se o laboratório oferece um desconto no custo para o envio como encomenda urgente. Diferentemente do laboratório de diagnóstico humano, o laboratório veterinário não tem supervisão controlada e cabe ao profissional pesquisar e comparar os serviços fornecidos, por meio de ligação telefônica para gerentes de laboratórios ou discussão com colegas da região. No Brasil, os laboratórios veterinários são credenciados pelo Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento, inclusive com ISO 9001. Sem investigação adequada e comparação entre os diferentes serviços de laboratório oferecidos, o preço do exame acaba se tornando o fator de decisão, o que é inadequado. Descontos atrativos, incentivos, ofertas especiais e disponibilidade de equipamentos aumentam a competitividade entre os laboratórios comerciais. No entanto, esses incentivos não necessariamente expressam a qualidade do serviço do laboratório ou a confiabilidade de seus métodos de exames e resultados, que são o verdadeiro motivo para a busca por um serviço de laboratório externo. Ao avaliar a confiabilidade de um laboratório deve-se considerar: 1. Quais são as credenciais da equipe que realiza o exame e interpreta os resultados? Patologistas certificados e tecnólogos licenciados, em geral, são os funcionários de laboratório mais qualificados.

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2. Qual é o tipo de treinamento fornecido aos funcionários do laboratório? Como as técnicas empregadas em medicina humana se baseiam em amostras de pessoas, mesmo esses indivíduos altamente qualificados podem requerer treinamento adicional antes de se tornarem capacitados em todos os aspectos dos exames laboratoriais com amostras de animais. 3. No hemograma completo faz-se exame microscópico automático do esfregaço sanguíneo? A confiança excessiva nos instrumentos, sem dupla verificação microscópica, reduz o trabalho (e o custo), porém podem passar despercebidas importantes anormalidades, como aglomerados de plaquetas, microfilárias, hemoparasitas, inclusões celulares (p. ex., Ehrlichia ou Anaplasma, corpúsculos de Heinz) e menor número de células anormais (p. ex., bastões, blastócitos, mastócitos). Se um exame microscópico não fizer parte do pacote de rotina, recomenda-se solicitar o serviço pagando uma taxa adicional ou examinar o esfregaço sanguíneo você mesmo. 4. O laboratório utiliza tecnologia apropriada para análises de amostras veterinárias? Esta é uma questão de particular importância quando se utiliza laboratório de diagnóstico humano. A maioria dos exames do perfil bioquímico clínico e dos testes sorológicos demanda ensaios específicos validados para espécies veterinárias. 5. Como o laboratório estabelece as faixas de variação de referência? As faixas de variação de referência devem ser obtidas para cada laboratório, com os próprios equipamentos e reagentes, de preferência utilizando animais clinicamente normais que não se encontrem sob medicação ou não tenham doença hereditária. De modo ideal, essas variações são obtidas utilizando ⬎ 100 indivíduos sadios de cada espécie, com animais de diferentes raças e idades. Isso pode ser um desafio para o laboratório; quando não há disponibilidade de animais sadios, o laboratório pode recorrer à análise estatística de grandes conjuntos de dados que incluam animais sadios e doentes. Como os dados laboratoriais podem variar de acordo com instrumentos e reagentes específicos utilizados, o uso de valores de referência obtidos a partir da literatura médica necessita de consideração cuidadosa, embora possa ser necessário recorrer aos valores de literatura quando se trata de espécies raras e/ou exóticas. 6. O laboratório participa de testes de controle de qualidade? Esses programas envolvem testes trimestrais com amostras desconhecidas, comparando os resultados com os de outros laboratórios que utilizam a mesma metodologia. Embora haja exigência de desempenho aceitável nesses exames para laboratórios humanos, para os laboratórios veterinários não há tal exigência. Com frequência, a participação voluntária em testes de controle de qualidade sugere comprometimento do laboratório com a qualidade de seus serviços. Há dispo-

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Obtenha o Melhor do Laboratório de Análises Clínicas

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nibilidade de programas de controle de qualidade para ambos, laboratório humano (p. ex., College of American Pathologists – CAP) e laboratório veterinário (p. ex., Veterinary Laboratory Association – VLA), e cada um tem méritos potenciais para avaliar um laboratório veterinário. É importante manter um diálogo aberto com seu laboratório de análises clínicas e a facilidade de comunicação com representantes desses serviços deve ser um importante fator quando se escolhe um laboratório. Lembre-se de que um laboratório não consegue resolver um problema se não souber de sua existência; assim, o gerente ou o patologista do laboratório deve ser notificado caso os resultados não sejam compatíveis com os sinais clínicos e/ou o comportamento biológico da lesão ou haja um grau inesperado de variação diária dos resultados de determinado animal. Um bom laboratório pode estar disposto a repetir o exame de uma amostra se houver dúvida quanto aos resultados. Não hesite em solicitar revisão do exame da amostra ao patologista. Suspeita de problemas quanto à faixa de valores de referência também deve ser comunicada ao responsável, mas lembre-se de que o laboratório pode necessitar do auxílio dos profissionais para obter número de amostras suficiente de animais sadios. O serviço ideal oferecido pelo laboratório exige cooperação do veterinário e de seu assistente. Para assegurar resultados confiáveis, o profissional precisa preparar as amostras para o mensageiro na hora estabelecida para o recolhimento. Em geral, os mensageiros dos laboratórios devem cumprir um horário muito rígido e cada atraso ao longo do caminho impede a entrega das amostras no laboratório no momento adequado. Registro incompleto de dados, identificação inapropriada do tipo de amostra ou informação incorreta do proprietário e do animal na amostra são situações que podem retardar ou comprometer a disponibilização dos resultados dos exames pelo laboratório. Informações perdidas ou dados inadequados exigem contato telefônico com o clínico, para esclarecimento, o que

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ocasiona atraso na realização do exame. Além da identificação do proprietário e do animal, um registro de dados mínimo deve indicar a espécie, a idade, o gênero e a raça do animal. Para amostras que necessitam de interpretação (p. ex., amostras para citologia e de biopsia), também são valiosos os detalhes a respeito da localização física, da descrição e do tempo da lesão, bem como as informações clínicas sobre a resposta ao tratamento ou a diferentes tentativas de diagnóstico. Embora a ausência dessas informações não modifique o que está na lâmina, a interpretação pode ser muito prejudicada; em geral, quanto mais informações são fornecidas, mais confiáveis são os resultados. Por exemplo, a ocorrência de algumas doenças é mais provável em cães do que em gatos, ou mais em animais velhos do que em jovens. Finalmente, forneça a amostra apropriada para o teste solicitado. A utilidade dos dados laboratoriais depende não apenas da análise laboratorial da amostra, mas também de sua validade. Verifique se há informações corretas do proprietário na etiqueta ou se o laboratório está informando os resultados de outro animal inadvertidamente. Cheque também se o laboratório utilizou o anticoagulante adequado e se a amostra é muito antiga para propiciar resultados confiáveis. Honestamente, dados laboratoriais ruins são perigosos. A interpretação de dados inválidos é impossível, enganosa e pode ser fatal. Portanto, é fundamental atenção cuidadosa durante a coleta, o armazenamento e o envio apropriado das amostras ao laboratório, a fim de obter informações confiáveis. Se houver dúvida sobre a amostra correta ou manuseio ideal de uma amostra, consulte o laboratório antes da obtenção. O controle de qualidade do laboratório começa com a qualidade das amostras do animal.

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O sangue é a amostra mais utilizada para testes analíticos, pois, como circula por todo o corpo, é influenciado por várias enfermidades. A coleta de amostra de sangue é um método relativamente não invasivo de avaliação das contagens de hemácias e leucócitos, bem como da atividade das enzimas e das concentrações de lipídios, fatores de coagulação, hormônios e anticorpos.

Preparação para coleta da amostra Antes da flebotomia, deve-se ter disponível o material necessário, inclusive tubos de ensaio adequados aos testes desejados, antisséptico cutâneo e formulários de requisição de exames laboratoriais. Para testes incomuns, pode ser necessária uma consulta prévia ao laboratório para saber quais são os tubos adequados para a coleta de sangue, bem como os cuidados no manuseio das amostras. Vários laboratórios de referência fornecem um manual com diretrizes de coleta e armazenamento, porém, se não houver informações sobre um determinado exame, entre em contato com um representante do laboratório para obter instruções específicas. Não presuma que as exigências e a técnica de coleta e manipulação sejam semelhantes entre os laboratórios. Dois laboratórios diferentes podem oferecer o mesmo exame, porém com diferentes metodologias e exigências de amostras. Vale lembrar que apenas o envio da amostra correta na primeira vez pode assegurar resultados confiáveis e previnir a frustração e demora por ter de realizar uma segunda punção venosa. Embora possa parecer evidente, é importante a venopunção correta do animal e recomenda-se que o procedimento funcional padrão do hospital inclua algum sistema de confirmação da identidade do animal (p. ex., fita no pescoço ou apenas dupla verificação com o proprietário, antes de encaminhar o animal à sala de coleta). Para auxiliar na identificação do animal, também é recomendado o uso de um único número de identificação, para o animal e seu proprietário. Muitos sistemas de registro médico ou de gerenciamento oferecem esse serviço. Esse número do registro médico deve ser associado à identificação do animal em todos os procedimentos aos quais ele é submetido. Assim, é possível diferenciar os animais, quando mais de um “Bob” ou “Rex” estão sendo submetidos a exame de sangue. Dependendo do exame, podem ser necessários procedimentos especiais antes ou após a coleta da amostra, condição que demanda planejamento prévio. Por exemplo, hemoculturas exigem assepsia cutânea específica antes da flebotomia, a fim de reduzir o risco de contaminação da amostra com microrganismos comuns da pele. Recomenda-se jejum ao animal para diversos exames. Alguns exames exigem que as amostras sejam logo centrifugadas, separando-se as hemácias, ou colocando-as imediatamente em gelo e/ou congelando-as,

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enquanto outros exames são influenciados negativamente pelo contato com vidro ou tampa de borracha do tubo. Muitos testes de medicamentos não devem ser realizados em soro obtido de tubos com gel separador de soro, pois o gel interfere na recuperação acurada do medicamento. A lista de necessidades específicas para os exames é extensa e específica, mas esses poucos exemplos reforçam a necessidade de compreensão de cada procedimento antes da punção venosa (ou flebotomia).

Tubos para coleta No capítulo “Coleta de Amostra de Sangue” podem ser encontrados detalhes quanto à técnica correta de punção venosa. No entanto, é fundamental que sejam escolhidos os tubos apropriados para as amostras de sangue necessárias ao teste. É imprescindível amostra de sangue coletada sem anticoagulante para qualquer exame que envolva a contagem de células ou isolamento de leucócitos ou de seu DNA. O plasma, obtido desses mesmos tubos, também é a amostra necessária para alguns exames (p. ex., testes para avaliação de proteínas da coagulação, que são consumidas durante a reação de coagulação). O soro é obtido do sangue total que coagulou. Na Tabela 1 são listados os tubos para coleta de sangue mais utilizados, com seus usos mais comuns e comentários específicos. Essa lista de tubos para coleta não inclui tubos especiais para exames realizados menos frequentemente. Quando uma amostra precisar ser coletada em tipos diferentes de tubos, siga as diretrizes universais quanto à ordem de preenchimento dos tubos. À medida que a seringa de coleta preenche cada tubo, sucessivamente, há risco de o anticoagulante ser transferido para o tubo seguinte. Para minimizar esse risco, os tubos devem ser preenchidos na seguinte ordem: 1. Tubo para hemocultura: é fundamental manter a assepsia durante a coleta de amostra. 2. Tubo sem anticoagulante (tubo de tampa avermelhada comum e tubo com separador de soro [SST, do inglês serum-separator tube]): transporte de anticoagulante, em especial EDTA, risco de quelação e concentrações séricas falsamente diminuídas de cálcio e magnésio. O potássio no anticoagulante EDTA eleva falsamente o valor de potássio da amostra. 3. Tubo com anticoagulante (citrato de sódio): é preenchido depois do tubo sem anticoagulante, de modo a diminuir a contaminação da amostra com tromboplastina tecidual, que pode ser liberada durante a lesão induzida pela punção da veia e eleva falsamente o tempo de coagulação. 4. Tubo com heparina. 5. Tubo com EDTA. 6. Tubo com oxalato-fluoreto.

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Princípios Gerais para Realização de Exames de Sangue

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Tabela 1 Tubos comuns utilizados para coleta de sangue. Tipo

Cor da tampa

Tipo de amostra

Uso comum

Comentários

SST

Vermelha/preta marmorizada

Soro

Perfil bioquímico Provas sorológicas

Não é apropriado para determinação se o nível da medicação é terapêutico porque o gel interfere na recuperação do fármaco

Comum

Vermelha

Soro

Perfil bioquímico Provas sorológicas Teste com medicamento Análise de líquido

Em geral, é necessário separar o soro das hemácias, a fim de evitar a contaminação com produtos da degradação das hemácias. Após a centrifugação, o soro deve ser transferido para um tubo de tampa vermelha limpo

EDTA

Roxa

Plasma ou sangue total

Provas hematológicas, por exemplo, hemograma, contagem de plaquetas, contagem de reticulócitos PCR Teste de Coombs Tipagem sanguínea e reação cruzada Análise de líquido

EDTA não é recomendado para algumas espécies de aves e répteis, como corvo e tartaruga terrestre ou marinha Não permita que as amostras para PCR tenham contato com formalina ou seu vapor

Citrato de sódio

Azul-claro

Plasma ou sangue total

Coagulograma; por exemplo, TP, TPP, D-dímero, fibrinogênio, PDF

Para obter resultados acurados é necessário uma razão sangue:anticoagulante de 1:9. Em tubo não preenchido por completo ocorre efeito de diluição e, assim, tem-se tempo de coagulação falsamente prolongado. Em tubo preenchido em excesso pode haver diluição do anticoagulante e formação prematura do coágulo, com consumo de fatores de coagulação; também pode ocasionar tempo de coagulação prolongado

Heparina de lítio

Verde

Plasma ou sangue total

Perfil bioquímico plasmático Hemograma no sangue total

Tubo com heparina sódica tem a mesma tampa e seu uso deve ser evitado na determinação de eletrólitos Amostra de escolha para algumas espécies de aves ou répteis

Frascos para hemocultura

Tampa de várias cores; contém meio de cultura de suporte

Sangue total em meio de cultura

Hemocultura Cultura de líquido sinovial

Antes da venopunção para hemocultura é necessária rigorosa assepsia. Usar tubo/frasco pareados para cultura aeróbica e anaeróbica. É mais provável a detecção de infecção transmitida pelo sangue quando se utiliza maior volume de sangue. Tubo/frasco para hemocultura não deve ser refrigerado

Oxalato e fluoreto de sódio

Cinza

Plasma

Teste de tolerância à glicose

O fluoreto de sódio impede a metabolização de glicose pelas hemácias (glicólise)

PDF ⫽ produto da degradação de fibrina; TP ⫽ tempo de protrombina; TTP ⫽ tempo de tromboplastina parcial; SST ⫽ tubo com separador de soro.

