Page 1

UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES DE DAKAR (EISMV)

ANNEE : 2017

N° : 44

EVALUATION DE DEUX PROTOCOLES D’INDUCTION DES CHALEURS EN INSEMINATION ARTIFICIELLE BOVINE AU NIGER THESE Présentée et soutenue publiquement le 27 Décembre 2017 à 15 heures devant la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odonto-Stomatologie de Dakar pour obtenir le grade de Docteur Vétérinaire (DIPLOME D’ETAT) Par :

Ahmadou OUMAROU SAMBO Né le 23 Mars 1989 à Niamey (Niger) JURY Président :

Monsieur Issa LO, Professeur à la faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odonto-Stomatologie de Dakar

Directeur et Rapporteur de thèse :

Monsieur Moussa ASSANE Professeur à l’EISMV de Dakar ; Monsieur Oubri Bassa GBATI,

Membre :

Co-directeur de thèse :

Maître de Conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar

Monsieur MOUMOUNI Issa, Professeur à l’université ABDOU MOUMOUNI de Niamey


ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES DE DAKAR BP : 5077-DAKAR (Sénégal) Tel : (00221) 33 865 10 08 Télécopie (221) 825 42 83

COMITE DE DIRECTION LE DIRECTEUR GENERAL Professeur Yalacé Yamba KABORET LES COORDONNATEURS Professeur Rianatou BADA ALAMBEDJI Coordonnateur des Stages et des Formations Post-Universitaires Professeur Ayao MISSOHOU Coordonnateur de la Coopération Internationale Professeur Alain Richi WALADJO KAMGA Coordonnateur des Etudes et de la Vie Estudiantine Professeur Yaghouba KANE Coordonnateur de la Recherche/Développement Année Universitaire 2016 – 2017

i


LISTE DES MEMBRES DU CORPS ENSEIGNANT

DEPARTEMENT DES SCIENCES BIOLOGIQUES ET PRODUCTIONS ANIMALES Chef de département: M. Rock Allister LAPO, Maître de Conférences Agrégé ANATOMIE–HISTOLOGIE–EMBRYOLOGIE M. Serge Niangaran BAKOU, Professeur (disponibilité) M. Gualbert S. NTEME ELLA, Maître de Conférences Agrégé

CHIRURGIE-REPRODUTION M. Alain Richi Kamga WALADJO, Maître de Conférences Agrégé M. Papa El Hassane DIOP, Professeur vacataire ECONOMIE RURALE ET GESTION M. Walter OSSEBI, Assistant

PHYSIOLOGIE-PHARMACODYNAMIETHERAPEUTIQUE M. Rock Allister LAPO, Maître de Conférences Agrégé M. Moussa ASSANE, Professeur vacataire PHYSIQUE ET CHIMIE BIOLOGIQUES ET MEDICALES M. Adama SOW, Maître de Conférences Agrégé M. Miguiri KALANDI, Assistant M. Germain Jêrome SAWADOGO, Professeur vacataire ZOOTECHNIE – ALIMENTATION M. Ayao MISSOHOU, Professeur M. Simplice AYSSIWEDE, Maître de Conférences Agrégé M. Sahidi Adamou Docteur Vétérinaire vacataire

DEPARTEMENT DE SANTE PUBLIQUE ET ENVIRONNEMENT Chef de département: M. Oubri Bassa GBATI, Maître de Conférences Agrégé HYGIENE ET INDUSTRIE DES DENREES ALIMENTAIRES D’ORIGINE ANIMALES (HIDAOA) M. Serigne Khalifa Babacar SYLLA, Maître de Conférences Agrégé Mlle Bellancille MUSABYEMARIYA, Maître de Conférences Agrégé

PATHOLOGIE MEDICALE-ANATOMIE PATHOLOGIQUE-CLINIQUE AMBULANTE M. Yalacé Yamba KABORET, Professeur M. Yaghouba KANE, Maître de Conférences Agrégé Mme Mireille KADJA WONOU, Maître de Conférences Agrégé

MICROBIOLOGIE-IMMUNOLOGIE-PATHOLOGIE INFECTIEUSE Mme Rianatou BADA ALAMBEDJI, Professeur M. Philippe KONE, Maître de Conférences Agrégé (disponilité) Justin Ayayi AKAKPO, Professeur vacataire PARASITOLOGIE-MALADIES PARASITAIRES-ZOOLOGIE APPLIQUEE M. Oubri Bassa GBATI, Maître de Conférences Agrégé M. Dieudoné L. DAHOUROU,Attaché Temporaire d’Enseignement et de Recherche

PHARMACIE-TOXICOLOGIE M. Assionbon TEKO AGBO, Chargé de recherche M. Gilbert Komlan AKODA, Maître Assistant (disponibilité) M. Abdou Moumouni ASSOUMY, Maître Assistant

DEPARTEMENT COMMUNICATION Chef de département: Ayao MISSOHOU, Professeur BIBLIOTHEQUE Mamadou DIA, Documentaliste Mme Ndella FALL MISSOHOU, Bibliothécaire SERVICE AUDIO-VISUEL M. Bouré SARR, Technicien SERVICE DE LA SCOLARITE M. Théophraste LAFIA, Chef de Scolarité M. Mohamed Makhtar NDIAYE, agent administratif Mme Astou BATHILY MBENGUE, agent administratif

ii

M. Ets Ri Kokou PENOUKOU Docteur Vétérinaire vacataire


Au nom d’Allah, le Tout Miséricordieux, le Très Miséricordieux Je rends grâce à ALLAH subhanahou wa taala, de m’avoir donné la patience et la force d’atteindre ce niveau. Je dédie ce travail A mon Père Oumarou SAMBO, à mon oncle Ousman MAMADOU CHAGA et à mes deux adorables Mères Fati et Adama Pour tous les dévouements que vous avez accordés à mon égard afin de bien mener ces études. Vous avez toujours cru en moi et je ne pourrais jamais vous rendre ce que vous avez fait pour moi, mais néanmoins j’espère seulement que vous trouverez dans ce modeste travail, un réel motif de satisfaction. Qu’ALLAH vous facilite la vie d’ici-bas ainsi que celle de l’au-delà. Amine. A mes frères et sœurs : Balkissa, Walida, Aboubacar, Belko, Abdourahman, Bani, Ramatoulaye, Rabia et Aliou ; vous avez su être à mes côtés dans les moments difficiles. Merci pour toute l’attention et l’affection dont vous m’avez entouré. N’oubliez jamais, nous constituons les uns pour les autres un soutien quoi qu’il advienne. Qu’Allah vous bénisse, vous donne le meilleur de ce bas monde et de l’au-delà. Amine. A la famille MAHADOU CHAGA A la famille OUSMANE LAYA A la famille AMADOU BARKE A mon ami Mahamadou AMADOU OUMAROU Malgré nos petits tiraillements, on a toujours été là l’un pour l’autre dans les moments difficiles. Je ne regrette pas de t’avoir connu. Qu’Allah t’accompagne dans tes études. Amine.

iii


A mes amis et proches (Kachimou, Laway, Ibrahim, Papi mon partenaire de basket, Saliou, Dan Ladi, Barmini, Safia, Hama, Harouna, Nazirou, Djibadjé, Abdoul Wahab, Soul Dan Maradi, Omar, Gnadou, Dan Malka, Souleymane mon voisin, Ilya mon malam) A mon parrain de TP Goffroi A ma filleule Maria A mon fils de TP Ibrahima Diop A l’AENVD A toute la communauté nigérienne au Véto A CMVD A ma chère patrie le Niger A mon pays d’accueil le Sénégal Qu’Allah vous bénisse, Amiine.

iv


Mes sincères remerciements : 

A monsieur le Directeur Général de l’EISMV,

A mes encadreurs, pour leurs conseils

Pr Moussa ASSANE, professeur de l’EISMV Pr Issa MOUMOUNI, professeur de l’Université Abdou Moumouni Pr MARICHATOU, Doyen de la faculté d’Agronomie à Université Abdou Moumouni Dr Maouia de la faculté d’Agronomie à Université Abdou Moumouni Aux Professeurs Issa LO et Oubri BASSA GBATI pour leur disponibilité 

A tout le personnel du PNAG

A tous nos maîtres de l’EISMV pour la qualité des enseignements reçus

A notre Professeur accompagnateur Rianatou BADA ALAMBEDJI

A tout le personnel administratif et technique de l’EISMV

A l’AEVD

A tous ceux qui de près ou de loin ont contribué à la réalisation de ce document !

v


A notre Maître et Président de jury, Monsieur Issa LO, Professeur à la faculté de Médecine de Pharmacie et d’OdontoStomatologie de Dakar Vous nous faites un grand honneur en acceptant de présider ce jury de thèse. Votre abord facile et la spontanéité avec laquelle vous avez répondu à notre sollicitation nous ont beaucoup marqué. Trouvez ici, l’expression de notre profonde gratitude. Hommages respectueux. A notre Maître et Rapporteur de thèse, Monsieur Moussa ASSANE, Professeur à l’EISMV de Dakar Nous avons eu le privilège d’être parmi les étudiants que vous avez formés. Nous sommes très sensibles à l’honneur que vous nous faites en acceptant de rapporter ce modeste travail. Vos qualités intellectuelles, votre sens de la responsabilité, associés à vos immenses qualités humaines font de vous une personnalité admirable et admirée de tous. Au-delà de nos hommages respectueux, nous vous prions de trouver ici, honorable maître, l’assurance de notre éternelle reconnaissance et de nos sincères remerciements. A notre Maître et juge, Monsieur Oubri BASSA GBATI, Professeur à l’EISMV de Dakar C’est un grand honneur que vous nous faites en acceptant de siéger dans ce jury malgré vos multiples occupations. La clarté de votre enseignement, votre simplicité, vos qualités humaines et intellectuelles forcent l’admiration de tous. Nous retiendrons de vous, la rigueur et le sérieux en toute chose. Hommage respectueux.

vi


A notre Maître et Co-directeur de thèse, Monsieur Issa MOUMOUNI, Professeur de l’UNIVERSITE ABDOU MOUMOUNI Vous avez su guider d’une main rationnelle ce travail, malgré vos multiples occupations. Les moments passés ensembles nous ont permis de découvrir en vous l’exemple même de la simplicité, de la bienveillance et de l’amour pour un travail bien fait. Merci pour le temps que vous avez consacré à sa réalisation. Hommage respectueux.

vii


SOMMAIRE INTRODUCTION .................................................................................................... 1 PREMIERE PARTIE : Synthèse bibliographique ................................................... 3 Chapitre I : L’élevage des bovins au Niger.............................................................. 4 I.1. Cheptel bovin ..................................................................................................... 4 I.2. Races bovines exploitées au Niger .................................................................... 5 Chapitre II

Maîtrise de la reproduction chez la vache .......................................... 8

II.1. Anatomie de l’appareil génital de la vache ...................................................... 8 II. 1.2 Tractus génital ............................................................................................... 9 II. 1. 2.1 Partie gestative........................................................................................... 9 II.1.2.2 Portion copulatrice...................................................................................... 9 II. 2. Physiologie de l’activité sexuelle chez la vache ........................................... 10 II. 2.1 Caractéristiques du cycle sexuel ................................................................. 10 II. 2.1.1. Composante cellulaire du cycle sexuel ................................................... 11 II. 2.1.2. Composante comportementale ................................................................ 12 II. 2.1.3. Composante hormonale ........................................................................... 12 II. 2. 2. Contrôle hormonal du cycle sexuel ........................................................... 13 II. 3. Moyens et méthodes de maîtrise de la reproduction bovine ......................... 14 II. 3.1. Définition et intérêts ................................................................................... 14 II.3.2. Moyens et méthodes zootechniques ............................................................ 15 II.3.3. Moyens et méthodes médicaux ................................................................... 15 II.3.3.1. La synchronisation des chaleurs ............................................................... 16 II.3.3.1.1. Intérêts de la synchronisation des chaleurs ........................................... 16 II.3.3.1.2. Principe de synchronisation hormonale des chaleurs ............................ 16 II.3.3.1.3. Méthodes de synchronisation des chaleurs ........................................... 17 II.3.3.1.4. Méthodes de détection des chaleurs chez les vaches ............................ 19 II.3.3.1.4.1. Signes de reconnaissances des chaleurs ............................................. 19 II.3.3.1.4.2. Outils d’aide à la détection des chaleurs ............................................ 19 II.3.3.1.4.3. Moment d’observation des chaleurs ................................................... 21 II.3.3.2. L’insémination artificielle bovine ............................................................ 21 II.3.3.2.1. Intérêts de l’insémination artificielle ..................................................... 21 viii


II.3.3.2.1.1. Intérêt sanitaire ................................................................................... 22 II.3.3.2.1.2. Intérêts techniques et pratiques .......................................................... 22 II.3.3.2.1. 3. Intérêts génétiques ............................................................................. 23 II.3.3.2.1.4. Intérêts économiques .......................................................................... 23 II.3.3.2.2. Collecte et conservation de la semence ................................................ 24 II.3.3.2.3. Technique d’insémination artificielle ................................................... 25 II.3.3.2.3.1. Moment d’IA ...................................................................................... 25 II.3.3.2.3.2. Lieu de dépôt de la semence ............................................................... 25 II.3.3.2.3.3. Evaluation de l’IA ............................................................................. 25 DEUXIEME PARTIE : Etude expérimentale ..................................................... 29 Chapitre I : Matériel et Méthodes .......................................................................... 30 I.1. Matériel ............................................................................................................ 30 I.1.1. Période et Site de l’expérience...................................................................... 30 I.1.2. Matériel biologique ....................................................................................... 31 I.1.3. Matériel technique ........................................................................................ 32 I.1.3.1 Matériel et médicaments pour la synchronisation des chaleurs ................. 32 I.1.3.2 Matériel pour l’insémination artificielle : ................................................... 33 I.2. Méthodes .......................................................................................................... 33 I.2.1. Répartition des animaux en lots .................................................................... 33 I.2.1.1 Répartition des vaches en fonction de l’âge ............................................... 34 I.2.1.2. Répartition des vaches en fonction du nombre de lactations .................... 34 I.2.1.3 Répartition des vaches en fonction de la note d’état corporel (NEC) ........ 35 I.2.1.4. Répartition des vaches en fonction de la race ............................................ 36 I.2.2 La synchronisation des chaleurs ................................................................... 36 I.2.2.1. Protocoles d’induction des chaleurs .......................................................... 36 I.2.2.2. Observation des chaleurs ......................................................................... 40 I.2.3 L’insémination artificielle............................................................................. 41 I.2.3.1 Décongélation de la semence ..................................................................... 41 I.2.3.2 Technique d’insémination artificielle ......................................................... 41 I.2.4 Diagnostic de gestation .................................................................................. 42 I.2.5. Analyse de données ...................................................................................... 43 ix


