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Texto traduzido e impresso, com a autorização do Blackwell Science, Ltda referente a Principles and Practices of Disinfection, Preservation and Sterelization, Terceira Edição, 1999 Editores: A.D. Russell, W.B. Hugo, & G.A.J. Ayliffe

Capítulo 21

Esterilização Gasosa* E.V. Hoxey & N. Thomas 1.

Introdução

2.

Princípios Gerais 2.1 Caraterísticas de um esterilizante gasoso ideal 2.2 Tipos de esterilizante gasoso 2.3 Mecanismo de ação 2.3.1 Agentes alquilantes 2.3.2 Agentes oxidantes 2.4 Principais características dos equipamentos de esterilização 2.4.1 Câmara do esterilizador 2.4.2 Controlador e registrador 2.4.3 Sistema a vácuo 2.4.4 Vaporização e umidificação 2.5 Indicadores biológicos 2.6 Validação 2.7 Controle e monitoração de rotina 2.8 Resíduos dos esterilizantes gasosos

4.2

4.3

3.

Agentes alquilantes 3.1 Óxido de etileno 3.1.1 Perspectiva histórica 3.1.2 Aplicações 3.1.3 Propriedades físicas e químicas 3.1.4 Fatores que afetam a atividade microbicida 3.1.5 Processo de esterilização 3.1.6 Validação e controle de rotina 3.2 Formaldeído 3.2.1 Perspectiva histórica 3.2.2 Aplicação 3.2.3 Propriedades físicas e químicas 3.2.4 Fatores que afetam a atividade microbicida 3.2.5 Processo de esterilização 3.2.6 Validação e controle de rotina 4.

Agentes oxidantes 4.1 Plasma de gás

1.

Introdução

4.4

4.5

5.

Os agentes químicos na forma gasosa têm sido usados para fumigação há mais de 100 anos. As primeiras aplicações foram feitas para desinfecção (Aronson, 1897) e desinfestação (Cotton & Roark, 1928) ou para diminuir a população microbiana em condimentos e borrachas (Griffith & Hall, 1940). Os primeiros registros sobre o uso de produtos químicos gasosos para a esterilização *

4.1.1 Perspectiva histórica 4.1.2 Aplicações 4.1.3 Propriedades físicas e químicas 4.1.4 Fatores que afetam a atividade microbicida 4.1.5 Processo de esterilização 4.1.6 Validação e controle de rotina Peróxido de hidrogênio 4.2.1 Perspectiva histórica 4.2.2 Aplicações 4.2.3 Propriedades físicas e químicas 4.2.4 Fatores que afetam a atividade microbicida 4.2.5 Processo de esterilização 4.2.6 Validação e controle de rotina Ácido Peracético 4.3.1 Perspectiva histórica 4.3.2 Aplicações 4.3.3 Propriedades físicas e químicas 4.3.4 Fatores que afetam a atividade microbicida 4.3.5 Processo de esterilização 4.3.6 Validação e controle de rotina Ozônio 4.4.1 Perspectiva histórica 4.4.2 Aplicações 4.4.3 Propriedades físicas e químicas 4.4.4 Fatores que afetam a atividade microbicida 4.4.5 Processo de esterilização 4.4.6 Validação e controle de rotina Dióxido de cloro 4.5.1 Perspectiva histórica 4.5.2 Aplicações 4.5.3 Propriedades físicas e químicas 4.5.4 Fatores que afetam a atividade microbicida 4.5.5 Processo de esterilização 4.5.6 Validação e controle de rotina

Referência

relatam o uso do óxido de etileno na década de 30 (Gross & Dixon, 1937). Apesar dessa larga experiência com esterilizantes gasosos, os métodos de escolha para esterilização nas aplicações médicas são o uso de temperaturas elevadas, como calor úmido ou seco ou o uso de radiação ionizante

As opiniões expressas neste capítulo são dos autores e não devem ser consideradas políticas da Medical Devices Agency

II – 6.1


(Dewhurst & Hoxey, 1990). Os processos de esterilização que empregam agentes físicos são os preferidos devido à sua relativa simplicidade; as condições necessárias para obter a esterilidade podem ser definidas com rigor e diretamente medidas. Como resultado, os procedimentos são relativamente simples, tanto para demonstrar que um processo definido é capaz de esterilizar um produto especificado (validação) como para controlar e monitorar, demonstrando que o processo validado é reproduzido rotineiramente (veja Capítulo 25). Para os processos de esterilização gasosa, entretanto, não somente as condições físicas, tais como temperatura e pressão, precisam ser controladas e monitoradas, mas também uma variedade de variáveis químicas devem ser levadas em consideração. Dever haver meios disponíveis para liberar o esterilizante gasoso, na forma química apropriada, para todas as partes da carga de esterilização. É preciso prestar muita atenção para obter a concentração necessária de esterilizante e a distribuição do esterilizante por toda a câmara e carga do esterilizador. O esterilizante também deve penetrar no produto. Geralmente, a obtenção dessas condições químicas não pode ser demonstrada através de medições diretas. A validação dos processos de esterilização gasosa inclui, invariavelmente, estudos nos quais os microorganismos de referência depositados em transportadores (indicadores biológicos (Bls)) são expostos a frações do processo de esterilização definido. Além disso, o controle de rotina requer sempre o uso de Bls adicionais, juntamente com a monitoração contínua das variáveis físicas de processo. Pela sua natureza, os esterilizantes gasosos podem ser tóxicos. Alguns esterilizantes gasosos são inflamáveis e/ou explosivos e têm potencial para causar danos ao meio ambiente. Além disso, os resíduos dos esterilizantes podem permanecer nos produtos após a esterilização. Com isso, o uso de esterilizantes gasosos pode requerer precauções de segurança, controle da emissão do esterilizante após o processamento e uma disposição especial para remover os resíduos dos produtos. Entretanto, os métodos físicos de esterilização, que utilizam temperaturas elevadas ou radiação ionizante, não são universalmente aplicáveis. Nem todos os produtos que precisam ser esterilizados conseguem tolerar a exposição a temperaturas que excedam aos 100 ºC, e a radiação ionizante pode produzir alterações químicas indesejáveis em alguns materiais. Há, portanto, uma contínua necessidade por métodos de esterilização que

sejam adequados para os itens sensíveis ao calor, que não influenciem de maneira prejudicial as propriedades dos artigos esterilizados. Tradicionalmente, os esterilizantes gasosos têm sido empregados para esterilizar produtos incompatíveis com o calor úmido, calor seco ou radiação ionizante. O óxido de etileno e o formaldeído são os esterilizantes gasosos mais comuns usados, porém esses agentes possuem limitações e problemas reconhecidos associados ao seu uso. Por essa razão, esterilizantes gasosos alternativos têm sido desenvolvidos de forma que possam ser aplicados nas instalações industriais e nos estabelecimentos de cuidado com a saúde. 2.

Princípios Gerais

2.1 Caraterísticas de um esterilizante gasoso ideal Existem várias características ideais para um processo de esterilização gasosa, incluindo: 1. alta atividade microbicida contra bactérias, incluindo esporos bacterianos, fungos e vírus; 2. extrapolação da cinética da inativação microbiana, a fim de prever o nível de garantia de esterilidade obtido por um processo definido; 3. capacidade de controlar e monitorar todas as variáveis no processo de esterilização; 4. capacidade de penetrar na embalagens; 5. compatibilidade com uma ampla faixa de produtos e materiais; 6. ausência de resíduos deixados nos produtos esterilizados; 7. operação abaixo de 65 ºC; 8. ausência de riscos para os operadores do processo de esterilização; 9. curto tempo de processo; 10. requisitos regulatórios definidos; 11. baixo custo. Nenhum processo de esterilização gasosa disponível apresenta todas essas características. Com isso, selecionar um processo de esterilização gasosa apropriado requer o equilíbrio das vantagens e desvantagens das opções disponíveis. Neste capítulo, devemos considerar o grau no qual os esterilizantes gasosos possuem essas características desejáveis. 2.2 Tipos de esterilizante gasoso Os agentes de esterilização gasosa podem ser classificados como agentes alquilantes e agentes

II – 6.2


oxidantes, com base no seu mecanismo de ação microbicida. Os agentes alquilantes incluem os dois esterilizantes gasosos mais amplamente usados: o óxido de etileno e o formaldeído. Outros agentes alquilantes são: o óxido de propileno (Bruch & Koesterer, 1961), β-propiolactona (Hoffman & Warshowsky, 1958) e o brometo de metila (Kolb & Schneitner, 1950). Esses agentes não são normalmente usados para a esterilização de produtos médicos e não serão considerados neste artigo.

et al. (1997) relataram o renascimento dos esporos tratados com formaldeído aquoso e vapor a baixa temperatura com formaldeído (LTSF), através do tratamento por calor pós-processamento. Isso sugere que o mecanismo de ação do formaldeído é complexo. É interessante observar que o hidróxido de sódio também pode causar o renascimento dos esporos tratados com glutaraldeído (Dancer et al., 1989), sugerindo que o mecanismo de ação preciso dos agentes alquilantes permanece inexplicável. 2.3.2 Agentes oxidantes

Os agentes de oxidação incluem os plasmas de gás, peróxido de hidrogênio, ácido peracético, ozônio e dióxido de cloro. Os registros das propriedades microbicidas desses produtos químicos encontram-se disponíveis já algum tempo, porém as aplicações como esterilizantes é relativamente recente. As propriedades de vários esterilizantes gasosos estão sumariadas na Tabela 21.1. A Tabela 21.2 fornece algumas informações básicas sobre seu uso seguro. 2.3 Mecanismo de ação 2.3.1 Agentes alquilantes Os agentes alquilantes são produtos químicos altamente reativos, que interagirão com vários componentes celulares. Phillips (1949) relatou que a atividade microbicida de um grupo de agentes alquilantes gasosos estava diretamente relacionada à atividade alquilante de cada produto químico. Os sítios de possível reação incluem os grupos amino, sulfidrila e hidroxila das proteínas e os nucleosídeos puros de ácidos nucléicos (Phillips, 1952; Hoffman, 1971; Adams et al. 1981). O formaldeído reage irreversivelmente com os ácidos nucléicos e isso causa a inibição da germinação (Trujillo & David, 1972). O formaldeído reage com os nucleotídeos, ácido ribonucléico (RNA) e ácido desoxirribonucléico desnaturado (DNA), para criar derivativos de monometilol, e com proteínas e ácidos nucléicos para criar polimerização cruzada de metileno que forma as polimerizações cruzadas de nucleoproteínas (Wilkins & MacCloud 1976; Bedford & Fox 1981; Benyajati et al. 1983). O formaldeído não reagirá com o DNA natural, a menos que as ligações de hidrogênio interfilamentares sejam rompidas primeiro (Chattoraj, 1970; Kozlov & Debabov, 1972). Spicher & Peters (1976, 1981) e Wright

Os agentes oxidantes usados como esterilizantes gasosos também são altamente reativos e podem interagir com vários componentes celulares. Mais uma vez, o mecanismo preciso de ação não foi identificado. O peróxido de hidrogênio provavelmente é o agente oxidante que mais tem sido estudado com detalhes. Turner (1983) sugeriu que sua ação seja devido à produção de radicais de hidroxila, os quais reagem com os lipídios das membranas, os ácidos nucléicos e outros componentes celulares. Jacobs (1989) e Mecke (1992) relataram a interação dos radicais livres produzidos em um plasma com componentes celulares importantes, tais como enzimas, ácidos nucléicos e membranas das células. A destruição bacteriana pelo ozônio pode ocorrer como um resultado da ação na superfície da célula, levando à desintegração da parede da célula bacteriana (National Research Council, 1980). O ozônio ataca a glicoproteína, glicolipídio e determinados aminoácidos na membrana bacteriana. O ozônio também rompe a atividade enzimática da célula, reagindo com os grupos de sulfidrilas. Ele também age nos ácidos nucléicos das células, modificando as bases de purina e da pirimidina (Greene et al., 1993). O objetivo primário para a inativação do poliovírus, pelo dióxido de cloro, é o genoma viral (Alvarez & O'Brien, 1982), embora estudos subsequentes com o bacteriófago f2 (Hauchman et al., 1986), bacteriófago ∅ 174 e o poliovírus 1 (Hauchman, 1983) indiquem que os ácidos nucléicos permanecem infectantes após o tratamento com dióxido de cloro. Noss et al. (1986) relatou que o componente da proteína do vírus f2 parece ser o sítio da lesão letal, produzida pelo dióxido de cloro.

II – 6.3


Tabela 21.1: Sumário das propriedades dos esterilizantes gasosos. Esterilizante

Fórmula Química

Nomes Alternativos

Peso Molecular

Ponto de Ebulição (°C)

Óxido de Etileno

C2 H4 0

Óxido de Dimetileno,

44,05

10,8

Oxirano Formaldeído

CH2O

Metanal

30,03

-19,1

Peróxido de Hidrogênio

H2 O 2

-

34,02

150,2

Ácido Peracético

CH2COOOH

Ácido Peroxiacético

76,05

110

Ácido Etanoperoxóico

Ozônio

O3

-

48

-111,35

Dióxido de Cloro

CIO2

-

67,45

11

Tabela 21.2: Sumário das informações de saúde e segurança dos esterilizantes gasosos.

Esterilizante

Publicação sobre Toxicidade

Tipo de Limite de Exposição

Limite de Exposição a Longo Prazo* 6 (partes/10 )

Limite de Exposição a Curto Prazo† 6 (partes/10 )

Óxido de Etileno

International Agency for Research

MEL‡

5

15§

MEL‡

2

2

OES||

1

2

Não estabelecido

-

-

OES||

0,1

0,3

OES||

0,1

0,3

on Cancer (1994) Formaldeído

International Programme on Chemical Safety (1991a)

Peróxido de

International Agency for Research

Hidrogênio

on Cancer (1985)

Ácido Peracético

Ozônio

International Programme on Chemical Safety (1990)

Dióxido de Cloro

International Programme on Chemical Safety (1991b)

* O limite de exposição a longo prazo é especificado em uma média ponderada de 8 horas (Health and Safety Executive, 1996). † O limite de exposição a curto prazo é especificado para um perído de referência de 15 minutos (Health and Safety Executive, 1996). ‡ Um limite máximo de exposição (MEL) é estabelecido em consideração a fatores sócio-econômicos e risco residual à saúde (Health and Safety Executive, 1996). § Nenhum limite de exposição a curto prazo é citado; portanto, este limite é considerado em três vezes o limite de exposição a longo prazo (Health and Safety Executive, 1996). || Um padrão de exposição ocupacional (OES) é um nível no qual não há indicação de um risco à saúde (Health and Safety Executive, 1996).

II – 6.4


2.4 Principais características dos equipamentos de esterilização

podem requerer um sistema de recirculação, para obter e manter uma distribuição uniforme do gás esterilizante por toda câmara e carga.

Embora as especificações detalhadas dos equipamentos dependam do esterilizante empregado, todos os equipamentos de esterilização devem ser projetados para conter esterilizantes tóxicos e potencialmente perigosos para o meio ambiente, como também ser projetados para evitar o risco de incêndios e explosões. Uma norma internacional, que especifica os requisitos de segurança para os esterilizadores, que utilizam gases tóxicos, está sendo preparada (International Electrotechnical Commission, 1996). Além disso, uma norma específica para o esterilizador, que emprega o LTSF, encontra-se disponível (British Standards Institution, 1990) e uma norma para o esterilizador, que utiliza óxido de etileno, está para ser publicada (Comité Européen de Normalisation, 1994a).