Uma alternativa para evitar a contaminação de uma agulha comum da seringa de distribuição é preencher o tubo com EDTA e, em seguida, substituir a agulha por uma nova para preencher os tubos restantes. O preenchimento dos tubos de sangue com seringa e agulha tem de ser feito com muito cuidado. Caso se opte pelo preenchimento dos tubos mediante a perfuração da tampa do tubo com a agulha, deve-se permitir que o vácuo do tubo ”puxe” o volume adequado de sangue, sem empurrar o êmbolo da seringa. O preenchimento excessivo e, portanto, concentração insuficiente de anticoagulante pode provocar subsequente e indesejada coagulação da amostra de sangue. Além disso, a pressão extra exercida na

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amostra de sangue, uma vez que é forçada de volta à agulha, pode provocar hemólise da amostra, indesejável para a maioria dos exames. Tubo com anticoagulante não preenchido por completo também pode resultar em vários artefatos de técnica. Excesso de EDTA (tubo ⬍ 1/4 preenchido) pode ocasionar deformação das hemácias, alteração dos índices hematimétricos (VCM e CHCM) e aumentar o teor de proteína total obtido por refratometria. A quantidade excessiva de anticoagulante em um tubo com citrato que não foi adequadamente preenchido com sangue pode diluir os fatores de coagulação e, assim, provocar tempo de coagulação falsamente prolongado.

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Armazenamento e manuseio da amostra É essencial que sejam obedecidas as recomendações de manuseio antes de enviar uma amostra para exame em um laboratório de referência. Se o exame exigir amostra de soro ou plasma, a amostra deve ser centrifugada durante 10 a 15 min em velocidade aproximada de 1.300 a 1.800 g. O número de rotações por minuto (rpm) da centrífuga difere em função do tamanho de seu rotor (comprimento do braço do rotor). A demora em fazer a centrifugação pode provocar alguns artefatos, pois as células do sangue metabolizam componentes, como glicose e alguns hormônios, e diminuem artificialmente suas concentrações na amostra. Dependendo do exame, o soro contido no tubo de tampa vermelha comum e algumas amostras de plasma (p. ex., EDTA, citrato ou heparina) devem ser transferidos para um tubo sem anticoagulante e livre de hemácias. Devem ser usados tubos de polipropileno para o soro que não pode ser mantido em tubos de vidro. Quando se utiliza SST, primeiro inverte-se o tubo cheio várias vezes, com cuidado, a fim de misturar o sangue com o ativador de coagulação. Mantenha a amostra no SST ou no tubo de tampa vermelha comum durante 20 a 30 minutos, para coagular, de preferência em posição vertical, antes da centrifugação. Se a amostra for centrifugada antes da formação e da retração completa do coágulo, parte do soro pode ficar retida em um coágulo de fibrina gelatinoso. Embora o soro ainda possa ser liberado pela compressão do coágulo, é inevitável a redução do rendimento do soro. A centrifugação bem-sucedida de um SST origina uma barreira de gel que separa o soro do coágulo. Em geral, o soro nesses tubos não precisa ser transferido para um tubo de transporte, a menos que o soro seja armazenado sob congelamento. Se necessário, as amostras podem ser protegidas da luz, recobrindo-as com papel alumínio. Se a amostra vai ser congelada, evite repetir ciclos de conge-

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lamento-descongelamento, que podem provocar deterioração da amostra. Idealmente, as amostras devem ser armazenadas em um freezer sem sistema de autodescongelamento.

Envio de amostras pelo mensageiro de laboratório É importante se certificar de que as amostras de sangue entregues ao mensageiro estejam embaladas de modo correto para a viagem e com a temperatura adequada durante todo o trajeto. Embora o mensageiro tenha uma caixa isotérmica, as amostras podem ficar expostas a longo período de armazenamento em uma caixa isotérmica que é aberta e fechada várias vezes, antes de chegar ao laboratório. Pode ser necessário que as amostras congeladas sejam comprimidas entre pacotes de gelo ou, com aviso prévio, o mensageiro pode trazer gelo-seco. A amostra de sangue total para contagem de células não deve ser colocada diretamente em contato com o gelo, pois se ela congelar, ocorrerá lise das células. O esfregaço sanguíneo preparado deve ser mantido fora da caixa de gelo, e as lâminas nunca devem ser colocadas no refrigerador. Caso se forme condensação nos esfregaços quando forem removidos do refrigerador ou retirados do gelo, as gotículas de água podem destruir as células nos esfregaços pré-preparados. Por fim, caso as amostras sejam deixadas fora para que o mensageiro as apanhe após o fechamento da clínica, esteja ciente de que as condições climáticas extremas (p. ex., calor ou frio) podem comprometer a qualidade delas. No caso de dúvida sobre a melhor maneira de preparar as amostras para o envio pelo mensageiro, obtenha informações com o representante do laboratório de referência, para detalhes específicos.

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O exame de fezes é um instrumento valioso para avaliação da função e da integridade do intestino; é parte do perfil laboratorial de rotina do animal que apresenta sinais e sintomas de doença gastrintestinal, embora o manuseio da amostra seja um tanto desagradável. Podem-se realizar diversos tipos de exames de fezes, e dependendo da técnica de análise escolhida, pode ser feito por meio de um método de triagem relativamente não invasivo com o objetivo de detectar sangramento intestinal, infecção (viral, bacteriana, protozoária ou parasitária), inflamação ou má absorção. À semelhança de outros exames, a validade de exames de fezes depende da maneira que a amostra foi coletada e manuseada. Técnicas microscópicas dependem muito da habilidade de observação e do conhecimento da pessoa que realiza o exame.

Coleta da amostra Quando possível, deve-se coletar amostra de fezes frescas por ocasião do exame. Isso minimiza problemas associados à amostra velha e elimina dúvidas a respeito da origem da amostra e de como foi armazenada. No entanto, isso pode ser impossível para algumas técnicas, como de flotação ou sedimentação fecal, que exigem amostras volumosas (2 a 10 g, equivalente a 0,5 a 2,5 colheres de chá). Para tais análises, amostras menores podem originar resultados falso-negativos, em particular se o animal apresenta infecção discreta ou se ovos estiverem distribuídos de forma irregular nas fezes. É importante que o animal defeque em uma área limpa e que a amostra seja obtida imediatamente e colocada em um recipiente limpo e bem fechado (p. ex., frasco com tampa de rosca, embalagem com fecho) e armazenada de modo adequado. Amostras menores, para pesquisa de sangue oculto ou para esfregaço direto de fezes, podem ser coletadas diretamente do reto, mediante o uso de um aplicador com extremidade de algodão um pouco umedecido, uma alça fecal ou a ponta do dedo revestido com luva, durante o toque retal. Outra opção é a lavagem da ampola retal com solução salina. Nesse procedimento, infundem-se 6 a 12 mC de solução salina no reto ou cólon, com auxílio de tubo de borracha vermelha 8F lubrificado. A solução salina é infundida e aspirada várias vezes até que se obtenha uma amostra semelhante a muco, contendo uma mistura de muco da superfície da mucosa e quantidade menor de material fecal. Esse material pode ser utilizado para esfregaço direto ou armazenado em tubo de tampa vermelha estéril. É um tipo de amostra especialmente bom para identificar bactérias e protozoários móveis (p. ex., trofozoítos de Giardia), porém é menos confiável para o teste de flotação fecal, pois os ovos e cistos de parasitas são mais prevalentes

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no material fecal e menos numerosos em amostra obtida por lavagem. Os recipientes com as amostras têm de ser identificados de maneira correta. Quando a amostra é colocada em um copo ou frasco, a etiqueta de identificação deve ser colada na lateral do recipiente e não na tampa, pois quando se remove a tampa, a amostra fica sem identificação.

Armazenamento da amostra Preferencialmente, a análise deve ser realizada o mais breve possível após a coleta, pois as fezes sofrem diversas alterações assim que excretadas. Células e microrganismos frágeis, como trofozoítos de Giardia e tricômonas, deterioram rapidamente, o que dificulta a identificação. Ovos de nematódeos continuam a se desenvolver com o passar do tempo, podendo ser mais difícil sua identificação. Os ovos de ancilóstomos eclodem em 1 dia, em ambiente quente, enquanto os ovos embrionados de Toxocara canis demoram alguns dias para eclodir. Além disso, a flora bacteriana continua a crescer, resultando em potencial supercrescimento de um tipo específico de bactéria ou fungo. Algumas espécies de bactérias sofrem esporulação. A análise imediata é mais importante para alguns exames do que para outros. Para preparações a fresco utilizadas na pesquisa de protozoários móveis, resultados acurados exigem fezes frescas (⬍ 5 minutos após a coleta); todavia, existem métodos de armazenamento apropriados para muitos outros tipos de exame de fezes. Os esfregaços para exame citológico podem ser fixados em etanol ou corados (p. ex., com corante Romanovsky ou corante álcool-acidorresistente). Existem meios de transporte especiais para coprocultura. O congelamento preserva as fezes para métodos de pesquisa de antígenos. Ovos e oocistos são resistentes à degradação, e a refrigeração retarda a formação de ovos embrionados, estabilizando apropriadamente as fezes por até 1 dia, para os testes de flotação e sedimentação. Diversos fixadores também estão disponíveis para a conservação da amostra de fezes por período mais longo, antes dos testes de flotação e/ou sedimentação. Por tradição, as soluções fixadoras formalina e álcool polivinil de baixa viscosidade à base de cloreto de mercúrio são bem mais utilizadas em laboratórios de parasitologia, para conservação de ovos de helmintos, cistos de protozoários e trofozoitos nas amostras de fezes. No entanto, em resposta aos problemas com a toxicidade da formalina e a dificuldade em descartar de modo seguro a solução de cloreto de mercúrio, atualmente existem vários conservantes alternativos (p. ex., Ecofix®, do Meridian; Parasafe®, do Scientific Laboratories; Proto-fix®, do Alpha Tec Systems).

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Princípios Gerais para Realização de Exames de Fezes

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Manuseio da amostra Embora algumas pessoas possam brincar considerando o veterinário como “aquela pessoa que apanha fezes do ânus do cão, sem calçar luvas nas mãos”, em geral esse procedimento não é aconselhável e todas as amostras devem ser tratadas como se fossem material infectante. Apesar de muitos dos microrganismos presentes nas fezes serem inofensivos, alguns podem provocar doenças, ainda mais em pessoas imunocomprometidas. Exemplos de possíveis patógenos incluem Salmonella, algumas cepas de Escherichia coli e Cryptosporidium.

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Strongyloides sp. é zoonóticos em seres humanos e os vermes infectantes podem escavar a pele e migrar pelo corpo, com alto risco de infecção vitalícia. Portanto, recomenda-se a utilização constante de luvas ao manusear fezes e a posterior lavagem das mãos. Deve-se aconselhar aos proprietários que coletam amostras de fezes dos animais que utilizem tais cuidados universais.

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A amostra de urina é facilmente obtida e seu exame pode fornecer várias informações ao clínico. A urinálise, ou exame da urina, é parte essencial da investigação de rotina; auxilia no diagnóstico de inflamação das vias urinárias, disfunção tubular renal e doença glomerular. Além disso, como a urina é oriunda da filtração do sangue, com frequência sua análise pode fornecer informações valiosas a respeito de distúrbios metabólicos de outros sistemas orgânicos, auxiliando no diagnóstico de hepatopatia, doença muscular, doença endócrina e hemólise. A avaliação da urina pode ser útil porque ela contém compostos (p. ex., cortisol, ácidos biliares) filtrados do sangue, durante várias horas. Isso pode propiciar uma melhor avaliação da homeostase e da doença do que uma única amostra de sangue aleatória. Ademais, a depuração (ou clearance) renal influencia os níveis sanguíneos de alguns compostos. As moléculas excretadas, como a proteína de Bence-Jones, podem ser logo detectadas na urina, porém são indetectáveis na amostra de soro. Por fim, a comparação da concentração de um componente, como creatinina ou sódio, em amostras simultâneas de urina e soro pode fornecer informações mais relevantes do que as fornecidas por uma única amostra de soro. Por si só, é raro que a urinálise permita um diagnóstico específico, devendo seus resultados ser interpretados juntamente com os achados de exame físico, os resultados do hemograma e do perfil bioquímico sérico, bem como as técnicas de imagem como ultrassonografia ou radiografia contrastada. Como outros exames, a urinálise tem de ser realizada de modo adequado e monitorada com cuidado. O uso de técnicas inadequadas ou de reagentes com prazo de validade vencido pode ocasionar resultado incorretos; além disso, a maneira pela qual a amostra é coletada pode influenciar de maneira significativa os resultados. A importância do exame de urina é diretamente proporcional à qualidade da amostra e à habilidade de observação da pessoa que realiza o teste.