Chapitre II : Résultats et discussion ....................................................................... 44 II.1. Résultats ......................................................................................................... 44 II.1.1. Taux d’induction des chaleurs ..................................................................... 44 II.1.2. Taux de réussite de l’insémination artificielle ............................................ 45 II.1.2.1. Taux de réussite de l’IA en fonction du protocole d’induction des chaleurs ................................................................................................................................ 45 II.1.2.2.Taux de réussite de l’IA en fonction des variables de la vache ................ 46 II.1.2.2.1 Taux de gestation en fonction de l’âge ................................................... 46 II.1.2.2.2. Taux de gestation en fonction du nombre de lactations ........................ 48 II.1.2.2.3. Taux de gestation en fonction de la note d’état corporel ..................... 49 II.1.2.2.4. Taux de gestation en fonction de la race des vaches ............................ 51 II.2. Discussion....................................................................................................... 52 II.2.1. Taux d’induction des chaleurs .................................................................... 52 II.2.2. Taux de réussite de l’insémination artificielle ............................................ 53 II.2.2.1. Taux de réussite en fonction du protocole d’induction des chaleurs ....... 53 II.2.2.2. Taux de réussite de l’IA en fonction des variables de la vache ............... 54 II.2.2.2.1. Taux de gestation en fonction de l’âge .................................................. 54 II.2.2.2.2. Taux de gestation en fonction du nombre de lactations ........................ 54 II.2.2.2.3.Taux de gestation en fonction de la note d’état corporel ....................... 54 II.2.2.2.4. Taux de gestation en fonction de la race des vaches ............................. 55 CONCLUSION ..................................................................................................... 56 REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES : ............................................................. 57

x


Liste des abréviations % : Pour-cent °C: Degré Celsius al : collaborateur bPAG : bovine Pregnancy Associated Glycoprotein C.J : Corps Jaune DEC : Détecteurs Electroniques de Chevauchement DG : Diagnostic de Gestation FAO : Food and Agriculture Organization of the United Nations FSH: Follicle Stimulating Hormone GnRH: Gonadotropin Releasing Hormone IA : Insémination Artificielle IM : Intra Musculaire J : Jour LH : Luteinizing Hormone MAE : Ministère de l’Agriculture et de l’Elevage MEL : Ministère de l’Elevage ND : Nom Déposé NEC : Note d’Etat Corporel OTP1 : Ovine Trophoblastin Protein 1 PGF2α : Prostaglandine F2α PIB : Produit Intérieur Brut PMSG : Pregnant Mare Serum Gonadotropin PNAG/BL : Programme National d’Amélioration Génétique/bovins locaux PRID: Progesterone Releasing Intra-vaginal Devices PSPB : Pregnancy Specific Protein B SSET : Station Sahélienne d’Expérimentation de Toukounous T.E : Transfert d’Embryon UI : Unité Internationale UNCEIA : Union Nationale des Coopératives d’Elevage et d’Insémination xi


LISTE DES TABLEAUX Tableau I: Estimation des effectifs du cheptel bovin par région en 2014 ..................... 4 Tableau II: Evolution des effectifs bovin de 2005 à 2014 ............................................ 5 Tableau III: Répartition des vaches en fonction des classes d’âge (lot I) .................. 34 Tableau IV: Répartition des vaches en fonction de la classe d’âge (lot II)................. 34 Tableau V: Répartition des vaches en fonction du nombre de lactation (lot I) ........... 35 Tableau VI: Répartition des vaches en fonction du nombre de lactation (lot II) ........ 35 Tableau VII: Répartition des vaches en fonction de la NEC (lot I) ............................ 36 Tableau VIII: Répartition des vaches en fonction de la NEC (lot II) ......................... 36 Tableau IX: Répartition des vaches en fonction de la race (lot I) ............................... 36 Tableau X: Taux d’induction des chaleurs dans le lot I .............................................. 44 Tableau XI: Taux d’induction des chaleurs dans le lot II ........................................... 45 Tableau XII: Taux de gestation (lot I) ........................................................................ 46 Tableau XIII: Taux de gestation (lot II) ...................................................................... 46 Tableau XIV: Taux de gestation en fonction des classes d’âge (lot I)........................ 47 Tableau XV: Résultat du DG en fonction de la classe d’âge (lot II) ........................... 47 Tableau XVI: Taux de gestation en fonction du nombre de lactations (lot I)............. 48 Tableau XVII: Taux de gestation en fonction du nombre de lactation (lot II) ........... 49 Tableau XVIII: Taux de gestation en fonction de la NEC (lot I) ............................... 50 Tableau XIX: Taux de gestation en fonction de la NEC (lot II) ................................. 50 Tableau XX: Taux de gestation en fonction de la race (lot I) ..................................... 51

xii


Liste des figures Figure 1: Schéma de l’appareil génital de la vache en place (Source: Institut Babcock, 2006) ............................................................................................................................... 8 Figure 2: Contrôle hormonal du cycle ovarien chez la vache (source : UNCELA, 2005) ............................................................................................................................. 14 Figure 3: Vache de race azawak .................................................................................. 31 Figure 4: vache métisse Brune des alpes - Azawak (au premier plan) ........................ 31 Figure 5: les applicateurs désinfectés dans un sceau contenant de la Bétadine diluée 37 Figure 6: installation du PRIDND dans l'applicateur .................................................... 38 Figure 7: lubrification de l’applicateur avec du gel ..................................................... 38 Figure 8: nettoyage de la vulve avec de l’eau .............................................................. 39 Figure 9: mise en place du PRID dans le vagin ........................................................... 39 Figure 10: réduction de la longueur du fil à l’aide un ciseau ...................................... 40 Figure 11: chevauchement ........................................................................................... 41 Figure 12: écoulement de la glaire cervicale au niveau vaginal .................................. 40 Figure 13: séance d’insémination artificielle par voie recto-vaginale ........................ 42 Figure 14: séance de diagnostic de gestation avec l’échographe ................................. 42

xiii


INTRODUCTION Au Niger, l’élevage est pratiqué par près de 87% de la population active, soit en tant qu’activité principale, soit comme activité secondaire après l’agriculture. Les productions animales contribuent pour près de 12% au Produit Intérieur Brut (PIB) et 24% au PIB agricole, et se placent au premier rang des recettes totales d’exportation des produits agro-sylvo-pastoraux avec 22%. L’élevage contribue également à plus de 15% au budget des ménages, et assure la satisfaction des besoins alimentaires à hauteur de 25%. Il constitue un pourvoyeur de recettes pour l’État et les collectivités territoriales (NIGER/MEL, 2013). Cette forte contribution fait de ce sous-secteur une arme efficace dans la lutte contre la pauvreté et l’insécurité alimentaire, en raison non seulement de son apport en produits animaux de haute valeur nutritive, mais aussi et surtout par la création d’emplois et de revenus substantiels en milieu rural. Le cheptel bovin qui est le plus grand contributeur au PIB, se chiffre à 11 377 312 têtes (NIGER/MAE, 2014) ; il est composé de races recherchées pour leurs bonnes aptitudes bouchères, laitières, au travail et la qualité de la peau (CARLO et al., 2013). Malgré l’importance numérique du cheptel bovin et des ressources naturelles exploitables, la production laitière ne suffit pas à satisfaire les besoins de la population. La consommation de lait au Niger est faible (38Kg/habitant/an) par rapport à la moyenne mondiale qui est de 45Kg/habitant/an et ou celle recommandée par la FAO qui est de 75Kg/habitant/an (EISMV, 2011). Cette situation s’explique, d’une part, par des modes de production majoritairement extensifs et semi-extensifs et, d’autre part, par des problèmes d’ordre génétique liés au faible potentiel laitier des races locales. Pour combler le déficit de la production laitière locale, le Niger fait recours aux importations de lait et produits laitiers sous toutes leurs formes. Ces importations ont atteint environ 119.784 tonnes pour une valeur de plus de 247,8 millions de dollars US (FAOSTAT, 2012 CITE PAR VIAS, 2013) sur la période 1996-2011,

soit 1141

tonnes de produits laitiers importés annuellement. Pour inverser la tendance, le Niger avait opté pendant longtemps pour la sélection des races locales. C’est ainsi que le zébu Azawak, considérée comme la race bovine la mieux adaptée aux conditions 1


environnementales sahéliennes, a fait l’objet d’une sélection à la station Sahélienne expérimentale de Toukounous depuis 1954. Cette sélection a abouti à une stabilisation de la robe de la race, avec une légère amélioration de la production laitière (MOUMOUNI et al., 2010). Mais, depuis les années deux mille, les autorités se sont engagées dans la voie d’une amélioration génétique des races bovines locales par métissage avec des races exotiques (Holstein,

Brunes des Alpes, Piémontais…) avec

comme outil

l’insémination artificielle (IA). Dans ce cadre, plusieurs projets/programmes d’IA sont mis en œuvre, dont entre autres le Programme National d’Amélioration Génétiques/Bovin Locaux (PNAG/BL). Dans tous ces programmes, l’insémination artificielle a été réalisée essentiellement avec l’utilisation des progestagènes, des prostaglandines et quelques fois la gonadotropin releasing hormone (GnRH) pour l’induction des chaleurs. La durée du traitement avec les progestagènes est de 9 jours avec deux inséminations après l’induction de l’œstrus et le taux de réussite avec ce protocole est relativement faible : en moyenne 25% (MARICHATOU et al., 2009). C’est dans ce contexte que cette étude a été menée avec comme objectif général une évaluation de

deux schémas d’induction de l’œstrus suggérés par CEVA Santé

animale, avec une seule insémination à temps fixe. De manière spécifique, il s’agit d’évaluer pour chaque schéma d’induction des chaleurs : -

Le taux d’induction des chaleurs

-

Le taux de réussite de l’insémination artificielle après induction des chaleurs

Le présent travail comporte deux grandes parties : une première partie de synthèse bibliographique portant sur l’élevage des bovins au Niger et la Physiologie de l’activité sexuelle de la vache, et une deuxième partie expérimentale qui décrit le matériel et les méthodes utilisés avant de présenter les résultats obtenus et leur discussion.

2


PREMIERE PARTIE : Synthèse bibliographique

3


Chapitre I : L’élevage des bovins au Niger I.1. Cheptel bovin En 2014, le cheptel bovin a été estimé à 11.377.312 de têtes avec une variation des effectifs en fonction des régions (Tableau I). De 2005 à 2014, les effectifs au plan national, ont progressivement augmenté (Tableau II). Tableau I: Estimation des effectifs du cheptel bovin par région en 2014 Régions

Bovins

Agadez

30 995

Diffa

1 084 352

Dosso

1 174 586

Maradi

1 888 388

Niamey

61 794

Tahoua

2 271 738

Tillabéri

2 486 286

Zinder

2 379 174

Total

11.377.312 Source : NIGER/Rapport annuel des statistiques de l’élevage 2014

4


Tableau II : Evolution des effectifs bovin de 2005 à 2014 Année

Bovins

2005

7 336 087

2006

7 776 252

2007

8 242 827

2008

8 737 397

2009

9 261 641

2010

9 011 897

2011

9 552 611

2012

10.125.767

2013

10.733.314

2014

11.377.312 Source : NIGER/Rapport annuel des statistiques de l’élevage 2014

I.2. Races bovines exploitées au Niger Le cheptel bovin est caractérisé par la diversité des races exploitées au Niger. Il s’agit principalement de races locales qui sont au nombre de 5 dont 4 zébus (Azawak, Djelli, Goudali et Bororo) et un taurin (Kouri), et secondairement de métis issus des croisements entre races locales, ou entre races locales et races exotiques.  La race Azawak : Elle tient son nom de la vallée de l’Azawak du Niger (nom signifiant pays sablonneux sans relief marqué), dont elle est originaire. Elle est présente sur l’ensemble du territoire nigérien et se retrouve aussi au Nigeria, au Bénin, au Mali, au Burkina Faso, au Tchad et même en République Centrafricaine suite aux déplacements des éleveurs après les périodes de sécheresse qu’a connu le Niger (1972-1973 et 1984-1985).