2.4.2 Controlador e registrador Os esterilizadores, que utilizam esterilizantes gasosos, possuem controladores automáticos para reproduzirem, consistentemente, o ciclo de esterilização e operarem com segurança. O controlador automático estuda a seqüência dos estágios de operação, que formam o ciclo de esterilização. As variáveis criticas de ciclo são registradas continuamente durante todo o ciclo de esterilização. A função de registro deve ser independente do controlador automático. Ela não deve apenas registrar o funcionamento do controlador, deve fornecer uma verificação independente dos parâmetros críticos, como, por exemplo, uma simples falha em um sensor não pode resultar na aceitação de um ciclo insatisfatório como satisfatório.

As principais características de um esterilizador para o processo de esterilização gasosa são: câmara do esterilizador; controlador automático; registrador para as variáveis de processo, ou seja, temperatura, tempo, concentração do esterilizante, umidade; sistema a vácuo; meios para a geração do esterilizante gasoso e, se necessário, umidade.

2.4.3 Sistema a vácuo Os esterilizadores, que usam esterilizantes gasosos, possuem um sistema de evacuação para remover o ar da câmara e carga no início do ciclo de esterilização. Esse sistema auxilia a penetração do esterilizante por toda a carga e evita que o ar/esterilizante potencialmente inflamável ou explosivo seja misturado na câmara.

2.4.1 Câmara do esterilizador Os artigos são expostos ao esterilizante gasoso em uma câmara selada. A câmara é, geralmente, aquecida para obter uma temperatura controlada e uniforme durante a exposição. O método mais comum de aquecimento é aquele que envolve a câmara em um envoltório, através do qual circulam água ou ar aquecidos. As câmaras menores podem ser aquecidas eletricamente, contanto que não ofereçam um risco de explosão.

Ao final do ciclo de esterilização, o gás esterilizante é removido da câmara e carga, assim a carga pode ser retirada com segurança. Isso é geralmente obtido, evacuando a câmara. Em alguns casos, pulsações alternadas consistindo em evacuação, seguida da admissão de ar ou gás inerte, são empregadas para melhorar a remoção do esterilizante da carga. O gás esterilizante removido da câmara, ao final do ciclo de esterilização, deve ser descartado de maneira segura, e os regulamentos devem restringir a liberação dos gases esterilizantes no meio ambiente (Brandys, 1993).

As câmaras do esterilizador são, normalmente, consideradas vasos de pressão, pois a maioria dos ciclos de esterilização inclui estágios que operam acima ou abaixo da pressão atmosférica. Elas devem ser projetadas e fabricadas para estar em conformidade com os regulamentos de vasos de pressão (International Electrotechnical Commission, 1996).

2.4.4 Vaporização e umidificação O esterilizante gasoso pode ser gerado in situ ou ser fornecido: (i) como sólido; (ii) como líquido ou solução ou (iii) como um gás liquefeito em cilindros pressurizados. Nos três últimos casos, é comum passar o esterilizante por um vaporizador aquecido. A operação eficaz do vaporizador é monitorada para cada ciclo de esterilização, já que a admissão do esterilizante não-

As câmaras de esterilização podem variar no tamanho, 3 de 1501 a 30 m , ou maiores. O tamanho da câmara depende da natureza do gás esterilizante e do volume dos produtos a serem esterilizados. Câmaras maiores

II – 6.5


aporizado pode levar a um ciclo de esterilização ineficaz e apresentar um risco à segurança. O controle de umidade na câmara é necessário para alguns esterilizantes gasosos, cuja eficácia depende da umidade. O método recomendado para aumentar a umidade é a admissão de vapor na câmara. O método alternativo de admissão de água nebulizada apresenta um risco de contaminação microbiológica para a carga (Comité Européen de Normalisation, 1994b). Quando o vapor é gerado de uma fonte externa, a fonte de vapor deve ser controlada para assegurar que ele não seja nem muito úmido nem muito seco, a fim de ser eficaz na umidificação da carga. Além disso, qualquer aditivo presente na linha de água, pela qual o vapor é criado, deve ser controlado para assegurar que esse aditivo não seja transportado pelo vapor e contamine a carga. O capítulo 19A, que trata da esterilização por calor úmido, fornece informações mais detalhadas.

esporos resistentes depositados em um material transportador. O transportador geralmente mais usado é o papel, embora outros materiais, como metal, fios de seda e tubos de vidro, sejam empregados. Para o desenvolvimento ou validação de processo, os organismos indicadores podem ser diretamente depositados nos produtos. Uma vantagem da inoculação direta é que ela permite o acesso a locais do produto nos quais um Bl não atingiria. Entretanto, a inoculação de um produto pode ser difícil de controlar; uma disposição desigual do inócolo, por exemplo um grumo, altera a resistência aparente dos microorganismos no produto inoculado. Os requisitos para os Bls para os testes dos processos de esterilização, tais como o óxido de etileno e o LTSF, estão especificados nas normas européias (Comité Européen de Normalisation, 1995a, b, c, d). Algumas características-chave de um Bl estão reunidas nessas normas, incluindo: uma cepa pura de um microorganismo; uma população reconhecida desse microorganismo definido; a resistência reconhecida ao processo de esterilização definido, expressa como tempo de redução decimal (valor D); um transportador adequado que possa suportar o transporte e o manuseio, bem como o processo de esterilização para o qual é indicado, pode ser prontamente colocado em uma carga e não retém nenhuma substância (como os resíduos do esterilizante) que inibem o crescimento de organismos sobreviventes; uma embalagem primária para evitar a contaminação e danos, bem como para facilitar o manuseio; meios para recuperar os microorganismos sobreviventes, incluindo condições definidas de cultura (temperatura do meio e incubação). A Tabela 21.3 ilustra os organismos de teste normalmente utilizados em Bls para os processos de esterilização gasosa.

2.5 Indicadores biológicos Os indicadores biológicos são usados para avaliar a eficácia de um esterilizante gasoso, na inativação de microorganismos durante o desenvolvimento do processo, como parte da validação e para a monitoração rotineira do processo de esterilização. Eles são posicionados por toda a carga, incluindo os locais julgados como os mais difíceis de serem atingidos pelo esterilizante gasoso. Um dispositivo de desafio de processo pode ser usado. Esse dispositivo é construído de maneira a expor o produto a condições de pior caso para o processo de esterilização. Para a monitoração de rotina, os Bls são geralmente colocados em posições nas quais possam ser prontamente corrigidas. Um Bl é formado por um número reconhecido de microorganismos de referência específicos, normalmente

Tabela 21.3: Exemplos de indicadores biológicos para os processos de esterilização gasosa. Processo de Esterilização

Organismo de Teste

Óxido de etileno

Bacillus subtilis

Formaldeído e Vapor a Baixa Temperatura

Bacillus stearothermophilus

(LTSF) Plasma de gás de peróxido de hidrogênio

B. subtilis

Ácido peracético

B. subtilis ou B. stearothermophilus

Dióxido de cloro

B. subtilis

Ozônio

B. subtilis

II – 6.6


2.6 Validação

especificado é capaz de produzir itens estéreis, que sejam seguros e desempenhem como indicado. Essa qualificação pode ser subdividida em dois elementos: qualificação física e qualificação microbiológica.

Um processo de esterilização deve ser validado antes de ser colocado em uso normal (Commission of the European Communities, 1993). A validação é a demonstração de que um processo especificado, operado dentro das tolerâncias definidas, produzirá consistentemente produtos que estarão em conformidade com a especificação predeterminada. Os fatores-chave que precisam ser demonstrados em uma validação de um processo de esterilização são aqueles nos quais os produtos são realmente estéreis e têm seu desempenho conforme indicado, sem apresentar um risco ao paciente ou ao usuário. Está sendo preparada uma norma internacional, que especifica os requisitos gerais para a caracterização de um agente esterilizante e para a validação e o controle de rotina de um processo de esterilização (International Standards Organization, 1997). Essa norma se aplicará a qualquer processo de esterilização, para o qual uma norma específica não tenha sido preparada: atualmente as únicas normas específicas que foram publicadas para o processo de esterilização gasosa estão relacionadas com o uso do óxido de etileno (Comité Européen de Normalisation, 1994b; International Standards Organization, 1994).

A qualificação física de desempenho é a demonstração da obtenção consistente das condições especificadas por toda a câmara do esterilizador carregado. Por exemplo, os sensores para temperatura e umidade devem ser colocados em locais selecionados no produto. Os dados gerados durante a qualificação de instalação são usados na seleção dos locais a serem monitorados na qualificação física de desempenho. A qualificação microbiológica de desempenho utiliza os Bls, para demonstrar que o processo de esterilização pode inativar um desafio definido dos microorganismos de referência. Essa qualificação é empreendida através da distribuição dos Bls por toda a carga de esterilização e, depois, pela exposição da carga ao processo, que é uma parte do processo que será normalmente usado. Ao final da exposição parcial, os Bls são removidos da carga e cultivados quanto aos sobreviventes. A partir dos dados obtidos, uma previsão pode ser feita, como a probabilidade de microorganismos de referência sobreviventes em um processo de esterilização completo. Geralmente, existem duas metodologias para fazer essa previsão: 1. estimar o número de microorganismos sobreviventes à exposição parcial e fazer a extrapolação, com base no número inicial de microrganismos e o no número de sobreviventes; 2. empregar uma exposição parcial após a qual nenhum BI apresente crescimento e, depois, adicionar um fator de segurança, normalmente duplicando o tempo de exposição no qual os sobreviventes foram obtidos (Comité Européen de Normalisation 1994b; International Standards Organization, 1994).

O desenvolvimento de processo é realizado antes da validação, a fim de definir as variáveis de processo e as tolerâncias aceitáveis. A validação dos processos de esterilização possui dois estágios distintos: qualificação de instalação (ou ajustes finais) e qualificação de desempenho (Comité Européen de Normalisation, 1994b; International Standards Organization, 1994). A qualificação de instalação é a demonstração de que os equipamentos de esterilização atendem à sua especificação e desempenham conforme indicado, quando instalados e operados em seu ponto de uso. Essa qualificação é empreendida mesmo com o equipamento de esterilização vazio ou utilizando material de referência homogêneo. Ela demonstra o funcionamento correto do equipamento e a capacidade de fornecer condições físicas especificadas. Um elemento da qualificação de instalação, para o processo de esterilização gasosa, é a determinação da distribuição de temperatura na câmara vazia do esterilizador.

A avaliação do produto é realizada paralelamente aos estudos de validação para demonstrar que os produtos continuam em conformidade com a especificação após o processamento e que os resíduos do esterilizante, que permanecem nos produtos, estão abaixo dos limites predeterminados. O resultado da validação é uma especificação de processo que pode ser usada para o controle e monitoração de rotina do processo de esterilização.

A seguir, há a qualificação de desempenho, que utiliza o equipamento instalado para demonstrar que o processo

II – 6.7


2.7 Controle e monitoração de rotina

2.8 Resíduos dos esterilizantes gasosos

O controle e monitoração de rotina demonstram que o processo de esterilização validado foi liberado dentro das tolerâncias definidas. Esta demonstração fornece evidências de que os artigos processados em um determinado processo de esterilização são estéreis e, quanto a isso, são adequados para o uso indicado.

Os traços de esterilizante que permanecem nos produtos após a esterilização são denominados resíduos e podem ser subsequente e lentamente sorvidos pelos produtos, causando risco ao paciente. Os resíduos dos processos de esterilização gasosa causam uma preocupação particular devido à toxicidade de muitos esterilizantes gasosos. A International Standards Organization está preparando uma norma geral para a determinação dos limites permissíveis para resíduos de processo, usando como base as avaliações de saúde (International Standards Organization, 1995).

O controle de rotina abrange as atividades que asseguram que o processo especificado está liberado, e a monitoração fornece evidências documentárias de que isso ocorreu. Os elementos de controle de rotina incluem: fornecimento de procedimentos documentados para o manuseio dos itens antes e depois da esterilização; calibração dos instrumentos usados para controlar e monitorar o processo de esterilização; manutenção planejada e preventiva para o equipamento de esterilização e para as plantas associadas e uma especificação do processo de esterilização, incluindo as tolerância em torno das variáveis de processo.

O nível dos resíduos em um produto dependerá dos materiais com os quais o produto é fabricado e do esterilizante utilizado e será influenciado pelo ciclo de esterilização empregado. Para acelerar a desabsorção dos resíduos, um processo de esterilização pode incluir uma fase de aeração, na qual o produto é exposto a uma temperatura elevada, a um fluxo de ar elevado e a uma combinação dos dois. As condições especificadas para a aeração devem ser demonstradas para obter o nível de resíduo predeterminado e ser monitoradas, como parte do processo de esterilização (Comité Européen de Normalisation, 1994b; International Standards Organization, 1994).

A monitoração de rotina envolve a medição e registro das variáveis de processo, incluindo temperatura, pressão, umidade e admissão do esterilizante gasoso. Se todas as variáveis do processo de esterilização puderem ser diretamente monitoradas e registradas, os registros resultantes fornecerão evidências suficientes de que o ciclo de esterilização validado foi reproduzido. Nesta situação, os artigos podem ser liberados após a esterilização, com base nesses registros (Hoxey, 1989). Isso é denominado liberação paramétrica. Os requisitos para a liberação paramétrica dos produtos, após a esterilização por óxido de etileno, foram incluídos nas normas para a validação e controle de rotina da esterilização por óxido de etileno (Comité Européen de Normalisation, 1994b; International Standards Organization, 1994).

Se um esterilizante gasoso decompor-se rapidamente e o produto decomposto não apresentar um risco, os resíduos não representam um problema. Os exemplos são: (i) plasmas, os quais formam-se novamente como fonte de gás; (ii) peróxido de hidrogênio, que se decompõe em oxigênio e água; (iii) ácido peracético, que se decompõe em ácido acético e água e (iv) ozônio, que se decompõe em oxigênio. Entretanto, a cinética da decomposição do esterilizante dependerá do produto e necessitará de uma consideração particular; por exemplo, Ikarashi et al. (1995) relatou os resíduos de peróxido de hidrogênio em uma variedade de materiais a níveis capazes de induzir um efeito citotóxico.

Para os processos de esterilização gasosa, a monitoração direta da concentração, distribuição e penetração do esterilizante por toda a carga nem sempre é prática. A liberação paramétrica, com isso, nem sempre é usada atualmente (veja também Capítulo 25). É mais comum a monitoração das variáveis físicas de ciclo ser complementada pela colocação dos Bls na carga de esterilização. Ao final do ciclo de esterilização, os Bls são removidos e cultivados. Os produtos podem ser liberados após a esterilização, se os registros demonstrarem que o ciclo foi liberado dentro dos limites definidos e que nenhum microorganismo sobrevivente foi recuperado dos Bls.

O esterilizante gasoso, para o qual a questão dos resíduos tem sido considerada com mais detalhes, é o óxido de etileno (Page, 1993). Os resíduos de interesse são o próprio óxido de etileno e os principais produtos de transformação formados pelas reações durante o processo de esterilização; o etilenocloroidrina, formado pelas reações com cloro orgânico e o etilenoglicol, formado pelas reações com água. Uma norma internacional foi publicada (International Standards

II – 6.8


Organization, 1996), fornecendo meios de determinação dos limites permissíveis para os resíduos de óxido de etileno, com base na provável duração da exposição de um indivíduo aos resíduos acima do tempo de duração, equilibrando o risco de exposição aos resíduos em comparação com os benefícios da intervenção médica. Uma revisão dessa norma está em preparação.

etileno foi realizada por Phillips & Kaye (Kaye, 1949; Kaye & Phillips, 1949; Phillips, 1949; Phillips & Kaye, 1949). Um trabalho adicional está sendo empreendido para aumentar a compreensão sobre a ação microbicida do óxido de etileno e para desenvolver um processo de esterilização aprovado, utilizando esterilizadores automatizados para aplicação industrial e nas instalações de cuidados com a saúde (Ernest & Shull, 1962a,b; Ernest & Doyle, 1968). Além dos estudos sobre a inativação de bactérias e esporos bacterianos (Bruch, 1961; Kereluk et al., 1970), a inativação de fungos por óxido de etileno (Liu et al., 1968; Blake & Stumbo, 1970; Dadd & Daley, 1980) e sua eficácia viricida (Klarenbeek & Van Tongeren, 1954) têm sido pesquisadas.