Momento da coleta O momento de coleta da amostra depende do exame que se pretende realizar. Em geral, a coleta de urina de 24 h é mais acurada do que a coleta de uma amostra aleatória. Esta técnica corrige variação na excreção de componentes em diferentes momentos do dia e, uma vez que a amostra de urina de 24 h tende a conter maior concentração de determinado componente, há menor chance de resultado falso-negativo. No entanto, esse método é trabalhoso demais e, assim, não é prático para a maioria dos pacientes veterinários. A amostra coletada de manhã reflete melhor a amostra de 24 h porque a bexiga acumulou urina durante 6 a 8 h. Além disso, por essa urina ter sido produzida durante o jejum noturno, costuma ser concentrada e é mais provável a detecção de achados positivos que podem não ser constatados em amostra de urina mais diluída. No entanto, amostras matutinas, em geral coletadas

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pelos proprietários, são tipicamente coletadas do jato urinário e, portanto, podem não ser ideais quando se pesquisa evidências de infecção urinária. Com frequência, a coleta pela manhã demanda assistência do proprietário, que precisa receber instruções e frascos adequados para coleta, pelo menos 1 dia antes da obtenção da amostra. Dependendo do exame, a demora adicional da análise da amostra decorrente da coleta da amostra no domicílio também pode influenciar a qualidade dos resultados. Para fins de conforto e praticidade, a urinálise de rotina é mais comumente realizada em amostra aleatória.

Métodos de coleta Micção espontânea A coleta de urina durante micção espontânea é segura, prática e pode ser realizada pelo proprietário, desde que o animal de estimação coopere. Deve-se desprezar o primeiro jato de urina, pois habitualmente está contaminada pelo contato com a genitália, a pele e os pelos. O achado de células epiteliais é inerente à amostra obtida por micção espontânea e, às vezes, notam-se leucócitos levados pela urina durante a passagem pelas urogenitais inferiores. Vagina, próstata e parte inferior da uretra são revestidas por células escamosas, que se desprendem com facilidade e são eliminadas na urina, na micção espontânea. Prepúcio e vagina normalmente contêm baixa quantidade de bactérias que, também, podem estar presentes na amostra de urina. Portanto, a amostra de urina obtida por micção espontânea não é ideal para cultura, embora o achado de numerosas bactérias na amostra assim obtida seja sugestivo de infecção. Ainda que possa ser normal o achado de poucas bactérias e leucócitos em amostra de urina de micção espontânea, anormalidades mais significativas podem ser provocadas por enfermidades que acometem qualquer parte do sistema urogenital, inclusive próstata, uretra distal, vagina ou prepúcio. Entretanto, é mais difícil localizar o problema na bexiga ou nos rins. A amostra de urina obtida em micção espontânea de cadela no cio pode conter muitas hemácias. Às vezes, as amostras obtidas em micção espontânea contêm material do ambiente, como pólen e fibras vegetais. As amostras de urina obtidas com o animal posicionado sobre a mesa de exame pode conter resíduo de desinfetante, que influencia os resultados de testes químicos. Por exemplo, solução de limpeza à base de peróxido de hidrogênio pode provocar reação falso-positiva para hemoglobina/sangue. Alguns tipos de detergentes interferem na reação de glicose. A amostra obtida em caixa de excreta pode estar contaminada com pó, bactérias ou outros fragmentos. Às vezes, quando o animal não coopera ou não consegue urinar, as amostras podem ser coletadas mediante compressão manual da bexiga, se estiver distendida. Embora este método possa ser conveniente para obter uma amostra, há algumas desvantagens. Assim como acontece na amostra típica obtida durante a micção espontânea, essa

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Princípios Gerais para Realização de Exames de Urina

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amostra costuma se apresentar contaminada com material do trato genital. Além disso, a compressão excessiva pode provocar traumatismo de bexiga, aumentando a quantidade de hemácias, ou eritrócitos, na amostra de urina. Se o animal apresenta infecção urinária, a forte pressão pode forçar a urina contaminada em direção aos rins ou à próstata, disseminando a infecção.

Amostras obtidas por cateterização As amostras obtidas por cateterização, rotineiramente, contêm maior número de células epiteliais e também podem estar contaminadas com bactérias e leucócitos oriundos do sistema urogenital inferior. As células epiteliais podem incluir células escamosas do trato urinário inferior ou células de transição da porção superior da uretra e/ou bexiga. Em razão do risco de contaminação da amostra, essas células não são ideais para cultura. Pode-se melhorar a qualidade da amostra mediante o descarte dos primeiros mililitros de urina, os quais são mais prováveis de conter contaminantes do sistema genital. Além do risco de contaminação da amostra, há algum risco de o cateter lesionar a bexiga, causando sangramento na amostra, ou introduzir bactérias normais do sistema genital, levando à infecção urinária. Quando o animal está com cateter de demora deve-se aspirar a urina do cateter no ponto distal da conexão em direção ao balão. Com frequência, o cateter tem um acesso de borracha para este fim. No início, pode ser necessário aplicar uma pinça na extremidade distal do cateter por 15 a 30 minutos, permitindo que a urina preencha o tubo. Deve-se remover a pinça após a obtenção da amostra. Nunca se deve utilizar a urina contida no reservatório de plástico para urinálise.

Cistocentese A amostra obtida por aspiração percutânea da bexiga (i.e., cistocentese) é a mais confiável para avaliar o conteúdo da bexiga, desde que na amostra de urina aspirada não haja sangue capilar extravasado por acidente. É possível notar células de transição na amostra se a agulha tiver raspado a parede da bexiga ou aspirado células da superfície mucosa. É importante interromper a aspiração antes da retirada da agulha, de modo que as células epiteliais e o sangue capilar não sejam aspirados ao puxar a agulha através da parede da bexiga. Esta é a amostra de escolha para realização de cultura e pode ser útil na localização de qualquer inflamação evidente de rim e/ou bexiga, mas originada no sistema genital. É mais difícil interpretar a presença de hemácias. A dúvida é: as hemácias refletem hemorragia nas vias urinárias ou lesão acidental da parede do vaso durante a introdução da agulha através da parede corporal? Em algumas ocasiões, a amostra obtida por cistocentese pode ser contaminada com material fecal, quando a agulha é mal direcionada e penetra o intestino antes de perfurar a bexiga. Isso pode ocorrer durante “perfuração às cegas”, mas é improvável se a amostra for guiada por ultrassonografia ou se a bexiga for imobilizada durante o procedimento.

Escolha do recipiente de coleta Os resultados da urinálise podem ser influenciados pela escolha do recipiente de coleta. Deve-se utilizar um frasco de plástico opaco rígido, de preferência com tampa de rosca, para minimizar o risco de extravasamento durante o transporte. A menos

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que orientado de modo diferente, o proprietário pode escolher utilizar recipiente reciclado na cozinha, lavados de modo inapropriado. Resíduos de alimentos podem influenciar os resultados pela introdução de glicose na amostra de urina coletada ou pela alteração do pH (p. ex., amostra salgada). Os resíduos de detergentes utilizados para limpeza do recipiente podem interferir nos testes químicos. Embora recipientes claros sejam adequados para a maioria dos objetivos, prefere-se recipiente opaco, em especial se o exame não puder ser realizado em 30 a 60 minutos, pois minimizam a interferência fotoquímica de componentes da urina, como bilirrubina. No caso de urocultura, deve-se coletar a amostra em recipiente esterilizado (seringa ou frasco hermeticamente fechado com tampa). Amostra coletada em esponja absorvente é aceitável para análise química, porém o exame do sedimento é menos preciso porque elementos como células, cilindros ou cristais podem ficar aprisionados na esponja. Há disponibilidade de recipientes comerciais destinados de modo específico para coleta de urina e seu uso evita vários desses problemas. Apesar de descartáveis, tais recipientes podem ser esterilizados com o gás óxido de etileno. Amostras coletadas por cateterização ou cistocentese podem ser transportadas na seringa de coleta, embora por motivos de segurança, a agulha deve ser removida e a extremidade da seringa tampada ou revestida com filme de parafina, antes do envio. Caso contrário, essas amostras podem ser transferidas para um tubo estéril (p. ex., tubo de tampa vermelha sem anticoagulante). Deve-se identificar apropriadamente o recipiente da amostra. Quando se utiliza copo ou frasco, deve-se colar a etiqueta de identificação na lateral do recipiente e não na tampa, pois, quando se remove a tampa, a amostra fica sem identificação.

Transporte e armazenamento da amostra A estabilidade da amostra varia de acordo com o teste. Preferencialmente, a urina para urinálise de rotina deve ser examinada em até 2 h após a coleta, a fim de evitar alterações em decorrência de oxidação, precipitação de minerais (formação de cristais), reações fotolíticas e/ou efeitos do metabolismo bacteriano. Urina mantida em temperatura ambiente perde dióxido de carbono ao ambiente, com elevação do pH. Com o tempo, a quantidade de cristais pode aumentar ou diminuir, dependendo da concentração de minerais e da solubilidade de cristais na urina alcalina. Além disso, urina alcalina pode originar resultado falso-positivo no teste da fita-reagente (em particular para proteína) e lise de hemácias, cilindros e leucócitos. Com o passar do tempo, pode ocorrer crescimento excessivo das bactérias contaminantes da amostra, ainda mais se a urina não for refrigerada. Dependendo do tipo de bactérias presentes, podem metabolizar a glicose ou cetonas, modificando a concentração destas substâncias na urina. Recomenda-se a refrigeração para preservar a integridade da amostra, quando a análise demora mais que 2 h. Há disponibilidade de conservantes, embora geralmente estes influenciam negativamente as análises químicas e nenhum conservante é apropriado a todas as exigências dos testes. Congelamento pode conservar os componentes químicos (p. ex., catecolaminas) na urina, mas provoca lise celular.

Joyce S. Knoll

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Indicações para realização de endoscopia A endoscopia diagnóstica consiste no uso de instrumentos para visualizar partes do corpo que de outra maneira não seriam visualizadas sem cirurgia. A endoscopia também pode ser utilizada para realizar certos procedimentos (p. ex., biopsia tecidual, obtenção de células para citologia ou cultura, remoção de corpos estranhos) que em condições normais iriam requerer cirurgia. Ha vários tipos de endoscopia, cada uma com nome baseado(s) na(s) parte(s) do corpo que está sendo examinada (p. ex., gastroscopia é a endoscopia do estômago e artroscopia é a endoscopia das articulações). A endoscopia intervencionista consiste no uso do endoscópio para corrigir um problema ou remover um tecido para evitar cirurgias de rotina, mais invasivas. As laparoscopias intervencionistas do abdome (laparoscopia) e do tórax (toracoscopia) são algumas vezes chamadas de cirurgia minimamente invasiva. As principais indicações para endoscopia em cães e gatos estão listadas na Tabela 1.

Um bom endoscopista não é necessariamente alguém que tenta fazer tudo com endoscopia. Mas sim aquele que sabe quando a endoscopia é necessária, assim como quando a endoscopia não é a melhor opção para o animal. Levando-se em consideração que a endoscopia é apropriada para um animal em particular (i.e., é esperado que a endoscopia possa ser usada para diagnosticar um ou mais dos diferenciais importantes ou que possa realizar algo que de outra maneira necessitaria de cirurgia), algumas questões importantes devem ser levantadas antes de se realizar o procedimento. Três importantes considerações a se fazer antes do procedimento endoscópico são: 1. Você tem o equipamento que permitirá realizar esse procedimento com êxito e de forma segura? 2. Existe a probabilidade de o animal sangrar excessivamente durante ou após o procedimento? 3. O risco anestésico é aceitável para esse animal?

Tabela 1 Principais indicações dos diferentes tipos de endoscópio em medicina veterinária. Laringoscopia ou faringoscopia

Diagnosticar massa, paralisia de laringe ou alongamento de palato mole Diagnosticar e remover corpos estranhos em laringe ou faringe

Esofagoscopia

Diagnosticar esofagite, massa esofágica, hérnia de hiato ou Spirocerca Diagnosticar e remover corpo estranho Diagnosticar e dilatar uma estenose esofágica

Gastroscopia ou gastroduodenoscopia

Fazer biopsia na mucosa quando suspeitar de doença infiltrativa do trato gastrintestinal superior Procurar e fazer biopsia em uma úlcera, erosão ou massa Diagnosticar linfangiectasia (visual ou biopsia) Diagnosticar e remover corpo estranho Colocar uma sonda de gastrostomia para alimentação

Proctoscopia

Fazer biopsia em lesões proliferativas Fazer biopsia na mucosa quando suspeitar de doença infiltrativa do cólon inferior

Colonoileoscopia

Biopsiar mucosa quando suspeitar de doença infiltrativa Procurar intussuscepção

Broncoscopia

Diagnosticar colapso de traqueia ou brônquico não diagnosticado por imagem Obter amostras para citologia ou cultura quando suspeitar de doença inflamatória ou neoplásica das vias respiratórias ou do parênquima pulmonar Diagnosticar e remover corpo estranho

Rinoscopia

Biopsiar mucosa quando suspeitar de doença inflamatória ou neoplásica Procurar destruição dos turbinados e placas fúngicas Procurar massas Procurar a causa de epistaxe Diagnosticar e remover corpo estranho Examinar a coana para procurar massas, ácaros ou objetos estranhos (continua)

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Princípios Gerais de Endoscopia

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Tabela 1 Principais indicações dos diferentes tipos de endoscópio em medicina veterinária. (continuação) Laparoscopia

Fazer biopsia do fígado (mais comum), pâncreas, rim, intestino delgado ou massa Realizar gastropexia Colocar uma sonda de jejunostomia para alimentação

Toracoscopia

Biopsiar pulmão, linfonodos, saco pericárdico ou massas Localizar todas as bulas pulmonares antes da toracotomia Realizar pericardiectomia parcial ou lobectomia pulmonar parcial Auxiliar na colocação de dreno torácico

Cistoscopia

Procurar ureteres ectópicos Biopsiar uma massa, primariamente quando suspeitar de carcinoma de células transicionais Remover cistólitos pequenos

Vaginoscopia

Diagnosticar e biopsiar tumores

Artroscopia

Diagnosticar e tratar osteocondrite dissecante, rupturas de ligamentos ou anormalidades de menisco

Otoscopia

Examinar as membranas timpânicas e o canal auditivo horizontal para evidências de doença Diagnosticar e remover corpos estranhos

Além disso, questões e considerações são específicas para cada tipo de endoscopia. Por exemplo, duas considerações importantes para gastroduodenoscopia e colonoileoscopia são: (1) se uma lesão está além do alcance do endoscópio, e (2) se um procedimento menos invasivo (p. ex., citologia aspirativa por agulha fina transabdominal) poderia ser utilizado para determinar o diagnóstico. A imagem, em especial a ultrassonografia, costuma ser a melhor maneira de responder a algumas dessas questões para gastroduodenoscopia e colonoileoscopia. Para colonoscopia, saber qual o tipo de lesão suspeita é particularmente importante. Se o clínico está suspeitando de uma lesão densa de submucosa próxima ao reto (p. ex., carcinoma cirroso ou pitiose) ou quer determinar se uma lesão proliferativa próxima ao reto é maligna ou um pólipo benigno, pinças endoscópicas flexíveis são normalmente inadequadas; já pinças rígidas de biopsia aumentam a chance de um diagnóstico preciso. Para broncoscopia, a principal dúvida é se a realização de um lavado broncoalveolar irá causar ou piorar a dispneia.