5


Parmi les races locales, cette race a bénéficié d’une longue sélection phénotypique (depuis 1955) à la Station Expérimentale de Toukounous (Niger). La capacité de la race à valoriser les pâturages médiocres de la zone, est unanimement reconnue. Les agro-pasteurs l’apprécient pour sa docilité, sa précocité et son aspect esthétique (cornes courtes, robe fauve, lunettes, position de la bosse). C’est un animal apte au portage et à la culture attelée, endurant et qui s’adapte aux rudes conditions du milieu. Cette race est également reconnue pour la qualité de sa production laitière (la meilleure laitière des races locales avec des individus pouvant donner 15 litres/jour en saison des pluies) et sa bonne aptitude bouchère (500-600 kg à 5-6 ans d'embouche, 48-52% de rendement carcasse) et de traction. En règle générale, les génisses sont mises à la reproduction à la station sahélienne expérimentale de Toukounous (SSET) lorsqu’elles ont atteint un poids d’environ 230 kg, c’est-à-dire entre 610 et 670 jours d’âge. L’âge à la puberté chez les femelles varie de 18 à 24 mois. Quant aux mâles, l’activité sexuelle se développe à un an mais les saillies ne sont fécondes que vers 2,5 à 3 ans (FRANÇOIS et MOGUEZA, 2006).  La race Djelli : Le zébu djelli ou zébu Peul nigérien, est traditionnellement élevé par les Peuls en bordure du fleuve Niger et dans les Dallols (affluents du fleuve Niger). On le rencontre également au nord du Nigéria et du Bénin et au Burkina Faso. Il est plus petite que les autres races avec une bosse qui tombe de côté. C’est un bon animal de boucherie qui s’engraisse facilement. Le bœuf est utilisé pour la traction animale et la culture attelée (MARICHATOU et al. 2005).  La race Goudali : Elle se trouve au Bénin, au Cameroun, en République centrafricaine et à l’Est du Nigéria d’où elle est originaire (MARICHATOU et al. 2005). Elle présente des oreilles assez longues et larges. La couleur de la robe est d’un blanc sale avec des renforcements de couleur gris sombre au-dessus de la tête, du cou, des épaules et de la queue. La bosse est développée, arrondie d’avant en arrière et retombe légèrement sur le dos. Elle est encore appelée au Niger ‘Goudhalé’ ou aussi ‘chanoun mata’ c’est-à6


dire « la vache des femmes » compte tenu de sa docilité. Ce zébu a aussi d’autres appellations comme Sokoto Goudali, Bokolodji ou tout simplement zébu de Sokoto. C’est un animal à triple fin : bon laitier (7-8 litres de lait par jour), il engraisse bien sur les pâturages (50 à 52 % de rendement) et c’est un animal docile pour la traction. Malheureusement, depuis son introduction au Niger, ses potentialités n’ont pas été exploitées. Leurs effectifs ne sont pas connus car assimilés à d’autres races (MARICHATOU et al. 2005).  La race Bororo Zébu à longue corne, il est retrouvé dans tout le Niger jusqu’au Tchad, mais également le Nigeria, le Cameroun et la République Centrafricaine. Quoique peu prolifique et productif (2 litres de lait par jour), il est élevé par les peuls comme signe de prestige social. C’est un animal féroce, très robuste, adapté à la transhumance et capable de se reproduire dans des conditions naturelles médiocres (MARICHATOU et al. 2005).  La race Kouri : Elle est aussi appelée Boudouma du nom de la tribu qui l’élève autour du lac Tchad. C’est une des populations bovines les plus anciennes d’Afrique mais elle est en voie d’extinction du fait de la dégradation de son biotope original, du métissage non contrôlé avec les troupeaux transhumants et de la compétition pour les maigres ressources alimentaires, dans un espace réduit, conséquence de la réduction du lit du Lac Tchad (BOURZAT et al. 1992). Pourtant cette race possède des qualités intéressantes de performance laitière (3 à 6 litres/jour) et d’adaptation au milieu (PAGOT 1985). La réduction des effectifs a suscité la création d’une organisation non gouvernementale dénommée « ONG Kouri » afin d’envisager des actions pour sauvegarder cette race dans la région de Diffa. Son élevage au Niger, est cantonné dans la région de Diffa. Le taurin Kouri, animal aux cornes volumineuses, se rencontre également dans les autres pays membre de la Commission du Bassin du Lac Tchad. La robe est claire uniformément blanche et les muqueuses sont foncées.

7


Chapitre II Maîtrise de la reproduction chez la vache II.1. Anatomie de l’appareil génital de la vache L’appareil génital de la vache comprend trois portions (Figure 1) :  Une portion glandulaire constituée par les ovaires ;  Une portion tubulaire ou gestative constituée par l’utérus et les oviductes ;  Une portion copulatrice constituée par le vagin, le vestibule et la vulve.

Figure 1: Schéma de l’appareil génital de la vache en place (Source: Institut Babcock, 2006) II. 1.1 Partie glandulaire ou ovaire L’ovaire représente l’organe essentiel de la reproduction chez la femelle. Il a une forme aplatie, ovoïde en forme d’amande avec une couleur qui varie du rosé au grisâtre. De consistance ferme, sa forme est irrégulière, bosselée par les structures telles que les follicules à différents stades de développement ainsi que le corps jaune. Le poids moyen de l’ovaire est de 15-20 g chez le Bos taurus (Taurin) et de 2,8-3,7 g chez Bos indicus (Zébu) (AGBA, 1975).

8


II. 1.2 Tractus génital Il est composé d’une partie gestative et d’une portion copulatrice. II. 1. 2.1 Partie gestative Elle est composé des oviductes et l’utérus 

Les Oviductes :

L’oviducte appelé trompe utérine ou salpinx ou trompe de Fallope constitue la partie initiale des voies génitales femelles. Très flexueux, il comprend trois parties : le pavillon, l’ampoule et l’isthme.  Le pavillon ou infundibulum est étroit, mobile et s’ouvre en ostium au niveau de l’ovaire.  L’ampoule est la portion la plus longue.  L’isthme est la partie terminale étroite qui s’ouvre dans la cavité utérine. 

L’Utérus

L’utérus ou matrice (Métra) se compose de deux cornes, d’un corps et d’un col. Les deux cornes utérines s’unissent pour former le corps utérin. Celui-ci est court, de 5 cm de longueur environ (PAREZ et DUPLAN, 1987) tandis que le col, long de 10 cm environ, est étroit, à paroi dure et plissé radialement et formant deux à quatre fleurs épanouies. Ces dernières constituent un obstacle plus ou moins facile à franchir lors du cathétérisme. La paroi de l’utérus se compose de trois tuniques que sont la séreuse, la musculeuse ou myomètre et la muqueuse ou endomètre richement vascularisée. L’endomètre possède de nombreuses glandes à mucus dont l’activité varie avec le cycle génital (BRESSOU, 1978). II.1.2.2 Portion copulatrice Elle est composée de trois parties : le vagin, le vestibule vaginal et la vulve.  Le Vagin Le vagin s’étend du col de l’utérus à la vulve. Il correspond à un conduit cylindroïde musculo-membraneux, de consistance molle et aplatie dorso-ventralement. Il mesure 4 à 10 cm en moyenne chez la génisse et 20 à 25 cm chez la vache multipare (CUQ et 9


AGBA, 1977). Dans l’épaisseur de sa paroi intérieure, le vagin présente deux canaux de Gaetner, vestiges des canaux de WOLF de l’embryon, qui s’ouvrent de chaque côté du méat urinaire et qui se dirigent, en divergeant, vers le col de l’utérus (BRESSOU, 1978).  Le Vestibule vaginal C’est un conduit qui prolonge caudalement le vagin vers l’arrière.  La Vulve La vulve constitue le vestibule commun aux voies génitales et urinaires. L’orifice vulvaire est limité par deux lèvres épaisses, flasques et poilues unies dorsalement et ventralement au niveau des commissures vulvaires. La commissure inférieure héberge le clitoris. Les parois de la vulve présentent une peau épaisse riche en glandes sébacées, doublée d’un muscle constricteur postérieur puissant et de deux glandes spéciales dites vulvo-vaginales et appelées glandes de BARTHOLIN. Ces glandes sécrètent un liquide visqueux particulièrement abondant au moment des chaleurs (BRESSOU, 1978). II. 2. Physiologie de l’activité sexuelle chez la vache II. 2.1 Caractéristiques du cycle sexuel Chez tous les mammifères, l’appareil génital femelle est sujet à des modifications histo-physiologiques au cours de la vie sexuelle de la femelle. Elles se produisent toujours dans le même ordre et revenant à intervalle périodique suivant un rythme bien défini pour chaque espèce. Ces modifications périodiques ou cycle sexuel commencent au moment de la puberté, se poursuivent tout au long de la vie génitale et ne sont interrompues que par la gestation, le postpartum et le déséquilibre alimentaire. Ces manifestations dépendent de l’activité fonctionnelle de l’ovaire, elle-même tributaire de l’action hypothalamo-hypophysaire (DERIVAUX ,1971). Ainsi, trois composantes caractérisent le cycle sexuel chez la vache :  une composante cellulaire ;  une composante comportementale ou psychique ;  une composante hormonale.

10


II. 2.1.1. Composante cellulaire du cycle sexuel Elle traduit l’ensemble des phénomènes cellulaires cycliques qui se produisent au niveau de l’ovaire, avec un événement exceptionnel qui est l’ovulation. Le cycle ovarien se définit comme l’intervalle entre deux ovulations. Les événements cellulaires du cycle sexuel se subdivisent en deux phases que sont la phase folliculaire et la phase lutéale. La phase folliculaire est caractérisée par la sécrétion des œstrogènes par les cellules de la granulosa du follicule ovarien. Cette phase folliculaire se divise en pro-œstrus et œstrus. La phase lutéale est caractérisée par la sécrétion de la progestérone par le corps jaune ; elle comporte également deux étapes (le met-œstrus et le di-œstrus).  Le pro-œstrus Cette période dure environ 3 à 4 jours chez la vache. Elle est caractérisée par les processus de croissance et maturation folliculaires qui amènent un follicule du stade de follicule cavitaire au stade de follicule mûr. C’est également pendant cette période que se termine la lyse du corps jaune du cycle précédent.  L’œstrus C’est la période de maturité folliculaire suivie de l’ovulation. Elle se caractérise par des modifications comportementales dites chaleurs, période où la femelle accepte le chevauchement par le mâle ou par ses congénères. Sa durée est brève chez la vache ; environ 13 à 23 heures (CISSE, 1991).  Le met-œstrus Cette période appelée aussi post-œstrus correspond à la formation et au développement du corps jaune (C.J). Cette étape a une durée d’environ quatre (4) jours chez la vache.  Le di-œstrus Il correspond à la période de fonctionnement du corps jaune, avec l’installation d’un état favorable à la gestation par le biais de la progestérone secrétée par le corps jaune. Cette étape a une durée d’environ 10 à 15 jours. Dans certains cas, cette étape peut se prolonger. Il devient alors un anœstrus ou repos sexuel qui peut être :  saisonnier, lié à la période défavorable au disponible fourrager;  de gestation ; 11


 ou de postpartum. A la fin du repos sexuel, un nouveau cycle reprend par le pro-œstrus (CUQ, 1973). II. 2.1.2. Composante comportementale Les modifications de comportement sont des indices les plus importants à considérer dans la pratique parce qu’étant les seules visibles du cycle. En effet, l’œstrus est la seule phase visible du cycle sexuel de la vache et se caractérise par l’acceptation du chevauchement. Par ailleurs, des signes secondaires sont parfois observés. Il s’agit :  de la tuméfaction vulvaire ;  du beuglement ;  de l’agitation ;  d’un écoulement au niveau de la commissure vulvaire d’une glaire translucide. La durée de l’œstrus est particulièrement brève chez les bovins tropicaux. En effet, DIOP et al. (1994) ont noté une durée de 10,1 ± 2,81 heures chez la race Ndama alors que CUQ (1973) note 14 à 16 heures chez la race Gobra. II. 2.1.3. Composante hormonale Les événements cellulaires du cycle sexuel de la vache sont sous contrôle hormonal. Ainsi, le complexe hypothalamo-hypophysaire, l’ovaire et l’utérus, par les sécrétions hormonales, assurent la régulation du cycle sexuel de la vache. Ce mécanisme hormonal fait intervenir trois groupes d’hormones : -

les hormones hypothalamiques qui contrôlent la synthèse et la libération des hormones hypophysaires. Il s’agit essentiellement de la Gonadolibérine ou Gonadotropin Releasing Hormone (GnRH) ;

-

les hormones hypophysaires ou hormones gonadotropes qui assurent la maturation des gonades et la sécrétion des hormones ovariennes. Il s’agit de la FSH qui intervient dans la croissance et la maturation folliculaire et la LH qui intervient dans la maturation des follicules, l’ovulation et la formation du corps jaune ;

-

les hormones stéroïdes d’origine ovarienne qui contrôlent la sécrétion hypophysaire de gonadostimulines ; ce sont les œstrogènes et la progestérone. 12


II. 2. 2. Contrôle hormonal du cycle sexuel Les hormones hypothalamo - hypophysaires et ovariennes interagissent les unes avec les autres, assurant ainsi la régulation du cycle sexuel. Partant de la fin de la phase lutéale, les principales actions hormonales sont les suivantes (figure 2) : • les prostaglandines produites par l’utérus provoquent la lutéolyse et la chute du taux de progestérone (1) ; • les hormones gonadotropes FSH et LH, principalement la FSH, assurent la croissance folliculaire (2) ; il en résulte une production d’œstrogènes en quantité croissante (3) ; • les œstrogènes permettent l’apparition du comportement d’œstrus. En outre, ils exercent un rétrocontrôle positif sur le complexe hypothalamo-hypophysaire (4) ; • la sensibilisation de l’hypothalamus à des quantités croissantes d’œstrogènes permet une production massive de GnRH (5) ; • sur l’action de GnRH, l’hypophyse réagit par une production massive de FSH et LH, les pics (sécrétion pulsatile) de LH (6) provoque l’ovulation ; • sous l’action de LH, le corps jaune se forme (8) et secrète la progestérone (9), la progestérone exerce sur le complexe hypothalamo-hypophysaire un rétrocontrôle négatif (10) bloquant toute production de GnRH ; le complexe hypothalamohypophysaire et l’appareil génital restent au repos tant que la production de progestérone persiste. Outre les contrôles exercés par la gonade sur le complexe hypothalamo-hypophysaire, il existe des facteurs externes qui affectent la sécrétion de la GnRH. Ces facteurs sont l’alimentation, l’allaitement, les phéromones, le stress et l’environnement.

13


Figure 2 : Contrôle hormonal du cycle ovarien chez la vache (source : UNCELA, 2005) II. 3. Moyens et méthodes de maîtrise de la reproduction bovine II. 3.1. Définition et intérêts La maîtrise de la reproduction regroupe un ensemble de techniques qui concourent à la réduction des périodes improductives. Elle permet de planifier, de contrôler et de programmer toutes les étapes de la reproduction à des moments très propices pour l’éleveur. Ainsi, cette maîtrise permet : • de grouper les mises bas ; • d’organiser le travail ; • d’induire les chaleurs en toute saison ; 14


• d’utiliser de façon judicieuse les outils biotechnologiques (I.A, T.E) ; • de multiplier et de diffuser rapidement le matériel génétique rare ; • de limiter les périodes improductives des vaches. Trois possibilités peuvent être évoquées, en ce qui concerne la maîtrise de la reproduction : -

les moyens et méthodes zootechniques ;

-

les moyens et méthodes médicaux ;

-

les moyens et méthodes chirurgicaux.