Os resíduos de formaldeído podem ocorrer como paraformaldeído na superfície e/ou como formaldeído absorvido no material (Handlos, 1977). O nível dos resíduos em vários materiais, após a exposição ao formaldeído gasoso, tem sido pesquisado (Handlos, 1977, 1979, 1984; Profumo & Pasavento, 1986; Vink, 1986). Handlos (1984) concluiu que as quantidades de formaldeído dissolvidas nos materiais plásticos serão pequenas, comparadas ao óxido de etilelo, se o processo de esterilização for projetado para remover o paraformaldeído da superfície do artigo pela pulsação a vapor. Vink (1986), entretanto, relatou que, em um teste de seleção para toxicidade aguda, alguns materiais esterilizados por formaldeído pareceram ser tóxicos.

Mais recentemente, foram preparadas normas para os esterilizadores de óxido de etileno, bem como para validação e controle de rotina da esterilização por óxido de etileno (Comité Européen de Normalisation, 1994 a,b; International Standards Organization, 1994). Entretanto, nenhum conjunto de normas das condições para a esterilização por óxido de etileno foi adotado e cada processo de esterilização é desenvolvido e seu desempenho, qualificado microbiologicamente para o produto a ser esterilizado (Hoxey, 1989).

Poucas são as publicações sobre os resíduos de dióxido de cloro após a esterilização. Jeng & Woodworth (1990a) relataram a praticidade do dióxido de cloro como um esterilizante para oxigenadores. Os oxigenadores apresentam problemas específicos quanto aos resíduos, porque todo o sangue do paciente circula através desse produto. A partir de um estudo restrito, eles concluíram que o dióxido de cloro não causa problemas de toxicidade aguda, hipersensibilidade ou mutagenicidade. 3.

3.1.2 Aplicações O óxido de etileno é amplamente usado para esterilizar produtos que são sensíveis ao calor, umidade ou radiação. Embora tenha sido aplicado para a esterilização de uma ampla variedade de produtos (Bruch, 1961), a principal aplicação, hoje em dia, é para a esterilização de dispositivos médicos de uso único feitos de plástico. Também é usado para a esterilização de alguns recipientes de plástico vazios, para o envase asséptico subsequente com produtos farmacêuticos. O óxido de etileno também tem aplicações nos estabelecimentos médicos para a esterilização de dispositivos médicos reutilizáveis, por exemplo, determinados endoscópios flexíveis, que não suportariam a exposição ao calor úmido.

Agentes alquilantes

3.1 Óxido de etileno 3.1.1 Perspectiva histórica Cotton & Roark (1928) relataram que as concentrações de óxido de etileno a 3,2 a 32 mg/l exterminaram uma variedade de insetos. A atividade bactericida do óxido de etileno foi relatada em uma requisição de patente por Schrader & Bossert (1936), porém eles não forneceram dados que comprovassem essa atividade. Uma outra requisição de patente, por Gross & Dixon (1937), incluiu relatórios de testes, usando 48 microorganismos diferentes em algodão úmido, açúcar cristal e tabaco úmido cortado. Griffith & Hall (1940) também receberam uma concessão de patente do uso do óxido de etileno como esterilizante para produtos alimentícios. A avaliação básica da eficácia microbicida do óxido de

O aumento da conscientização da necessidade de evitar a exposição ao óxido de etileno, juntamente com o conceito defasado das misturas de clorofluorocarbono-12 (CFC-12) e óxido de etileno (veja Seção 3.1.3) e os requisitos de segurança rigorosos para a operação dos esterilizadores, que utilizam o óxido de etileno puro, tem induzido muitos usuários à reavaliação do uso do óxido

II – 6.9


de etileno. Houve um aumento na utilização de subcontratadas especializadas em esterilização, no reprojeto dos produtos, para tornarem-se compatíveis com outros métodos de esterilização e no interesse em outras formas de esterilização gasosa, induzindo ao fechamento muitas instalações internas de esterilização. Apesar dessas tendências, o óxido de etileno continua sendo o método mais comum de esterilização gasosa e provavelmente continuará a ser nos próximos anos.

índice de inativação de microorganismos; várias pesquisas relataram que um aumento da temperatura de, aproximadamente, 10 ºC duplica o índice de inativação, sendo o valor exato de aumento influenciado pela concentração de óxido de etileno (Phillips, 1949; Ernst & Shull, 1962a; Kereluk et al., 1970). O inverso também se aplica e uma diminuição da temperatura de 10 ºC terá, aproximadamente, o índice de inativação. Entretanto, verifica-se que a expansão da temperatura de 10 ºC sobre a carga de esterilização induzirá a uma diferença de 100% no índice de inativação entre os locais mais quentes e mais frios.

3.1.3 Propriedades físicas e químicas À temperatura e pressão ambientes, o óxido de etileno é um gás incolor e, em concentrações acima de 6 aproximadamente 430 partes/10 , possui odor doce e parecido com o do éter (Amoore & Hauttala, 1983).

Concentração do esterilizante. Aumentar a concentração do óxido de etileno aumenta o índice de inativação microbiana, até uma concentração platô acima da qual aumentos da concentração não induzem ao aumento da eficácia (Ernst & Shull, 1962a; Kereluk et al., 1970). Ernst & Shull (1962a) relataram que a concentração platô depende da temperatura empregada; a uma umidade relativa de 30 a 50%, as concentrações platô foram registradas como 800 mg/l a 30 ºC e 500 mg/l a 54 ºC.

O óxido de etileno é inflamável e explosivo, com uma faixa de concentração inflamável no ar de 3-100% v/v. É fornecido em cilindros, como um gás pressurizado, para o uso como gás puro com específicas precauções de segurança para a instalação, ou para ser misturado com um diluente inerte, tais como o dióxido de carbono ou hidroclorofluorocarbono (HCFC), para fornecer uma mistura não-inflamável e não-explosiva. Historicamente, o gás diluente mais comum era o CFC-12, mas o uso desse gás está defasado devido ao impacto ambiental causado pela suas propriedade de diminuição da camada de ozônio (United Nations Environment Programme, 1987; Jorkasky, 1993). As misturas de óxido de etileno e HCFC foram introduzidas como uma substituição provisória para o óxido de etileno-CFC-12. Embora os HCFCs tenham um potencial de diminuição da camada de ozônio significativamente menor que os CFCs, eles ainda possuem um impacto ambiental. As misturas de óxido de etileno-HCFC são submetidas a um regulamento específico na Europa (Commission of the European Communities, 1994) e estão programadas para terem seu uso interrompido, no mundo inteiro, em 2030 (United Nations Environment Programme, 1987). As substituições com potencial zero de diminuição da camada de ozônio estão sendo desenvolvidas.

Umidade. Kaye & Phillips (1949) relataram a importante influencia da umidade sobre a eficácia do óxido de etileno. Winano & Stumbo (1971) sugeriram que a presença de água era importante para a reação alquilante prosseguir. O teor de umidade de um microorganismo está relacionado diretamente à umidade do ambiente que o cerca, e o microambiente adjacente ao microorganismo é importante para determinar a resistência ao óxido de etileno (Kereluk et al., 1970). Uma vez que o microorganismo fica desidratado, sua resistência ao óxido de etileno aumenta e pode ocasionar um período significativo de equilíbrio com a alta umidade para reverter esse efeito (Gilbert et al., 1964). Dadd et al. (1985) observou que a aplicação de um vácuo intenso no ciclo de esterilização por óxido de etileno causaria a desidratação do microorganismo e, por essa razão, aumentaria a resistência; a necessidade de um estágio no ciclo de esterilização para reidratar o microorganismo foi salientada.

As propriedade e algumas informações de segurança e saúde relacionadas ao óxido de etileno encontram-se sumariadas nas Tabelas 21.1 e 21.2.

A umidade ótima para a eficácia microbicida foi relatada como 35% (Ernst & Shull, 1962b; Gilbert et al., 1964), porém na prática, a maioria dos processos de esterilização por óxido de etileno operam entre 40 e 80% de umidade relativa, devido à significativa quantidade de materiais que absorvem umidade, tais como materiais de embalagens, inclusos em uma carga de esterilização. Entretanto, é preciso tomar cuidado para evitar a

3.1.4 Fatores que afetam a atividade microbicida Temperatura. A temperatura tem a mais marcante influência sobre a eficácia do óxido de etileno como esterilizante. O aumento da temperatura aumenta o

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presença do excesso de água livre, já que isso pode induzir à formação de etileoglicol ou óxido de etileno inativos que se dissolvem na água livre, reduzindo a concentração de óxidode etileno (Dadd et al., 1985).

exposição; (vi) remoção do esterilizante; (vii) fluxo e (viii) interrupção de ar (Comité Européen de Normalisation, 1994a). Esses estágios encontram-se ilustrados na Figura 21.1.

3.1.5 Processo de esterilização

Durante o estágio de remoção do ar, um vácuo é criado em um nível preestabelecido, para remover o ar da câmara e da carga. O sistema de vácuo é, então, desligado e a pressão na câmara, monitorada por um período predeterminado; se a pressão subir além da quantidade definida, isso indica que há um vazamento na câmara e o ciclo é finalizado.

O processo utilizado para esterilização por óxido de etileno geralmente consiste em três fases distintas: (i) pré-condicionamento, (ii) ciclo de esterilização e (iii) aeração. As modernas instalações operam com um sistema de "célula", com câmaras separadas para as três fases. O produto é transferido automaticamente de uma célula para a outra, reduzindo o potencial de exposição do operador ao óxido de etileno.

O vapor, então, entra na câmara a uma pressão preestabelecida, selecionada para obter a umidade necessária durante o condicionamento. O estágio de condicionamento serve para substituir a umidade que foi removida durante a remoção de ar na câmara e carga. A penetração da umidade na carga é assistida pela pressão reduzida.

Uma ampla variedade de condições foram empregadas para a esterilização por óxido de etileno (Tabela 21.4). A recente tendência é diminuir a concentração de óxido de etileno, a fim de reduzir os níveis dos resíduos nos artigos ao final do ciclo de esterilização, reduzindo, desse modo, o tempo necessário para a aeração.

Após o condicionamento, o esterilizante é admitido na câmara, através do vaporizador até que a pressão preestabelecida requerida para obter a concentração necessária de óxido de etileno seja atingida. A pressão também dependerá da mistura de esterilizante usada; ciclos de óxido de etileno puro, juntamente com ciclos que utilizam óxido de etileno misturado com nitrogênio ou HCFC, que opera a uma pressão subatmosférica, enquanto que as misturas de óxido de etileno e dióxido de carbono operam a 2-6 bar acima da pressão atmosférica. O funcionamento correto do vaporizador é monitorado, normalmente, através da medição da temperatura do gás esterilizante conforme entra na câmara, para assegurar que somente o óxido de etileno gasoso seja admitido. A concentração é verificada independentemente: (i) da redução de peso nos cilindros; (ii) da medida do volume de óxido de etileno líquido que flui para o vaporizador ou (iii) da análise da concentração de óxido de etileno na câmara (Comité Européen de Normalisation, 1994a,b; International Standards Organization, 1994).

Pré-condicionamento. O pré-condicionamento ocorre à pressão atmosférica, antes de o produto ser transferido para a câmara do esterilizador, a fim de elevar a temperatura e umidade da carga para os níveis requeridos para a esterilização. A duração do ciclo de esterilização é reduzida e o rendimento do processo de esterilização, aumentado, se isso for feito antes de o produto ser colocado na câmara do esterilizador. Tabela 21.4: Sumário da faixa de condições usadas para a esterilização por óxido de etileno. Variável do Processo

Faixa Encontrada

Tempo de Exposição

1-24 h

Concentração do Óxido de Etileno

250-1200 mg/l

Temperatura

25-65 °C

Umidade

30-85%

O aumento da temperatura de uma carga grande e densa pode também aumentar o tempo significativamente, em particular para os processos que operam a 50-55 ºC. O pré-condicionamento pode durar de 12 a 18 horas. Ciclo de esterilização. O ciclo de esterilização ocorre em uma câmara vedada e consiste em uma série de estágios sob o controle de um controlador automático. Os estágios são: (i) remoção do ar; (ii) teste de vazamento; (iii) condicionamento; (iv) admissão do esterilizante; (v)

Os artigos são expostos ao óxido de etileno por um tempo definido. Durante a exposição, a pressão na câmara é monitorada. Já que o óxido de etileno é absorvido pela carga, a pressão da câmara diminui. O óxido de etileno adicional pode ser admitido durante o período de exposição, para manter a pressão especificada; essas admissões são denominadas 'adicionais'.

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Pressão (bar)

Os estágios de remoção e fluxo do esterilizante retiram o óxido de etileno da câmara e da carga, permitindo que a câmara seja descarregada com segurança. O esterilizante é primeiramente removido pela evacuação, e o estágio subsequente de fluxo consiste em pulsações formadas pela admissão de ar ou gás inerte, seguido da evacuação. Isso é repetido por um número definido de vezes. Após o estágio de fluxo, o ar é admitido na câmara à pressão atmosférica. É importante que os produtos sejam, então, removidos e não sejam deixados na câmara fechada, pois o óxido de etileno se desprende lentamente da carga e se acumula na câmara. Isso pode

causar um risco para a segurança (International Electrotechnical Commission, 1996). Aeração. O objetivo da aeração é desprender o óxido de etileno e os produtos de reações dos artigos, a fim de atingir os níveis predeterminados de resíduos. Isso é geralmente conseguido, mantendo a carga a temperatura elevada por um tempo definido, com um fluxo de ar elevado para melhorar a remoção. Matthews et al. (1989) relatou que a aplicação de microondas aumentou a remoção dos resíduos de óxido de etileno.

Obs. para Figura 21.1: Os estágios do clico ilustrado são: i) Remoção do ar ii) Teste de vazamento iii) Injeção de vapor iv) Condicionamento v) Injeção de esterilizante vi) Exposição vii) Remoção do esterilizante viii) Fluxo xi) Interrupção de ar

Tempo Figura 21.1: Ilustração de um ciclo de esterilização por óxido de etileno operando abaixo da pressão atmosférica.

3.1.6 Validação e controle de rotina Os requisitos para a validação e controle de rotina da esterilização por óxido de etileno foram publicados em uma norma internacional (International Standards Organization, 1994) e européia (Comité Européen de Normalisation, 1994b). Essa norma descreve as metodologias para a qualificação física e microbiológica e fornece um guia sobre detalhes práticos, incluindo: o número de sensores ou Bls a serem usados; a colocação desses sensores e Bls durante os estudos de qualificação e os critérios de aceitação.

Se a liberação paramétrica for utilizada com freqüência, a qualificação microbiológica de desempenho é necessária para criar uma compreensão sobre a inativação dos Bls através de processos especificados. Isso pode ser obtido de uma das duas maneiras: pela criação de uma curva de sobrevivência para as microorganismos de referência nos Bls ou pela estimativa do valor D do microorganismo de referência. Um método para determinar o valor D pela técnica de número mais provável (MPN) foi especificado, conforme descrito por Pflug & Holcomb (1983).