Instrumentação Há dois tipos principais de endoscópios: flexível e rígido. Esofagoscopia, gastroduodenoscopia, colonoileoscopia, broncoscopia e exame de coanas são realizados primeiro com endoscópios rígidos. Rinoscopia, colonoscopia e vaginoscopia são realizados por rotina com qualquer um dos dois tipos. Um endoscópio basicamente consiste em algo por onde o clínico consegue ver dentro de uma cavidade. Pode-se olhar por um metal com orifício oco ou tubo plástico (p. ex., colonoscópio rígido), por um metal sólido ou tubo plástico que tem lentes ou um feixe de fibras ópticas passando pelo mesmo (p. ex., laparoscópio rígido ou gastroscópio flexível com fibras ópticas, respectivamente) ou por meio de uma câmera pequena de LCD (do inglês liquid crystal display) localizada na extremidade de um tubo sólido (p. ex., videogastroscópio flexível). Também deve haver uma fonte de luz que ilumine a cavidade que está sendo examinada passando pelo mesmo tubo. Endoscópios flexíveis em geral têm um ou mais canais que são usados

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para insuflação de ar, lavagem das lentes, lavagem de debris da mucosa, aspiração de debris ou para inserção de instrumentos (p. ex., pinças de biopsia, instrumento para remoção de corpos estranhos, cautério, tubo para instilar ou recuperar líquidos). Na maioria das vezes a ponta de um endoscópio flexível pode ser direcionada em um plano (i.e., deflexão em dois sentidos) ou dois planos (i.e., deflexão em quatro sentidos) por meio de controles no endoscópio. Em geral, o endoscópio de maior diâmetro que pode ser utilizado com segurança é o que fornece melhor visualização e permite realização das melhores biopsias ou as remoções de corpos estranhos mais bem-sucedidas. No entanto, endoscópios de maior diâmetro podem ser mais difíceis de passar pelas áreas desejadas (p. ex., pelo piloro para dentro do duodeno ou entre os turbinados nasais) ou podem limitar a capacidade de manobrar quando estiver no local escolhido. Câmeras colocadas na ocular ou na ponta do endoscópio permitem que a imagem seja exibida em um monitor para que mais pessoas possam observar e talvez auxiliar no procedimento. Fotos impressas, vídeos e imagens digitalizadas podem ser realizados durante o exame endoscópico. Há diversos tipos de pinças de biopsia, instrumentos para remoção de corpos estranhos, cautérios, fórceps, grampeadores, e assim por diante, para que inúmeros procedimentos possam ser realizados. Endoscópios flexíveis que serão usados no trato gastrintestinal precisam, no mínimo, insuflar ar para inflar a víscera, lavar a lente, aspirar líquido, debris e ar, permitir o uso de várias pinças de biopsia ou instrumento para remover corpos estranhos, assim como ter uma ponta com deflexão em quatro sentidos. Broncoscópios flexíveis precisam, no mínimo, de uma deflexão em dois sentidos e um canal que permita aspiração de ar ou líquido, assim como uso de várias pinças, tubos, escovas e instrumentos de remoção. Colonoscópios rígidos precisam ter como ser fechados para que o ar possa ser insuflado ao lúmen do cólon durante a visualização. A laparoscopia, toracoscopia, artroscopia e cistoscopia têm suas necessidades especiais que serão consideradas nas respectivas seções.

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Por causa da grande gama de pacientes atendidos por veterinários, algumas vezes é necessário adaptar os endoscópios de maneira a usá-los com fins para os quais não foram originalmente projetados. Por exemplo, para a tentativa de remoção de corpo estranho em pacientes muito pequenos (p. ex., furões ou aves pequenas) pode-se utilizar um broncoscópio, mesmo não tendo todas as características de um gastroscópio. Da mesma maneira, algumas vezes se torna necessário utilizar um gastroscópio para realizar uma broncoscopia em pacientes com corpo comprido, cães de raças grandes (p. ex., Dogue Alemão).

Cuidados no procedimento com o animal e o endoscópio Antes do procedimento A esterilização ou desinfecção dos endoscópios é importante na medicina veterinária, mas por sorte não é tão crítico quanto em medicina humana, em que há uma preocupação com relação ao vírus da imunodeficiência humana (HIV) e uma abundância de agentes infecciosos. A esterilização refere-se à eliminação completa e destruição de todos os organismos vivos, inclusive partículas virais e esporos bacterianos. A desinfecção refere-se à eliminação ou redução do número de organismos potencialmente patogênicos. Se algo foi esterilizado, também foi desinfetado. No entanto, em geral, algo que foi desinfetado não foi esterilizado. Pode-se referir à desinfecção de baixo nível ou alto nível, os quais são graus a que os números de organismos foram reduzidos. Em particular os endoscópios flexíveis são instrumentos relativamente delicados e a limpeza, desinfecção e esterilização inapropriadas irão danificar ou destruir o equipamento. É de extrema importância que as recomendações do fabricante sejam consultadas com relação à limpeza, desinfecção e esterilização de todos os endoscópios. Para prevenir que debris sequem no aparelho e formem biofilmes, a limpeza apropriada deve ser realizada com rapidez logo após o procedimento. A secagem completa é importante, pois é quase impossível esterilizar ou desinfetar adequadamente um equipamento que reteve umidade. O grau de esterilização ou desinfecção necessário para um endoscópio depende dos procedimentos que foram ou serão realizados, assim como de doenças potenciais dos pacientes anteriores. Instrumentos (i.e., laparoscópios, toracoscópios, cistoscópios e artroscópios) que serão inseridos em cavidades corpóreas devem ser esterilizados. Instrumentos que serão inseridos em cavidades corpóreas que já estão contaminadas não requerem esterilização, a não ser que o endoscópio tenha sido utilizado em animal com agente infeccioso que demande tal ação (p. ex., parvovírus ou herpesvírus B). A esterilização nunca é errada, mas a desinfecção costuma ser realizada quando é adequada para o procedimento, pois é mais rápida, mais simples e mais barata. Se o endoscópio vai ser colocado em cavidade corpórea em que a transmissão de um organismo é mais preocupante (p. ex., broncoscopia), recomenda-se a desinfecção de alto nível. A desinfecção de alto nível pode consistir da exposição do endoscópio à solução de glutaraldeído seguida de água estéril. Se o endoscópio será colocado em cavidade corpórea em que a transmissão de uma infecção é menos preocupante (p. ex., gastroduodenoscopia ou colonoscopia), a desinfecção de baixo nível é mais comum (p. ex., limpeza adequada seguida de limpeza com álcool e secagem). Seja qual for o nível de desinfecção ou esterilização

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a ser realizada, é importante que nenhum resíduo químico que possa causar lesão ao animal permaneça no endoscópio. No caso de não haver suspeita de coagulopatia no animal, a hemorragia excessiva raramente é uma preocupação, com exceção das rinoscopias para epistaxe ou laparoscopias ou toracoscopias para qualquer motivo. Na maioria dos casos, a contagem de plaquetas e o histórico do animal que não sustentem uma coagulopatia já são suficientes. Quando for realizada rinoscopia por causa de epistaxe ou laparoscopia ou toracoscopia, é aconselhável determinar o tempo de sangramento de mucosa, além da contagem de plaquetas. Testes laboratoriais para avaliar coagulação (i.e., TP, TTP e PIVKA [proteína induzida pela ausência da vitamina K]) em geral não se correlacionam bem com o potencial de sangramento durante ou após a endoscopia e quase não são necessárias para os endoscopistas (exceto para diagnosticar a causa de um sangramento). Se o sangramento clínico grave for uma preocupação e a endoscopia for necessária, produtos sanguíneos para transfusão, eletrocautério ou ambos, assim como instrumentos cirúrgicos, devem estar prontamente disponíveis.

Durante o procedimento Pelo menos duas pessoas devem estar envolvidas em quase todas as endoscopias. Uma pessoa deve se dedicar à manutenção da anestesia e ao monitoramento dos sinais vitais do animal, enquanto a outra realiza a endoscopia. O que constitui monitoramento anestésico adequado do animal depende de muitos fatores e não está abordado aqui. No entanto, os clínicos devem estar preparados para medidas de reanimação. Ter uma ou mais pessoas que possam auxiliar (p. ex., manusear as pinças de biopsia ou outros dispositivos, remover corpos estranhos e obter o equipamento necessário), sem dúvida, é uma vantagem. Particularmente, quando o ar está sendo insuflado para dentro de uma cavidade corpórea, é desejável ter uma terceira pessoa que possa observar e garantir que insuflação excessiva não comprometa o animal (p. ex., dilatação gástrica iatrogênica).

Após o procedimento O animal deve se recuperar da anestesia e ser monitorado para verificar o surgimento de complicações anestésicas, assim como endoscópicas (ver a próxima seção). Isso vai variar conforme o procedimento e o animal. Como parte do procedimento endoscópico, os proprietários devem ser orientados sobre o que é esperado (i.e., não importante) e o que é inesperado (i.e., deve ser comunicado ao veterinário) durante 8 a 24 h após a endoscopia.

Risco de complicações Cada tipo de endoscopia tem seus riscos de complicações. No entanto, algumas complicações, descritas a seguir, são comuns a quase todos os procedimentos endoscópicos. 



Óbito por anestesia é a complicação mais devastadora. Pode ocorrer em qualquer momento, porém pacientes com hipoalbuminemia grave (i.e., albumina sérica ⬍ 1,3 g/dC), doença ou insuficiência cardíaca grave (sobretudo com arritmias graves), disfunção respiratória grave ou disfunção grave de órgão (em especial insuficiência renal ou hepática) parecem correr maior risco. Perfurações são potencialmente fatais, porém uma ação rápida pode evitar morte. A endoscopia é mais bem realizada por

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habilidade e delicadeza do que por força bruta; perfurações costumam ser raras entre endoscopistas experientes. No entanto, algumas vezes a perfuração ocorre porque o tecido doente não tolera o que seria uma quantidade normal razoável de pressão. Se houver qualquer preocupação sobre a possibilidade de perfuração (p. ex., remoção de corpo estranho esofágico que tenha causado ulceração substancial, biopsia no centro de uma úlcera profunda ou remoção de corpo estranho linear), a procura de gás livre torácico ou abdominal é uma maneira sensata de pesquisar perfuração quando ar foi insuflado como parte do procedimento endoscópico. Sangramento persistente em local de biopsia não é comum a não ser que uma artéria ou veia maior tenha sido rompida ou que haja coagulopatia. Deve-se lembrar que o hematócrito não irá se alterar de maneira considerável em hemorragias agudas; em vez disso, deve-se monitorar coloração de mucosa, qualidade de pulso, frequência cardíaca e, talvez, pressão sanguínea para detectar hemorragia pós-procedimento. Infecção pós-endoscopia é uma preocupação primária quando laparoscopia, toracoscopia, artroscopia ou cistoscopia tiverem sido realizadas. Mesmo assim, a administração de antibióticos de rotina não é necessária durante ou após esses procedimentos, a não ser que haja um risco conhecido (p. ex., quebra de técnica asséptica). Alguns procedimentos e situações em pessoas sabidamente provocam bacteriemia ou colocam pacientes em risco aumentado de infecções pósprocedimento (p. ex., dilatação de estenoses esofágicas ou pacientes com próteses articulares ou próteses valvares cardíacas). A antibioticoterapia pode ser prescrita nas mesmas situações em medicina veterinária, assim como quando as circunstâncias e o senso comum a indicarem (p. ex., cistoscopia em animal com infecção do trato urinário). No entanto, os antibióticos não costumam ser necessários em procedimentos endoscópicos veterinários. O refluxo gastresofágico associado à anestesia e subsequente esofagite ou estenose são raros, porém são complicações potencialmente devastadoras de qualquer procedimento anestésico. É fácil de detectar após gastroduodenoscopia conforme o endoscópio é retirado do estômago. Do contrário, se o paciente passar a ter anorexia e regurgitação horas ou dias após anestesia deve-se considerar essa complicação.

Comunicação dos resultados (laudo) Um laudo de endoscopia faz parte integral do relatório médico e é muitíssimo importante para documentar o que e como foi

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realizado. Essa informação é necessária para recomendações diagnósticas e terapêuticas (em particular dias ou semanas após o animal ter recebido alta e o dono do animal ou o veterinário requisitante pedir orientação), assim como para avaliação correta do animal no retorno (sobretudo se a endoscopia for repetida). Problemas com garantia de qualidade e documentação médico-legal não têm sido fatores de maior importância na endoscopia veterinária, mas isso pode mudar com o tempo. O mínimo que um laudo endoscópico deve conter está listado na Tabela 2.

