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UNIVERSITE CHEIKH ANTA DIOP DE DAKAR ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES (EISMV)

Année 2017

N° 19

SEROPREVALENCE ET FACTEURS DE RISQUE DE LA TRYPANOSOMOSE A Trypanosoma evansi CHEZ LES ANES EN AFRIQUE DE L’OUEST THESE Présentée et soutenue publiquement le 18 Juillet 2017 à 15 heures, devant la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar pour obtenir le grade de : DOCTEUR VETERINAIRE (DIPLOME D’ETAT) Par

Idrissa SAVADOGO Né le 31 Décembre 1992 à Ouilao (BURKINA FASO)

JURY Président :

M. Gora MBAYE Maître de Conférences Agrégé à la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie de Dakar

Directeur et rapporteur de thèse :

M. Adama SOW Maître de Conférences Agrégé à l’EISMV de Dakar

Membre :

M. Germain Jérôme SAWADOGO Professeur à l’EISMV de Dakar


ECOLE INTER-ETATS DES SCIENCES ET MEDECINE VETERINAIRES DE DAKAR

BP : 5077-DAKAR (Sénégal)

Tel : (00221) 33 865 10 08 Télécopie (221) 825 42 83

COMITE DE DIRECTION LE DIRECTEUR GENERAL Professeur Yalacé Yamba KABORET

LES COORDONNATEURS Professeur Rianatou BADA AAMBEDJI Coordonnateur des Stages et des Formations Post-Universitaires Professeur Ayao MISSOHOU Coordonnateur de la Coopération Internationale Professeur Alain Richi WALADJO KAMGA Coordonnateur des Etudes et de la Vie Estudiantine Professeur Yaghouba KANE Coordonnateur de la Recherche/Développement Année Universitaire 2016 - 2017

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LISTE DES MEMBRES DU CORPS ENSEIGNANT DEPARTEMENT DES SCIENCES BIOLOGIQUES ET PRODUCTIONS ANIMALES Chef de département: M. Rock Allister LAPO, Maître de Conférences Agrégé ANATOMIE–HISTOLOGIE–EMBRYOLOGIE M. Serge Niangaran BAKOU, Professeur (disponibilité) M. Gualbert S. NTEME ELLA, Maître de Conférences Agrégé

PHYSIOLOGIE-PHARMACODYNAMIETHERAPEUTIQUE M. Rock Allister LAPO, Maître de Conférences Agrégé M. Moussa ASSANE, Professeur vacataire

CHIRURGIE-REPRODUTION M. Alain Richi Kamga WALADJO, Maître de Conférences Agrégé M. Papa El Hassane DIOP, Professeur vacataire

PHYSIQUE ET CHIMIE BIOLOGIQUES ET MEDICALES M. Adama SOW, Maître de Conférences Agrégé M. Miguiri KALANDI, Assistant M. Germain Jêrome SAWADOGO, Professeur vacataire ZOOTECHNIE – ALIMENTATION M. Ayao MISSOHOU, Professeur M. Simplice AYSSIWEDE, Maître de Conférences Agrégé M. Sahidi Adamou Docteur Vétérinaire vacataire

ECONOMIE RURALE ET GESTION M. Walter OSSEBI, Assistant

DEPARTEMENT DE SANTE PUBLIQUE ET ENVIRONNEMENT Chef de département: M. Oubri Bassa GBATI, Maître de Conférences Agrégé HYGIENE ET INDUSTRIE DES DENREES ALIMENTAIRES D’ORIGINE ANIMALES (HIDAOA) M. Serigne Khalifa Babacar SYLLA, Maître de Conférences Agrégé Mlle Bellancille MUSABYEMARIYA, Maître de Conférences Agrégé

PATHOLOGIE MEDICALE-ANATOMIE PATHOLOGIQUE-CLINIQUE AMBULANTE M. Yalacé Yamba KABORET, Professeur M. Yaghouba KANE, Maître de Conférences Agrégé Mme Mireille KADJA WONOU, Maître de Conférences Agrégé