A validação da esterilização por óxido de etileno inclui todos os elementos descritos na seção de generalidades desse capítulo: qualificação de instalação, qualificação física de desempenho e qualificação microbiológica de desempenho.

Para o controle de rotina com liberação paramétrica, todas as variáveis de processo devem ser diretamente monitoradas: tempo, temperatura (incluindo a temperatura na carga), pressão, umidade e concentração

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do esterilizante. O produto pode ser liberado, se todas as variáveis de processo estiverem dentro dos limites especificados (Sordellini, 1997). Alternativamente, se os Bls forem usados como um elemento da monitoração de rotina, a qualificação microbiológica de desempenho pode usar uma metodologia de "meio ciclo". Nessa metodologia, nenhum sobrevivente é obtido de um ciclo, no qual o tempo de exposição foi reduzido para a metade do tempo normalmente usado.

combinação esporicida (Alder et al., 1966). Eles concluíram que a combinação de LTSF, operando a 80 ºC era barata, eficiente e de fácil controle. Trabalhos posteriores (Pickerill, 1975; Hurrell et al., 1983; Robertshaw, 1983) aperfeiçoaram ainda mais o processo, e esterilizadores automatizados foram desenvolvidos, os quais têm sido muito usados nas instalações médicas, particularmente na Escandinávia, Alemanha e Reino Unido.

Para o controle de rotina com Bls, o tempo, a temperatura e a pressão da câmara ainda devem ser monitorados e registrados, porém a umidade pode ser interpretada a partir dos registros de temperatura e pressão, e a concentração do esterilizante deduzida da elevação da pressão na admissão do esterilizante, juntamente com a perda de peso dos cilindros do esterilizante ou do volume do óxido de etileno vaporizado.

3.2.2 Aplicação O vapor com formaldeído a baixa temperatura tem sido muito usado nas instalações médicas, particularmente no norte da Europa, para a esterilização de dispositivos médicos reutilizáveis, que não suportariam a esterilização por calor úmido. Esse sistema tem sido usado para a esterilização de equipamentos endoscópicos, tais como laparoscópios, telescópios e derivações de fibra ótica (Hoxey, 1991). Entretanto, o LTSF não é muito usado para aplicações industriais ou nas instalações médicas norte-americanas.

3.2 Formaldeído 3.2.1 Perspectiva histórica

3.2.3 Propriedades físicas e químicas As primeiras pesquisas sobre as propriedades bactericidas do formaldeído foram relatadas por Loew (1886), e seu uso como um descontaminante de fases a vapor para salas data de 1890 (Aronson, 1897). Um sistema para desinfecção em uma câmara a vácuo aquecida a 80 a 90 ºC com um tempo de exposição de 30 minutos, usando formaldeído gerado pelo aquecimento da solução de formaldeído, foi documentado por Sprague (1899). O método foi registrado como inativador de esporos de Bacillus anthracis, porém nenhuma quantificação precisa foi realizada. Nordgren (1939) analisou amplamente o histórico do formaldeído como um agente de desinfecção e pesquisou sua eficácia bactericida. Ele concluiu que o formaldeído tem uma ação bactericida forte, porém apenas possui uma capacidade limitada de esterilização sem temperaturas elevadas e pressão reduzida para ajudar na penetração de orifícios estreitos.

O formaldeído puro e seco é um gás incolor com um odor pungente característico; ele se polimeriza à temperatura ambiente para produzir uma película branca de polioximetilenoglicol. O gás de formaldeído causa irritação nos olhos, nariz e garganta em níveis tão baixos 6 quanto 0,05 a 0,5 partes/10 (Sintim-Damoa, 1993). O gás de formaldeído é inflamável e forma uma mistura explosiva com o ar a composições de 7 a 72% v/v,; entretanto, a concentração de formaldeído usada nos processos de esterilização gasosa está bem abaixo da faixa explosiva e não é inflamável. O formaldeído é fornecido como solução (formalina) ou como hidrato de polímero (paraformaldeído). Como solução, o formaldeído se apresenta como monoidrato, metilenoglicol (CH2(OH)2) e uma série de polioximetileno de baixo peso molecular aumenta conforme o aumento da concentração de formaldeído. A formalina contém formaldeído a 37 a 40% p/v e metanol a 10 a 15% p/v para inibir a polimerização.

A atividade do formaldeído contra uma ampla variedade de microorganismos, incluindo as bactérias vegetativas, fungos e vírus foi demonstrada (Spicher & Peters, 1976; Ide, 1979).

O paraformaldeído é uma mistura de poliximetilenoglicol, que contém formaldeído a 90 a 99% com um equilíbrio de água livre e combinada. O paraformaldeído vaporiza gradualmente, gerando o gás de formaldeído

Alder & Gillespie (1961) pesquisaram o uso do vapor à pressão subatmosférica para a desinfecção de cobertores de lã e, posteriormente, demonstraram que a adição de formaldeído com o vapor produziu uma

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monomérico; essa despolimerização é acelerada com o aumento da temperatura. O formaldeído gasoso, para ser usado como um esterilizante, pode ser produzido pelo aquecimento da formalina ou do paraformaldeído. Alternativamente, para a fumigação de salas, o formaldeído gasoso pode ser gerado, iniciando uma reação exotérmica com a adição de um agente oxidante forte, tal como permanganato de potássio, à formalina (Walker, 1964).

1,3 mg/l. O Public Health Laboratory Service (1958) relatou um relação linear entre a concentração e o índice de inativação entre 0,04 e 0,31 mg/l, e Spiner e Hoffman (1971) chegaram a uma conclusão similar para a concentração na faixa de 1,1 a 10,6 mg/l. As pesquisas sobre o efeito da concentração do formaldeído sobre a esterilização por LTSF a 80 ºC sugeriram que o aumento da concentração, além da faixa de 6 a 20 mg/l, tem apenas um pequeno efeito no índice de inativação; um aumento posterior na concentração para 27 mg/l teve um efeito marcante (Hoxey, 1984). Trabalhos posteriores feitos por Wright et al. (1996),

As propriedades e algumas informações de saúde e segurança relacionadas ao formaldeído encontram-se sumariadas nas Tabelas 21.1 e 21.2. 3.2.4 Fatores que afetam a atividade microbicida

entretanto, relataram que, a 73 ºC um aumento do índice de inativação foi observado com o aumento da concentração de 3 para 12 mg/l, porém não houve nenhum aumento posterior do índice de inativação de 12 para 18 mg/l.

Temperatura. Nordgren (1939) avaliou o efeito da temperatura em uma faixa de 10 a 70 ºC sobre o índice de inativação dos microorganismos e observou um aumento no índice de inativação com o aumento da temperatura. Entretanto, o Public Health Laboratory Service (1958) relatou uma pequena diferença no índice de inativação com o aumento da temperatura entre 0 e 30 ºC.

3.2.5 Processo de esterilização O vapor a baixa temperatura com ciclos de esterilização por formaldeído tem sido pesquisado a temperaturas entre os 60 e 80 ºC, porém a temperatura de operação mais comum é de 73 + 2 ºC, selecionada para equilibrar a compatibilidade de material com o fácil controle da temperatura (Pickeril, 1975; Alder, 1987). As concentrações de formaldeído de 8 a 16 mg/l são geradas, vaporizando 0,5 a 1 ml de formalina/30 L em uma câmara (Hurrell et al., 1983), embora o uso de concentrações mais altas tenha sido relatado (Pickerill, 1975; Alder, 1987).

Pesquisas preliminares sobre o efeito da temperatura na esterilização por LTSF a uma concentração de 14 mg/l demonstraram que, uma redução da temperatura de 80 para 70 ºC produziu apenas uma leve diminuição do índice de inativação, porém um aumento adicional para 65 ºC produziu uma redução significativa do índice de inativação (Hoxey, 1984). Wright et al. (1996), entretanto, relatou mais tarde que a uma concentração de 12 mg/l, o aumento da temperatura de 63 para 83 ºC não produziu um aumento do índice de inativação.

O ciclo de esterilização consiste em uma série de estágios: (i) vácuo inicial; (ii) fluxo de vapor; (iii) pulsação de formaldeído-vapor; (iv) período de descanso; (v) remoção do esterilizante e (vi) interrupção do ar. Esses estágios encontram-se ilustrados na Figura 21.2.

Umidade. O efeito da umidade sobre a inativação microbiana pelo formaldeído tem sido pesquisado por vários pesquisadores. Nordgren (1939) demonstrou um aumento do efeito microbicida com o aumento da umidade para até 50% de umidade relativa, porém um aumento pequeno com a umidade a 95%. Isso geralmente é confirmado (Cross & Lach, 1990), embora o Public Health Laboratory Service (1958) tenha identificado uma umidade relativa ótima de 80 a 90%, e Spiner e Hoffman (1971) tenham relatado que a umidade relativa em excesso de 50% era importante.

O vácuo inicial é retirado para remover o ar da câmara e carga. É seguido então pela admissão de vapor na câmara com o bombeamento do vácuo ainda em funcionamento, para purgar o ar da câmara e aquecer a carga. O próximo estágio do ciclo é uma série de pulsações. Um volume estabelecido de formalina é admitido no vaporizador e o gás de formaldeído resultante, admitido na câmara. Após um período de descanso de 2 minutos, para permitir que o formaldeído penetre na carga, o vapor é admitido na câmara à pressão requerida para obter a

Concentração. Como seria esperado, a atividade do formaldeído aumenta de acordo com a concentração. Nordgren (1939) demonstrou um aumento significativo na atividade com o aumento da concentração de 0,1 para

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temperatura de operação. Um vácuo é, então, retirado novamente e a admissão de formaldeído repetida. O número de repetições desse estágio pode variar até 20 pulsos.

durante esse período de descanso (Handlos, 1979; Marcos & Wiseman, 1979; Hurrell et al., 1983). O formaldeído é removido do esterilizador e da carga, através da evacuação e fluxo alternados e repetidos com vapor ou ar. Handlos (1979) demonstrou um nível de resíduos reduzido, quando a pulsação a vapor foi usada nessa fase, porém tal pulsação requer a inclusão subsequente de um estágio de secagem prolongado, sob vácuo, para secar a carga. O ciclo finaliza com a admissão de ar à pressão atmosférica.

O estágio de pulso pode ser seguido de um período de descanso, no qual o formaldeído, seguido de vapor, é admitido à pressão requerida e essas condições mantidas por um período estabelecido. Esse estágio nem sempre está incluso, já que ficou demonstrado que a concentração de formaldeído diminui rapidamente

Pressão (bar)

Obs. para Figura 21.2: Os estágios do clico ilustrado são: i) Remoção do ar ii) Injeção de formaldeído iii) Injeção de vapor iv) Evacuação v) Pulsações repetidas vi) Exposição vii) Fluxo viii) Remoção do ar

Figura 21.2: Ilustração de um ciclo de esterilização por LTSF.

Tempo

3.2.6 Validação e controle de rotina

consiste na repetição do ciclo para demonstrar a distribuição e penetração. Para demonstrar a distribuição, 6 os Bls que contêm esporos de 10 de Bacillus stearothermophilus de resistência definida (Comité Européen de Normalisation, 1995c) são retirados de suas

Os procedimentos para validação e controle de rotina do LTSF foram publicados (Ministério da Saúde, 1994). Para a validação, os procedimentos inicialmente se assemelham aos requisitos para qualificar um esterilizador a vapor ou um desinfetador a vapor a baixa temperatura (veja Capítulos 19A e 25). Essas medições físicas demonstram o desempenho aceitável do esterilizador ao garantir a penetração do vapor e a obtenção da temperatura necessária por toda a carga. Esses estudos são seguidos pela qualificação microbiológica de desempenho do ciclo do LTSF. Isso

embalagens e suspensos nos fios em uma estrutura dentro da câmara. Além disso, dois dispositivos de desafio de processo são usados para demonstrar a penetração. O dispositivo de desafio de processo usado é um tubo de aço inoxidável enrolado em espiral, com uma pequena câmara em uma extremidade, na qual um BI pode ser colocado (Line & Pickerill, 1973). Esses dispositivos de desafio são expostos ao ciclo de

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operação e nenhum crescimento deve ser observado na incubação dos Bls. Para o controle de rotina, os registros são examinados, a fim de verificar se as variáveis físicas do ciclo foram reproduzidas dentro das tolerâncias definidas. Além disso, cada ciclo contém uma hélice Line-Pickerill que incorpora um Bl. Ao final do ciclo, o Bl é transferido para os meios de crescimento e incubado; a ausência de crescimento na incubação confirma que o ciclo foi satisfatório. 4.

O uso do gás de peróxido de hidrogênio para gerar um plasma em uma câmara foi registrado, como um processo de esterilização, por Addy (1991). Essa foi a base para um sistema de plasma de gás para a esterilização de instrumentos nos serviços médicos, que se tornou comercialmente disponível no início de 1990. Mais recentemente, também se tornou disponível um esterilizador que utiliza um plasma secundário. As amostras de plasma, geradas por radiação eletromagnética na câmara de geração de plasma, flui para a câmara de esterilização (Caputo et al., 1993). O ácido peracético é o precursor para esse sistema.

Agentes oxidantes

4.1 Plasma de gás

4.1.2 Aplicações

4.1.1 Perspectiva histórica

Os sistemas de esterilização por plasma de gás são indicados, a princípio, para o reprocessamento de dispositivos médicos usados no ambiente de cuidados com a saúde. Eles têm sido usados nos Estados Unidos e em parte da Europa, principalmente na Alemanha, desde de o início de 1990, embora ainda esteja em seu estágio inicial de uso.

Um processo de esterilização por plasma de gás foi patenteado em 1968 (Menashi, 1968). A patente registra o método para a esterilização de frascos parenterais, pela produção de uma descarga de freqüência de alta tensão de um arame introduzido no frasco. O processo 6 conseguiu inativar esporos de 10 em frascos em menos de 1 segundo. Uma patente subsequente (Ashman & Menashi, 1972) foi concedida para a esterilização de superfícies de recipientes, usando plasmas de halogênio a baixa temperatura e baixa pressão. Um fluxo através do sistema de esterilização por plasma para dispositivos médicos foi desenvolvido pela Boeing Company em 1974 (Fraser et al., 1974, 1976).

O plasma de gás é adequado para o reprocessamento de instrumentos e dispositivos que não suportam temperaturas elevadas (maiores que 60 ºC) e é visto como uma alternativa para o óxido de etileno e desinfetantes químicos líquidos, particularmente para endoscópios flexíveis, embora o plasma de gás seja incapaz de penetrar os lúmens longos e estreitos, tais como os de dentro de um endoscópio. Um adaptador especial que contém o precursor deve ser inserido no dispositivo com lúmen para que o plasma seja gerado in situ.

A esterilização de frascos, usando um plasma induzido por um laser, foi primeiramente relatado por Tensmeyer (1976). Em 1981, um sistema foi desenvolvido, no qual a vida do plasma era mantida por um campo de microondas, sem a introdução de qualquer objeto no frasco (Tensmeyer et al., 1981). Isso foi posteriormente desenvolvido por Peeples & Anderson (1985a,b) para estabelecer um sistema para simplificar a inicialização e prolongar a vida do plasma. A esterilização de frascos de 10 ml vazios foi reportada, juntamente com a destruição de alguns esporos bacterianos.

Os artigos para reprocessamento devem estar completamente secos, já que a umidade interfere na capacidade de obter o vácuo necessário. Determinados materiais, tal como o material de embalagem de celulose, absorvem o peróxido de hidrogênio e não podem ser processados, devido às alterações subsequentes na pressão que o peróxido de hidrogênio causa.