Tabela 2 Informações básicas para um relatório de endoscopia. 1. Informação do paciente (p. ex., número do registro) e data do exame 2. Informações sobre o equipamento utilizado (i.e., qual endoscópio e quais instrumentos para remoção foram utilizados) 3. Aparência endoscópica macroscópica dos órgãos examinados a. Quais órgãos foram examinados? b. Quanto do órgão pode ser visualizado e qual a aparência macroscópica c. Presença de corpo estranho d. Presença de debris (p. ex., alimento, líquido, fezes, grama ou bário) 4. O procedimento foi bem-sucedido? a. O que foi passou por biopsia? b. Quais corpos estranhos foram removidos? 5. Complicações ou problemas ocorridos a. O procedimento foi interrompido por complicações anestésicas b. O endoscópio não passou por um ponto desejado c. Houve sangramento excessivo causado por biopsia ou remoção de corpo estranho ou por perfuração 6. Assinatura do endoscopista

A documentação fotográfica é desejável em um laudo endoscópico, mas não tem sido considerada padrão na medicina veterinária. Da mesma maneira, informações adicionais (p. ex., histórico, indicação para endoscopia, fármacos anestésicos utilizados, pessoas que auxiliaram no procedimento e recomendações feitas pelo endoscopista) podem ser adicionadas e irão engrandecer o laudo.

Michael Willard

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Indicações para realização de procedimentos radiográficos A radiologia (a arte da interpretação radiográfica) faz parte integral da medicina de animais de companhia. A obtenção de radiografias diagnósticas de alta qualidade é o primeiro passo para maximização do potencial diagnóstico dessa modalidade. Um entendimento completo dos princípios radiográficos e de interpretação radiográfica é o primeiro passo para o processo da interpretação. Apesar de a radiologia não ser o padrão ouro para a avaliação de diversas doenças, é com frequência a primeira modalidade utilizada em uma investigação diagnóstica. Indicações para realização de procedimentos radiográficos incluem:          

Comprometimento cardiorrespiratório Estadiamento tumoral Avaliação de estruturas do crânio e extracraniais Dor abdominal Massa(s) abdominal(is) Disfunção gastrintestinal Disfunção urogenital Doenças musculoesqueléticas Doenças da coluna vertebral Triagem de doenças ortopédicas juvenis.

Muitas clínicas investem nos recursos físicos, mas não investem tempo suficiente e recursos em treinamento técnico e educação continuada dos profissionais. A obtenção de imagens radiográficas de boa qualidade de modo consistente é um recurso sobrestimado na medicina veterinária.

Princípios de radiologia Considerando-se todos os outros fatores como iguais, os parâmetros mais importantes que determinarão a qualidade radiográfica são a seleção do kVp, mAs, tipo de filme e écrans e o uso de uma grade. O pico de quilovoltagem (kVp) controla antes de tudo a energia dos fótons. A capacidade de penetração do feixe aumenta de acordo com o aumento do kVp. Isso resulta em aumento relativo no número de tons de cinza e uma radiografia com mais latitude. O outro parâmetro importante é o mAs: mA significa miliamperagem e está relacionada com o número de fótons gerados por unidade de tempo. O s designa o tempo de exposição (segundos). Juntos (mA multiplicado pelos s) eles controlam primariamente a quantidade de tons pretos do filme (em essencial o número de fótons chegando ao filme), apesar de que o aumento do kVp também aumenta os tons pretos do filme (mais fótons gerados no ânodo e mais fótons penetrando no animal por causa do aumento da energia do fóton). A seleção do tipo de filme é importante. O filme e o écran juntos têm um sistema de velocidade relativo ao padrão indus-

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trial. Sistemas de alto detalhe requerem mais exposição e em geral têm uma velocidade designada de menos que 100. Sistemas mais rápidos exigem menos exposição, mas há perda relativa de detalhe (resolução espacial). Há uma compensação entre detalhe e exposição. Exposições maiores implicam aumento do tempo de exposição, da chance de artefato de movimento e, potencialmente, da exposição da equipe. Além da velocidade do sistema, o tipo de filme pode afetar de modo significativo a espessura tecidual que pode ser captada na radiografia. Filmes feitos para avaliar tórax humano conseguem abranger uma espessura maior do que os filmes ortopédicos gerais. Enquanto essas radiografias não são notáveis, elas têm inerentemente mais informações do que as radiografias de alto contraste realizadas com filmes de propósito geral ou ortopédicos ou mamográficos. A dispersão (fótons causando exposição indesejada no filme) é mais bem controlada com o uso da grade. A grade, colocada entre o animal e o filme, deve ser usada quando a espessura do animal exceder 10 cm. (A grade pode não ser necessária com alguns sistemas digitais.) Esse dispositivo, que na maioria das vezes dispõe de finas lâminas de chumbo intercaladas com lâminas de material não radiopaco, remove uma proporção significativa de radiação dispersa do feixe primário antes de chegar ao dispositivo receptor (chassi com filme/écrans, chassi de radiografia computadorizada (RC) ou placa de radiografia digital). Infelizmente, a grade também atenua o feixe primário e é necessário um ajuste no mAs – com aumento geral da ordem de 3 a 4 vezes. No entanto, a melhora do contraste e detalhe obtidos com a grade quase sempre compensam a penalidade de aumento na exposição. A colimação do feixe dentro das bordas do filme potencialmente reduz a exposição dos funcionários. A colimação na anatomia do animal reduz a dispersão e melhora o detalhe e o contraste da imagem. A técnica utilizada para as radiografias vai variar de acordo com a região de interesse. Radiografias torácicas devem ser realizadas com alto kVp e com o máximo de mA que o equipamento permitir. Isso resulta em um tempo de exposição mais curto possível. O tórax tem alto contraste do objeto inerente, e uma técnica com alto kVp e baixo mAs é bem adequada para avaliação torácica. A exposição deve ser realizada durante o pico da inspiração para garantir aeração pulmonar máxima. Isso proporciona a melhor oportunidade de visualização para a maioria das patologias pulmonares. Radiografias abdominais devem ser realizadas no pico da expiração. O animal fica parado por mais tempo durante as respirações, o que é importante porque as radiografias abdominais costumam requerer maior mAs (portanto maior tempo de exposição) quando comparadas a radiografias torácicas. Isso ocorre porque o abdome dispõe de mais tecidos moles do que o tórax e um menor kVp é utilizado para realçar o contraste da imagem.

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Princípios Gerais de Radiografia

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Uma tabela de técnicas radiográficas deve ser mantida e usada para calcular as configurações ideais do equipamento. Técnicas com kVp variáveis são mais utilizadas com animais porque permitem mais variação na exposição. Assim que uma radiografia ideal de qualquer região de interesse for gerada com kVp e mAs apropriados, uma tabela de técnicas geral pode ser gerada usando a seguinte relação entre kVp e espessura do animal (cm): Até 80 kVp De 80 a 100 kVp Acima de 100 kVp

± ± ±

2 kVp/cm de espessura 3 kVp/cm de espessura 4 kVp/cm de espessura

Para manter uniformidade, as seguintes regras devem ser aplicadas:   

Se reduzir o mAs em 50%, aumente o kVp em 20% Se dobrar o mAs, reduza o kVp em 16% Se a radiografia for útil, mas muito escura ou muito clara, use a regra dos 10%:  Se muito escura, reduza o kVp em 10%  Se muito clara, aumente o kVp em 10%.

Equipamento radiográfico Câmara escura de revelação ruim, chassis e écrans velhos e equipamentos radiográficos com baixa potência são os três principais fatores limitantes da melhora da qualidade radiográfica, no que diz respeito ao equipamento. Uma processadora automática com boa manutenção, manuseio adequado do filme e um sistema filme/chassi moderno eliminam muitas variáveis que afetam a qualidade da imagem de maneira adversa. Em geral, equipamentos mais baratos geram uma corrente menor no filamento (menos mA), que resulta em menor débito de fótons de raios X por unidade de tempo. Isso demanda tempo de exposição maior para determinada espessura ou parte corpórea do animal. No que diz respeito ao tórax e ao abdome, isso aumenta a probabilidade de artefato de movimentação (borramento da radiografia). Isso pode ser melhorado, pelo menos em parte, com o uso de sistemas modernos de filme/ écrans com terras raras (velocidade média a alta) e por otimização da câmara escura. Equipamentos radiográficos devem ser verificados uma vez ao ano por um inspetor licenciado para confirmar a consistência potenciado débito de fótons. O uso dos sistemas digitais está crescendo rapidamente. Já existem muitos produtos para diagnóstico por imagem digital para veterinários e o custo dessa tecnologia está se estabilizando. O investimento em equipamentos de imagem digital de boa qualidade pode trazer melhoramentos consistentes e significativos à qualidade da imagem e maior rendimento. No entanto, investimentos em produtos inferiores e fornecedores que usam formatos de arquivos de imagem fora do padrão da indústria devem ser evitados. O formato de arquivo de imagem DICOM (comunicação de imagens digitais em medicina) é o formato aprovado pelo American College of Radiology (ACR) e pelo American College of Veterinary Radiology (ACVR), e, por muitas razões, é o único formato de arquivo que deve ser considerado. O padrão DICOM permite identificação, armazenamento e compartilhamento de imagens médicas entre as redes locais e a internet de maneira muito eficiente e simples. Imagens geradas

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por qualquer modalidade radiográfica e qualquer fornecedor em conformidade com os padrões DICOM podem ser manuseadas de maneira similar. Há duas categorias básicas de equipamentos com aquisição digital. Radiografia computadorizada usa uma placa com fósforo fotossensível em um chassi. Quando exposto, o chassi é colocado em uma leitora e a imagem é gerada em cerca de um minuto, dependendo do sistema. Radiografia digital direta (RD) compreende uma placa conectada por um cabo a um computador de processamento. A placa, de tamanho similar a um chassi grande, substitui a bandeja autocentrante que fica abaixo da mesa. As imagens são geradas em 3 a 5 segundos e a placa pode ser exposta de novo em cerca de 15 segundos. Outra configuração popular digital direta é o dispositivo de carga acoplada (CCD, do inglês charged couple device), em que um sistema com câmera digital e lente grava (fotografa) a imagem da tela intensificadora (chassi) conforme ela fluoresce durante a exposição. Há diferenças significativas na qualidade da imagem e da execução de sistemas digitais veterinários, em particular dos sistemas CCD de qualidade inferior; portanto, uma investigação grande das opções disponíveis antes da compra é bem recomendada. (Uma inestimável fonte de recursos está em http://animalinsides.com.) Os sistemas de imagem digital têm muitas vantagens sobre os sistemas filme/chassi tradicionais. Pela perspectiva da qualidade de imagem, sistemas digitais têm maior tolerância a erros de exposição. Imagens não diagnósticas causadas por erros de exposição são eliminadas, em particular com a tecnologia de placa digital. Além da tolerância à exposição, sistemas digitais têm faixa dinâmica (latitude da imagem) muito maior quando comparadas aos sistemas filme/chassi tradicionais. A capacidade de manipular a imagem por meio eletrônico permite que a imagem seja normalizada, as regiões que parecem superexpostas ou muito escuras são clareadas e vice-versa. Isso é feito automaticamente de acordo com os parâmetros predefinidos e, em sistemas bem configurados, a maioria das imagens deve aparecer com exposição perfeita. Em qualquer clínica, sobretudo em clínicas com dificuldade de manter qualidade satisfatória das imagens, isso é uma grande vantagem. Há muitas outras vantagens dos sistemas digitais, além da facilidade de armazenamento, compartilhamento e leitura das imagens. A capacidade de revisar as imagens no monitor do computador em qualquer lugar da clínica (e além) em segundos após a geração da imagem faz com que a obtenção de segunda opinião de radiologistas especialistas seja mais fácil que antes e isso é considerado uma vantagem significativa da tecnologia digital. Muitos serviços de interpretação de telerradiologia, alguns fornecidos por fornecedores de equipamentos de imagem e outros por alguns veterinários independentes diplomados pelo ACVR, estão disponíveis. É esperado que o uso desses serviços aumente de forma drástica na próxima década conforme mais clínicas veterinárias se conectem à internet com equipamentos de imagem digital e conexões de internet de banda larga. Além de melhorar a qualidade de imagem, veterinários relatam melhoras significativas de rendimento (taxa de transferência) para o animal com a RD. Já que o chassi de RC tem de passar por uma leitora e isso leva em torno de 1 minuto, apenas melhoras moderadas de rendimento são vistas com o uso de RC.

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Interpretação radiográfica O conhecimento da anatomia normal é essencial antes da interpretação correta de radiografias. Muitos livros-texto estão disponíveis com imagens da anatomia radiográfica normal. Deve-se considerar manter um banco de ossos ou esqueleto montado para auxiliar na anatomia radiográfica. Uma biblioteca de imagens normais pode ser um recurso de grande valor. Quando a patologia for unilateral, radiografias do membro contralateral podem funcionar como controle normal. Da mesma maneira, radiografias de animais normais da ninhada podem ser úteis quando não houver textos de referência disponíveis. O ambiente de leitura das radiografias é particularmente importante. Radiografias analógicas devem ser analisadas em negatoscópios de boa qualidade, em um ambiente silencioso com controle da luz ambiente. Imagens digitais devem ser visualizadas em monitores bem calibrados e de tamanho, brilho e densidade de pixels adequados. As radiografias não devem ser interpretadas com pressa. Tempo e atenção suficientes devem ser dedicados ao exame. As imagens devem ser avaliadas para qualidade radiográfica antes da interpretação. A avaliação inicial das radiografias deve levar em consideração itens como:     

Há projeções suficientes? O posicionamento do animal está adequado? As imagens estão identificadas corretamente? Há artefatos? Há contraste e detalhe suficientes? A porção preta do filme está escura o suficiente?