MICROBIOLOGIE-IMMUNOLOGIE-PATHOLOGIE INFECTIEUSE Mme Rianatou BADA ALAMBEDJI, Professeur M. Philippe KONE, Maître de Conférences Agrégé (disponilité) Justin Ayayi AKAKPO, Professeur vacataire PARASITOLOGIE-MALADIES PARASITAIRESZOOLOGIE APPLIQUEE M. Oubri Bassa GBATI, Maître de Conférences Agrégé M. Dieudoné L. DAHOUROU, Attaché Temporaire d’Enseignement et de Recherche

PHARMACIE-TOXICOLOGIE M. Assionbon TEKO AGBO, Chargé de recherche M. Gilbert Komlan AKODA, Maître Assistant (disponibilité) M. Abdou Moumouni ASSOUMY, Maître Assistant M. Ets Ri Kokou PENOUKOU Docteur Vétérinaire vacataire

DEPARTEMENT COMMUNICATION Chef de département: Ayao MISSOHOU, Professeur BIBLIOTHEQUE Mamadia DIA, Documentaliste Mlle Ndella FALL MISSOHOU, Bibliothécaire SERVICE AUDIO-VISUEL M. Bouré SARR, Technicien

SERVICE DE LA SCOLARITE M. Théophraste LAFIA, Chef de Scolarité M. Mohamed Makhtar NDIAYE, agent administratif Mlle Astou BATHILY MBENGUE, agent administratif

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DEDICACES Je dédie ce travail à : A Allah, Le Tout Miséricordieux, Le Très Miséricordieux, gloire à Toi, pour l’immense grâce dont Tu m’as comblée. Tu m’as permis d’être là aujourd’hui en m’accordant, durant mon séjour au Sénégal, beaucoup de Tes bienfaits : la santé, le savoir, la sagesse et la foi ; A Papa, pour tous les efforts que tu as consentis pour nous, merci est un bien faible mot et ceci ne représente qu’un maigre fruit de tout ce que tu as investi sur moi; Ce travail est le tien ; A Maman, pour ton amour et tes bénédictions, l’éducation et les valeurs que tu m’as inculquées, tes prières, ton assistance et tes encouragements permanents durant toutes mes études. L’occasion m’est donnée ici de te remercier pour tous les sacrifices que tu as faits pour mes frères, pour mes sœurs et pour moi ; nous ne cesserons de t’aimer maman. Ce modeste travail est le témoignage de tous les sacrifices consentis pour ma réussite. Qu’Allah te garde aussi longtemps à nos côtés ; A mes grands-parents paternels (in memoriam), vous nous avez quittés au moment où nous avons le plus besoin de vous. Qu’Allah le Tout Miséricordieux vous accepte dans Son vaste Paradis. A mon défunt grand-père maternel (in memoriam), Allah t’a rappelé alors que j’étais sur le point de terminer mes études vétérinaires. Ta gentillesse et tes multiples enseignements me manquent énormément. Qu’Allah t’accorde Son Paradis ; A ma grand-mère maternelle, respectueusement appelée Inyan, merci pour les soins inégalés et pleins de sobriété. Tu as été plus qu’une grand-mère pour moi. Qu’Allah te garde aussi longtemps pour tes petits-enfants ; A mes Tantes et Oncles, je ne saurai exprimer ma joie sans manifester une pensée à votre égard. Vous avez toujours été présents pour moi. Ce travail est le fruit de nos efforts à tous ; A mes oncles, Souleymane Savadogo, Issa Savadogo « C’est l’Homme qui fait l’Homme » dit-on. Vos multiples et inestimables soutiens ont beaucoup contribué à faire de moi la personne que je suis devenue. Votre sens de la bienveillance et de la bienfaisance est pour moi une valeur clé et un modèle de vie. Que Dieu vous donne longue vie ; iv