Mais patentes foram emitidas sobre 'plasma gerado', uma combinação de plasma e aldeídos (Gut Boucher, 1980) e esterilização através de embalagens seladas e porosas, com pulsação de pressão de plasma para aprimorar a atividade esporicida em orifícios e lúmens estreitos (Bithell, 1982a,b).

O plasma de gás está sendo considerado para a esterilização de certos dispositivos médicos, pois possui vantagens com relação à compatibilidade de material, comparado com os processos de esterilização existentes.

II – 6.16


4.1.3 Propriedades físicas e químicas

(iv) o plasma de gás e (v) a aeração. Isso encontra-se ilustrado na Figura 21.3.

O plasma de gás é considerado um quarto estado, distinto dos sólidos, gases e líquidos. Os plasmas ocorrem naturalmente, como na aurora boreal ou podem ser gerados a baixa temperatura, como na iluminação fluorescente. Os plasmas consistem em íons, elétrons e espécies neutras (Bell, 1974; Addy, 1991). Comercialmente, o plasma é gerado em uma câmara fechada sob vácuo, usando radiofreqüência ou energia de microondas para criar fortes campos magnéticos ou elétricos necessários para excitar o gás. O gás é ionizado pelo campo elétrico, e as partículas eletricamente carregadas e produzidas (íons e elétrons) são subseqüentemente aceleradas pelo campo elétrico e entram em contato entre si para produzir a ionização e a dissociação molecular. Isso produz radicais livres, elétrons, íons e radicais excitados, que dão ao plasma a sua reatividade. Esses plasmas gasosos são classificados como plasmas a baixa temperatura e também são reconhecidos como plasmas gasosos sem equilíbrio ou de descarga incandescente.

A câmara de esterilização é evacuada para cerca de 0,3

mbar. O tempo necessário para obter a condição de vácuo requerida pode ser de cerca de 20 minutos, porém dependerá do teor de umidade da carga e, por essa razão, os itens devem estar secos quando forem colocados na câmara. A umidade em excesso impedirá a obtenção das condições necessárias e o ciclo não funcionará. Uma vez que o vácuo requerido é obtido, um pequeno volume da solução de peróxido de hidrogênio (a 58% p/v) é dispensado de um cassete, vaporizado e injetado na câmara de esterilização. O vapor de peróxido de hidrogênio se difunde por toda a câmara e carga. A energia de radiofreqüência é aplicada ao peróxido de hidrogênio da fase de vapor na câmara para gerar o plasma de gás.

4.1.4 Fatores que afetam a atividade microbicida

Após o estágio de plasma requerido, a câmara é injetada com ar, e a pressão atmosférica é reestabelecida com a introdução de ar filtrado.

Fonte de plasma. Addy (1991) relatou que o plasma gerado de peróxido de hidrogênio possui uma atividade esporicida maior que o plasma produzido do vapor de água, hidrogênio, oxigênio ou óxido nitroso de precursores. Isso acontece por causa da energia mais baixa, necessária para criar os radicais de hidroxila, que a maioria dos outros precursores e pelo fato de que as espécies reativas geradas do peróxido de hidrogênio estão entre as mais reativas.

4.1.6 Validação e controle de rotina Não existem normas específicas para a validação e o controle de rotina da esterilização, que utiliza sistemas de plasma de gás. Para uma aplicação particular, os protocolos de validação e controle de rotina devem ser preparados, com base na norma que fornece os requisitos gerais para a validação e o controle de rotina dos processos de esterilização, que estão sob desenvolvimento (International Standards Organization, 1997).

A atividade esporicida foi considerada diminuída, já que a distância da fonte de geração aumentou para o oxigênio, hidrogênio, óxido nitroso e dióxido de nitrogênio dos gases precursores (Addy, 1991). A atividade esporicida aumenta com a força de radiofreqüência, como faz a temperatura (Addy, 1991).

O ciclo é submetido ao controle e monitoração automáticos. Os fatores a serem monitorados incluem a pressão, temperatura, iniciação de plasma, admissão da quantidade especificada de gás gerado e duração de cada estágio do ciclo. Um registro dos parâmetros do ciclo é criado e comparado com sua especificação.

Concentração. O aumento da concentração do peróxido de hidrogênio foi considerado o fator que aumenta a atividade esporicida (Addy, 1991). 4.1.5 Processo de esterilização

Um Bl e um indicador químico estão disponíveis para serem usados com o sistema de plasma de peróxido de hidrogênio. O Bl consiste em esporos de Bacillus subtilis, localizados na extremidade fechada de um dispositivo com lúmen, que são posicionados no ponto na câmara

Um ciclo típico de esterilização para o sistema de plasma de gás de peróxido de hidrogênio inclui: (i) a remoção do ar; (ii) a injeção do peróxido de hidrogênio (iii) a difusão,

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que cause o maior desafio ao processo. O indicador químico é colocado na câmara para indicar a presença de peróxido de hidrogênio.

Pressão (bar)

Obs. para Figura 21.3: Os estágios do clico ilustrado são: i) Remoção do ar ii) Injeção de peróxido de hidrogênio iii) Difusão iv) Plasma de gás v) Aeração

Tempo

Figura 21.3: Ilustração de um ciclo de esterilização de plasma de gás de peróxido de hidrogênio.

4.2 Peróxido de hidrogênio

esterilização por plasma de gás (veja Seção 4.1) e como processo de peróxido de hidrogênio em fase a vapor (VPHP) (Rickloff & Graham, 1989; Klapes & Vesley, 1990; Johnson et al., 1992; Capítulo 10C). O VPHP foi desenvolvido em três modos: (i) um sistema de vácuo intenso, que opera com a admissão de peróxido de hidrogênio vaporizado em uma câmara evacuada, (ii) um modo de "fluxo total", o qual usa uma mistura de peróxido

4.2.1 Perspectiva histórica A atividade microbicida do peróxido de hidrogênio é reconhecida há mais de 100 anos. As primeiras aplicações foram analisadas por Curran et al. (1940) e têm sido usadas na indústria alimentícia, para a esterilização de filtros e tubulações desde 1916 (Schumb et al. ,1955).

de hidrogênio vaporizado e ar filtrado como transportador de gás e (iii) um sistema combinado de 'vácuo intenso com fluxo total' para os artigos dos equipamentos que podem agir como uma câmara própria, como os liofilizadores ou isoladores (Klapes & Vesley, 1990; Johnson et al., 1992). Klapes e Vesley (1990) relataram a 6 inativação dos esporos de B. subtilis de 10 em alguns, mas não em todos os locais de uma centrífuga, após a exposição por 32 minutos, usando um processo combinado de 'vacuo intenso-fluxo total' a 4 ºC. Johnson et al. (1992) pesquisou a descontaminação dos liofilizadores com VPHP. Eles não observaram nenhuma

Pesquisas sobre a eficácia microbicida do peróxido de hidrogênio têm sido realizadas nas fases líquidas e de vapor. Vários autores demonstraram que o peróxido de hidrogênio é esporicida (Swartling & Lindgren, 1968; Toledo et al., 1973; Stevenson & Shafer, 1983; veja também o Capítulo 10C). Duas aplicações mais recentes do peróxido de hidrogênio têm sido como 'gás gerado', para sistemas de

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diferença considerável na mortalidade, comparando o processo de vácuo intenso com o modo combinado de 'vácuo intenso-fluxo total' e relataram os problemas da penetração do vapor nos espaços mortos do sistema.

um aumento de aproximadamente 10 ºC na temperatura dobra o índice de inativação (Curran et al., 1940; Swartling & Lindgren, 1968; Toledo et al., 1973). Johnson et al. (1992) concluíram que uma temperatura entre 10 e 50 ºC era necessária para uma condição viável de esterilização, relatando uma pequena diferença na ativação acima dessa faixa de temperatura, porém encontraram uma inativação reduzida a 60 ºC. Eles concluíram que essa inativação reduzida era devido às altas temperaturas que promovem a decomposição do peróxido de hidrogênio. Klapes & Vesley (1990), entretanto, relataram uma atividade esporicida aceitável a uma temperatura de 4 ºC.

4.2.2 Aplicações O uso do peróxido de hidrogênio tem aumentado com a crescente aplicação de operações de embalagens assépticas nas indústrias alimentícia, farmacêutica e de correlatos. O peróxido de hidrogênio pode ser aplicado como líquido, vapor ou aerossol. Foi descrito um sistema de enevoamento com um aerossol de peróxido de hidrogênio, seguido de uma secagem com ar quente, para aplicações em embalagem asséptica de alimentos (Posey et al., 1988; Posey & Swank, 1989). A aplicabilidade do peróxido de hidrogênio para a descontaminação de componentes de aeronaves espaciais também foi relatada (Wardle & Renninger, 1975).

Concentração. Um aumento na concentração da solução de peróxido de hidrogênio leva a um aumento nos índices de inativação (Swartling & Lindgren, 1968). A concentração que pode ser obtida confiavelmente na fase de vapor, entretanto, é limitada e as concentrações de vapor típicas usadas para a esterilização são de 1 a 5 mg/l.

O processo de VPHP em diversos modos foi proposto como adequado para a esterilização de produtos médicos, tais como endoscópios, e para a descontaminação de equipamentos para os processos assépticos, tais como isoladores, tubulação ou liofilizadores e de equipamentos contaminados, tais como centrífugas, incubadoras, gabinetes de segurança ou caixas de luvas (Rickloff & Graham, 1989; Klapes & Vesley, 1990; Johnson et al., 1992). Entretanto, o sistema VPHP não pode ser usado com materiais de celulose, incluindo materiais de embalagem à base de papel. Alguns danos aos materiais foram registrados com o nylon, algumas superfícies de alumínio anodizadas e alguns epóxidos (Rutala & Weber, 1996).

4.2.5 Processo de esterilização O processo de VPHP no modo de vácuo intenso utiliza o vácuo para puxar uma solução de peróxido de hidrogênio a 30%, através de um vaporizador aquecido, para a câmara do esterilizador, onde o peróxido de hidrogênio se difunde por toda câmara e carga. O processo opera a 55 a 60 ºC e possui um tempo de ciclo de aproximadamente 90 minutos. No modo de fluxo total, o processo do VPHP utiliza um gerador de vapor portátil para vaporizar uma solução de peróxido de hidrogênio a 30%. A solução é medida em uma câmara de vaporização através de bocais de spray. A câmara de vaporização é aquecida para 105 ºC para propiciar uma vaporização rápida, sem fracionar a solução de peróxido de hidrogênio e deixar o peróxido de hidrogênio oculto (Johnson et al., 1992). O vapor é, então, misturado a um gás transportador, tal como o ar filtrado, e admitido no espaço fechado para ser descontaminado.

4.2.3 Propriedades físicas e químicas Na forma pura, o peróxido de hidrogênio é um liquido incolor, porém é geralmente encontrado como uma solução em concentrações de até 50% p/v. Ele se decompõe rapidamente em água e oxigênio. As propriedades e algumas informações de saúde e segurança, relacionadas com o peróxido de hidrogênio encontram-se sumariadas nas Tabelas 21.1 e 21.2.

O modo combinado de vácuo intenso e fluxo total, como o próprio nome diz, utiliza uma combinação dessas duas metodologias. O equipamento a ser esterilizado, tal como o rotor de uma centrífuga ou um liofilizador, é evacuado e o gerador portátil de vapor é usado para injetar o vapor de peróxido de hidrogênio, seguido da admissão controlada de um pequeno volume de ar. Após um

4.2.4 Fatores que afetam a atividade microbicida Temperatura. A temperatura exerce um efeito acentuado na atividade do peróxido de hidrogênio em uma solução,

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intervalo de tempo definido, ocorre uma série de admissões de vapor de peróxido de hidrogênio e ar, enquanto um vácuo é retirado para tirar o vapor do equipamento. Isto é seguido de vários pulsos subatmosféricos de evacuação e admissão alternadas de ar filtrado (Johnson et al., 1992).

peracético da fase de vapor foi atribuída a Greenspan e colaboradores em 1951, por Portner & Hoffman (1968), que avaliaram os efeitos esporicidas do vapor. A avaliação das propriedades do ácido peracético continuou sendo feita, primeiramente, na solução aquosa para o tratamento de água e resíduos (Sanchez-Ruiz et al., 1995) e para as aplicações no cuidado com a saúde (Malchesky, 1993).

4.2.6 Validação e controle de rotina Não existe nenhuma norma específica para a validação e o controle de rotina da esterilização, que utiliza peróxido de hidrogênio vaporizado. A norma para os requisitos gerais (veja Seção 2.6) deve ser usada como base para os protocolos específicos, para a validação e o controle de rotina (International Standards Organization, 1997).

4.3.2 Aplicações A aplicação prática do ácido peracético tem sido limitada à sua natureza corrosiva (Portner & Hoffman, 1968; Malchesky, 1993). Uma solução tamponada de ácido peracético foi desenvolvida para a esterilização de endoscópios (Malckesky, 1993). Na fase de vapor, o ácido peracético tem sido usado: (i) como um gás de geração de plasma de gás (veja Seção 4.1) e (ii), para esterilizar isoladores e outros espaços fechados, utilizando um spray da solução diluída (Davenport, 1989).

Um desenvolvimento de processo deve ser empreendido, a fim de definir um processo apropriado para um produto definido ou uma variedade de produtos. A validação de processo deve incluir a qualificação de instalação, para demonstrar que o equipamento foi instalado e é capaz de produzir a reprodutibilidade de processo definida, seguido de uma qualificação de desempenho.

4.3.3 Propriedades físicas e químicas

A qualificação física de desempenho deve demonstrar a liberação do processo definido, através da medição de fatores físicos, tais como: (i) nível de vácuo e o índice no qual é obtido; (ii) aumento(s) de pressão na(s) admissão(ões) de esterilizante; (iii) temperatura de operação do vaporizador; (iv) distribuição de temperatura; (v) peso do peróxido de hidrogênio líquido usado; (vi) alterações de pressão durante a fase de desgaseificação.

O ácido peracético é formado pela reação entre o peróxido de hidrogênio e o ácido acético e é encontrado em soluções como uma mistura de equilíbrio de ácido peracético, ácido acético, peróxido de hidrogênio e água. O ácido peracético encontra-se comercialmente disponível como uma solução a 35% p/v. O ácido peracético em vapor é gerado, aquecendo uma solução de ácido peracético a 2 a 5%, estabilizada com peróxido de hidrogênio a 10 a 20%; portanto, os sistemas que utilizam o ácido peracético inevitavelmente também têm a presença do peróxido de hidrogênio. O ácido peracético possui um odor pungente e causa irritação nas membranas mucosas.

A qualificação microbiológica de desempenho deve ser feita com Bls de B. stearothermophilus. A monitoração de rotina do processo deve incluir medições, para demonstrar a conformidade com a especificação física de processo usada na qualificação de desempenho, e complementada com a utilização de Bls de B. stearothermophilus.

As propriedades do ácido peracético encontram-se sumariadas na Tabela 21.1.

4.3 Ácido Peracético

4.3.4 Fatores que afetam a atividade microbicida

4.3.1 Perspectiva histórica

Portner & Hoffman (1968) pesquisaram o efeito esporicida do ácido peracético na fase de vapor. Usando uma concentração de 1 mg/l e uma temperatura de 25 5 ºC, eles relataram a inativação de até 8 x 10 esporos de B. subtilis em 10 minutos, a umidades relativas entre 40 e 80%. A umidade ótima foi de 80% e a inativação foi significativamente reduzida à umidade relativa de 20%.