Ces derniers, étant traumatiques, ne sont pas couramment utilisés. II.3.2. Moyens et méthodes zootechniques Ces moyens reposent sur une maîtrise des facteurs de variation de l’activité sexuelle de la vache. Plusieurs facteurs de variation de la reproduction du bétail ont été mis en évidence. Ils sont liés ou non à l’animal et intéressent les deux sexes. Les effets du climat, à travers ses divers paramètres (température, hygrométrie), peuvent avoir une grande influence sur la reproduction aussi bien chez la femelle que chez le mâle. L’alimentation apparaît comme le facteur essentiel de variation de la reproduction du bétail. La sous-alimentation, phénomène fréquemment rencontré dans nos élevages, est la cause d’un désordre hormonal important. Elle est à l’origine de la pseudo hypophysectomie fonctionnelle qui est par ailleurs à l’origine de l’anœstrus, de l’hypoplasie ovarienne et de bien d’autres affections. Certains facteurs de variation de la reproduction des bovins sont directement liés à l’animal. On note ainsi l’influence de la race, de la production, de l’âge, de l’état de santé et du mode d’élevage. II.3.3. Moyens et méthodes médicaux La maîtrise de la reproduction par les moyens et méthodes médicaux a deux principaux objectifs à savoir :

15


• le regroupement des naissances par induction et synchronisation des chaleurs suivies de l’insémination artificielle ou naturelle ; • et la super-ovulation pour des fins de pratique du transfert d’embryon. II.3.3.1. La synchronisation des chaleurs Les moyens et méthodes médicaux pour la synchronisation des chaleurs, sont basés sur l’utilisation des hormones qui interviennent dans la régulation du cycle œstral. Ces hormones peuvent être utilisées seules ou en association pour induire et synchroniser les chaleurs. II.3.3.1.1. Intérêts de la synchronisation des chaleurs Les intérêts tirés après traitement (synchronisation) : 

le traitement dans un troupeau, où toutes les femelles sont cyclées, permet de grouper les chaleurs ;

le traitement dans un troupeau où toutes les femelles ne sont pas cyclées, permet d’induire et de synchroniser les œstrus ;

la synchronisation permet d’inséminer au jour et à l’heure voulu afin d’éliminer l’effet de détection des chaleurs incomplètes ou des chaleurs silencieuses.

II.3.3.1.2. Principe de synchronisation hormonale des chaleurs Le principe consiste à bloquer momentanément la décharge cyclique de FSH et de LH en vue d’induire ou de synchroniser la venue des chaleurs. La synchronisation repose donc sur deux actions : 

l’établissement d’une phase lutéale artificielle par administration de la progestérone ou ses analogues ;

le raccourcissement de la phase lutéale normale par administration des prostaglandines ou leurs analogues.

Par ailleurs, dans l’optique d’augmenter le degré de synchronisation, de réduire l’incidence des chaleurs silencieuses, le traitement à base des progestagènes ou des prostaglandines est associé à l’administration d’œstrogènes, de gonadotrophines ou de

16


GnRH et de Pregnant Mare Serum Gonadotropin (PMSG) en vue de stimuler l’activité ovarienne. II.3.3.1.3. Méthodes de synchronisation des chaleurs Deux méthodes de synchronisation de l’œstrus sont utilisées actuellement : - l’administration de progestagènes dont la progestérone; - l’administration des prostaglandines ou de leurs analogues. Néanmoins, dans l’optique d’optimiser la synchronisation des chaleurs, ces substances sont le plus souvent utilisées en association. Ainsi, le protocole le plus utilisé combine les progestagènes, les œstrogènes, la PGF2α et la PMSG.  l’administration de la progestérone ou ses analogues Cette méthode consiste à administrer un progestatif qui va bloquer l’évolution du cycle en phase lutéale. La suspension du traitement provoquera l’œstrus en 2 à 3 jours. Si la femelle n’est pas cyclée, le progestatif aura un rôle de corps jaune artificiel et l’arrêt du traitement entraînera la maturation folliculaire et donc l’œstrus. L’association au traitement par les progestatifs de : - la PMSG stimulera la maturation folliculaire et l’ovulation ; - la PGF2α assurera la lutéolyse d’un éventuel corps jaune. Dans la pratique, les protocoles impliquant le PRIDND et le CRESTARND sont les plus utilisés :  la spirale vaginale ou PRIDND (Progesterone Releasing Intra-vaginal Device) : C’est une spirale métallique recouverte d’un élastomère siliconé dans laquelle est incorporée da la progestérone et à laquelle est fixée une gélule renfermant du benzoate d’œstradiol. La spirale est placée dans le vagin à l’aide d’un applicateur de spirale. Le retrait de la spirale s’accompagne de l’œstrus dans les 48 heures qui suivent (DERIVAUX, 1989 cité par LAMINOU, 1999). En pratique, son protocole d’utilisation est le suivant : -

J0 : pose de la spirale ;

-

J10 : injection de PGF2α ;

-

J12 : retrait de la spirale et injection de 500 à 600 UI de PMSG ;

-

J14 : apparition des chaleurs et insémination. 17


 l’implant sous-cutané ou Norgestomet (CRESTAR) : La mise en place derrière l’oreille d’un implant de 3 mg de Norgestomet (progestérone) est associée à une injection de 5 mg de Valérate d’œstradiol. En pratique, son protocole d’utilisation est le suivant : -

J0 : pose d’implant et injection de 5mg de valérate d’œstradiol ;

-

J7 : injection de PGF2α ;

-

J9 : retrait d’implant et injection de 500 à 600 UI de PMSG ;

-

J11 : apparition des chaleurs et insémination.

Ces protocoles sont souvent réalisés sans utilisation de PGF2α. Dans ce cas, les animaux bénéficieront uniquement de l’action de blocage de la formation du corps jaune par l’œstradiol. 

L’administration des prostaglandines naturelles ou leurs analogues

Elle s’applique aux animaux cyclés en phase lutéale. Les prostaglandines F2α entraînent la destruction du corps jaune ou lutéolyse, ce qui provoque ainsi une chute de la progestéronémie et une décharge de LH. La prostaglandine F2α n’est active que sur le corps jaune fonctionnel. En pratique, à l’échelle du troupeau, il est nécessaire de réaliser deux injections à 11 jours d’intervalle (PAREZ, 1993). A la première injection, la prostaglandine assurera la lutéolyse chez les vaches en phase lutéale (C.J > 5 jours) et un nouveau cycle redémarrera ; alors qu’elle n’aura aucun effet chez les vaches à C.J non fonctionnel. Onze jours plus tard, les deux lots seront au même stade du cycle et la deuxième injection entraînera la lutéolyse chez toutes les vaches et le groupage des œstrus. En pratique, son protocole d’utilisation est le suivant : -

J0 : première injection de prostaglandines ;

-

J11 : deuxième injection de prostaglandines ;

-

J13 - J15 : apparition des chaleurs et insémination.

18


II.3.3.1.4. Méthodes de détection des chaleurs chez les vaches L’importance économique de la détection des chaleurs n’est plus à démontrer. Une mauvaise détection contribue en effet à augmenter le délai nécessaire à l’obtention d’une gestation. Elle augmente indirectement les frais liés à l’insémination artificielle (HANZEN, 2006). II.3.3.1.4.1. Signes de reconnaissances des chaleurs Les chaleurs telles que définies par PAREZ et al. (1987) sont un comportement caractérisé par un signe majeur « l’immobilisation au chevauchement », et par des signes annexes tels que : o la tuméfaction de la vulve ; o l’écoulement au niveau de la vulve d’une glaire claire et filante ; o la perte d’appétit, l’excitation ; o la baisse de production laitière ; o l’ouverture du col. Le mucus filant qui macule l’entrée de l’appareil génital (vulve) et qui était très clair pendant une bonne période, s’imprègne de rouge-sang à partir d’un certain moment; cette observation du mucus saignant signifie que les chaleurs ont débuté depuis un certain temps, et est surtout utile comme un repère pour bien vérifier la date des prochaines chaleurs, dans 21 jours plus tard (TAMBOURA et al., 2004). II.3.3.1.4.2. Outils d’aide à la détection des chaleurs Ces outils permettent d’augmenter l’efficacité de la détection des chaleurs ; il s’agit surtout des révélateurs ou marqueurs de chevauchement. Ils sont surtout utilisés lorsque le troupeau ne renferme pas d'animal détecteur. Plusieurs systèmes ont été proposés pour mettre en évidence l'acceptation du chevauchement caractéristique de l'état d’œstrus (HANZEN, 2005-2006) cité par (HAKOU, 2006). ►Application de peinture La simple application de peinture plastique ou de vernis émaillé sur le sacrum et les premières vertèbres coccygiennes des femelles constitue un système efficace et peu 19


onéreux. L'animal chevauchant son partenaire en état d'acceptation effacera ou dispersera ces marques colorées lors de sa retombée sur le sol. Cette peinture sera appliquée sur une surface de 30 cm x 7cm. Selon les conditions climatiques les animaux sont marqués tous les 3 à 4 jours. ►Systèmes « Kamar et Oesterflash » Il s’agit d’appareils sensibles à la pression et qui peuvent être collés sur la croupe des vaches dont on veut détecter les chaleurs. Lorsqu’une vache en chaleurs est complètement chevauchée par un congénère, la pression exercée provoque un changement de coloration dans la capsule de teinture se trouvant dans le dispositif. La capsule, sous la pression d’un chevauchement, se colore en rouge dans le système Oesterflash (SAUMANDE, 2000 cité par HAKOU en 2006). Le système Mate-Master est basé sur le même principe que le précédent, il permet une quantification indirecte du nombre et de la durée des chevauchements. Le liquide coloré contenu dans un réservoir, progressera de façon plus ou moins importante selon le nombre et l'intensité des chevauchements, dans les deux systèmes tubulaires, prolongeant le réservoir de colorant. ►. Détecteurs électroniques de chevauchement Un capteur de pression (Pressure sensing radiotelemetric system) est placé dans une pochette fixée à un support textile lui-même collé sur la croupe de l’animal, à proximité de la queue. Lorsque ce capteur enregistre une pression d’une intensité et d’une durée minimales définies par le constructeur, cette information est soit envoyée par radio transmission (portée de 400 mètres du système) à une unité centrale (système Heat Watch) ou traitée par un programme associé au capteur de pression (DE CET Mount Count& Trade). Les résultats obtenus ne permettent pas de conclure à la plus grande efficacité du système électronique par rapport à une détection visuelle. Chez des animaux de race Holstein, le système DEC a permis de détecter 54 à 61 % des œstrus détectés par inspection visuelle (HANZEN, 2005-2006 cité par HAKOU, 2006).

20


II.3.3.1.4.3. Moment d’observation des chaleurs Pour bien détecter les chevauchements qui sont les signes les plus caractéristiques des chaleurs, il faut passer aux bons moments autour des animaux, à des périodes où les femelles sont au calme et libres de leurs mouvements, en dehors des périodes d’agitation (distribution d’aliments, traite, soins, etc.). Dans nos conditions d’élevage (température ambiante élevée, rareté et pauvreté des pâturages), les femelles de races locales ont des chaleurs qui se manifestent par des signes relativement discrets et donc assez difficiles à observer pour l’éleveur qui n’est pas attentif. De plus, ces signes se présentent à des moments variables. A titre d’exemple, on observe : -

seulement 22% des chaleurs entre 6h et 13h;

-

10% entre 13h et 18h;

-

25% entre 18h et minuit;

-

et jusqu’à 43% entre minuit et 6h du matin (TAMBOURA et al., 2004).

De manière à pouvoir détecter plus de 90% des chaleurs dans un troupeau, les vaches doivent être observées attentivement aux premières heures de la matinée, aux heures tardives de la soirée et à intervalle de 4 à 5 heures pendant la journée (WATTIAUX, 2006). II.3.3.2. L’insémination artificielle bovine L'insémination artificielle (IA) est une technique de reproduction qui consiste à déposer à l’aide d’un instrument approprié et au moment le plus opportun, la semence du mâle dans la partie la plus convenable des voies génitales femelles sans qu’il y ait un acte sexuel permettant une fécondation. II.3.3.2.1. Intérêts de l’insémination artificielle L’IA présente plusieurs avantages qui sont d’ordre sanitaire, technique, pratique, génétique et économique.

21


II.3.3.2.1.1. Intérêt sanitaire L’insémination artificielle est un outil de prévention de la propagation de maladies contagieuses et/ou vénériennes grâce au non-contact physique direct entre la femelle et le géniteur (ISSOUFOU 2012). Cependant, il y a certains agents infectieux qui peuvent être présents dans la semence et transmis notamment, le virus aphteux, le virus bovipestique, le virus de l’IBR, Brucella abortus, campylobacter, etc. Toutefois le contrôle de maladies, grâce aux normes sanitaires strictes exigées au niveau des centres producteurs de semences, a permis de réduire considérablement le risque de transmission de ces agents par la voie "mâle". Par l’IA, il est possible d’éviter l’apparition des maladies génétiques liées à l’utilisation prolongée d’un seul reproducteur dans une même ferme. L’IA permet aussi d’exploiter des reproducteurs performants souffrant d’impotence à la suite d’accident ou d’engraissement, par l’application des méthodes de collecte avec un électro-éjaculateur. II.3.3.2.1.2. Intérêts techniques et pratiques Au-delà d’un certain effectif, il devient indispensable de conduire son troupeau en bande, pour une meilleure organisation et rentabilité.  l’IA permet une organisation plus rigoureuse des productions par une planification, une organisation du travail et un suivi permanent.  l’IA offre une grande possibilité à l'éleveur du choix des caractéristiques du taureau qu'il désire utiliser en fonction du type de son élevage et l'option de production animale à développer.  l’IA permet de résoudre les problèmes rencontrés chez les femelles aux aplombs fragiles (ISSOUFOU, 2012).

22


II.3.3.2.1. 3. Intérêts génétiques Considérée comme l’un des outils de diffusion performant du matériel génétique, elle est appliquée principalement pour assurer l’amélioration génétique rapide et sûre des animaux domestiques (BENLEKHEL et al., 2000). La faible productivité du bétail en Afrique tropicale explique donc la place très importante qu’occupe l’insémination artificielle dans les stratégies de développement de l’élevage. En effet, l’IA permet : -

d’obtenir un grand nombre de descendants des meilleurs géniteurs ;

-

de mettre à la disposition de l’éleveur les meilleurs géniteurs ;

-

de prévoir les plans d’accouplement raisonnés.

II.3.3.2.1.4. Intérêts économiques -

l’IA dispense l’éleveur d’entretenir un taureau au profit d’une semence de taureau sélectionné ;

-

grâce à l’IA, on peut réaliser le croisement industriel et bénéficier ainsi d’un phénomène d’hétérosis. Cependant dans le contexte tropical, son utilisation reste liée à celle des techniques de groupage des chaleurs (synchronisation et/ou induction des chaleurs). En effet, si elle est judicieusement combinée aux techniques de groupage des chaleurs, l’IA peut contribuer à une meilleure gestion de l’élevage à travers : . la réduction de l’intervalle entre mises bas ; . le groupement des naissances en fonction des saisons.