A mes petits frères et sœurs, Babyouré, Safiatou, Mamouna, Yassia; Vous êtes ce que je puis avoir de plus cher au monde. Puisse ce travail vous inciter à la détermination, à l’endurance dans la vie de tous les jours, à faire davantage dans les études. Restons toujours unis pour la vie ; A mes cousins et cousines, Moussa et ses frères, Lizèta et ses frères et sœurs, Harouna et ses frère et sœurs, Risnata et ses frère et sœurs, Moumouni et ses frère et sœurs ; Ce travail est le vôtre ; Au Dr Dao Nabi Daouda et Bruno Ouoba, vous avez toujours été des compagnons pour moi. Les moments que nous avons passés ensemble nous ont permis de cultiver un esprit fraternel. Nous constituons dorénavant une famille. Puisse Dieu nous unir pendant de très longues années et nous assister dans la réalisation de notre vocation ; Au Dr Madi SAVADOGO, vous êtes plus qu’un grand frère pour moi. Merci pour les multiples conseils ; A mes frères et compagnons de combats : OUOBA, Dr DAO, Dr KONATE, Dr MOUMOUNI IDI, BEDEKELABOU pour la complicité durant ces longues années d’études ; A Abdoul Fataf SORE, Ibrahim BOGRE ; Guésrim LALLOGO, Abdoulaye KONATE, Bruno SAWADOGO pour la confiance et l’amitié. A la famille DOUMBOUYA, vous êtes ma famille au Sénégal, ce travail est le vôtre ; A Tous mes frères et sœurs cadets de L’EISMV : Kadré SANFO, Hamidou ZANGRE, Brice OUEDRAOGO, Martial NANA, Annita MILLOGO ; Ibrahim BOGRE, Aboul Fataf SORE, NANA Désiré, Boris OUATARA, Aristide COMPAORE, Epiphane SAWADOGO, TIAMA Abdoul Azize, Camille NIKIEMA, YEYE Arnaud, Rosario TRAORE, Reine OUEDRAOGO, Moussa OUEDRAOGO, Moctar YOUGBARE, AKIO Salimata, KORGO Ousséni, Guésrim LALLOGO, Bruno SAWADOGO, Abdoulaye KONATE, Eunice OUEDRAOGO, Audrey COMPAORE, Inoussa CONOMBO, Arouna OUEDRAOGO, Annita SANON, Sibiri SANOGO ; A mes fils et filleuls de l’EISMV, Ibrahim BOGRE, Moctar YOUGBARE, Curiasse LOKO, Pacifique ABONIMANA, Kadré SANFO, Martial N’DA, courage à vous ! Au Professeur Adama SOW, pour la confiance à mon égard. Vous avez accepté avec promptitude de diriger ce travail malgré vos multiples occupations. Sachez v