A atividade microbicida das soluções aquosas de ácido peracético foi registrada na década de 1950. Uma ampla faixa de ação contra bactérias (Gershenfeld & Davis, 1952; Baldry, 1983), esporos bacterianos (Jones et al., 1967), fungos (Lowings, 1956) e vírus (Brietman-Kline & Null, 1960) foi demonstrada. A avaliação inicial do ácido

II – 6.20


4.3.5 Processo de esterilização

4.4.2 Aplicações

As tecnologias para o uso do ácido peracético na fase de vapor têm sido desenvolvidas para aplicações específicas. Por exemplo, Davenport (1989) inventou um sistema em spray para liberar um jato atomizado e controlado de ácido peracético.

O ozônio é usado principalmente para o tratamento de água, em particular a água para o uso doméstico e para a desinfecção do efluente de esgoto. Ele não é muito usado no ambiente médico, porém foram relatados dois esterilizadores (Karlson, 1989; Stoddart, 1989), e é usado na indústria farmacêutica para tratar os sistemas de água desionizada. O ozônio foi usado pela primeira vez, em 1987, na preparação de solução de diálise (Bommer & Ritz, 1987) e foi proposto para a desinfecção de dialisadores capilares regenerados (Gal et al., 1992). Em combinação com a radiação ultravioleta (UV), o ozônio também tem sido usado para produzir um padrão farmacopéico para a água purificada (Lee et al., 1990). Uma outra utilização do ozônio inclui a descontaminação de lentes de contato (Kamiki & Kikkawa, 1976).

4.3.6 Validação e controle de rotina Não existe nenhuma norma que descreva os procedimentos para a validação e o controle de rotina do ácido peracético na fase de vapor. Para cada aplicação, protocolos em separado para a validação e controle de rotina, bem como a monitoração devem ser estabelecidos, com base na norma que fornece os requisitos gerais (International Standards Organization, 1997) (veja Seção 2.6).

Os efeitos da exposição a curto prazo (24 horas) e a longo prazo (100 horas) dos dispositivos médicos e óticos, eletrônicos, instrumentos plásticos e de metal ao ozônio a 8% foram estudados por Karlson (1989). A maioria dos itens não foi afetada, porém o cobre e o ferro foram oxidados e as luvas de plástico, poliuretano e poliestireno foram afetadas após a exposição prolongada, devido à destruição, da borracha natural de ligação fraca e do plástico, causada pelo ozônio.

4.4 Ozônio 4.4.1 Perspectiva histórica Calmette (1899) relatou a destruição de bactérias quando o fornecimento de água de Lille, França, foi tratado com ozônio e, desde o início de 1900, o ozônio tem sido usado para tratar o fornecimento nacional de água potável (Symons, 1980).

4.4.3 Propriedades físicas e químicas

A eficácia microbicida do ozônio gasoso foi demonstrada por Elford & van den Ende (1942). Leiguarda et al, (1949) relatou a destruição de esporos de Clostridium perfringens e B. anthacis pela exposição ao ozônio, e Kietzmann (1957) descreveu a eficácia das baixas concentrações de ozônio contra as bactérias transportadas pelo ar, porém não contra os contaminantes de superfície ou na presença de material orgânico O ozônio foi considerado eficaz contra as bactérias gram-negativas e gram-positivas, incluindo os formadores de esporos e amebas (Symons, 1980).

Na forma pura, o ozônio é um gás azul. É relativamente estável no ar seco, porém se decompõe rapidamente em alta umidade. É produzido, passando o ar seco ou o oxigênio entre eletrodos de alta voltagem, que produzem uma descarga da coroa, ou através da irradiação UV do ar ou oxigênio. Ele deve ser produzido no ponto de uso, devido a sua instabilidade. O ozônio é produzido a partir da desassociação das moléculas de oxigênio, que colidem com outras moléculas de oxigênio para criarem o oxigênio triatômico, com um átomo O livremente ligado; ele se prende prontamente a outras moléculas e forma o ozônio, um poderoso agente oxidante.

Ingram & Barnes (1959) relatou que os fungos eram, no mínimo, tão resistentes ao ozônio quanto as bactérias, enquanto que Sulzer et al, (1959) demonstrou que as leveduras eram menos resistentes. Estudos também demonstraram a eficácia do ozônio contra vários vírus de diferentes tipos (Kessel, 1934; Majumdar, 1973; Snyder & Chang, 1974, Burleson et al., 1975, Sproul & Majumdar, 1975; Farooq & Akhlaque, 1983; Vaughn et al., 1987).

As propriedades e algumas informações de segurança e saúde relacionadas ao ozônio encontram-se sumariadas na Tabela 21.1 e 21.2. 4.4.4 Fatores que afetam a atividade microbicida A destruição de bactérias e vírus na faixa de pH 5,6 a 9,8 foi relatada. (Masschelein, 1982; Singer, 1990). Em

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combinação com a radiação UV, a atividade do ozônio aumenta devido à formação de radicais de hidroxila reativos (Lee et al., 1990).

requisitos gerais (International Standards Organization, 1997) (veja Seção 2.6). 4.5 Dióxido de cloro

Enquanto o índice de inativação microbiana pelo ozônio permanece sob discussão, sua ação tem demonstrado depender do tempo, e sua eficácia diminui com o decorrer do tempo (Dahi, 1976). Um aumento na umidade relativa de 45% para 60 ou 80% aumenta o efeito biocida do ozônio (Busta & Foegeding, 1983). German et al. (1966) relatou que os esporos e bactérias dessecados eram altamente resistentes ao ozônio, enquanto que os medidores contaminados com Staphylococus aureus e Escherichia coli foram esterilizados em um ambiente úmido.

4.5.1 Perspectiva histórica O dióxido de cloro tem sido usado para o tratamento de fornecimento de água na Europa, desde 1850, e como agente alvejante na indústria de papel e têxtil desde 1920 (Bernarde et al., 1965; Jeng & Woodworth, 1990b). McCarthy (1944) relatou que o dióxido de cloro é um germicida eficaz na água, com uma concentração orgânica baixa. No mesmo ano, o Niagara Falls Water Treatment Plant (Syvan et al., 1944) relatou o uso do dióxido de cloro como um desinfetante no tratamento de água potável. Estudos subsequentes mostraram que o dióxido de cloro era, no mínimo, tão eficaz quanto o cloro (Trakhtman, 1946; Ridenour & Ingols, 1947), embora os dados sejam considerados de questionável valor (Bernarde et al., 1965). O dióxido de cloro líquido foi relatado como um eficaz bactericida (Ridenour & Ingols, 1947; Ridenour & Armbruster, 1949; Bernarde et al., 1965), viricida (Cronier, 1977) e esporicida a uma concentração de, aproximadamente, 0,2 mg/l (Masschelein, 1979; Ridenour et al., 1949).

O ozônio possui uma capacidade de penetração limitada. 4.4.5 Processo de esterilização Um esterilizador de ozônio foi descrito com um ciclo de três estágios (Karlson, 1989). O oxigênio é liberado para o gerador de ozônio durante o primeiro estágio, no qual é convertido em ozônio de alta concentração. O ozônio gasoso desloca o ar na câmara do esterilizador. Durante o segundo estágio, o ozônio é continuamente passado através da câmara por um período de tempo definido. Um sistema de resfriamento mantém o gerador de ozônio a uma temperatura definida, a qual contribui para o controle da concentração de ozônio. O nível de ozônio na câmara é continuamente monitorado. Ao final do segundo estágio, a geração de ozônio é desligada, porém o fluxo de oxigênio continua, a fim de ejetar o ozônio. Quando o nível do ozônio chegar a zero, o ciclo é considerado completo.

A atividade esporicida do dióxido de cloro na forma gasosa foi demonstrada recentemente (Orcutt et al., 1981). Esse fato foi confirmado posteriormente na literatura e patentes (U.S. Patent 4 504 442, março de 1985; Knapp et al., 1986; Rosenblatt et al., 1987; Kowalski et al., 1988; Jeng & Woodworth, 1990a, b). O gás de dióxido de cloro foi considerado um esterilizante 1075 vezes mais potente que o óxido de etileno à temperatura de 30 ºC e umidade relativa similar (Jeng & Woodworth, 1990b).

Um sistema alternativo (Stoddart, 1989) libera o ozônio a uma concentração de 10 a 12%. O ciclo de esterilização é executado sob vácuo e dura entre 30 a 60 minutos, incluindo a aeração. Após a exposição, o ozônio é purgado, filtrado e convertido novamente em oxigênio. O esterilizador é monitorado por um sistema de controle automatizado.

4.5.2 Aplicações O dióxido de cloro é usado para o controle de sabor e odor nas linhas de água (Walker et al., 1986; White, 1986), devido à sua poderosa propriedade de agente oxidante. O dióxido de cloro também foi pesquisado quanto ao controle de legionellae no sistema de água hospitalar (Walker et al., 1995). Foi usado como um sanitizante de superfícies na indústria alimentícia e, no ambiente de cuidados com a saúde, como um esterilizante químico líquido ou gasoso. Na sua forma gasosa, ele tem sido usado para a esterilização de

4.4.6 Validação e controle de rotina Não existe nenhuma norma que descreva os procedimentos específicos para a validação e o controle de rotina do ozônio. Para cada aplicação, protocolos em separado para a validação e o controle de rotina devem ser estabelecidos, com base na norma que fornece os

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instável e, devido a sua explosividade em concentração alta, deve ser gerado in situ (Aieta & Berg, 1986). O dióxido de cloro é produzido a partir do cloro ou da ação do ácido no cloreto de sódio. 4.5.4 Fatores que afetam a atividade microbicida

oxigenadores em escala industrial (Jeng & Woodworth, 1990b). Jeng & Woodworth (1990b) demonstrou que o gás de dióxido de cloro pode penetrar nos materiais de embalagem que utilizam: (i) bisnagas seladas de polivinil cloreto e (ii) recipientes rígidos de dispositivos médicos de polivinil cloreto (aproximadamente 0,03 mm de espesura) com tampas de poliolefina.

Concentração. A atividade esporicida do gás de dióxido de cloro foi considerada dependente da concentração (Jeng & Woodworth, 1990b). A atividade contra os esporos de B. subtilis var. niger à umidade relativa ambiente (de 20 a 40%) e à temperatura ambiente (23 ºC) foi maior a uma concentração maior de gás.

4.5.3 Propriedades físicas e químicas O dióxido de cloro é um gás laranja-esverdeado com um odor pungente similar ao do cloro. O limite do odor é de 6 cerca de 0,1 partes/10 . É altamente solúvel em água e, no meio aquoso, forma radicais estáveis não-ionizantes (Wagner, 1962).

Umidade. Jeng & Woodworth (1990b) relatou que a préumidificação para umidade relativa de 70 a 75% melhoraria muito a eficácia do dióxido de cloro e confirmaria os registros anteriores sobre a importância da pré-umidificação para a atividade esporicida do dióxido de cloro (Rosenblatt et al., 1985, 1987; Knapp et al., 1986).

O dióxido de cloro é explosivo no ar a concentrações acima de 10% v/v (Haller & Northgraves, 1955), porém não é explosivo e inflamável a concentrações utilizadas para a esterilização. O dióxido de cloro é relativamente

Pressão (bar)

Obs. para Figura 21.4: Os estágios do clico ilustrado são: i) Remoção do ar ii) Umidificação iii) Injeção de gás de dióxido de cloro iii) Exposição iv) Fluxo

Tempo Figura 21.4: Ilustração de um ciclo de esterilização de dióxido de cloro.

4.5.5 Processo de esterilização

um típico ciclo de esterilização por dióxido de cloro gasoso. Um ciclo típico opera à temperatura ambiente (entre 25 e 30 ºC) e a umidade relativa de 70 a 90%. O dióxido de cloro é gerado in situ, a partir de cloreto de sódio seco e gás de cloro em um transportador de

Um sistema para a esterilização dos dispositivos médicos, que utiliza dióxido de cloro gasoso foi desenvolvido por volta de 1980. A Figura 21.4 apresenta

II – 6.23


nitrogênio. O gás de dióxido de cloro é, então, puxado para câmara evacuada e a pressão aumenta para quase abaixo da pressão atmosférica, a fim de atingir a concentração de esterilizante necessária. As condições são mantidas pelo tempo de exposição necessário. Mais dióxido de cloro é admitido na câmara durante o estágio de exposição, para manter a concentração necessária. Ao final do ciclo, a câmara é evacuada e o gás de exaustão é passado pela coluna química para absorver o dióxido de cloro. O tempo de ciclo varia de 3 minutos a 2 horas, usando entre 10 e 50 mg/l de dióxido de cloro (Janssen & Scheneider, 1993; Sintim-Damoa, 1993).

gasoso. Para cada aplicação, protocolos em separado para a validação e controle de rotina, bem como para a monitoração devem ser estabelecidos, com base na norma que fornece os requisitos gerais (International Standards Organization, 1997; veja Seção 2.6).

4.5.6 Validação e controle de rotina

O Bl de esporos de B. subtilis var. niger são usados para a qualificação microbiológica de desempenho do processo.

As variáveis físicas de processo que requerem o controle e a monitoração de rotina incluem a concentração de gás (isso pode ser medido por um espectrofotômetro, a partir de um sistema em linha, que retira continuamente amostras de gás); umidade relativa; pressão, temperatura e tempo de exposição.

Não existe nenhuma norma específica para a validação e o controle de rotina da esterilização por dióxido de cloro

Referências

Aronson, H. (1897) Über eine neue Methode zur Desinfection von grosseren Raumen mittels Formalin. Zeitschrift für Hygiene, 25, 168-178. Ashman, L.E. & Menashi, W.P. (1972) Treatment of Surface with Low-pressure Plasmas. US Patent 3 701 628. Baldry, M.G.C. (1983) The bactericidal, fungicidal and sporicidal properties of hydrogen peroxide and peracetic acid. Journal of Applied Bacteriology, 54, 417-423. Bedford, P. & Fox, B.W. (1981) The role of formaldehyde in methylene dimethanesulphonate-induced DNA cross-links and its relevance to cytotoxicity. Chemical-Biological Interactions, 38, 119-126. Bell, A.T. (1974) Fundamentals of plasma chemistry. Is Techniques and Applications of Plasma Chemistry. New York: Wiley-Interscience. Benarde, M.A., Israel, B.M., Olivieri, V.P. & Granstrom, M.L. (1965) Efficiency of chlorine dioxide as a bactericide. Applied Microbiology, 13, 776-780. (ilegível), C., Place, A.R. & Soter, W. (1983) Formaldehyde mutagenesis in Drosophila: molecular analysis of ADH-negative mutants. Mutation Research, 111, 1-7. Bithell, R.M. (1982a) Package and Sterilizing Process for Same. US Patent 4 321 232. Bithell, R.M. (1982b) Plasma Pressure Pulse Sterilization. US Patent 4 348 357. Blake, D.F. & Stumbo, C.R. (1970) Ethylene oxide resistance of micro-organisms important in spoilage of acid and high-acid foods. Journal of Food Science, 35, 26-29.