-

l’IA contribue à l’amélioration de la productivité du troupeau (lait, viande) qui se traduit par l'amélioration du revenu de l'éleveur. Cet aspect est particulièrement perceptible chez les animaux croisés (obtenus par insémination artificielle des vaches locales) dont la production s'améliore de 100% par rapport au type local.

-

l’IA contribue à la sécurité alimentaire à travers l'amélioration de la production nationale en lait et en viande (ISSOUFOU, 2012).

23


II.3.3.2.2. Collecte et conservation de la semence La semence ou sperme est généralement collectée au niveau de centres spécialisés possédant matériel animal et infrastructures spéciales tels que : – une aire de monte avec un « travail » fixe et adapté au gabarit des animaux, – un géniteur sélectionné sur la base de ses performances de production et de son état de santé, – un boute-en-train qui peut être une femelle en chaleur ou non, un mâle ou un mannequin pour la stimulation du géniteur. La collecte est faite à l’aide d’un vagin artificiel (le plus courant) ou d’un électroéjaculateur ; le sperme obtenu par cette seconde méthode étant de moins bonne qualité. L’apprentissage du géniteur à l’éjaculation dans le vagin artificiel est nécessaire (MARICHATOU, et al., 2009). Le sperme recueilli (3 à 10 ml) subi une série de manipulations (analyse, mesures, dilution/cryoprotection, fractionnement/conditionnement, congélation et réanimation) avant sa mise en paillettes. Le sperme dilué est aspiré dans les paillettes, qui sont ensuite bouchées et immédiatement plongées dans l’eau à 4 °C. Après une heure, elles sont séchées et disposées sur les portoirs en vue de la congélation (MARICHATOU et al., 2009). Les paillettes préparées peuvent être conservées à 4°C si leur utilisation est programmée dans les 72 heures. Pour une conservation dans l’azote liquide plus longue (indéterminée, plus de 20 ans), la procédure est la suivante : -

d’abord les paillettes passent 8 minutes dans la vapeur d’azote à –120 °C,

-

puis elles sont plongées dans l’azote liquide à –196 °C,

-

ensuite elles sont transférées dans des récipients cryogéniques de conservation (containers ou bonbonnes).

Un réajustement régulier du niveau d’azote dans les containers est indispensable (MARICHATOU et al., 2009).

24


II.3.3.2.3. Technique d’insémination artificielle II.3.3.2.3.1. Moment d’IA L’insémination doit être pratiquée à un moment assez proche de l’ovulation. Si l’on admet que la durée de l’œstrus est de 12 à 24 heures, que l’ovulation a lieu 10 à 12 heures après la fin de l’œstrus et que les spermatozoïdes doivent séjourner pendant environ 6 heures dans les voies génitales femelles (phénomène de capacitation), le meilleur moment pour obtenir une insémination fécondante est la deuxième moitié de l’œstrus (HASKOURI, 2001). Dans la pratique, les animaux observés en chaleurs le matin sont inséminés le soir et ceux en chaleurs le soir sont inséminés le lendemain matin. II.3.3.2.3.2. Lieu de dépôt de la semence Chez les bovins, le lieu de dépôt de la semence est d’une grande importance pour le succès de l’opération. Plusieurs lieux ont été proposés, avec des résultats variables : -

le cervix ;

-

le corps utérin ;

-

les cornes utérines ;

Ainsi, le dépôt de la semence se fait soit au niveau :  du cervix (jonction utéro-cervicale) peut entrainer son refoulement dans le vagin ; en effet, les mouvements rétrogrades observés à ce niveau en seraient responsables ;  du corps utérin, lieu d’élection préférentiel ;  des cornes utérines n’améliorent pas la fécondation comparée à un dépôt au niveau du corps ; par ailleurs, le dépôt dans la corne est traumatique et entraine des réactions inflammatoires parfois d’origine microbienne de la muqueuse utérine (BIZIMUNGU, 1991). II.3.3.2.3.3. Evaluation de l’IA Il est essentiel de savoir très tôt et avec certitude si les femelles sont gestantes ou non, afin de mieux gérer la reproduction dans le troupeau (BROERS, 1995). La fertilité des femelles ou leur aptitude à concevoir normalement après l’IA est déterminée par un 25


diagnostic de gestation qui peut être réalisé à n’importe quel moment de l’année, et avec différentes techniques : cliniques et paracliniques. ► Moyens Cliniques ou moyens directs  Détermination du non-retour en chaleurs C’est une méthode de diagnostic de gestation précoce (la plus facile) utilisable trois semaines après l’insémination artificielle. C’est le signe le plus fréquent d’une non gestation. Elle consiste en une observation des chaleurs entre le 18ième et le 23ième jour post insémination ou post saillie. Cependant, cette méthode est peu fiable du fait de l’existence des chaleurs silencieuses chez plusieurs races africaines et des femelles gestantes peuvent présenter des manifestations des chaleurs (3% de vaches). De plus, un non-retour en chaleurs ne signifie pas toujours une gestation ; il peut correspondre à un anœstrus ou être dû à une pathologie (THIAM, 1996).  Palpation transrectale C’est une méthode de diagnostic de gestation sûre et elle peut être effectuée dès le 45ème jour post insémination ou après saillie. Selon MAZOUZ (1992), elle est applicable en moyenne à partir de 6 semaines de gestation chez la vache et son efficacité peut aller jusqu’à 100 %. La méthode s’appuie sur un ensemble de modifications morphologiques de l’utérus durant la gestation. Il existe d’autres moyens cliniques de diagnostic de gestation tels que le développement abdominal, le développement mammaire, les mouvements fœtaux, mais ils sont généralement très tardifs. ►Méthodes paracliniques ou moyens indirects Ce sont des méthodes utilisant des appareils et des techniques de dosage divers pouvant favoriser une détection plus ou moins rapide de gestation. Cependant, ces méthodes ne sont pas souvent utilisées dans les élevages subsahariens car elles sont coûteuses.

26


 Méthode des ultra-sons L’échographie est une méthode par laquelle les structures fœtales sont visualisées sur un écran. Elle permet d’apprécier la survie d’un embryon chez les bovins par détection des battements cardiaques (LIEGEOIS, 1988) la 4ème semaine après conception. Cette méthode est fiable car elle donne 96 % d’exactitude à 40 jours de gestation (HUMBLOT et THIBIER, 1984).  Méthodes biochimiques -

Dosage de la progestérone

C’est l’un des moyens de diagnostic de gestation les plus précoces. Il est praticable dès le 21èmejour après l’IA ou la saillie (HUMBLOT, 1988) sur le lait ou sur le plasma sanguin, par des méthodes immunologiques ou immuno-enzymatiques. La fiabilité des diagnostics positifs avec la méthode immuno-enzymatique serait de 80 à 85% selon DERIVAUX et ECTORS (1980). Cependant, cette méthode permet plutôt de faire un diagnostic de non gestation et non un diagnostic de gestation : si la progestéronémie est inférieure à 3,5ng /ml, la femelle n’est pas gestante. -

Dosage des protéines fœtales

Pendant la gestation, il y a libération par le fœtus de protéines spécifiques dans le sang. Parmi ces protéines, plusieurs sont susceptibles d’être utilisées pour le diagnostic de gestation. On peut citer : • la bPAG (Bovine Pregnancy Associated Glycoprotein) dont la concentration sérique augmente régulièrement jusqu’à 1 à 5 jours du part (ZOLI et al., 1993) ; • la PSPB (Pregnancy Specific Protein B) qui est une hormone présente seulement chez les vaches gestantes avec un taux sérique augmentant régulièrement à partir du 24ème jour (HUMBLOT et MARTIAL, 1988) ; • l’OTP1 (Ovine Trophoblastin Protein 1) est une hormone détectée chez les bovins entre le 16ème et le 24ème jour de gestation (MARTIAL et al., 1988).

Au total, la maîtrise de la reproduction chez la vache est basée sur des techniques qui reposent sur les mécanismes physiologiques de régulation de l’activité sexuelle. Parmi ces techniques figure l’insémination artificielle sur chaleurs induites par traitement hormonal. Plusieurs protocoles ont été proposés pour induire ces chaleurs et c’est la 27


raison pour laquelle il nous a paru opportun d’évaluer la réussite de l’insémination artificielle en fonction du protocole d’induction de l’œstrus. Ce sont les résultats de ces investigations qui font l’objet de la deuxième partie de ce travail.

28


DEUXIEME PARTIE : Etude expérimentale

29


Chapitre I : Matériel et Méthodes I.1. Matériel I.1.1. Période et Site de l’expérience Les travaux se sont déroulés du 21 janvier au 30 mars 2017 à la Station Sahélienne d’Expérimentation de Toukounous (SSET) située dans le département de Filingué. Cette station a été créée en 1931 sous le nom de centre Agricole de Filingué ; sa vocation était essentiellement agricole. Elle fut transférée à Toukounous sous le nom de SSET en 1954. A partir de ce jour elle a eu pour mission principale la sélection et la diffusion du zébu de race Azawak dans les élevages traditionnels. La station couvre une superficie de 4474 ha pâturables entourés de fils barbelés ; elle compte 5 grands parcs subdivisés en 30 parcelles avec 110 km linéaire de barbelés. La pluviométrie enregistrée en 2016 est de 448,2 mm en 30 jours de pluie contre 459,4 mm en 2015. Les pâturages sont constitués de graminées et légumineuses. La production de la biomasse estimée par le service de la Direction régionale est de 2101kg/ms/ha ; cette production est excédentaire sur le plan quantitatif mais déficitaire sur le plan qualitatif. Pour maintenir un niveau de production laitière acceptable, il est prévu chaque soir une complémentation de tourteaux de grain de coton. Pour l’abreuvement des animaux, le site dispose d’un forage et 3 puits équipés de système d’exhaure avec groupe électrogène et un système solaire. La situation sanitaire est satisfaisante dans son ensemble ; pour une meilleure prévention contre certaines maladies, les femelles gestantes sont déparasitées deux fois par semaine et le reste des animaux une fois par semaine.

30


I.1.2. Matériel biologique Les essais ont été réalisés sur 48 vaches diagnostiquées vides à l’échographie dont 39 vaches de race Azawak (figure 3) et 9 vaches métisses Brune des Alpes x Azawak (figure 4).

Figure 3: Vache de race azawak (au premier plan)

Figure 4: vache métisse Brune des alpes - Azawak (au premier plan)

31


La semence utilisée pour l’insémination artificielle est celle de la brune des Alpes, avec nom du taureau SWEET. I.1.3. Matériel technique I.1.3.1 Matériel et médicaments pour la synchronisation des chaleurs Le matériel utilisé pour la lubrification et la manipulation des voies génitales des vaches, et pour le nettoyage de la vulve et désinfection du matériel est constitué :  des gants de fouille ;  du gel lubrifiant : c’est le gel PRIDND;  des applicateurs pour la mise en place du PRIDND Delta au niveau vaginal.  un sceau contenant un mélange d’eau et de la BétadineND pour désinfecter les applicateurs après chaque usage ;  des éponges mousses pour nettoyer les applicateurs et la vulve avant insertion du PRIDND delta Pour l’induction des chaleurs chez les vaches, les substances suivantes ont été utilisés:  PRIDND Delta : c’est un dispositif bi-matière fait d’un squelette en polyamide recouvert d’un élastomère innovant en santé animale ; il contient 1,55g de progestérone naturelle qui diffuse dans le sang à partir de la muqueuse vaginale. Le PRIDND delta fonctionne comme un corps jaune artificiel en inhibant le complexe hypothalamo-hypophysaire. La conception et la forme de PRIDND Delta assurent un bon contact avec la muqueuse.  ENZAPROSTND : c’est une solution injectable analogue de synthèse de la PGF2α, qui se présente sous forme de flacon de 5 ml d’une solution contenant 25 mg de principe actif; il est administré en IM. Son utilisation permet de détruire un corps jaune éventuel qui serait présent pendant la pose du PRID.  CYSTORELINND : solution injectable prête à l’emploi, c’est un analogue de la GnRH, hormone gonadostimuline ; il est administré en IM. Son utilisation permet la stimulation de l’hypophyse pour la production des gonadostimulines (FSH et LH).

32


 SYNCHRO-PARTND : solution injectable de PMSG, il est utilisé au moment du retrait du PRIDND Delta pour soutenir la croissance folliculaire terminale et réduire l’atrésie folliculaire. Il est administré en IM. I.1.3.2 Matériel pour l’insémination artificielle : Ce matériel est constitué :  d’une bombonne d’azote liquide contenant les paillettes de semence;  d’un thermos d’eau tiède pour décongeler la semence et un testeur de température  des serviettes hygiéniques pour essuyer les paillettes de semences;  d’un pistolet d’insémination artificielle ;  d’une paire de ciseaux pour sectionner le bout scellé des paillettes ;  d’une gaine protectrice du pistolet;  d’une chemise sanitaire permettant d’éviter d’une part la souillure de la gaine au cours de son introduction dans la vulve et d’autre part de transmettre des germes par le pistolet ;  des gants pour la fouille transrectale. I.2. Méthodes I.2.1. Répartition des animaux en lots Les 48 vaches ont été réparties en deux lots de 24 : - le lot I constitué de 15 vaches de race Azawak et de 9 vaches métisses Brune des Alpes x Azawak, - le lot II composé 24 vaches de race Azawak. Dans chaque lot, plusieurs variables ont été prises en compte dans l’évaluation du taux de réussite de l’insémination artificielle ; les animaux ont été ainsi répartis en fonction de l’âge, du nombre de lactations, de la note d’état corporel (NEC) ; dans le lot I, une comparaison a été faite en fonction de la race.