que vous êtes un modèle de vie et une source inépuisable pour moi. Puisse Dieu vous accorder une longue vie afin que nous continuons à bénéficier de vos enseignements ; A la marraine de la 44ème Promotion de l’EISMV, Dr Fatima NDIAYE SYLLA, Gérante De SENEVET ; A notre Professeur accompagnateur, Pr Rianatou BADA ALAMBEDJI, pour son rôle de «Mère» à l’endroit des étudiants de la 44ème promotion ; A tous les enseignants de l’EISMV, pour le partage très volontiers de vos connaissances et la qualité de vos enseignements ; A mes ainés de l’EISMV, Dr OUEDRAOGO, Dr ZABRE, Dr TAPSOBA, Dr DICKO, Dr SIE, Dr PARE, Dr ZERBO, Dr TIALLA, Dr GUIGMA, Dr ROAMBA, Dr TRAORE, Dr COMBARI, Dr YOUGBARE, Dr DAHOUROU, Dr SAVADOGO, Dr ROAMBA, Dr TRAORE, Dr OUANDAOGO, Dr KAMBOULIGOU, Dr ZEBA, Dr BAZIMO, Dr YAMEOGO, Dr KABORE, Dr DERA, Dr ILLY, Dr TAPSOBA ; A mes compatriotes promotionnaires de l’EISMV, Dr Nadège MINOUGOU, Mariam ALHAMDOU, Dr Nabi Daouda DAO, Bruno OUOBA, nous constituons désormais une équipe ; A toute la 44ème Promotion de l’EISMV, nous constituons désormais une famille. Que Dieu nous accorde longue vie et qu’Il nous aide « à accomplir notre destin » et à réaliser nos projets ; A mes camarades d’école, vous avez tous été d’un grand réconfort et une source de motivation pour moi. Acceptez que ce travail soit le vôtre ; A mes frères et sœurs de la CEMVD, merci pour le soutien ; A mes enseignants des cycles primaires et secondaires, très tôt vous avez trouvé en moi des qualités et vous n’avez point hésité à m’encourager et à m’accompagner à aller de l’avant. Ce modeste travail est le fruit de vos sacrifices; A mes camarades de promotion du Master EGRS à l’EISMV de Dakar ; Je garderai de meilleurs souvenirs de vous ; A tous ceux que j’ai omis de citer le nom, sachez que ce travail est le vôtre ; A mon pays le Burkina Faso ; Au Sénégal, pour l’accueil. vi


REMERCIEMENTS Nous exprimons ici notre immense gratitude à l’endroit de tous ceux qui ont œuvré de près ou de loin à l’accomplissement de ce travail. Nos remerciements vont :  à l’endroit de l’Union Economique et Monétaire Ouest Africaine (UEMOA) pour le financement du projet : « Caractérisation des races d’ânes (Equus asinus) de l’Afrique de l’Ouest. »  à Monsieur le Directeur Général de l’EISMV, Professeur Yalacé Yamba KABORET ;  au Professeur Adama SOW, vous m’avez fait confiance et m’avez aidé dans l’élaboration de ce travail, de son idée à sa réalisation. Que le bon DIEU vous récompense ;  au Professeur Germain Jérôme SAWADOGO, vous avez toujours été pour moi un exemple. Merci pour les encouragements ;  au Dr Miguiri KALANDI, pour l’aide que vous m’avez apporté dans ce travail. Mes sincères remerciements ;  à Mlle Camille Aude EGUE, vous nous avez beaucoup soutenu dans les travaux de laboratoire et par vos conseils ;  au Dr Nabi Daouda DAO, pour la fraternité et l’entraide que nous partageons ;  à M. Bruno L. OUOBA, pour l’amitié et le soutien mutuel ;  à Mlle Mariam ALHAMDOU et au Dr Nadège MINOUGOU, pour leur soutien ;  à mes promotionnaires de 44ème Promo ;  à mes compatriotes Burkinabè ;  à l’Ambassade du Burkina Faso ;  à ceux qui de près ou de loin ont participé à la réalisation de ce travail. vii


A NOS MAITRES ET JUGES A notre Maître et président du Jury, Monsieur Gora MBAYE Maître de Conférences Agrégé à la Faculté de Médecine, Pharmacie et d’Odontologie de Dakar. Vous nous avez fait l’honneur de présider ce jury, malgré votre programme très chargé. Veuillez trouver ici, l’expression de notre profonde gratitude et nos sincères remerciements. Hommage respectueux.

A notre Maître, directeur et rapporteur de thèse, Monsieur Adama SOW, Maitre de conférence agrégé à l’EISMV de Dakar. En acceptant de diriger ce travail, vous nous faites un grand honneur. Votre disponibilité, votre patience et votre soutien nous ont beaucoup marqué. Veuillez trouver ici, cher Maître, l’assurance de notre sincère reconnaissance et de notre profonde admiration. Hommage respectueux.

A notre Maître et juge, Monsieur Germain Jérôme SAWADOGO Professeur À l’EISMV de Dakar : Vos valeurs intellectuelles et humaines, imposent admiration et respect. Nous vous sommes très reconnaissants d’avoir accepté avec spontanéité de siéger dans ce jury et cela en dépit de vos multiples charges. Veuillez trouver ici, toute notre gratitude et notre grande considération. Sincères remerciements.