Uma avaliação sistemática é importante para evitar que anormalidades importantes sejam negligenciadas. A interpretação radiográfica é uma habilidade que requer muito tempo para se dominar. Muitos livros que detalham as manifestações radiográficas das doenças comuns de cães e gatos estão disponíveis, e essas obras devem estar com fácil acesso para os clínicos que estão interpretando. Cursos de educação continuada sobre todos os aspectos da interpretação radiográfica devem ser procurados.

Riscos da exposição radiográfica As clínicas devem cumprir as regulações locais no que diz respeito à segurança de radiação. Luvas e aventais protetores devem ser usados em todos os momentos e por todos os funcionários envolvidos na contenção física dos animais. Alguns estados não permitem funcionários na sala durante a radiografia. Boas práticas radiográficas devem ser empregadas para minimizar a exposição dos funcionários e sob nenhuma circunstância o funcionário deve ser exposto ao feixe primário de radiação. Dosímetros de radiação devem ser usados e as doses de exposição dos funcionários devem ser monitoradas com regularidade.

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Fatores interferentes Medicamentos 



Muitos medicamentos ou compostos prescritos para doenças gastrintestinais são radiopacos, portanto, evidentes nas radiografias simples. Isso pode levar à confusão durante a interpretação radiográfica. Medicamentos utilizados para modificar a motilidade gastrintestinal e medicamentos usados para contenção química podem alterar os padrões de gás do estômago e intestino e podem levar a falsos diagnósticos de doença gastrintestinal.

Condições Anestesia e sedação de animais não cooperativos para radiografias torácicas pode resultar em atelectasia pulmonar temporária relacionada com a anestesia. Isso pode não ser clinicamente importante, mas difícil de diferenciar de patologia real. Isso é exacerbado se o animal for mantido em decúbito lateral por períodos prolongados antes da radiografia.

Técnicas de procedimento ou manuseio Problemas podem surgir por técnica imprópria ou posicionamento inadequado do animal. Um entendimento minucioso sobre a física da radiografia permitirá ao clínico melhor entendimento de como solucionar esses problemas.

Influência das características físicas do animal na realização e na interpretação do procedimento Espécie Sistemas bem detalhados são necessários para avaliar de modo crítico os detalhes trabeculares finos de ossos pequenos, assim como arquitetura pulmonar sutil em gatos.

Raça Cães maiores são mais difíceis de avaliar que os pequenos. A região de interesse pode não caber em um chassi. Uma maior exposição se torna necessária, pois a parte corporal avaliada costuma ser mais espessa (p. ex., coluna vertebral, tórax, abdome, pelve). Se um sistema lento for utilizado ou o equipamento radiográfico for de baixa potência de mA, pode haver artefato de movimentação.

Idade É essencial conhecer as alterações da maturação óssea da idade para interpretar as radiografias corretamente. Animais jovens e magros têm menos gordura abdominal, resultando em imagem com menos contraste, o que algumas vezes compromete a interpretação radiográfica.

Gênero Ao avaliar o sistema urinário inferior de machos, são necessárias imagens de toda a região do períneo e osso peniano.

Contraindicações

Procedimento e cuidados com o animal

Não há contraindicações específicas para radiografias. Deve-se evitar irradiação desnecessária em fêmeas gestantes, principalmente no primeiro trimestre. Apesar de não haver estudos veterinários abrangentes que documentem o risco da exposição diagnóstica para gestação, o senso comum sugere que a irradiação desnecessária deve ser evitada.

Procedimentos específicos estão detalhados em capítulos individuais.

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Antes 

O dono do animal deve ser informado do procedimento e de qualquer necessidade de jejum.

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Muitos exames radiográficos requerem administração de contenção química ou física. Os donos dos animais devem estar cientes dos riscos de sedação quando há comprometimento cardiovascular. Nenhuma preparação específica é necessária para radiografias simples. Coleiras, peiteiras etc. devem ser retiradas antes da avaliação radiográfica. Remover bandagens caso o local necessite. O ideal é dieta zero por 12 h antes de o animal ser submetido à radiografia abdominal eletiva. Para estudos contrastados eletivos que envolvam o abdome, deve-se instituir dieta zero por 12 h e um enema pode ser necessário. Radiografias simples sempre devem ser realizadas antes de qualquer administração de meio de contraste. Isso dá a oportunidade de otimização da técnica radiográfica, garante preparação ideal do animal e funciona como basal para comparações posteriores. Anestesia ou sedação pesada são necessários quando o posicionamento ideal for crítico e quando o animal estiver com dor. Isso é particularmente importante ao se avaliar crânio e coluna vertebral.

Durante 









Para minimizar os efeitos de atelectasia pulmonar por decúbito, os animais que não estejam andando ou moribundos e sejam submetidos a radiografias torácicas devem ser mantidos em decúbito esternal por vários minutos antes da radiografia. Em geral, um mínimo de duas incidências ortogonais é necessário para avaliar uma região. As poucas exceções a essa regra incluem exames realizados na triagem de doenças ortopédicas (p. ex., incidência com pelve estendida para avaliação de displasia coxofemoral, incidência lateral flexionada para avaliação de displasia de cotovelo). A aquisição de incidências radiográficas suficientes é com frequência um aspecto negligenciado da avaliação radiográfica. O posicionamento acurado do animal é muito importante para a obtenção de radiografias de boa qualidade. Radiografias mal posicionadas e com contraste e detalhe ruins aumentam as chances de anomalias serem negligenciadas ou de avaliações incorretas. Isso pode levar a manejo inapropriado do animal. Monitoramento de rotina é necessário para animais sedados ou anestesiados. Animais que recebem contraste intravenoso devem ser monitorados para verificar se há evidências de reação adversa.

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Depois 



Animais que recebem contraste intravenoso correm algum risco, mesmo que mínimo, de desenvolver reação adversa ao iodo e devem ser monitorados para verificar se ocorrem complicações. Náuseas e vômito são as reações leves mais comuns. Anafilaxia e insuficiência renal induzida por meio de contraste são reações adversas incomuns, porém potencialmente graves. Animais que recebem bário por via oral devem ser monitorados para inalação do contraste. Isso é mais importante em animais com disfunção esofágica ou obstrução do trato gastrintestinal superior.

Risco de complicações Poucas complicações estão relacionadas com radiografias. Contenção química e física em conjunto com posicionamento forçado de animais com comprometimento cardiorrespiratório pode resultar em descompensação. O posicionamento forçado de animais com fraturas instáveis (apendicular ou de coluna vertebral) pode agravar lesões nos tecidos moles.

Comunicação dos resultados (laudo) Imagens radiográficas são parte do registro médico legal e devem ser sempre identificados e arquivados. O arquivamento deve estar de acordo com as normas regulamentadoras locais. Uma vantagem significativa do uso de sistemas digitais com padrão DICOM é que os exames são identificados por meio eletrônico. Além disso, os dados do animal só podem ser modificados por softwares de edição de cabeçalho específicos, que em geral só estão disponíveis aos administradores do sistema. Se as imagens forem adquiridas e armazenadas em formato digital, deve-se considerar a garantia de que os recursos de armazenamento adequados e redundância do sistema estejam disponíveis. Servidores de arquivos devem usar a configuração RAID (conjunto redundante de disco independentes) para minimizar as chances de perda de dados associadas a falhas em discos rígidos. Planejamento adequado no que diz respeito à recuperação de desastres é obrigatório e deve incluir algum tipo de armazenamento fora do local físico.

Ian D. Robertson

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Indicações para realização de ultrassonografia

Princípios físicos da ultrassonografia

A ultrassonografia é muito realizada em medicina veterinária como um procedimento diagnóstico complementar à radiografia para um grande número de doenças. No entanto, a ultrassonografia pode ser utilizada como modalidade única para a detecção de pequenos volumes de líquido pleural ou peritoneal livres, detecção de gestação inicial e determinação de viabilidade fetal, assim como diagnóstico de piometra. Tanto a radiografia quanto a ultrassonografia fornecem informações sobre o tamanho, o formato e a localização de órgãos. No entanto, a ultrassonografia é superior à radiografia para exame das estruturas internas dos órgãos e diferenciação entre lesões preenchidas com líquido e lesões sólidas. Indicações frequentes para realização de ultrassonografia abdominal incluem:

Ondas mecânicas produzidas pela expansão e contração dos cristais piezoelétricos dentro do transdutor, ou probe, são transmitidas para dentro do corpo e refletidas pelas estruturas internas. A onda mecânica do feixe sonoro refletido, ou eco, é transmitida de volta ao transdutor e convertida em sinal elétrico pelo efeito piezoelétrico. O sinal recebido contém informações sobre a intensidade, a profundidade e a frequência do feixe que permite a formação da imagem dos órgãos internos. A intensidade ou amplitude do eco que retorna determina a tonalidade de cinza, de branco até preto, que será atribuído às diversas estruturas. Alterações na impedância acústica do feixe conforme ele passa pelas diferentes estruturas e órgãos determinam quanto do feixe sonoro é refletido de volta ao transdutor. Estruturas muito refletivas como ar ou osso são hiperecogênicas ou brancas. Líquidos como urina ou bile permitem transmissão quase completa do feixe e, portanto, aparecem pretas. As impedâncias variáveis de diferentes estruturas parenquimatosas, como fígado, baço e rins, resultam em tons diferentes de cinza atribuídos a cada um. O feixe de ultrassom é produzido como onda mecânica com frequência, velocidade e comprimento de onda. A velocidade do som pelo corpo é dada como constante de 1.540 m/s e essa velocidade é usada para cálculos nos aparelhos ultrassonográficos. A frequência é o número de ciclos por segundo e é expressa em hertz (Hz) ou megahertz (MHz). Hoje, as frequências dos transdutores variam em geral entre 2 e 17. Existem transdutores de frequência muito alta (20 a 100 MHz) para propósitos especializados. Transdutores de frequência alta têm comprimento de onda pequeno (expresso em milímetros) e transdutores de baixa frequência tem comprimento de onda maior: quanto menor o comprimento de onda, mais resolução e menos profundidade de penetração haverá. Um exemplo desse princípio é a necessidade de transdutores de baixa frequência para examinar o fígado de cães grandes. Há uma relação inversa entre obtenção de alta resolução e boa profundidade de penetração. Portanto, equipamentos de ultrassonografia devem estar equipados com múltiplos transdutores para o exame de diferentes regiões do corpo e animais de diferentes tamanhos. O tipo de transdutor mais utilizado hoje em dia é o transdutor eletrônico. Existem vários formatos, formas e tamanhos. Transdutores setoriais têm um campo de visão em formato de fatia de pizza com o campo mais próximo estreito e o campo mais profundo, largo. Esses são ideais para avaliar estruturas profundas ou entre as costelas, como em ecocardiografia. Transdutores lineares produzem um campo de visão retangular com excelente imagem no campo próximo para examinar estruturas superficiais. Esses transdutores são ideais para avaliar estruturas musculoesqueléticas e órgãos abdominais superficiais como baço e intestino ou a parede da bexiga. Os transdutores

             

Doença hepática Icterícia Pancreatite Detecção de shunts portossistêmicos Determinação da origem de massas abdominais Vômito crônico e diarreia Insuficiência renal Obstrução do trato urinário Detecção de piometra Prostatomegalia Hiperadrenocorticismo Estadiamento de câncer Obtenção de amostras de tecidos guiada por ultrassonografia Detecção de pequeno volume de líquido livre.

O exame ultrassonográfico do tórax não está limitado a ecocardiografia. A superfície pulmonar, assim como sua arquitetura interna, pode ser examinada por ultrassonografia em algumas situações. Além disso, massas no mediastino cranial também podem ser detectadas. Apesar de bem estabelecida na medicina esportiva de equinos, a ultrassonografia é utilizada com mais frequência em ortopedia de pequenos animais para o diagnóstico de muitas doenças musculoesqueléticas. O diagnóstico de traumatismo tendíneo ou ligamentar dos membros anteriores e posteriores é bem facilitada com a ultrassonografia. Ultrassonografia ocular se tornou parte integral do exame oftálmico para detecção de descolamento de retina, doença retrobulbar e outras manifestações intraoculares. A obtenção de amostras guiadas por ultrassonografia é, com frequência, realizada com punção aspirativa por agulha fina ou biopsia com agulha Tru-cut de muitos órgãos e estruturas. Punções aspirativas por agulha fina para citologia podem ser realizadas na maioria dos órgãos e estruturas, desde que órgãos adjacentes e vasos não obstruam a região de interesse.

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Princípios Gerais de Ultrassonografia

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têm uma superfície retangular, o que nem sempre permite avaliação de todas as partes do abdome, em especial fígado, ocasionada pela conformação do corpo no abdome cranial. Transdutores convexos são lineares curvilíneos com a extremidade do transdutor pequena e curvada, ideal para avaliar o abdome inteiro de cães e gatos.

Preparação e cuidados com o animal Os pelos retêm o ar e prejudicam o contato entre a pele e o transdutor e a transmissão do feixe ultrassonográfico. Por isso, o pelo da região a ser examinada deve ser retirado. A higienização da pele com álcool (não mais de 70%) melhora a transmissão com ou sem gel para contato. Animais com pelo fino ou ralo podem ser examinados apenas com aplicação de álcool. Os donos dos animais devem estar cientes de que na maioria dos casos é necessário fazer tricotomia. Os animais devem ser mantidos em dieta zero por 12 h antes do exame. Água pode ser fornecida até algumas horas antes do exame, exceto em situações especiais como distensão gástrica ou esvaziamento retardado. Uma bexiga moderadamente repleta é necessária para exame completo do sistema urinário. No entanto, a bexiga cheia demais pode impedir exame da bexiga, bem como do resto do abdome.