33


I.2.1.1 Répartition des vaches en fonction de l’âge Les vaches ont été classées en trois groupes selon leur classe d’âge, à savoir jeune, adulte et vieille (Tableau III et IV). Dans le lot I, les vieilles vaches sont les plus nombreuses (41,67%) ; dans le lot II, il y a à peu près le même nombre de jeunes (10) et de vieilles vaches (11). Tableau III: Répartition des vaches en fonction des classes d’âge (lot I) Classe d’âge

Effectif

pourcentage

Jeune (29-72 mois)

8

33,33

Adulte (73-120 mois)

6

25

Vieille (121mois à plus)

10

41,67

Total

24

100

Tableau IV: Répartition des vaches en fonction de la classe d’âge (lot II) Classe d’âge

Effectif

Pourcentage

Jeune (38-72 mois)

10

41,67

Adulte (73-120 mois)

3

12,50

Vieille (121 mois à plus)

11

45,83

Total

24

100

I.2.1.2. Répartition des vaches en fonction du nombre de lactations Les vaches sont classées en quatre catégories en fonction du nombre de lactations, à savoir :  A : génisses (0 lactation)  B : 1 à 2 lactations  C : 3 à 5 lactations  D : 6 lactations à plus Dans le lot I, les vaches des catégories C et D sont les plus représentées avec le même pourcentage de 33,33% (Tableau V). Dans le lot II où il n’y a pas de génisse, ce sont les vaches de la catégorie B (10 vaches) et D (9 vaches) qui sont les plus nombreuses. 34


Tableau V: Répartition des vaches en fonction du nombre de lactation (lot I) Nombre de lactations

Effectif

Pourcentage

A

2

8,34

B

6

25

C

8

33,33

D

8

33,33

Total

24

100

Tableau VI: Répartition des vaches en fonction du nombre de lactation (lot II) Nombre de lactations

Effectif

Pourcentage

B

10

41,67

C

5

20,83

D

9

37,50

Total

24

100

I.2.1.3 Répartition des vaches en fonction de la note d’état corporel (NEC) Echelle d’appréciation de la NEC est de 0 à 5. Les vaches ont été classées en quatre catégories en fonction de la NEC: -

Maigre : 2

-

Bon : 2,5 à 3

-

Gras : 3,5 à 4

-

Très gras : 4,5 à 5

Dans le lot I composé d’azawak et de métisses (Tableau VII), nous avons un nombre élevé des vaches de NEC bon (2,5 à 3) avec une proportion de 41,67% tandis que les autres catégories maigre, gras et très gras présentent respectivement 20,83% ; 25% et 12,5% des effectifs. Dans le lot II constitué uniquement de vaches de race azawak, 91,67% de l’effectif sont d’une NEC bonne, le reste de l’effectif étant maigre (Tableau VIII).

35


Tableau VII: répartition des vaches en fonction de la NEC (lot I) Catégorie

Effectif

Pourcentage

Maigre

5

20,83

Bon

10

41,67

Gras

6

25

Très gras

3

12,5

Total

24

100

Tableau VIII: Répartition des vaches en fonction de la NEC (lot II) Catégorie

Effectif

Pourcentage

Maigre

2

8,33

Bon

22

91,67

Total

24

100

I.2.1.4. Répartition des vaches en fonction de la race En tenant compte de la race, le lot I est composé à 62,5% par des vaches de race azawak et 37,5% de métisse brune des Alpes x azawak (Tableau IX) Tableau IX: Répartition des vaches en fonction de la race (lot I) Race

Effectif

Pourcentage

Azawak

15

62,5

Métisse

9

37,5

Total

24

100

I.2.2 La synchronisation des chaleurs I.2.2.1. Protocoles d’induction des chaleurs Pour le lot I : le protocole suivant a été appliqué pour chaque vache : J0 : mise en place du PRIDND Delta dans le vagin suivie d’une injection de 2ml de CYSTERELINEND (GnRH). J8 : injection de 5 ml d’ENZAPROSTND (prostaglandine) en IM

36


J9 : retrait du PRIDND, suivi d’une injection de 500 UI de SYNCHRO-PARTND (PMSG). Pour le lot II : le protocole d’induction des chaleurs a été le suivant : J0 : mise en place du PRIDND Delta dans le vagin, suivie d’une injection de 2ml de CYSTORELINND (GnRH). J6 : retrait des PRIDND Delta suivi d’une injection de 5 ml d’ENZAPROSTND (prostaglandine), et 500 UI de SYNCHRO-PARTND (PMSG) en IM. Dans les deux protocoles, avant et après chaque usage du PRIDND, l’applicateur est désinfecté dans un seau contenant de la BétadineND et essuyé avec un mouchoir. Les différentes opérations réalisées pour la synchronisation des chaleurs, sont illustrées par les figures 5, 6, 7, 8, 9 et 10

Figure 5: les applicateurs désinfectés dans un sceau contenant de la Bétadine diluée

37


Figure 6 : installation du PRIDND dans l'applicateur 7

Figure 7 : lubrification de l’applicateur avec du gel 6

38


Figure 8: nettoyage de la vulve avec de l’eau

Figure 9: mise en place du PRID dans le vagin

39


Figure 10: réduction de la longueur du fil à l’aide un ciseau I.2.2.2. Observation des chaleurs Les observations sont faites au moment des heures de traite de 9H à 12H et de 16H à 18H. La survenue des chaleurs a été appréciée à partir de l’écoulement vulvaire de la glaire (figure 11) et du chevauchement (figure 12).

Figure 11: écoulement de la glaire cervicale au niveau vaginal 40


Figure 12: chevauchement I.2.3 L’insémination artificielle L’IA réalisée une seule fois pour chaque vache, a été précédée par la décongélation des semences. I.2.3.1 Décongélation de la semence Sur le terrain, avant de procéder au dépôt de la semence dans les voies génitales de la vache, la décongélation de la semence est une étape très importante pour la réussite de l’acte d’IA. Elle consiste à plonger la paillette dans un thermos rempli d’eau tiède à 37°C pendant 15-30 secondes. I.2.3.2 Technique d’insémination artificielle Chez l’ensemble des animaux, la semence a été déposée dans le corps de l’utérus selon la méthode recto-vaginale (figure 13). La paillette préalablement décongelée est introduite dans le pistolet d’IA. Le bout scellé est sectionné avec un ciseau, puis le pistolet est revêtu d’une gaine protectrice en plastique, elle-même recouverte par une chemise sanitaire. L’inséminateur introduit une main gantée dans le rectum de la vache immobilisée dans le couloir de contention, il repère le col de l’utérus qu’il saisit et l’immobilise. Avec l’autre main, la vulve et le périnée sont soigneusement nettoyés et il introduit le pistolet dans le vagin en prenant soin de ne pas passer par le méat

41


urinaire. Le pistolet est guidé vers le col de l’utérus qu’il doit franchir avec délicatesse. La semence est ensuite déposée avant la bifurcation des cornes utérines. Les opérations d’insémination ont eu lieu pour toutes les vaches, 48 heures après le retrait du PRID, suivi d’une injection de GnRH (CYSTERELINEND pour le lot I, CYSTORELINND pour le lot II).

Figure 13: Séance d’insémination artificielle par voie recto-vaginale I.2.4 Diagnostic de gestation Deux mois après l’insémination, le diagnostic a été réalisé par palpation transrectale et confirmé par échographie (figure 14).

Figure 14: Séance de diagnostic de gestation avec l’échographe 42


I.2.5. Analyse de données Les données recueillies ont été saisies sur le support informatique Excel puis codées avant d’être analysées. Le logiciel R.Commander a été utilisé pour l’analyse statistique des résultats. Le seuil de signification P de ce test a été fixé à une probabilité de 5%.

43


Chapitre II : Résultats et discussion II.1. Résultats II.1.1. Taux d’induction des chaleurs Dans l’ensemble, une seule perte du PRIDND delta avant son retrait a été enregistrée dans le lot II. Au retrait du PRIDND Delta (J6 ou J9), les vaches ont présenté une sécrétion vaginale blanchâtre, qui témoigne de la tolérance du traitement par toutes les vaches. Taux d’induction des chaleurs en fonction du protocole Les vaches du lot I chez lesquelles le PRID est laissé en place pendant 9 jours avec utilisation de prostaglandine un jour avant l’arrêt du traitement à la progestérone, ont un taux d’induction des chaleurs de 62,5% contre 37,5% de non manifestation de signe de chaleurs (Tableau X). Avec les vaches du lot II pour lesquelles le retrait du PRID suivi immédiatement d’une injection de prostaglandine a été fait 6 jours après sa mise en place, 79,17% des animaux ont manifesté l’œstrus contre 20,83% qui sont restées sans aucun signe de manifestation des chaleurs (Tableau XI). Au total, le taux de réussite de l’induction des chaleurs est significativement plus élevé avec le deuxième protocole. Tableau X: Taux d’induction des chaleurs dans le lot I Manifestation des chaleurs

Effectif

Pourcentage

Chevauchement

3

12,5

Présence de Glaire cervicale Chevauchement + glaire cervicale Aucun signe manifesté

9

37,5

3

12,5

9

37,5

Total des manifestations de chaleurs

15

62,5

44


Tableau XI: Taux d’induction des chaleurs dans le lot II Manifestation des chaleurs

Effectif

pourcentage

Glaire cervicale

10

41,67

Chevauchement + glaire

9

37,50

Aucun signe manifesté

5

20,83

Total des manifestations de chaleurs

19

79,17%

II.1.2. Taux de réussite de l’insémination artificielle II.1.2.1. Taux de réussite de l’IA en fonction du protocole d’induction des chaleurs Toutes les vaches des deux lots ont été inséminées, soit un taux d’insémination de 100%. Toutes les vaches inséminées étaient présentes au moment du diagnostic de gestation, soit un taux présence de 100%. Sur les 24 vaches du lot I inséminées, huit (8) ont été diagnostiquées gestantes soit un taux de réussite de 33,33%. Les 16 autres ont été déclarées vides soit un taux d’échec de 66,67% (Tableau XII). Neuf (9) vaches sur les 24 du lot II inséminées, se sont révélées gestantes soit un taux de réussite de 37,5%. Chez les 15 autres, l’IA n’a pas été couronnée de succès, soit un taux d’échec de 62,5% (Tableau XIII). D’une manière générale, le taux de réussite de l’IA est plus élevé pour le protocole d’induction des chaleurs avec retrait du PRID au 6ème jour associé à une injection de prostaglandine et de PMSG (37,5%), qu’avec le protocole qui consiste au retrait du PRID à J9 associé à une injection de PMSG (33,33%).

45


Tableau XII: Taux de gestation (lot I) Résultats DG

Effectif

Pourcentage

Positifs (gestantes)

8

33,33

Négatifs (vides)

16

66,67

Total

24

100

Effectif

Pourcentage

Positifs (gestantes)

9

37,5

Négatifs (vides)

15

62,5

Total

24

100

Tableau XIII: Taux de gestation (lot II) Résultats DG

II.1.2.2.Taux de réussite de l’IA en fonction des variables de la vache Nous nous sommes basés sur 4 variables de la vache à savoir : l’âge, le nombre de lactation, la note d’état corporel (NEC) et la race. II.1.2.2.1 Taux de gestation en fonction de l’âge Les résultats du diagnostic de gestation en fonction de la classe d’âge, sont indiqués dans les tableaux XIV et XV. Pour le lot I, le taux de gestation chez les jeunes vaches (29-72 mois) qui est de 50%, est nettement supérieur à ceux des adultes (73-120 mois) et des vieilles (121 mois à plus) qui sont respectivement de 33,33% et 20% (Tableau XIV). Toutefois, les différences ne sont pas significatives (p > 0,05). La même tendance a été observée chez les animaux du lot II avec un taux de gestation de 50% chez les jeunes (38-72 mois) contre respectivement 25% et 27,27% chez les vaches adultes et les vieilles vaches (Tableau XV). Dans ce lot également, les différences de taux de gestation en fonction de la classe d’âges ne sont pas significatives (p > 0,05).

46


Tableau XIV: Taux de gestation en fonction des classes d’âge (lot I) Classe d’âge

Jeune Adulte Vieille (38-72 mois) (73-120 mois) (121 mois à +) Total

p-value

Résultats de DG Effectif

5

1

3

9

%

50

25

27,27

37,5

5

2

8

15

50

75

72,73

62,5

10

3

11

24

100

100

100

100

Positifs

Négatifs

Total

Effectif %

Effectif %

0.71

Tableau XV: Résultat du DG en fonction de la classe d’âge (lot II) Classe d’âge

Jeune Adulte Vieille (29-72 mois) (73-120 mois) (121 mois à +) Total

p-value

Résultats de DG Effectif

4

2

2

8

%

50

33,33

20

33,33

Négatifs

Effectif %

4 50

4 66,67

8 80

16 66,67

Total

Effectif %

8 100

6 100

10 100

24 100

Positifs

47

0,41


II.1.2.2.2. Taux de gestation en fonction du nombre de lactations Les résultats du diagnostic de gestation en fonction du nombre de lactation, sont indiqués dans le tableau XVI et XVII. Ces résultats permettent de constater que dans le lot I, les vaches ayant un nombre de lactation de 0 à 2 (catégorie A et B), présentent un taux de gestation (50%) plus élevé par rapport aux autres catégories C et D, qui ont un taux de 25%. Mais avec un p-value > 0,05, les différences ne sont pas significatives (Tableau XVI). Le résultat du diagnostic de gestation en fonction du nombre de lactations chez les vaches du lot II, fait apparaître que le taux de gestation est plus élevé chez les vaches les plus jeunes, c’est-à-dire celles de la catégorie B (1 à 2 lactations) qui est de 50% que chez les vaches des catégories C et D qui ont respectivement 20% et 33,3% de taux de réussite de l’IA (Tableau XVII). Toutefois, les différences ne sont pas significatives (p > 0,05).

Tableau XVI: Taux de gestation en fonction du nombre de lactations (lot I) Catégorie

A

B

C

D Total

p-value

Résultats de DG Effectif

1

3

2

2

8

%

50

50

25

25

33,33

1

3

6

6

16

50

50

75

75

66,67

2

6

8

8

24

100

100

100

100

100

Positifs

Négatifs

Total

Effectif %

Effectif %

0,75

48


Tableau XVII: Taux de gestation en fonction du nombre de lactation (lot II) Catégorie

B

C

D Total

P-value

Résultats de DG Effectif

5

1

3

9

%

50

20

33,3

37,5

5

4

6

15

50

80

66,7

62,5

10

5

9

24

100

100

100

100

Positifs

Négatifs

Total

Effectif %

Effectif %

0,64

II.1.2.2.3. Taux de gestation en fonction de la note d’état corporel Les résultats du diagnostic de gestation en fonction de la note d’état corporel (NEC), sont indiqués dans le tableau XVIII et XIX. Pour les vaches du lot I, le résultat du DG en fonction de la NEC, donne un pourcentage plus élevé chez les vaches de NEC gras (3,5 à 4) qui est de 50%, comparé aux autres catégories maigre, bon et très gras pour lesquelles le taux de réussite de l’IA sont respectivement de 20%, 30% et 33,3%. Mais cette différence n’est pas statistiquement significative (p > 0,05). Dans le lot II, les vaches ayant une NEC bon (2,5 à 3) ont enregistré un taux de gestation de 40,9%, tandis que chez celles ayant une NEC maigre (2) aucune n’a été gestante, soit un taux de gestation nul. Néanmoins avec un p-value > 0,05, la différence entre les deux catégories de vaches n’est pas significative.