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« Par délibération la Faculté de Médecine, de Pharmacie et d’Odontologie et l’Ecole Inter-Etats des sciences et Médecine Vétérinaires de Dakar ont décidé que les opinions émises dans les dissertations qui leur seront présentées, doivent être considérées comme propres à leurs auteurs et qu’elles n’entendent donner aucune approbation ni improbation »

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LISTE DES SIGLES, ABREVIATIONS ET ACRONYMES

ADN

: Acide désoxyribonucléique

CATT/ T. evansi : Card Agglutination of Trypanosomiasis Test for T. evansi CEDEAO

: Communauté Economique des Etats de L’Afrique de l’Ouest

CFA

: Communauté Financière Africaine

CNRS

: Centre National de Recherche Scientifique

CSAO

: Club du Sahel et de l’Afrique de l’Ouest

EISMV

: Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires de Dakar

ELISA

: Enzyme-linked Immunosorbent Assay

FAO

: Food and Agriculture Organization

IC

: Intervalle de Confiance

LERBIOM

: Laboratoire d’Endocrinologie, de Radio-immunologie et de Biologie Moléculaire

NEC

: Note d’Etat Corporelle

OCDE

: Organisation de Coopération et de Développement Economique

OIE

: Organisation Mondiale de la Santé Animale

PBS

: Phosphate-Buffered Saline / Tampon phosphate salin

PIB

: Produit Intérieur Brut

rpm

: Rotation Par Minutes

VAT

: Variable Antigen Type

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LISTE DE FIGURES Figure 1 :Schéma des particularités anatomiques de l’âne (Roamba, 2014) ....... 5 Figure 2 : Répartition du cheptel des pays de la CEDEAO par espèces en 2009 (FAO, 2012) ....................................................................................... 7 Figure 3:Culture attelée (A) ; transport de personne et de bien (B), transport de déchets (C) .......................................................................................... 9 Figure 4 : Blessures liées aux coups (A), blessures liées à la corde (B et C)..... 12 Figure 5 : Classification Des trypanosomes ..................................................... 18 Figure 6: Trypanosoma evansi sur frottis coloré (cliché M. Desquesnes, 2013)19 Figure 7: Différentes formes morphologiques circulantes rencontrées chez T. brucei, T. evansi est rencontré quasi-exclusivement sous forme longue (FAO, 2006) ..................................................................................... 20 Figure 8: Division d'un trypanosome (FAO, 2006) .......................................... 21 Figure 9: Cartographie de la zone d’étude au Burkina Faso ............................. 32 Figure 10 : Cartographie de la zone d’étude au Mali ........................................ 34 Figure 11 : Cartographie de la zone d’étude au Niger ...................................... 35 Figure 12: Cartographie de la zone d’étude au Sénégal .................................... 37 Figure 13: Matériel de laboratoire .................................................................... 39 Figure 14 : Kit CATT/ T. evansi ..................................................................... 40 Figure 15 : Sérum d’âne à analyser .................................................................. 40 Figure 16 : Echantillons positifs (4 ; 8) et échantillons négatifs (3 ; 9) ............ 43

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LISTE DES TABLEAUX Tableau I: Caractérisation des populations d’ânes des Pays étudiés ................. 45 Tableau II: Prévalences globale et dans les différents pays .............................. 45 Tableau III: Prévalence de la trypanosomose à T. evansi par Région ............... 46 Tableau IV: Séroprévalence de la trypanosomose à T. evansi selon sexe, du poids vif, de la couleur de la robe, de la NEC, de l’utilisation et de l’âge ............................................................................................. 48 Tableau V: Influence des différentes variables sur le statut sérologique des ânes ......................................................................................................................... 50 Tableau VI : Effets quantifiés (OR) de l’influence des variables sur le statut sérologique des ânes ..................................................................... 51