Adams, R.L.P. Burdon, R.H., Campbell, A.M., Leader D.P. & Smellie, R.M.S. (1981) The Biochemistry of th Nucleic Acids, 9 edn. London: Chapman and Hall. Addy, T.O. (1991) Low temperature plasma: a new sterilization technology for hospital applications. In Sterilization of Medical Products. Vol. V. (eds Morrissey, R.F. & Prokopenko, Y.I.), pp. 89-95. Morin Heights, Canada: Polyscience Publications. Aieta, F.M. & Berg. J.D. (1986) A review of chlorine dioxide in drinking water treatment. Journal of the American Water Works Association. 78, 62-72. Alder, V.G. (1987) The formaldehyde/low temperature steam sterilizing procedure. Journal of Hospital Infection, 9 194-200. Alder, V.G. & Gillespie, W.A. (1961) Disinfection of woollen blankets in steam at sub-atmospheric pressure. Journal of Clinical Pathology, 14, 515-518. Alder, V.G., Brown, A.M. & Gillespie, W.A. (1966) Disinfection of heat sensitive material by low temperature steam and formaldehyde. Journal of Clinical Pathology, 19, 83-89. Alvarez, M.E. & O’Brien, R.T. (1982) Mechanisms of inactivation of poliovirus by chlorine dioxide and iodine. Applied and Environmental Microbiology, 44, 1064-1071. Amoore, J.F. & Hautala, F. (1983) Odor as an aid to chemical safety: odor thresholds compared with threshold limit values and volatilities for 214 industrial chemicals in air and water dilution. Journal of Applied Toxicology, 3, 272-290.

II – 6.24


Bommer, J. & Ritz, E. (1987) Water quality - a neglected problem in hemodialysis. Nephron, 46, 1-6. Brandys, R.C. (1993) Regulations on worker safety and the environment. In Sterilization Technology (eds Morrissey, R.F. & Phillips, G.B. (pp. 491-509. New York: Van Nostrand Reinhold. Briefman-Kline, L. & Null, R.N. (1960) The viricidal properties of peracetic acid. American Journal of Clinical Pathology, 33, 30-33. British Standards Institution (1990) BS 3970 Specifications for Sterilizers and Disinfectors for Medical Purposes. Part 6. Specification for Low Temperature Steam with Formaldehyde Sterilizers. London: British Standards Institution. Bruch, C.W. (1961) Gaseous sterilization. Annual Review of Microbiology, 15, 245-262. Bruch, C.W. & Koesterer, M.G. (1961) The microbicidal activity of gaseous propylene oxide and its application to powdered or flaked foods. Journal of Food Science, 26, 428-435. Burleson, G.R., Murray, T.M. & Pollard. M. (1975) Inactivation of viruses and bacteria by ozone, with and without sonication. Applied Microbiology, 29, 340-344. Busta, F.F. & Foegeding, P.M. (1983) Chemical food preservatives. In Disinfection, Sterilization and rd Preservation, 3 edn (ed. Block, S.S.), pp. 657-694. Philadelphia: Lea and Febiger. Calmette, A. (1899) Rapport sur la sterilisation industrielle des eaux potables. Annales de I’Institut Pasteur, 13, 344-357. Caputo, R.A., Fisher, J., Jarzynski, V. & Martens, P.A. (1993) Validation testing of a gas plasma sterilization system. Medical Device and Diagnostic Industry, January, 132-138. Chattoraj, D.K. (1970) Formaldehyde induced changes of heat denatured DNA. Zeitschrift für Naturforschung, 256, 1316-1319. Comité Européen de Normalisation (CEN) (1994a) pr EN 1422 Sterilizers for Medical Purposes - Ethylene Oxide Sterilizers - Requirements. Brussels: CEN. Comité Européen de Normalisation (CEN) (1994b) EN 550 Sterilization of Medical Devices - Validation and Routine Control of Sterilization by Ethylene Oxide. Brussels: CEN. Comité Européen de Normalisation (CEN) (1995a) pr EN 866-1 Biological Systems for Testing Sterilizers and Sterilization Processes - Part 1: General Requirements. Brussels: CEN. Comité Européen de Normalisation (CEN) (1995b) pr EN 866-2 Biological Systems for Testing Sterilizers and

Sterilization Processes - Part 2: Particular Systems for Use in Ethylene Oxide Sterilizers. Brussels: CEN. Comité Européen de Normalisation (CEN) (1995c) per EN 866-5 Biological Systems for Testing Sterilizers Part 5: Particular Systems for Use in Low Temperature Steam and Formaldehyde Sterilizers. Brussels: CEN. Comité Européen de Normalisation (CEN) (1995d) pr EN 866-8 Biological Systems for Testing Sterilizers and Sterilization Processes - Part 8: Particular Requirements for Self-contained Biological Indicator Systems for Use in Ethylene Oxide Sterilizers. Brussels: CEN. Commission of the European Communities (1993) Directive concerning medical devices 93/42/EEC. Official Journal of the European Communities, L169, 1-43. Commission of the European Communities (1994) Council Regulation (EC) N° 3093/94 of 15 December 1994 on substances that deplete the ozone layer. Official Journal of the European Communities, L333, 1-19. Cotton, R.T. & Roark, R.C. (1928) Ethylene oxide as a fumigant. Industrial and Engineering Chemistry, 20, 805. Cronier, S.D. (1977) Destruction by chlorine dioxide of viruses and bacteria in water. MS thesis, University of Cincinnati, Ohio. Cross, G.L.C. & Lach, V.H. (1990) The effects of controlled exposure to formaldehyde vapour on spores of Bacillus globigii NCTC 10073, Journal of Applied Bacteriology, 68, 461-469. Curran, H.R., Evans, F.R. & Leviton, A. (1940) The sporicidal action of hydrogen peroxide and the use of crystalline catalase to dissipate residual peroxide. Journal of Bacteriology, 40, 423-434. Dadd, A.H. & Daley, G.M. (1980) Resistance of microorganisms to inactivation by gaseous ethylene oxide. Journal of Applied Bacteriology, 49, 89-101. Dadd, A.H., Town, M.M. & McCormick, K.E. (1985). The influence of water on the resistance of spores to inactivation by gaseous ethylene oxide. Journal of Applied Bacteriology, 58, 613-621. Dahi, E. (1976) Physicochemical aspects of disinfection of water by means of ultrasound and ozone. Water Research, 10, 677-684. Dancer, B.N., Power, E.G. & Russell, A.D. (1989) Alkaliinduced revival of Bacillus spores after inactivation by glutaraldehyde. FEMS Microbiology Letters, 48, 345-348.

II – 6.25


Davenport, S.M. (1989) Design and use of a novel peracetic acid sterilizer for absolute barrier sterility testing chambers, Journal of Parenteral Science and Technology, 43, 158-166. Department of Health (1994) Health Technical Memorandum 2010 Part 3: Validation and Verification - Sterilization, London: Her Majesty's Stationery Office. Dewhurst, E. & Hoxey, E.V. (1990) Sterilization methods. In Guide to Microbiological Control in Pharmaceutical (eds Denyer, S. & Baird, R.), pp. 182-218. London: Ellis Horwood. Elford, W.J. & van den Ende, J. (1942) An investigation of the merits of ozone as an aerial disinfectant. Journal of Hygiene, 42, 240-265. Ernst, E.R. & Doyle, J.F. (1968) Sterilization with gaseous ethylene oxide: a review of chemical and physical factors. Biotechnology and Bioengineering, 10, 1-31. Ernst, E.R. & Shull, J.J. (1962a) Ethylene oxide gaseous sterilization. I. Concentration and temperature effects. Applied Microbiology, 10, 337-341. Ernst, E.R. & Shull, J.J. (1962b) Ethylene oxide gaseous sterilization. II. Influence of method of humidification. Applied Microbiology, 10, 342-344. Farooq, S. & Akhlaque, S. (1983) Comparative response of mixed cultures of bacteria and viruses to ozonation. Water Research 17, 809-812. Fraser, S.J., Gillette, R.B. & Olson, R.L. (1974) Sterilizing and Packaging Process Utilizing Gas Plasma. US Patent 3 851 436. Fraser, S.J., Gillette, R.B. & Olson, R.L. (1976) Sterilizing Process and Apparatus Utilizing Gas Plasma. US Patent 3 948 601. Gal, G., Kiss, E., Foldes, J. & Dombi, A. (1992) Disinfection of regenerated dialyzers with ozone. International Journal of Artificial Organs, 15, 461464. German, A., Panouse-Perin, J. & Gurin, B. (1966) Sterilization with ozone. Annales Pharmaceutiques Françaises, 24, 693-701. Gershenfeld, L. & Davis, D.E. (1952) The effect of peracetic acid on some thermoaciduric bacteria. American Journal of Pharmacy, 124, 337-342. Gilbert, G.L., Gambill, V.M., Spiner, D.R., Hoffman, R.K. & Phillips, C.R. (1964) Effect of moisture on ethylene oxide sterilization. Applied Microbiology, 12, 496-503. Greene, A.K., Few, B.K. & Serafini, J.C. (1993) A comparison of ozonation and chlorination for the disinfection of stainless steel surfaces, Journal of Dairy Science, 76, 3612-3620.

Griffith, C.L. & Hall, L.A. (1940) Sterilizing Colloid Materials. US Patent 2 189 949. Gross, P.M. & Dixon, L.F. (1937) Method of Sterilizing, US Patent 2 075 845. Gut Boucher, R.M. (1980) Seeded Gas Plasma Sterilization Method. US Patent 4,207,286. Haller, J.F. & Northgraves, W.W. (1955) Chlorine dioxide and safety. TAPP, 38, 199-202. Handlos, V. (1977) Formaldehyde sterilization I. Determination of formaldehyde residuals in autoclave-sterilized materials. Archives of Pharmaceutical Chemistry and Scientific Education, 5, 163-169. Handlos, V. (1979) Formaldehyde sterilization II. Formaldehyde-steam sterilization; the process and its influence on the formaldehyde residuals. Archives of Pharmaceutical Chemistry and Scientific Education, 7, 1-11. Handlos, V. (1984) Technical aspects of gaseous formaldehyde as a sterilant. Biomaterials, 5, 81-85. Hauchman, F.S. (1983) Inactivation of viruses with chlorine dioxide. PhD thesis, Johns Hopkins University, Baltimore, Maryland. Hauchman, F.S.I., Noss, C.I. & Olivieri, V.P. (1986) Chlorine dioxide reactivity with nucleic acids. Water Research, 20,357-361. Health and Safety Executive (1996) EH 40/96 Occupational Exposure Limits 1996. Sheffield: Health and Safety Executive. Hoffman, R.K. (1971) Toxic gases. In Inhibition and Destructon of the Microbial Cell (ed. Hugo, W.B.), pp. 225-258. London and New York: Academic Press. Hoffman, R.K. & Warshowsky, B. (1958) Betapropiolactone vapor as a disinfectant. Applied Microbiology, 6, 358-362. Hoxey, E.V. (1984) Bacterial spores as biological indicators for sterilization by low temperature steam and formaldehyde. PhD thesis, University of Bath. Hoxey, E.V. (1989) The case for parametric release. In Proceedings of the Eucomed Conference on Ethylene Oxide Sterilization (21-22 April 1989, Paris), pp. 45-47. Brussels: Eucomed. Hoxey, E.V. (1991) Low temperature steam formaldehyde. In Sterilization of Medical Products (eds Morrissey, R.F. & Prokopenko, Y.I.), pp. 359364. Morin Heights, Canada: Polyscience Publications. Hurrell, D.J., Line S.J. & Cutts, D.W. (1983) Isolating samples in the chamber of a steam-formaldehyde

II – 6.26


sterilizer. Journal of Applied Bacteriology, 55, 135142. Ide, P.R. (1979) The sensitivity of some avian viruses to formaldehyde fumigation. Canadian Journal of Comparative Medicine, 43, 211-216. Ikarashi, Y., Tsuchiya, T. & Nakamura, A. (1995) Cytotoxicity of medical materials sterilized with vapour-phase hydrogen peroxide. Biomaterials, 16, 177-183. Ingram, M. & Barnes, E.M. (1959) Sterilization by means of ozone. Journal of Applied Bacteriology, 17, 246271. International Agency for Research on Cancer (IARC) (1985) Hydrogen Peroxide. IARC Monograph. Geneva: World Health Organization. International Agency for Research on Cancer (IARC) (1994) Ethylene Oxide. IARC Monograph. Geneva: World Health Organization. International Electrotechnical Commision (IEC) (1996) IEC FDIS 1010-2-042 Safety Requirements for Electrical Equipment for Measurement. Control and Laboratory Use. Particular Requirements for Autoclaves Using Toxic Gas for the Treatment of Medical Materials, and for Laboratory Processes. Geneva: IEC. International Programme on Chemical Safety (IPCS) (1990) Ozone. IPCS Chemical Safety Card, Vol. 68. Geneva: World Health Organization. International Programme on Chemical Safety (IPCS) (1991a) Formaldehyde, IPCS Health and Safety Guide, Vol. 57. Geneva: World Health Organization. International Programme on Chemical Safety (IPCS) (1991b) Chlorine Dioxide. IPCS Safety Card, Vol. 127. Geneva: World Health Organization. International Standards Organization (ISO) (1994) ISO 11135 Sterilization of Medical Devices - Validation and Routine Control of Industrial Ethylene Oxide Sterilization. Geneva: ISO. International Standards Organization (ISO) (1995) ISO CD 14538 Method for the Establishment of Allowable Limits for Residues in Medical Devices Using Health-based Risk Assessment. Geneva: ISO. International Standards Organization (ISO) (1996) ISO 10993-7 Biological Evaluation of Medical DevicesPart 7: Ethylene Oxide Sterilization Residuals. Geneva: ISO. International Standards Organization (ISO) (1997) ISO CD 14937 Sterilization of Healthcare Products General Requirements for Characterization of a Sterilizing Agent, and the Development, Validation

and Routine Control of a Sterilization Process. Geneva: ISO. Jacobs, P.T. (1989) Plasma sterilization. Journal of Healthcare Material Management, 7, 49. Janssen, D.W. & Schneider, P.M. (1993) Overview of ethylene oxide alternative sterilization technologies. Zentral Sterilisation, 1, 16-32. Jeng, D.K. & Woodworth, A.G. (1990a) Chlorine dioxide gas sterilization of oxygenators in an industrial scale sterilizer: a successful model. Artificial Organs, 14, 361-368. Jeng, D.K. & Woodworth, A.G. (1990b) Chlorine dioxide gas sterilization under square wave conditions. Applied and Environmental Microbiology, 56, 514519. Johnson, J.W., Arnold, J.F., Nail, S.L. & Renzi, E. (1992) Vaporized hydrogen peroxide sterilization of freeze dryers. Journal of Parenteral Science and Technology, 46, 215-225. Jones, L.A., Jr, Hoffman, R.K. & Philips, C.R. (1967) Sporicidal activity of peracetic acid and βpropiolactone at subzero temperatures. Applied Microbiology, 15, 357-362. Jorkasky, J.F. (1993) Special considerations for ethylene oxide: chlorofluorocarbons. In Sterilization Technology (eds Morrissey, R.F. & Phillips, G.B.), pp. 391-401. New York: Van Nostrand Reinhold. Kamiki, T. & Kikkawa, Y. (1976) Ozone sterilization technique of hydrophillic contact lenses. A 20th Congress Paper Contact, 20, 16-18. Karlson, E.K. (1989) Ozone sterilization. Journal of Healthcare Material Management, 7, 43-45. Kaye, S. (1949) The sterilizing action of gaseous ethylene oxide. III. The effect of ethylene oxide and related compounds upon bacterial aerosols. American Journal of Hygiene, 50, 289-295. Kaye, S. & Phillips, C.R. (1949) The sterilizing action of gaseous ethylene oxide. IV. The effect of moisture. American Journal of Hygiene, 50, 296-306. Kietzmann, U. (1957) Uber die Wirkung von Ozon gegen Bakterien in der Lebensmittel und Fischindustrie. Archiv für Lebensmittelhygiene, 8, 35-37. Kereluk, K., Gammon R.A. & Lloyd R.S. (1970) Microbiological aspects of ethylene oxide sterilization. II Microbial resistance to ethylene oxide. Applied Microbiology, 19, 152-156. Kessel, J.F., Allison, D.K., Moore, F.J. & Kaime, M. (1943) Comparison of chlorine and ozone as virucidal agents of poliomyelitis virus. Proceedings of the Society for Experimental Biology and Medicine, 53, 71-73.