49


Tableau XVIII: Taux de gestation en fonction de la NEC (lot I) Catégorie

Maigre

Bon

Gras

Très gras Total

p-value

Résultats de DG Effectif

1

3

3

1

8

%

20

30

50

33,3

33,33

4

7

3

2

16

80

70

50

66,7

66,67

5

10

6

3

24

100

100

100

100

100

Positifs

Négatifs

Effectif %

Total

0,81

Effectif %

Tableau XIX: Taux de gestation en fonction de la NEC (lot II) Catégorie

maigre

Bon Total

P-value

Résultats de DG Effectif

0

9

9

%

0

40,9

37,5

2

13

15

100

59,1

62,5

2

22

24

100

100

100

Positifs

Négatifs

Effectif %

Total

Effectif %

50

0,51


II.1.2.2.4. Taux de gestation en fonction de la race des vaches Seul le lot I regroupe deux races à savoir l’Azawak et les métisses croisées AzawakBrune des Alpes. Le résultat du diagnostic de gestation en fonction de la race des vaches se trouve dans le tableau XX. Les métisses croisées Azawak-Brune des Alpes présentent un taux gestation de 44,4% supérieur à celui de la race Azawak qui est de 26,7%. L’analyse statistique de ces résultats indique que le taux de réussite de l’insémination artificielle ne varie pas de manière significative en fonction de la race avec un p-value > 0,05.

Tableau XX: Taux de gestation en fonction de la race (lot I) Race

Azawak

Métisse Total

p-value

Résultats de DG Effectif

4

4

8

%

26,7

44,4

33,33

11

5

16

73,3

55,6

66,67

15

9

24

100

100

100

Positifs

Négatifs

Total

Effectif %

Effectif %

0,41

51


II.2. Discussion Deux schémas d’induction ont été conduits dans le but de réduire le nombre d’intervention sur la vache, le stress lié aux manipulations et améliorer le taux de réussite de l’insémination chez la vache. II.2.1. Taux d’induction des chaleurs Pour cette expérimentation les lots I et II présentent respectivement un taux de manifestation des chaleurs de 62,5% et 79,17%, avec une valeur significativement plus élevé chez les animaux du lot II. Ainsi, le traitement à la progestérone en six jours associé une administration de prostaglandine à l’arrêt du traitement permet d’obtenir un taux d’induction des chaleurs supérieur à celui obtenu avec un traitement sur neuf jours précédé 24 heures plus tôt par une administration de prostaglandine. Le résultat du lot II (79,1%) est pourtant comparable à celui de 78,3% trouvé par MARICHATOU et al. (2009) chez des vaches azawak avec un protocole d’induction des chaleurs basé sur un traitement à la progestérone sur neuf jours. Cette équivalence de résultats est probablement due au fait que notre résultat est en deçà de la réalité, les observations des chaleurs chez nos animaux ayant été faites dans la journée et au moment de le traite, c’est-à-dire à des périodes et dans des conditions qui ne sont pas les plus appropriées (WATTIAUX, 2006). Pour les deux protocoles d’induction des chaleurs, les résultats sont inférieurs à ceux obtenus par OKOUYI (2000) et DIADHIOU (2001) qui rapportent respectivement des taux de 80,54% et de 92,9% chez les vaches N’Dama et Gobra au Sénégal. Les différences entre nos résultats et ceux de ces auteurs peuvent également s’expliquer par les moments consacrés à l’observation des chaleurs. Dans nos essais, les observations ont été faites au moment des heures de traite de 9H à 12H et de 16H à 18H, c’est-à-dire pendant la journée, alors que chez la vache, la plupart des chevauchements qui caractérisent les manifestations de chaleurs, se produisent la nuit, aux premières heures de la journée et en fin de soirée (MBAYE et al., 1991 ; WATTIAUX, 2006). Le stress au moment des traites peut également être un autre facteur qui a contribué à réduire le taux de 52

manifestation des chaleurs par nos


animaux. En effet, selon WATTIAUX (2006), pour bien détecter les chevauchements qui sont les signes les plus caractéristiques de l’œstrus, il faut observer les femelles à des périodes où elles sont au calme et libres de leurs mouvements, en dehors des périodes d’agitation (distribution d’aliments, traite, soins, etc.). II.2.2. Taux de réussite de l’insémination artificielle II.2.2.1. Taux de réussite en fonction du protocole d’induction des chaleurs A l’issue d’une seule insémination 48 heures après induction des chaleurs, avec le lot I nous avons 8 vaches qui ont été diagnostiquées gestantes sur les 24 inséminées soit un taux de réussite de l’IA de 33,33% ; pour le lot II 9 vaches qui ont été déclarées gestantes sur les 24 inséminées soit un taux de 37,5%. Le taux de réussite de l’insémination artificielle est ainsi plus élevé avec un protocole d’induction des chaleurs utilisant les progestagènes sur six jours au lieu de neuf jours. MARICHATOU et al., (2009) ayant inséminé des races bovines locales en périurbain de Niamey et à Toukounous, deux fois sur chaleurs induites, ont trouvé des résultats (31.3%) inférieurs aux nôtres. Dans d’autres essais, les mêmes auteurs ont obtenu en 2012 des taux de réussite de 28,16% à la station de Toukounous et 29,25% en zone péri urbaine de Niamey. Le taux de réussite plus élevé dans nos essais par rapport à ceux de MARICHATOU et al., (2009 ; 2012) peut s’expliquer par la GnRH que nous avons utilisée au début du traitement et après insémination. En effet, selon DERIVAUX (1971), la GnRH stimule l’hypophyse et entraine la libération de la FSH et la LH ; la FSH joue un rôle dans la croissance des follicules et l’induction des chaleurs par les œstrogènes dont elle stimule la sécrétion et la LH permet l’induction de l’ovulation. Les taux de réussite de l’IA que nous avons obtenus quel que soit le protocole d’induction des chaleurs, sont inférieurs à ceux obtenus avec des races locales du Sénégal par BADJI (2007) dans le bassin arachidier (49%) ; IBRAHIMA (2009) à Thiès et Tivaouane (48,37%) et NISHIMWE (2008) sur l’ensemble du territoire (44,1%). La différence entre nos résultats et ceux de ces auteurs, est probablement liée à une différence entre le taux d’induction des chaleurs ; ces auteurs ont enregistré des

53


taux de 80 à 90%, alors que le taux de réponse de nos animaux dans nos conditions d’observations des chaleurs, a varié entre 33 et 37%. II.2.2.2. Taux de réussite de l’IA en fonction des variables de la vache II.2.2.2.1. Taux de gestation en fonction de l’âge Une analyse globale de nos résultats indique que dans les deux lots de vaches, le taux de gestation décroit avec l’âge même s’il n’y a pas de différence significative. Le taux de réussite de l’IA chez les jeunes (50%) est supérieur à celui des adultes (25 à 33,33%) qui à son tour est supérieur à celui des veilles (20 à 27,27%). Nos résultats confirment en partie ceux obtenus par HUMBLOT (1986) qui a constaté une diminution de la fertilité avec l’âge qui serait dû à l’augmentation des mortalités embryonnaires tardives. Dans le même ordre d’idées, DIENG (2003) rapporte que les jeunes animaux sont les plus fertiles. Mais contrairement à nos résultats, HUMBLOT (1986) a observé des échecs lors des gestations à âge précoce. II.2.2.2.2. Taux de gestation en fonction du nombre de lactations Quelque soit le protocole d’induction des chaleurs, nous avons remarqué que le taux de réussite de l’IA diminue avec le nombre de lactation. Ce résultat qui est conforme aux observations de HUMBLOT (1986) selon lesquelles la fertilité de la vache diminue avec l’âge. Par ailleurs, selon WELLER et al., (1992) cité par KOUAMO et al., (2009), chez la vache laitière, la fertilité diminue avec l’augmentation du numéro de lactation. Ainsi, pour améliorer le taux de gestation, il vaut mieux sélectionner les animaux ayant le rang de lactation le moins élevé. II.2.2.2.3.Taux de gestation en fonction de la note d’état corporel Quel que soit le protocole d’induction des chaleurs, nous n’avons pas observé de différence significative concernant le taux de gestation selon la NEC des vaches. Pourtant, aussi bien chez les vaches du lot I que chez celles du lot II, l’analyse des résultats montre un pourcentage de réussite de l’IA qui décroît de la NEC gras (50%) à la NEC maigre (20%) en passant par les NEC bon (30%) et très gras (33,3) pour le lot I ; pour le lot II, les vaches ayant une NEC bon, ont un taux de réussite de l’IA de 40,9%, alors que le taux de gestation est nul pour les vaches ayant une NEC maigre. 54


Nos résultats diffèrent de ceux obtenus par IBRAHIM (2009) qui sur 178 vaches a enregistré des taux de gestation de 48,39%, 51% et 43,75% avec des NEC qui sont respectivement de 2, 3 et 4. Par contre les taux de gestation en fonction de la NEC chez les vaches du lot I sont comparables à ceux rapportés par DIENG (2003) selon lesquels les meilleurs taux de gestation sont obtenus avec les animaux ayant une note d'état corporelle de 4 correspondant à la NEC gras dans notre étude; et selon THIBAULT et al., (1993), la décharge de la LH de laquelle dépend l’ovulation et par conséquent la gestation, est étroitement lié à l’état de nutrition de l’animal. II.2.2.2.4. Taux de gestation en fonction de la race des vaches Nous avons constaté que les métisses croisée Brune des Alpes x Azawak présentent un taux gestation de 44,4%, supérieur à celui de la race Azawak qui est de 26,7%. Ce résultat confirme les observations de MARICHATOU et al., (2004), selon lesquelles le taux de fécondité suite aux inséminations artificielles est assez variable dans le contexte africain toutes races bovines confondues.

55


CONCLUSION *******

Au Niger, l’élevage constitue un secteur d’activité qui contribue de manière substantielle à l’économie du pays. Cette forte contribution au BIP, fait de ce soussecteur une arme efficace dans la lutte contre la pauvreté et l’insécurité alimentaire, en raison non seulement de son apport en protéines d’origine animale, mais aussi et surtout par la création d’emplois et de revenus significatifs en milieu rural. Le cheptel bovin qui est numériquement le plus important et qui est la principale source de devises du secteur de l’élevage, est composé de races recherchées pour leurs bonnes aptitudes bouchères, laitières, au travail et la qualité de la peau. Mais, malgré l’importance numérique des bovins et des ressources naturelles exploitables, la production laitière ne suffit pas à satisfaire les besoins de la population. Cette situation s’explique, d’une part, par des modes d’élevage majoritairement extensifs et semi-extensifs et, d’autre part, et surtout par des problèmes d’ordre génétique liés au faible potentiel laitier des races locales. Pour combler le déficit de la production laitière locale, les autorités se sont engagées dans la voie d’une amélioration génétique des races bovines locales par métissage avec des races exotiques, avec comme outil l’insémination artificielle (IA). Dans tous les programmes d’amélioration génétique, l’insémination artificielle a été réalisée sur chaleurs induites par l’utilisation des progestagènes, des prostaglandines et quelques rares fois la GnRH. La durée du traitement avec les progestagènes est de 9 jours avec deux inséminations après l’induction de l’œstrus et le taux de réussite avec ce protocole est relativement faible : en moyenne 25%. C’est dans ce contexte que cette étude a été menée avec comme objectif général une évaluation de deux schémas d’induction de l’œstrus avec une seule insémination à temps fixe. De manière spécifique, il s’est agi d’évaluer pour chaque schéma d’induction des chaleurs : -

Le taux d’induction des chaleurs

-

Le taux de réussite de l’insémination artificielle après induction des chaleurs 56


Les essais ont été réalisés avec 48 vaches diagnostiquées vides à l’échographie et repartis en deux lots de 24 chacun dont un lot I composé de 15 vaches de race Azawak et 9 vaches métisses Brune des aples x Azawaks, un lot II constitué uniquement de vaches de race Azawak. La semence utilisée pour l’insémination artificielle était celle de la brune des Alpes, avec nom du taureau SWEET. Le protocole expérimental s’est déroulé selon les étapes suivantes : Pour le lot I : J0 : mise en place du PRIDND Delta (progestérone) dans le vagin suivie d’une injection de 2ml de CYSTERELINEND (GnRH). J8 : injection de 5 ml d’ENZAPROSTND (prostaglandine) en IM J9 : retrait du PRIDND suivi d’une injection de 500 UI de SYNCHRO-PARTND (PMSG). J11 : une seule insémination suivie d’une injection de CYSTERELINEND (GnRH) Pour le lot II : J0 : mise en place du PRIDND Delta dans le vagin, suivie d’une injection de 2ml de CYSTORELINND (GnRH). J6 : retrait du PRIDND Delta, suivi d’une injection de 5 ml d’ENZAPROSTND (prostaglandine), et 500 UI de SYNCHRO-PARTND (PMSG) en IM. J8 : une seule insémination, suivie d’une injection de CYSTERELINEND (GnRH). Les observations des chaleurs à partir du chevauchement et de l’écoulement de la glaire cervicale, sont faites au moment des heures de traite de 9H à 12H et de 16H à 18H. A l’issue de nos travaux, les résultats obtenus sont les suivants :  Taux d’induction des chaleurs Pour le lot I, le taux d’induction des chaleurs est de 62,5% significativement inférieur à celui du lot II qui est de 79,17%.