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TABLE DES MATIERES INTRODUCTION ............................................................................................. 1 PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE ............................. 4 CHAPITRE I : GENERALITES SUR L’ELEVAGE DE L’ANE EN AFRIQUE DE L’OUEST ............................................................................... 5 I.1 - Généralités sur l’âne ............................................................................. 5 I.2 - Races d’âne en Afrique de l’ouest ........................................................ 6 I.3 - Cheptel asin en Afrique de l’Ouest ....................................................... 7 I.4 - Mode d’élevage des ânes en Afrique de l’ouest .................................... 8 I.5 - Alimentation de l’âne en Afrique de l’Ouest ....................................... 8 I.6- Importance socio-économique de l’âne en Afrique de l’Ouest ............... 8 I.6-1- Force de traction ................................................................................ 8 I.6-2- Production de viande .......................................................................... 9 I.6-3- Production de cuir et de fumier .......................................................... 9 I.6-4- Vente et les courses hippiques ......................................................... 10 I.6-5- Autres rôles de l’âne en Afrique de l’Ouest ...................................... 10 I.7 - Contraintes liées à l’élevage de l’âne en Afrique de l’Ouest ............... 10 I.7-1- Contraintes nutritionnelles ............................................................... 10 I.7-2- Contraintes pathologiques ................................................................ 11 I.7.2-1- Pathologies traumatiques :............................................................. 11 I.7.2.4- Parasitoses ..................................................................................... 13 I.7.2.4- 1- Parasitoses externes ................................................................... 13 I.7.2.4- 2- Parasitoses internes ................................................................... 13 I.7.2.4-3- Les parasitoses sanguines ........................................................... 14 CHAPITRE II : LA TRYPANOSOMOSE A Trypanosoma evansi CHEZ LES EQUIDES ............................................................................................. 16 II.1- Définition ........................................................................................... 16 II.2- Importance ......................................................................................... 16 II.3- Répartition géographique, Synonymie et espèce affectées ................. 17 II.4- Classification ..................................................................................... 17 II.5- Morphologie du parasite .................................................................... 19 II.6- Biologie du parasite ........................................................................... 20 xiii


II.6-1- Localisation et cycle de reproduction .............................................. 20 II.6-2- Nutrition ......................................................................................... 21 II.7- Vecteurs et transmission Mécanique du Surra ................................... 22 II.8- Pathogénie du Surra ........................................................................... 22 II.9- Etude clinique de la maladie .............................................................. 24 II.9-1- Symptômes ..................................................................................... 24 II.9-2- Lésions ........................................................................................... 24 II.9-3- Evolution ........................................................................................ 25 II.10- Diagnostic ........................................................................................ 26 II.10-1- Diagnostic épidémio-clinique ....................................................... 26 II.10-2- Diagnostic de laboratoire .............................................................. 26 II.10-2-1- Méthodes directes de diagnostic ................................................ 26 II.10-2-2-Méthodes indirectes de diagnostic .............................................. 27 II.11- Traitement ........................................................................................ 27 II.12-Prophylaxie ....................................................................................... 29 II.12-1- Prophylaxie médicale .................................................................... 29 II.12-2-Prophylaxie sanitaire ..................................................................... 29 DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE ..................................... 30 CHAPITRE I : MATERIEL ET METHODES .............................................. 31 I.1- Cadre d’étude ...................................................................................... 31 I.1-1- Burkina Faso .................................................................................... 31 I.1-2-Mali .................................................................................................. 33 I.1-3-Niger ................................................................................................. 34 I.1-4- Sénégal ............................................................................................ 36 I.2- MATERIEL ........................................................................................ 38 I.2-1- Matériel de prélèvement :................................................................. 38 I.2-2- Matériel de laboratoire : ................................................................... 38 I.2-3- Matériel biologique .......................................................................... 40 I.3- Méthodologie ...................................................................................... 41 I.3-1- Méthode d’échantillonnage : ............................................................ 41 I.3.2. Enquêtes auprès des éleveurs : .......................................................... 41 xiv