II – 6.27


Klarenbeek, A. & Van Tongeren, H.A.E. (1954) Viricidal action of ethylene oxide gas. American Journal of Hygiene, 52, 525-528. Klapes, N.A. & Vesley, D. (1990) Vapour-phase hydrogen peroxide as a surface decontaminant and sterilant. Applied and Environmental Microbiology, 56, 503506. Knapp, J.E., Rosenblatt, D.H. & Rosenblatt, A.A. (1986) Chlorine dioxide as a gaseous sterilant. Medical Device and Diagnostic Industry, 8, 48-51. Kolb, R.W. & Schneitner, R. (1950) The germicidal and sporicidal efficacy of methyl bromide for Bacillus anthracis. Journal of Bacteriology, 59, 401-412. Kowalski, J.B., Hollis, R.A. & Roman, C.A. (1988) Sterilization of over wrapped foil suture packages with gaseous chlorine dioxide. In Developments in Industrial Microbiology, Vol. 29 (ed. Pierce, G.), pp. 239-245. Amsterdam: Elsevier Science Publishers. Kozlov, Y.I. & Debabov, V.G. (1972) Change in matrix properties of native DNA treated with formaldehyde. Biochemistry USSR, 37, 304-311. Lee, M.G., Ireland, D.S., Hunt, P., Vallor, J., Francis, P. & Gothard, A. (1990) Water purification using ozone and UV radiation in combination. Pharmaceutical Journal, 245, 674-675. Leiguarda, R.H., Peso, D.A. & de Palazzolo, A. (1949) Accion bactercida del ozono. Annales de la Asociation Quimica Argentina, 37, 165. (ilegível) formaldehyde sterilizer for gas penetration efficiency. Journal of Clinical Pathology, 26, 716719. Liu, T.S., Howard, G.L., & Stumbo, C.R. (1968). Dichlorodifluoromethane-ethylene oxide mixture as a sterilant at elevated temperatures. Food Technology, 22, 86-89. Loew, O. (1886) Uber Formaldehyd und dessen Condensation. Journal für Praktische Chemie Chemiker Zeitung, 33, 321-351. Lowings, P.H. (1956) The fungal contamination of kentish strawberry fruits in 1955. Applied Microbiology. 4, 84-88. McCarthy, J.A. (1944) Bromine and chlorine dioxide as water disinfectants. Journal of the New England Water Works Association, 58, 55-68. Majumdar, S.B., Ceckler, W.H. & Sproul, O.J. (1973) Inactivation of poliovirus in water by ozonation. Journal WPCF, 45, 2433-2443. Malchesky, P.S. (1993) Peracetic acid and its application to medical instrument sterilization. Artificial Organs, 17, 147-152.

Marcos, D. & Wiseman, D. (1979) Measurements of formaldehyde concentrations in a sub-atmospheric steam-formaldehyde autoclave. Journal of Clinical Pathology, 32, 567-575. Masschelein, W.J. (1979) Industrial applications of chlorine dioxide and sodium chlorite. In Chemistry and Environmental Impact of Oxychlorine Compounds (ed. Rice, R.G.), pp. 147-183. Ann Arbor, Michigan: Ann Arbor Science Publishers. Masschelein, W.J. (1982) Ozonization Manual for Water and Wastewater Treatment. New York: John Wiley & Sons. Matthews, I.P., Gibson, C. & Samuel, A.H. (1989) Enhancement of the kinetics of the aeration of ethylene oxide sterilized polymers using microwave radiation. Journal of Biomedical Material Research, 23, 143-156. Mecke, P. (1992) Hydrogen peroxide plasma - an interesting microbiocidal concept. Hygiene und Medizin. 17, 537-543. Menashi, W.P. (1968) Treatment of Surfaces. US Patent 3 383 163. National Research Council (1980) Drinking Water and Health, Vol. 2. Washington, DC: National Research Council. Nordgren, G. (1939) Investigations on the sterilization efficacy of gaseous formaldehyde. Acta Pathologica et Microbiologica Scandinavica, Supplement XL, 1165. Noss, C.I., Hauchman, F.S. & Olivieri, V.P. (1986) Chlorine dioxide reactivity with proteins. Water Research, 20, 351-356. Orcutt, R.P., Otis, A.P. & Alliger, H. (1981) Alcide TM: an alternative sterilant to peracetic acid. In Recent Advances in Germfree Research. Proceedings of the (ilegível) Sasaki, S. Ozawa, A & Hashioto, K.,) pp. 79-81. Tokyo: Japan: Tokai University Press. Page B.F.J. (1993) Special considerations for ethylene oxide: product residues. In Sterilization Technology (eds Morrissey, R.F. & Phillips, G.B.) pp. 402-420. New York: Van Nostrand Reinhold. Peeples, R.E. & Anderson, N.R. (1985a) Microwave coupled plasma sterilization and depyrogenation I. System characteristics. Journal of Parenteral Science and Technology, 39. 2-8. Peeples, R.E. & Anderson, N.R. (1985b) Microwave coupled plasma sterilization and depyrogenation II. Mechanisms of action. Journal of Parenteral Science and Technology, 39, 9-15. Pflug, I. J. & Holcomb, R. (1983) Principles of thermal destruction of microorganisms. In Disinfection,

II – 6.28


rd Sterilization and Preservation, 3 end (ed. Block, S.S.), pp. 51-810. Philadelphia: Lea and Febiger. Phillips, C.R. (1949) The sterilizing action of gaseous ethylene oxide. II Sterilization of contaminated objects with ethylene oxide and related compounds: time, concentration and temperature relationships. American Journal of Hygiene, 50, 280-288. Phillips, C.R. (1952) Part IX. Relative resistance of bacterial spores and vegetative bacteria to desinfectants. Bacteriological Reviews. 16, 135-138. Phillips, C.R. & Kaye, S. (1949) The sterilizing action of gaseous ethylene oxide. I. Review. American Journal of Hygiene, 50, 270-279. Pickerill, J.K. (1975) Practical system for steamformaldehyde sterilizing. Laboratory Practice, 24, 401-404. Portner, D.M. & Hoffman, R.K. (1968) Sporicidal effect of peracetic acid vapour. Applied Microbiology, 16, 1782-1785. Posey, J.L. & Swank, R.W. (1989) Apparatus for Sterilizing Film and Like Packaging Material. US Patent 4 888 155. Posey, J.L., Swank, R.W., Sliva, M.E. & Picken, J.E. (1988) Apparatus for Removing Liquid and Residue from a Web of Film. US Patent 4 783 947. Profumo, A. & Pesavento, M. (1986) Extraction and gas chromatographic determination of residual formaldehyde in micro-surgical materials. Analyst, 111, 241-242. Public Health Laboratory Service (1958) Disinfection of fabrics with gaseous formaldehyde by the committee on formaldehyde disinfection. Journal of Hygiene, Cambridge, 56, 488-515. Rickloff, J.R. & Graham, G.S. (1989) Vapour phase hydrogen peroxide sterilization. Journal of Healthcare Material Management, 7, 45-49. Ridenour, G.M. & Armbruster, E.H. (1949) Bactericidal effect of chlorine dioxide. Journal of the American Water Works Association, 41, 537-550. Ridenour, G.M. & Ingols, R.S. (1947) Bactericidal properties of chlorine dioxide. Journal of the American Water Works Association, 39, 561-567. Ridenour, G.M., Ingols, R.S. & Armbruster, E.H. (1949) Sporicidal properties of chlorine dioxide. Water and Sewage Works, 96, 279-283. Robertshaw, R.G. (1983) Low temperature steam and formaldehyde sterilization. Journal of Hospital Infection, 4, 305-314. Rosenblatt, D.H., Rosenblatt, A.A. & Knapp, J.E. (1985) Use of Chlorine Dioxide Gas as a Chemosterilizing Agent. US Patent 4 504 442.

Rosenblatt, D.H., Rosenblatt, A.A. & Knapp, J.E. (1987) Use of Chlorime Dioxide Gas as a Chemosterilizing Agent. US Patent 4 681 739. Rutala, W.A. & Weber, D.J. (1996) Low temperature sterilization technologies: do we need to redefine "sterilization"? Infection Control and Hospital Epidemiology, 17, 87-91. Sanchez-Ruiz, C., Martinez-Royano, S. & Tejero-Monzon, I. (1995) An evaluation of the efficiency and impact of raw wastewater disinfection with peracetic acid prior to ocean discharge. Water Science and Technology. 32, 159-166. Schrader, H. & Bossert, E. (1936) Fumigant Composition. US Patent 2,037,439. Schumb, W.C., Satterfield, C.N. & Wentworth, R.L. (1955) Hydrogen Peroxide. New York: Reinhold. Singer, P.C. (1990) Assessing ozonation research needs in water treatment. Journal of the American Water Works Association, 84, 78-88. Sintim-Damoa, K. (1993) Other gaseous methods. In Sterilization Technology (eds Morrissey, R.F. & Phillips, G.B.), pp. 335-347. New York: Van Nostrand Reinhold. Snyder, J.E. & Chang, P.W. (1974) Relative resistance of eight human enteric viruses to ozonation in Saugatucket River water. In Proceedings of the International Ozone Institute Workshop on Aquatic Applications of Ozone, pp. 82-99. Boston: International Ozone Institute. Sordellini, P.J. (1997) Speeding ethylene oxide-sterilized products to market with parametric release. Medical Device and Diagnostic Industry. 19, 67-80. Spicher, G. & Peters, J. (1976) Microbial resistance to formaldehyde I. Comparative quantitative studies in some selected species of vegetative bacteria, bacterial spores, fungi, bacteriophages and viruses. Zentralblatt fĂźr Bakteriologie, Parasitenkunde. Infektions-Krankheiten und Hygiene, I. Abteilung Originale, Reihe B, 173, 188-196. Spicher, G. & Peters, J. (1981) Heat activation of bacterial spores after inactivation by formaldehyde: dependence of heat activation on temperature and duration of action. Zbl. Bakt. Hyg I Abt. Orig. B 173, 188-196. Spiner, D.R. & Hottman, R.K. (1971) Effect of relative humidity on formaldehyde decontamination. Applied Microbiology, 22, 1138-1140. Sprague, E.K. (1899) Formaldehyde disinfection in a vacuum chamber. Public Health Reports. 14, 15491559.

II – 6.29


Sproul, O.J. & Majumdar, S.B. (1975) Poliovirus inactivation with ozone in water. In Proceedings of the 1st International Symposium on Ozone Water Wastewater Treatment 1973 (eds Rice, R.G. & Browning, M.E.), pp. 288-295. Waterbury, Connecticut: International Ozone Institute. Stevenson, K.E. & Shafer, B.D. (1983) Bacterial spore resistance to hydrogen peroxide. Food Technology. 37, 111-114. Stoddart, G.M. (1989) Ozone as a sterilizing agent. Journal of Healthcare Material Management, 7, 4243. Sulzer, F., Ramadan, F. & Wuhrmann, K. (1959) Studies on the germicidal action of ozone. Schweiz, Z. Hydrol. 21, 112-122. Swartling, P. & Lindgren, B. (1968) The sterilizing effect against Bacillus subtilis spores of hydrogen peroxide at different temperatures and concentrations. Journal of Dairy Research, 35, 423-428. Symons, J.M. (1980) Ozone, chlorine dioxide and chloramines as alternatives to chlorine for disinfection of drinking water: generation and usage of alternate disinfectants. In Ozone and Chlorine Dioxide Technology for Disinfection of Drinking water. (ed. Katz, J.), pp. 4-12. Park Ridge, New Jersey: Noyes Data Corporation. Syvan, J.F., MacMahon, J.D. & Vincent, G.P. (1944) Chlorine dioxide - a development in the treatment of potable water. Water Works and Sewerage. 91, 423426. Tensmeyer, L.G. (1976) Method of Killing Microorganisms in the Inside of a Container Utilizing a Laser Beam Induced Plasma. US Patent 3, 955, 921. Tensmeyer, L.G., Wright, P.E., Fegenbush, D.O. & Snapp, S.W. (1981) Sterilization of glass containers by laser initiated plasmas. Journal of Parenteral Science and Technology, 35, 93-96. Toledo, R.T., Escher, F.E. & Ayres, J.C. (1973) Sporicidal properties of hydrogen peroxide against food spoilage organisms. Applied Microbiology, 26, 592597. Trakhtman, N.N. (1946) Chlorine dioxide in water disinfection. Giegiena i Sanit, 11, 10-13. Trujillo, R. & David, T.J. (1972) Sporostatic and sporicidal properties of aqueous formaldehyde. Applied Microbiology, 23, 618-622. Turner, F.J. (1983) Hydrogen peroxide and other oxidant disinfectants. In Disinfection, Sterilization and Preservation, 3rd edn (ed. Block, S.S.), pp. 240-250. Philadelphia: Lea and Febiger.

United Nations Environment Programme (UNEP) (1987) Montreal Protocol on Substances that Deplete the Ozone Layer. Final act, Nairobi. New York: UNEP. Vaughn, J.M., Chen, Y.S., Lindburg, K. & Morales, D. (1987) Inactivation of human and simian rotaviruses by ozone. Applied and Environmental Microbiology, 53, 218-2221. Vink, P. (1986) Residual formaldehyde in steamformaldehyde sterilized materials. Biomaterials, 7, 221-224. Wagner, E.L. (1962) Bond character in XYm-type molecules: chlorine-oxygen compounds. Journal of Chemistry and Physics, 37, 751-759. Walker, G.S., Lee, F.P. & Aieta, E.M. (1986) Chlorine dioxide for taste and odour control. Journal of the American Water Works Association, 78, 84-93. Walker, J.F. (1964) Formaldehyde. ACS Monograph No. 159, New York: Reinhold. Walker, J.T., Mackerness, C.W., Malloin, D., Makin, T., Williets, T. & Keevil, C.W. (1995) Control of Legionella pneumophila in a hospital water system by chlorine dioxide. Journal of Industrial Microbiology, 15, 384-390. Wardle, M.D. & Renninger, G.M. (1975) Bactericidal effect of hydrogen peroxide on spacecraft isolates. Applied Microbiology, 30, 710-711. White, G.C. (1986) Handbook of Chlorination, 2nd edn. New York: Van Nostrand Reinhold. Wilkins, R.J. & MacLeod, H.D. (1976) Formaldehyde induced DNA-protein crosslinks in Escherichia coli. Mutation Research. 36, 11-16. Winarno, F.G. & Stumbo, C.R. (1971) Mode of action of ethylene oxide on spores of Clostridium botulinum 62A. Journal of Food Science, 36, 892-895. Wright, A.M., Hoxey, E.V., Soper, C.J. & Davies, D.J.G. (1996) Biological indicators for low temperature steam formaldehyde sterilization: investigation of the effect of change in temperature and formaldehyde concentration on spores of Bacillus stearothermophilus NCIMB 8224. Journal of Applied Bacteriology, 80, 259-265. Wright, A.M., Hoxey, E.V., Soper, C.J. & Davies, D.J.G. (1997) Biological indicators for low temperature steam formaldehyde sterilization: effect of variations in recovery conditions on the response of spores of Bacillus stearothermophilus NCIMB 8224 to low temperature steam formaldehyde. Journal of Applied Bacteriology, 82, 552-556.

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