57


 Taux de réussite de l’insémination artificielle : Sur les 24 vaches du lot I inséminées, 8 ont été gestantes, soit un taux de réussite de 33,33%. Pour lot II sur les 24 vaches inséminées, 9 se sont relevées gestantes soit un taux de 37,5%.  La relation entre le taux de gestation et certaines variables a permis d’établir que toutes les variables liées à la vache (âge, niveau de lactation, la note d’état corporel, la race) n’ont pas d’influence sur le taux de réussite de l’IA. Au vu de tout ce qui précède, il apparait que les deux schémas ont amélioré le taux de réussite de l’IA par rapport au protocole classique avec lequel le taux tournait autour de 20 à 30%. Le protocole du lot II présente plus d’avantages sur le plan pratique et financier. Les animaux subissent moins de manipulations, donc moins stressés, et sur le plan financier il y a moins de dépenses liées à l’achat des semences et à l’utilisation des techniciens. Néanmoins, nous suggérons un approfondissement de ces essais avec des nombres plus importants d’animaux et dans plusieurs contextes : en ranch, en stabulation ou en milieu réel en vue de confirmer ou d’infirmer ces résultats. Pour un pays comme le Niger qui a peu de ressources financières, si les résultats à large échelle sont concluants, le protocole du lot II peut donc être valablement adopté par les programmes nationaux d’amélioration génétique.

58


REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES :

1. ACHARD F. ET MOGUEZA C., 2006. Exemple d’une gestion pastorale réussie au Sahel : la station d’élevage de Toukounous (Niger). Sécheresse Vol. 17, n°1-2; 76-82. 2. AGBA C. K. ,1975 Particularités anatomiques et fonctionnelles des organes génitaux de la femelle zébu.Thèse : Méd. Vét. : Dakar ; 12 3. BADJI A., 2007. Suivi et évaluation de la qualité des services d’Insémination Artificielle

bovine

dans

la

zone

sylvopastorale

et

dans

le

bassin

arachidier(Sénégal). Mémoire DEA: Productions Animales : Dakar (EISMV) ; 2 4. BOURZAT D., IDRISS A. and ZEUH V. 1992. La race Kouri: une population en danger d’absorption. Bulletin d’information sur les ressources génétiques animales. 9, 15-26, FAO, Rôme. 5. BRESSOU C., 1978. Anatomie régionale des animaux domestiques II : les ruminants.-Paris : J-B Ballière.-437p. 6. BROERS P., 1995 Abrégé de reproduction animale. Boxmeer (pays-Bas) : Intervet.-336p. 7. CARLO S., ISSA M.., MARICHATOU H., MAHAMAN MAAOUIA A. M., DJIBRIL A., NERVO T., Diffusion de l’insémination artificielle bovine dans des fermes en zone urbaine et périurbaine de Niamey. Imagining cultures of cooperation: Universities networking to face the new development challenges Proceedings of the III CUCS Congress, 2013. 8. CISSE

D.T.

1991

Follicullogenèse

et

endocrinologie

chez

la

vache

Gobrasuperovulée. Thèse : Méd. Vét. : Dakar ; 28 9. CUQ et AGBA K.C., 1977.Les organes génitaux de la femelle zébu. Rev. Elev.Vét. 10. CUQ P.,1973. Bases anatomiques et fonctionnelles de la reproduction chez le zébu (Bosindicus). Rév. Elev. Méd. Vét. Pays trop. 26 (4) : 21-28. 11. DERIVAUX J. et ECTORS F., 1980 Physiologie de la gestation et obstétrique vétérinaire. -Maisons Alfort : Ed. Point Vét.- 276 p. 59


12. DERIVAUX J. et ECTORS F., 1989 Reproduction chez les animaux domestiques : - Vol.1.- Paris : Académia.-155p. 13. DERIVAUX J., 1971. Reproduction chez les animaux domestiques/Physiologie. Tome 2. Derouaux. Liège. 175p. 14. DIADHIOU A., 2001 Etude comparative de deux moyens de maîtrise de la reproduction (l’Implant CRESTAR(ND) et la Spirale PRID (ND) chez les vaches N’Dama et Gobra au Sénégal. Thèse.: Méd. Vét. : Dakar ; 2 15. DIENG A. D., 2003 Bilan d’une campagne d’insémination artificielle dans les régions de Kaolack, Faticket Diourbel. Thèse : Méd. Vét. : Dakar ;1 16. DIOP P.E.H., FALL R., MBAYE M., FAYE L., FALL A. et FAYE A., 1994. Maîtrise de la reproduction de la femelle bovine Ndama par le Norgestomet (Crestar ND). Dakar Médical, 39 : 129-134. 17. EISMV- Dakar, Document du projet : Appui à l’amélioration durable de la productivité et de la compétitivité des filières laitières bovines en Afrique de l’Ouest et du Centre (AMPROLAIT). 2011,51p. 18. HAKOU T. G. L., 2006 Insémination artificielle bovine basée sur la détection des chaleurs naturelles par les éleveurs dans les régions de Fatick, Kaolack et Louga. Thèse : Méd. Vét. : Dakar ; 29. 19. HASKOURI H., 2001. Gestion de la reproduction chez la vache : Insémination artificielle et détection des chaleurs chez la vache.-Rabat : Institut Agronomique et Vétérinaire Hassan II, Dép. Reprod.Anim.Insém.Artif., Maroc.11p. 20. HUMBLOT P 1986. Recherches récentes sur l’épidémiologie de la fertilité. Colloque SFEF, Masson Ed. Paris. 213-246. 21. HUMBLOT P. et MARTIAL S., 1988 Pregnancy specific protein B, progesterone concentrations and embryonic mortatily during early pregnancy in dairy cous. 22. HUMBLOT P. et THIBIER P., 1984 Evaluation comparée des méthodes de diagnostic chez les bovins. Elev.Insém., (200): 3-18. 23. HUMBLOT P., 1988 Reconnaissance maternelle de la gestation et maintien du corps jaune. Elev. Insém., (222) : 23-26

60


24. IBRAHIM O., 2009 Evaluation des facteurs de variations du taux de réussite de l’insémination artificielle bovine dans les départements de Thiès et Tivaouane. Thèse : méd. Vét. : Dakar ; 34 25. ISSA M., MARICHATOU H., SEMITA C., BOUREIMA M. KEITA M., NERVO T., YENIKOYE A., CRISTOFORI F., TRUCCHI G., QUARANTA G., 2010. Essais préliminaires d’inséminations artificielles en station chez les femelles zébus Azaouak au Niger. Revue Élev. Méd. vét. Pays trop. 63 (1-2) : 4146. 26. ISSOUFOU K., 2012. Essai d’amélioration du taux de réussite de l’insémination artificielle bovine au Sénégal, par l’utilisation du « PRIDND Delta » en induction des chaleurs, Thèse : méd. Vét. : Dakar n°19. 27. KOUAMO J., SOW A., LEYE A., SAWADOGO G.J. et OUEDRAOGO G. A. A., 2009. Amélioration des performances de production et de reproduction des bovins par l’utilisation de l’insémination artificielle en Afrique Subsaharienne et au Sénégal en particulier : état des lieux et perspectives. RASPA,7 (3-4) : 139-148 28. LIEGEOIS L., 1988 Compte- rendu de la quatrième réunion de la société internationale de transfert embryonnaire. Elev. et Insém., (227) : 21-23 29. MARICHATOU H., HAROUNA K., HENRI K.M., GILLES V. 2005. Synthèse bibliographique sur les filières laitières au Niger, document de travail n°4, Coordination ISRA-BAME. 30. MARICHATOU H., ISSA M., SEMITA C., NERVO T., FRANCESCO C., TRUCCHI G., GIUSEPPE Q. et YENIKOYE A., 2009. Insémination artificielle en milieu réel au Niger : résultats en péri-urbain de Niamey et à Toukounous (Département de Filingué)). Annales de l'Université Abdou Moumouni (Numéro Spécial) : 95- 102 31. MARICHATOU H., TAMBOURA H., TRAORE A., 2004 : Synchronisation des chaleurs et insémination artificielle bovine. Bobo Dioulasso : CIRDES.-8pFiches Techniques d’Elevage Tropical, 9, Productions Animales. 32. MARICHATOU, TAMBOURA et TRAORE, synchronisation des chaleurs et insémination artificielle bovine, 2009, n°9 ; 8p.

61


33. MARTIAL J.et al., 1988 Interference of trophoblastin in ruminant embryotic mortality. 34. MAZOUZ A., 1992 Précis d’obstétrique vétérinaire. Rabat : Institut Agronomique et Vétérinaire Hassan II - 93 p. 35. MBAYE. M. et NDIAYE. M., 1991. Etude des chaleurs, de la fertilité après un traitement de maîtrise de la reproduction chez la vache zébu Gobra.-Dakar : ISRA. 36. NIGER, Ministère de l’agriculture et de l’élevage ; rapport annuel statistique 2014 37. NIGER, Ministère de l’agriculture et de l’élevage ; rapport annuel Toukounous 2016 38. NISHIMWE K., 2008. Evaluation des facteurs de variation du taux de réussite de l’insémination artificielle bovine en milieu traditionnel au Sénégal : Cas de la région de Thiès. Thèse : Méd. Vét: Dakar ; 50. 39. OKOUYI M.W.M., 2000 Maîtrise de la reproduction chez la femelle bovine Ndama au Sénégal: Essai du PRIDND. Thèse : Méd. Vét. : Dakar ; 15. 40. PAGOT J., 1985. L’élevage en pays tropicaux. Paris IEMVT- 562p. 41. PAREZ V. et DUPLAN J. M. 1987 L’insémination artificielle bovine. Paris : ITEB/UNCEIA.- 256p. 42. PAREZ V., 1993. Synchronisation des chaleurs et fécondité (92-99). In : Gestion de la reproduction et amélioration génétique. Edition A.N.V.S. P. Maroc. Pays Trop. 28 : 331-349. 43. SAUMANDE J., 2000. Evaluation of a novel electronic-pressure-sensing system for the detection of oestrus in cattle.RevueMéd.Vét., 151, (11) , 1011-1020. 44. TAMBOURA H. H.; TRAORE A.; et al., 2004 Détection des périodes fécondes ou « chaleurs » chez les vaches dans les élevages enzone tropicale sèche – Fiche technique de vulgarisation N°35/2004/Ep-MV/INERA-DPAUER-BSA/CNRST. Ouagadougou : INERA 45. THIAM O., 1996 Intensification de la production laitière par l’insémination artificielle dans les unités deproduction au Sénégal. Thèse : Méd. Vét. : Dakar ; 42. 46. WATTIAUX A. M., 2006 Système reproducteur du bétail laitier.-In: Reproduction et

sélection

génétique,

Babcock

Institute.-[En 62

ligne]

accès

Internet :


http://babcock.cals.wisc.edu/downloads/de_html/ch08.fr.html (page consultée le 02 Janvier 2017). 47. ZOLI A. P.; BECKERS J.F.; BENITEZ-ORTIZ W. et ECTORS F., 1993 Isolement, purification et caractérisation d’une glycoprotéine placentaire bovine : Mise au point d’un dosage Radio-immunolgique sensible et spécifique (235-247). In : Maîtrise de la reproduction et amélioration génétique des ruminants : Apport des technologies nouvelles. - Dakar : NEAS.-290p. - (Actualités scientifique AUPELF/UREF)

63


SERMENT DES VETERINAIRES DIPLOMES DE DAKAR « Fidèlement attaché aux directives de Claude BOURGELAT, fondateur de l’enseignement vétérinaire dans le monde, je promets et je jure devant mes maîtres et mes aînés :  d’avoir en tous moments et en tous lieux le souci de la dignité et de l’honneur de la profession vétérinaire ;  d’observer en toute circonstance les principes de correction et de droiture fixés par le code de déontologie de mon pays ;  de prouver par ma conduite, ma conviction, que la fortune consiste moins dans le bien que l’on a, que dans celui que l’on peut faire ;  de ne point mettre à trop haut prix le savoir que je dois à la générosité de ma patrie et à la sollicitude de tous ceux qui m’ont permis de réaliser ma vocation. Que toute confiance me soit retirée s’il advient que je me parjure »


EVALUATION DE DEUX PROTOCOLES D’INDUCTION DES CHALEURS EN INSEMINATION ARTIFICIELLE BOVINE AU NIGER RESUME Le Niger à travers le PNAG a adopté, depuis quelques années, une politique d’amélioration génétique des races locales par la biotechnologie de l’insémination artificielle afin d’accroître les productions animales. Malgré les performances enregistrées dans ce programme, les taux de réussite en termes de gestations obtenues après les inséminations demeurent faibles. Il est donc possible d’améliorer ces taux de réussite. C’est dans ce contexte qu’une étude a été menée avec comme objectif général une évaluation de deux schémas d’induction de l’œstrus suggérés par CEVA avec une seule insémination à temps fixe. L’étude s’était déroulée à la Station Sahélienne d’Expérimentation de Toukounous (SSET) située dans le département de Filingué. Cette étude a été réalisée sur 48 vaches qui ont été réparties en deux lots de 24 : - le lot I constitué de 15 vaches de race Azawak et de 9 vaches métisses Brune des Alpes x Azawak, - le lot II composé 24 vaches de race Azawak, Le protocole d’induction des chaleurs a une durée de neuf jours pour le lot I et six jours pour lot II, Les opérations d’insémination ont eu lieu pour toutes les vaches, 48 heures après le retrait du PRIDND Delta (J6 ou J9), suivi d’une injection de GnRH. Deux mois après l’insémination, le diagnostic a été réalisé par palpation transrectale et confirmé par échographie. L’analyse de ces résultats montre au total :  Un taux d’induction et de synchronisation des chaleurs est de 62,5% pour lot I et 79,17% pour le lot II.  Un taux de réussite de l’IA est de 33,33% pour le lot I et 37,5% pour le lot II. Il ressort de ce travail que Le protocole du lot II présente plus d’avantages sur le plan pratique et financier. Les animaux subissent moins de manipulations, donc moins stressés, et sur le plan financier il y a moins de dépenses liées à l’achat des semences et à l’utilisation des techniciens. Mots clés : induction des chaleurs, IA, taux de gestation, bovin, Niger. ADRESSE DE L’AUTEUR : Aéroport Niamey-Niger E-mail : oumarousamboahmadou@gmail.com Tel (00227) 80 12 34 52 (00221) 78 016 72 37

Ahmadou OUMAROU SAMBO  

EVALUATION DE DEUX PROTOCOLES D’INDUCTION DES CHALEURS EN INSEMINATION ARTIFICIELLE BOVINE AU NIGER

Ahmadou OUMAROU SAMBO  

EVALUATION DE DEUX PROTOCOLES D’INDUCTION DES CHALEURS EN INSEMINATION ARTIFICIELLE BOVINE AU NIGER

Advertisement