I.3-2- Prélèvement de sang......................................................................... 41 I.3-3- Analyse sérologique ......................................................................... 42 I.3-3-1- Principe d’utilisation du CATT/T. evansi...................................... 42 I.3-3-2- Dilution du sérum ......................................................................... 42 I.3-3-3- Reconstitution des contrôles et de l’antigène ................................ 42 I.3-3-4- Préparation de la réaction d’agglutination ..................................... 42 I.3-3-5- Lecture.......................................................................................... 43 I.3-3-6- Analyses statistiques ..................................................................... 44 CHAPITRE II : Résultats, Discussion et Recommandations ......................... 45 II.1. Résultats ............................................................................................. 45 II.1.1. Caractérisation des populations d’ânes des pays étudiés .................. 45 II.1.2-Détermination de la séroprévalence.................................................. 45 II.1.2.1-Séroprévalence globale et séroprévalence par pays ....................... 45 II.1.2.2- Prévalence selon la région ........................................................... 46 II.1.2.3- Séroprévalence selon le sexe, le poids, la robe, la NEC, l’utilisation et l’âge ....................................................................................................... 47 II.1.3- Identification des facteurs de risque ................................................ 49 II.2. Discussion .......................................................................................... 52 II.2.1- Caractérisation de la population asine étudiée ................................. 52 II.2.2- Prévalence de la Trypanosomose à T. évansi ................................... 52 II.2.3-Facteurs de risques liés à la transmission de T. evansi ...................... 53 II.3- Recommandations .............................................................................. 56 Conclusion ....................................................................................................... 57 Références bibliographiques ............................................................................ 59 Webographie .................................................................................................... 65 Annexe : Grille de Notation de l’état corporel de l’âne de trait (Vall et al., 2001) ......................................................................................................................... 66

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INTRODUCTION En Afrique de l’ouest, le sous-secteur de l’élevage est l’une des principales sources de revenu des populations. Dans les pays du sahel, l’élevage revêt une importance capitale puisque c’est l’activité principale de plusieurs ménages. Sa contribution dans le PIB agricole est considérable soit environ 40% en Afrique de l’Ouest (CEDEAO – CSAO/OCDE, 2008). Dans le PIB national, la contribution de l’élevage est aussi importante. Elle est de 10 à 15% dans presque tous les pays ouest africains (FAO, 2012). Il n’y a pas de délimitation entre agriculture et élevage. En effet, en raison de la faible modernisation de l’agriculture, la force et la fumure animales sont très utilisées pour l’accroissement des rendements. Inversement, les résidus agricoles sont utilisés dans l’alimentation des animaux (Andriantsoavina, 2015). Les bovins et les équidés dont l’âne et le cheval sont utilisés pour les divers travaux champêtres (labour, transport d’intrants et de récoltes). Malgré qu’il soit sousestimé par rapport au cheval, l’âne demeure très important pour les populations car accessible du point de vue économique. Au Sénégal par exemple, un cheval de traction peut coûter 10 fois plus cher qu’un âne commis à la même tâche (Sow, communication personnelle). Autant, et même bien plus que le cheval, l’âne apporte une contribution socio-économique inestimable dans les sociétés ouest africaines. Cependant, cet animal demeure négligé à cause de sa rusticité et sa résistance à certaines maladies, mais aussi des préjugés sociaux. Chez certains groupes de populations, on a l’impression qu’il n’a pas besoin d’une prise en charge vétérinaire. Par conséquent, il ne bénéficie presque pas de soins vétérinaires, mais est même souvent victime de maltraitances le rendant vulnérable à certaines pathologies. Parmi ces pathologies, celles liées aux parasites occupent une place prépondérante. Ces parasites réduisent les performances de l’animal même si