Técnica A qualidade da ultrassonografia depende muito de quem realiza o exame e, se comparada às radiografias, exige vasta experiência para realizar o procedimento e para reconhecer e interpretar os achados. Um bom conhecimento de anatomia seccional é necessário, pois as imagens são obtidas em fatias pelo organismo. Além disso, uma excelente coordenação dos olhos e mãos e destreza com o transdutor são vantagens. A qualidade da imagem depende de múltiplos fatores, como qualidade do equipamento e do transdutor, seleção do transdutor para a parte a ser examinada e ajuste correto das configurações do aparelho, assim como experiência do ultrassonografista. Os animais em geral são examinados sem sedação e são posicionados em decúbito dorsal ou lateral direito. Posições alternadas podem ser necessárias para examinar certas regiões do abdome, dependendo das circunstâncias e da conformação do animal. As imagens ultrassonográficas podem ser exibidas em vários modos em tempo real. Os mais comuns estão descritos a seguir.

dade. Esse modo, com frequência, é utilizado em ecocardiografia para examinar movimentos das valvas cardíacas e das paredes ventriculares.

Ultrassonografia com Doppler Os eritrócitos dentro dos vasos refletem o feixe de ultrassom. Como as células estão se movendo e o transdutor está fixo em uma posição, a frequência dos ecos que retornam é deslocada da que vem da fonte. Esse desvio Doppler é registrado pelo aparelho e é negativo se o sangue estiver se afastando do transdutor e positivo se estiver se aproximando. Portanto, é possível determinar a existência, o sentido e a velocidade do sangue em movimento. O fluxo sanguíneo pode ser exibido em formato espectral ou em mapa colorido. No formato espectral, as ondas venosas e arteriais podem ser observadas nos eixos x e y ao longo do tempo para análises quantitativas e semiquantitativas. O Doppler colorido mapeia os deslocamentos de frequência como vermelho ou verde sobre a imagem bidimensional em escala de cinza, permitindo apreciação da anatomia e regiões de fluxo sanguíneo simultaneamente.

Fatores interferentes Ar Ar subcutâneo ou feridas e defeitos na pele podem impedir bom contato do transdutor e transmissão do som. No entanto, são problemas pouco frequentes. O trato gastrintestinal repleto de gás pode ser uma barreira importante ao exame completo do abdome. Segmentos intestinais repletos ou dilatados com gás prejudicarão a visualização de muitos órgãos. Além disso, o mesentério e pequenos linfonodos não serão visualizados. Excitação, aerofagia ou gastrenterite podem levar a essa situação.

Bário O bário não deve ser administrado antes de um exame de ultrassom, pois prejudica a transmissão do som fazendo com que regiões do abdome e do trato gastrintestinal não sejam visualizadas.

Pelos Pelos são uma barreira importante à transmissão do feixe ultrassonográfico. Mesmo pequenas quantidades de pelos deixadas pela tricotomia podem causar interferência. Molhar a área com álcool (< 70%) pode melhorar o contato.

Escala de cinza bidimensional

Obesidade

Os múltiplos pontos ao longo de múltiplas linhas paralelas correspondem à intensidade dos ecos que retornam, os quais têm atribuição de diversas tonalidades de cinza. Os ecos mais fortes são brancos, enquanto os mais fracos são pretos. A profundidade de cada ponto em cada linha na imagem é determinada pelo tempo que o eco em cada posição leva para retornar ao transdutor. As linhas múltiplas formam uma fatia de tecido vista no monitor.

Grandes quantidades de gordura subcutânea e intra-abdominal comprometem bastante a qualidade da imagem. Transdutores de baixa frequência são necessários e a resolução se torna baixa. Em alguns animais obesos, ultrassonografia intracavitária com o uso de transdutores endoscópicos pode ser necessária. Caso contrário, tomografia computadorizada é uma boa alternativa para avaliar o tórax e o abdome de animais obesos.

Modo-M

É difícil fazer uma ultrassonografia de animais com abdome agudo por causa da constante tensão abdominal como resultado de dor ou desconforto. Examinar alguns desses animais é impossível nessas circunstâncias. Muitas vezes é feita pré-medicação com analgésicos para que o exame possa ser realizado.

O transdutor é mantido na mesma posição e uma linha relacionada com o tempo é exibida sobre o formato em escala de cinza. A imagem resultante é mostrada em um eixo x e y e se move no eixo x ao longo do tempo. O eixo y representa a profundi-

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Dor

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Respiração ofegante e movimentação do animal A respiração ofegante pesada ou a movimentação dos animais não cooperativos fazem com que o exame seja frustrante e, muitas vezes, curto e incompleto. A sedação pode ser necessária se a respiração ofegante ou o comportamento inadequado não puderem ser controlados.

Artefatos O exame ultrassonográfico produz mais artefatos que a radiografia convencional, por isso é importante reconhecer os artefatos comuns para interpretar as imagens corretamente. Artefatos podem levar à interpretação errônea de estruturas normais. No entanto, alguns artefatos podem ser úteis e auxiliar o ultrassonografista a reconhecer certas estruturas ou anormalidades. Os artefatos mais comuns estão descritos a seguir.

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como sedimento hiperecogênico no lúmen apesar de os ecos serem, na verdade, oriundos da parede da bexiga.

Risco de complicações Não há complicações na realização de ultrassonografias de rotina nas variações de frequência utilizadas. Animais instáveis, sobretudo aqueles com dor ou dificuldade respiratória, não conseguem aguentar um exame prolongado. Além disso, examinar esses pacientes nas posições convencionais pode não ser possível. Animais com dispneia podem precisar ficar em decúbito esternal para exame do tórax. Procedimentos intervencionistas podem causar sangramentos pequenos. Antes de realizar biopsias, deve-se verificar o coagulograma do animal.

Reverberação

Documentação

Quando o feixe sonoro encontra estruturas muito refletivas, os ecos são refletidos várias vezes indo e voltando entre o transdutor e a estrutura refletiva. Isso é comum em estruturas cheias de gás e resulta em regiões hiperecogênicas ocorrendo com regularidade distal à origem do artefato. Estruturas distais ao intestino preenchido por gás são, portanto, difíceis de avaliar.

O exame ultrassonográfico exige documentação para fins de manutenção de registros e laudos. Diferente das radiografias, que podem ser arquivadas e reavaliadas por outro indivíduo anos depois, é mais difícil preservar as ultrassonografias. Um relatório escrito sobre os achados e diagnósticos deve ser arquivado por meio eletrônico ou em papel no arquivo do animal. Arquivos eletrônicos em um Sistema de Comunicação e Arquivamento de Imagens (PACS) estão se tornando cada vez mais comuns na prática veterinária desde o advento da tecnologia de imagem digital. Aparelhos de ultrassonografia modernos em geral permitem que imagens e vídeos sejam salvos em formato DICOM (comunicação de imagens digitais em medicina) para arquivamento em PACS. É necessário realizar cópias de segurança (backups) desses equipamentos de arquivamento. Imagens também podem ser impressas e arquivadas no prontuário do animal. Imagens ultrassonográficas estáticas são difíceis de ser interpretadas, pois representam apenas uma parte do exame. Documentação em vídeo é preferível, pois o exame completo pode ser revisto em data posterior. Bibliotecas de vídeos, no entanto, demandam boa organização e espaço para manutenção e recuperação fácil dos exames. Armazenamento eletrônico de múltiplas imagens em forma de clipe é preferível por usar menos espaço em uma biblioteca de vídeos.

Imagem em espelho O fígado com frequência é visto no monitor como uma imagem em espelho dele mesmo no lado oposto do diafragma. Isso ocorre porque o diafragma é uma superfície altamente refletiva, o que faz com que o feixe sonoro fique indo e voltando entre o diafragma e o fígado. Esses ecos levam mais tempo para retornar ao transdutor e, por isso, estão posicionados mais profundamente na imagem do que de fato estão.

Reforço acústico Um feixe de ultrassom que atravessa uma estrutura preenchida com líquido não é atenuado da mesma maneira que um que atravessa uma estrutura sólida. Portanto, a intensidade do sinal distal à vesícula biliar, por exemplo, é maior e essa região do fígado vai parecer hiperecoica em relação ao parênquima adjacente.

Sombreamento Ecogenicidade reduzida ocorre distalmente a objetos muito refletivos de tal modo que o feixe é refletido ou absorvido por completo, resultando em perda de sinal do eco de retorno. Isso pode ocorrer distalmente a estruturas mineralizadas nos tecidos moles, urólitos, gás ou corpos estranhos sólidos (madeira, plástico, material sintético).

Artefato de espessura de corte Visto que a espessura do feixe de ultrassom cria uma imagem em fatia, partes diferentes do mesmo objeto são registradas como sendo do mesmo corte. Na bexiga, isso pode aparecer

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Segurança Procedimentos ultrassonográficos diagnósticos de tórax e abdome com equipamentos disponíveis comercialmente e nas variações de frequências utilizadas não têm sido associados a problemas relacionados com saúde. Os procedimentos são seguros e não invasivos.

Lorrie Gaschen

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Exames Laboratoriais e Procedimentos Diagnósticos em Cães e Gatos

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Densidade da Urina, 208 Desobstrução Nasolacrimal, 211 Detecção de Anticorpos contra Plaquetas, 213 Determinação da Pressão Sanguínea | Não Invasiva e Invasiva, 215 Dímero D, 219

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Exames Laboratoriais e Procedimentos Diagnósticos em Cães e Gatos



Densidade da Urina Karen E. Russell

Considerações básicas Tipo de amostra

Indicações Avaliação da função renal, verificando a capacidade dos rins de concentrar urina.

Urina.

Contraindicações Explanação sobre o teste e fisiologia relacionada A concentração apropriada de solutos na urina requer função renal adequada, cuja eficiência depende da ingestão de líquido, da filtração glomerular, da reabsorção e da secreção tubular renal, da liberação e resposta à vasopressina e da magnitude da perda de líquido extrarrenal. A reabsorção e a secreção tubular renal de solutos e água regulam o equilíbrio e a concentração total de solutos na urina. Em animais saudáveis, espera-se que a concentração de solutos na urina aumente quando os rins conservam água e diminua quando aumentar a eliminação hídrica. Solutos urinários incluem eletrólitos (p. ex., sódio, potássio, cloreto, cálcio, magnésio, fósforo, sulfato, NH4⫹) e metabólitos [p. ex., ureia, creatinina (Cr), ácido úrico]. A concentração de solutos na urina pode ser mensurada por meio do cálculo da osmolalidade ou mediante refratometria. A mensuração da osmolalidade é o padrão-ouro; a refratometria tem estreita correlação com a osmolalidade. A densidade (ou gravidade específica) da urina (DU), como parte de um exame de urina completo, é determinada por refratometria, sendo a técnica mais comum de avaliação da capacidade dos rins de concentrar os solutos da urina. A DU do plasma e do filtrado glomerular varia de 1,008 a 1,012. Nesse intervalo, a DU configura isostenúria, indicando a incapacidade dos rins de concentrar a urina. Hiperestenúria ou barúria indica urina concentrada, com DU aumentada e bem mais elevada do que a do filtrado glomerular ou do plasma. Espera-se notar hiperestenúria (⬎ 1,035 em cães e ⬎ 1,040 em gatos) em casos de desidratação. A hipostenúria (DU: 1,001 a 1,007) indica amostra de urina diluída, com densidade mais baixa do que a do filtrado glomerular ou do plasma. Clinicamente, pode ser mais relevante referir-se à capacidade dos rins de concentrar ou diluir a urina como maximamente concentrada, adequadamente concentrada, suspeita ou inadequada, quando a densidade é interpretada juntamente com o estado de hidratação e com outros achados constatados no paciente. A refratometria mensura a relação do índice de refração da urina comparado ao da água e depende da quantidade, do tamanho e do peso das partículas. A mensuração do índice de refração depende da temperatura. A maioria dos refratômetros destinados ao uso clínico é desenvolvida para ter bom desempenho à temperatura de 16° a 38°C. Há refratômetros desenvolvidos especificamente para espécies veterinárias. Estes apresentam duas escalas para DU: uma para urina de cães e grandes animais e outra para urina de gatos. Algumas tiras reagentes propiciam a determinação da DU, mas não são confiáveis para uso em espécies veterinárias.

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Não há.

Risco de complicações Não há.

Orientação ao cliente 



A DU pode ser utilizada para determinar se os rins podem concentrar a urina adequadamente, o que é uma indicação da função renal. Os resultados devem ser interpretados com o estado de hidratação do paciente e as concentrações de BUN e de creatinina Se a urina for coletada pelo proprietário, deve-se fornecer a ele um frasco apropriado, de modo a evitar possível contaminação com detergente, desinfetante ou outras substâncias.

Sistemas corporais avaliados   

Endócrino e metabólico Hepatobiliar Urinário.

Amostragem Coleta 



É necessária apenas uma gota de urina, obtida por qualquer método A urina deve ser coletada antes de procedimentos diagnósticos ou da administração de medicamentos.

Técnica 



A urina deve ser coletada em um frasco limpo e seco, hermeticamente fechado e livre de possíveis contaminantes (p. ex., detergente, desinfetante). O frasco deve ser identificado com informações apropriadas (p. ex., dados do paciente e do proprietário; data, horário e método de coleta) A urina deve ser examinada no período de 1 a 2 h após a coleta.

Armazenamento 





Se não for possível realizar o exame logo após a coleta, a amostra deverá ser refrigerada Armazene a amostra em um frasco capaz de protegê-la da luz e hermeticamente fechado Amostras refrigeradas devem ser aquecidas à temperatura ambiente antes do exame, pois a urina fria é mais densa e tem DU mais alta do que a urina aquecida.

Estabilidade Urina refrigerada armazenada por até 8 h pode ser adequada para exame.

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Exames Laboratoriais e Procedimentos Diagnósticos em Cães e Gatos

Procedimento Preparação do paciente Medicação ou preparação do pré-procedimento Não há.

Anestesia ou sedação 

 



Recomenda-se anestesia tópica (p. ex., cloridrato de proparacaína) em todos os casos Em cães, pode ser necessário sedação Geralmente, a sedação é necessária em gatos porque o procedimento é dificultado pelo reduzido tamanho do orifício nasolacrimal Pode ser preciso anestesia geral ou sedação se houver obstrução ou se o animal se mostrar relutante. Pode ser necessária sedação intensa ou anestesia geral, principalmente se a força necessária para desobstruir causar desconforto ao animal.

Posicionamento do paciente 



É mais fácil realizar o procedimento com o paciente em decúbito lateral O procedimento pode ser realizado com o paciente em decúbito esternal.

Monitoramento do paciente Monitoramento de rotina para anestesia e sedação.

Equipamentos ou materiais  

 

 

Anestésicos tópicos (p. ex., cloridrato de proparacaína) Cânulas lacrimais utilizadas em pessoas (cães: calibre 22 a 23; gatos: calibre 24 a 27) ou a parte flexível de cateter intravenoso calibre 22 a 24 Seringas de 3 a 6 mm Solução fisiológica estéril ou lágrimas artificiais, utilizadas na drenagem Lâminas de vidro para microscópio limpas Cotonetes.

Técnica  

 











Identifique o orifício lacrimal nas pálpebras inferior e superior Geralmente, o orifício da pálpebra superior é mais acessível em cães e gatos Instile anestésico tópico Com uma das mãos, mantenha o olho do paciente aberto enquanto desliza e everte a pálpebra, de modo que o orifício possa ser visualizado Com a outra mão, segure a seringa e a cânula, de modo que possa injetar a solução de drenagem imediatamente à medida que insere a cânula no orifício superior Mantenha a mão que segura a seringa (ou a mão que afasta a pálpebra) contra a cabeça do animal e segure a seringa de maneira menos tensa, a fim de minimizar o trauma ao ducto em caso de movimentação da cabeça Certifique-se de que a pálpebra esteja esticada e a cânula inserida no orifício e abaixo dos canalículos Mantenha a cânula paralela ao canalículo e à margem palpebral, pois isso facilita a passagem da cânula e evita a obstrução causada pela parede dos canalículos Geralmente, a obstrução da extremidade da cânula contra a parede dá uma falsa impressão de que há obstrução patoló-

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gica. Em caso de dúvida, movimente a extremidade lentamente para trás e para a frente durante a drenagem Instile a solução cuidadosamente e observe a sua drenagem no orifício inferior Nesse momento, oclua o orifício inferior aplicando discreta pressão digital e mantenha a irrigação. Em seguida, o líquido deve ser eliminado pelas narinas Se a solução surgir nas narinas, continue a aplicar cuidadosa pressão até perceber que há obstrução Interrompa imediatamente o procedimento se o animal demonstrar desconforto ou resistência Não aplique força excessiva durante a drenagem do ducto. Se não for possível estabelecer um ducto patente, institua terapia medicamentosa e repita a drenagem ou realize anestesia geral e testes diagnósticos auxiliares para determinar o problema.

Manuseio da amostra A secreção mucopurulenta eliminada do ducto após a drenagem deve ser coletada para exame citológico, bem como para cultura bacteriana e antibiograma.

Cuidados pós-procedimento apropriados Monitoramento do paciente após o procedimento Conforme necessário para sedação ou anestesia.

Cuidados de enfermagem Conforme necessário para sedação ou anestesia.

Modificação da dieta Não há.

Medicações necessárias Não há.

Restrições de atividades Não há.

Tempo de recuperação estimado Imediato.

Interpretação Achados normais ou variações O líquido deve passar facilmente por ambos os orifícios e ser observado nas narinas externas ou no interior da nasofaringe.

Valores anormais 



Provavelmente há obstrução se o líquido não alcançar a saída de ambos os orifícios, narinas ou nasofaringe A falha na passagem de líquido pode indicar dacriocistite, corpo estranho no aparelho nasolacrimal, estenose do ducto nasolacrimal, incapacidade congênita de produzir lágrima ou massa obstruindo o ducto nasolacrimal.

Valores críticos Não há.

Fatores interferentes Medicamentos que podem alterar os resultados do procedimento Não há.

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embora raro, parece que gatos mais idosos podem ser hipertensos sem que apresentem uma doença que, sabidamente, provoque elevação da pressão sanguínea. É possível verificar hipotensão quando há qualquer anormalidade que cause choque (p. ex., anafilaxia, traumatismo, hemorragia, sepse) e também devido à administração de alguns medicamentos (p. ex., anestésico, vasodilatador arterial). Pode-se mensurar a pressão sanguínea diretamente (também denominada mensuração invasiva) ou indiretamente (mensuração não invasiva). O modo mais comum de realizar a mensuração direta da pressão sanguínea é introduzir um cateter em uma artéria e, em seguida, conectá-lo a um transdutor de pressão externo. Menos comumente, o transdutor de pressão situa-se no próprio cateter (diretamente na extremidade do cateter). A mensuração direta da pressão sanguínea requer habilidade na colocação adequada do cateter, bem como na obtenção de leituras confiáveis e, em geral, não é apropriada para uso de rotina em pacientes acordados. Dois principais métodos são utilizados para realizar a mensuração indireta da pressão sanguínea: com Doppler e oscilométrica. O Doppler é bem apropriado para gatos e cães, e as leituras podem ser obtidas com ampla variação de valores de pressão. Infelizmente, é raro obter a leitura diastólica; assim, o Doppler quase sempre fornece informação incompleta sobre a pressão sanguínea. Equipamentos oscilométricos registram a pressão sanguínea diastólica, sistólica e, geralmente, a pressão sanguínea arterial média. Nota-se que geralmente são menos acurados do que o Doppler, mas aparelhos mais novos são mais promissores. Como há menor tempo de preparação quando se empregam equipamentos oscilométricos, eles servem bem para exames de triagem.

Indicações 



  



Quando há sinais de lesão de órgãos-alvo, como hemorragia e/ou descolamento de retina, hipertrofia cardíaca de origem desconhecida ou sintomas neurológicos No caso de doenças que, sabidamente, provoquem hipertensão, como doença renal, hipertireoidismo e hiperadrenocorticismo Em pacientes sob cuidados críticos Anestesia Administração de medicamentos que, sabidamente, influenciem a pressão sanguínea Pacientes geriátricos, especialmente gatos.

Contraindicações  

Mensuração indireta da pressão sanguínea: não há Mensuração direta da pressão sanguínea: distúrbios hemorrágicos implicam contraindicação para mensuração direta da pressão sanguínea, devido ao risco de hemorragia causada pela punção arterial.

Risco de complicações

  

Orientação ao cliente Não há.

Sistemas corporais avaliados Cardiovascular.

Procedimento Preparação do paciente Medicamento ou preparação do pré-procedimento Não há necessidade para a mensuração indireta. No caso da mensuração direta, deve-se realizar tricotomia e preparação asséptica do local da punção arterial.

Anestesia ou sedação Em geral, não é desejável. Se for necessário obter leitura da pressão sanguínea em um paciente consciente, a infiltração de anestésico local pode facilitar a introdução do cateter arterial. O anestésico local também minimiza o espasmo arterial em pacientes sedados ou anestesiados.

Posicionamento do paciente 



Mensuração direta da pressão sanguínea  

Hemorragia no local da punção arterial Formação de hematoma no local da punção (pode ser extenso se for utilizada a artéria femoral)

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É ideal que o local onde a pressão sanguínea será mensurada esteja no nível do coração Para aparelho oscilométrico de pressão sanguínea, é fundamental que não se aplique peso à sua extremidade por ocasião da leitura.

Monitoramento do paciente 

Não há necessidade no caso de mensuração indireta. No caso de mensuração direta da pressão sanguínea, é necessário que a patência seja mantida e o local inspecionado quanto à evidência de hemorragia.

Equipamentos ou materiais 



Mensuração indireta da pressão sanguínea: instrumento para oscilometria ou Doppler Mensuração direta da pressão sanguínea: transdutor de pressão na extremidade do cateter ou cateter arterial com transdutor de pressão externo.

Técnica Mensuração indireta 



 

Mensuração indireta da pressão sanguínea Não há.

Dor relacionada com a venopunção Trombose e tromboembolia arterial, potencialmente Infecção no local da punção.

 

Mensuração com Doppler (Figura 1) Faça tricotomia no local onde pretende mensurar a pressão sanguínea (área imediatamente abaixo do coxim metacarpiano ou metatarsiano, parte ventral da cauda) Aplique gel de ultrassonografia ao transdutor Ajuste o manguito na região acima do transdutor (a largura do manguito deve corresponder a 30 a 40% da circunferência do membro), fixado ao esfigmomanômetro Posicione o transdutor de modo a obter um sinal arterial Infle o manguito até que o sinal não mais seja audível e, em seguida, esvazie-o até que o sinal reapareça. A pressão que corresponde ao retorno do sinal é considerada a pressão sistólica. Continue a esvaziar o manguito; em casos raros é

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imunofiltração específico para caninos e para uso rápido no local de atendimento não está mais disponível.

 

Indicações 



 

Marcador específico da fibrinólise: indica a produção de trombina (produz fibrina com ligações cruzadas via fator XIIIa) e plasmina (para liberar produtos de degradação das ligações cruzadas que contenham o dímero D) Marcador ante mortem de trombose: a fibrina com ligações cruzadas somente pode ser lisada após o início do processo de coagulação para formação de coágulo Teste diagnóstico auxiliar para CID Marcador indireto para hipercoagulabilidade: a hipercoagulabilidade é definida como ativação patológica da cascata da coagulação (e trombina) sem formação evidente de coágulo. É considerado um estado trombótico; isto é, o animal está predisposto à formação de trombos.

Valores anormais Valores acima do intervalo de referência.

Valores críticos Não há.

Fatores interferentes Medicamentos que podem alterar os resultados ou interpretação 





Não há. Não há.



Sistemas corporais avaliados Hematológico, linfático e imunológico.

Amostragem





Coleta 1 a 3 mC de sangue venoso. 

Técnica A escolha do tubo depende do tipo de teste. Verifique com o laboratório qual a preferência  O soro deve ser coletado em tubo especial para a coleta de PDF que contenha inibidor de fibrinólise. Dímeros D podem se ligar ao coágulo e reduzir a concentração mensurada artificialmente  Plasma: citrato, heparina ou EDTA. O citrato é o anticoagulante preferido.

Armazenamento  

Refrigere a amostra para armazenamento a curto prazo Congele a amostra para armazenamento a longo prazo.

Estabilidade 



Refrigerada (2° a 8°C): 1 dia com base em dados humanos, mas pode ser mais longo para animais Congelada (⫺20°C ou menos): 3 meses com base em dados humanos, mas pode ser mais longo para animais.

Protocolo

Substâncias que alteram a fisiologia Fármacos fibrinolíticos (p. ex., estreptoquinase e ativador de plasminogênio tecidual) aumentam a concentração de dímero D por induzirem a lise de coágulos.

Condições que podem alterar os resultados 

Orientação ao cliente Não há.

Substâncias que interferem na metodologia do teste

Não há.

Contraindicações Risco de complicações

Gatos: ⬍ 0,25 ␮g/mC (⬍ 250 ng/mC) Os intervalos de referência podem variar de acordo com cada teste.

Proteases neutrofílicas (elastase, catepsina G) liberadas nos estados inflamatórios em pacientes humanos podem causar falso-positivo (pela fibrinólise) ou falso-negativo (pela degradação do dímero D) Raramente, gamopatias monoclonais em pacientes humanos têm sido associadas a reações falso-positivas para dímero D Coagulação extravascular com fibrinólise subsequente (p. ex., hemorragia em tecidos ou cavidades corpóreas) pode aumentar a concentração do dímero D Qualquer condição associada à formação e quebra de fibrina, fisiológica (p. ex., cicatrização de feridas) ou patológica (p. ex., neoplasia), pode aumentar a concentração do dímero D Doença hepática pode aumentar a concentração do dímero D por redução da depuração.

Técnicas de coleta ou manuseio que podem alterar os resultados Não coletar o sangue em tubo para a coleta de PDF irá levar a um falso aumento na concentração do dímero D nas amostras de soro (a fibrinólise in vitro não será inibida).

Influência das características físicas 

Espécie

Não há. 

Raça

Não há. 

  

Idade As concentrações podem ser altas em neonatos As concentrações aumentam com a idade em humanos.

Gênero

Não há. 

Prenhez

Não há.

Aumentada em humanos.

Interpretação



Achados normais ou variações 

Cães: ⬍ 0,25 ␮g/mC (⬍ 250 ng/mC)

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Limitações do teste Alguns cães e gatos clinicamente saudáveis têm valores de dímero D aumentados em testes de aglutinação em látex. Esse fato não tem causa conhecida (pode ser falso-positivo)

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Exames Laboratoriais e Procedimentos Diagnósticos em Cães e Gatos aborda mais de 275 procedimentos, exames laboratoriais (incluindo os de sangue, urina e fezes), radiográficos, ultrassonográficos e endoscópicos. Cada tópico é elaborado por um especialista na área e fornece informações essenciais sobre a fisiologia relacionada ao tema, bem como indicações, contraindicações, riscos de complicações e orientações ao proprietário do animal. Os tópicos sobre procedimentos diagnósticos apresentam um texto de alta relevância clínica, além de um resumo sobre a realização de cada procedimento e a interpretação dos resultados. Já os capítulos sobre exames laboratoriais apresentam conteúdo abrangente acerca de sua preparação e realização, bem como fatores que os influenciam e uma breve orientação para a interpretação dos resultados. A apresentação prática do texto, que é organizado em ordem alfabética, facilita o acesso a informações, o que torna esta obra essencial na clínica veterinária. Características da obra •

Mais de 275 procedimentos diagnósticos e exames laboratoriais

Acesso rápido e fácil ao conteúdo, indispensável nas clínicas veterinárias

Informações fundamentais sobre fisiologia, indicações, contraindicações, complicações e orientação ao proprietário do animal de estimação

Capítulos elaborados por mais de 100 especialistas

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