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souvent des signes cliniques ne sont pas observables. C’est le cas de certains trypanosomes (Andrianstsoavina, 2015). Découverte par Evans (1880) chez les chevaux et les dromadaires en Inde, la trypanosomose à Trypanosoma evansi ou Surra est la trypanosomose la plus répandue dans le monde. Trypanosoma evansi est un protozoaire sanguin qui s’est adapté à une transmission purement mécanique grâce à un large spectre d’insectes hématophages servant de vecteurs (Kocher, 2013). Devenue enzootique en Afrique subsaharienne (Vergne, 2009), la trypanosomose à T. evansi a été inscrite sur la liste des maladies à déclaration obligatoire par l’Organisation mondiale de la santé animale (OIE, 2008). Elle entraine une mortalité de plus de 13% chez les chevaux (Seidl et al., 2001). Par son effet sur la productivité des animaux, elle est classée parmi les 20 maladies ayant le plus d’impact sur les pays pauvres par l’OIE (Andriantsoavina, 2015). Au regard de son importance, plusieurs études portant sur cette protozoose ont été conduites chez les dromadaires, les bovins et les Chevaux. Mais il existe peu d’études concernant cette maladie chez les ânes en Afrique de l’Ouest. Toutefois, une étude a été menée par Andriantsoavina (2015) au Sénégal sur la séroprévalence du Surra chez les ânes à Kaolack et à Louga. L’étude a permis de déterminer une séroprévalence de 28,62 % chez les asins de ces deux régions. C’est dans ce contexte que la présente étude avait pour objectif général de connaitre la prévalence et les facteurs de risque de la trypanosomose à Trypanosoma evansi en Afrique de l’Ouest. De manière spécifique, il s’agissait de : 1) caractériser la population asine du Burkina Faso, du Mali, du Niger et du Sénégal ; 2) déterminer la séroprévalence de la trypanosomose à T. evansi chez les ânes à l’aide du CATT/T dans ces quatre pays ; 2


3) identifier les facteurs de risque liés à la transmission de T. evansi dans ces pays. Le présent document est constitué de deux parties. La première partie est une revue bibliographique qui traite des généralités sur l’élevage de l’âne et qui décrit la trypanosomose à T. evansi chez les équidés. La seconde partie est l’étude expérimentale. Le matériel et les méthodes utilisés ont fournis des résultats qui ont été présentés et discutés au fur et à mesure et des recommandations ont été faites aux différents acteurs.

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PREMIERE PARTIE : SYNTHESE BIBLIOGRAPHIQUE

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CHAPITRE I : GENERALITES SUR L’ELEVAGE DE L’ANE EN AFRIQUE DE L’OUEST I.1 - Généralités sur l’âne Apprivoisé depuis le cinquième millénaire (CNRS, 2004) l’âne commun (Equus asinus) est un mammifère domestique ongulé et herbivore appartenant à la famille des équidés. Avec une durée de vie d’environ trente ans, l’âne est un animal qui a une répartition géographique qui couvre presque toutes les zones agroclimatiques comme les zones semi-arides tempérées et montagneuses etc. (Savadogo, 2016). L’âne se différencie du cheval par une tête large et plus forte, des naseaux un peu plus dilatés, des oreilles longues et larges portées en pointe, un garrot peu proéminent, une hauteur au garrot largement inférieure à celle du cheval, un alignement plus ou moins évident de la région du dos, des reins et de la croupe, une queue moins garnie et courte (figure 1) (Andriantsoavina, 2015).

Figure 1 : Schéma des particularités anatomiques de l’âne (Roamba, 2014) 5


I.2 - Races d’âne en Afrique de l’ouest DOUTRESSOLE (1948) a décrit six races d’ânes en Afrique de l’Ouest qui sont les suivantes :  Ane de l’Aïr Cette race abrite le nord de la boucle du Niger et est appelée Kobé par la population locale. Sa robe est grise et blanche ou rouanne et blanche. Avec une taille moyenne allant de 1 à 1,1 m, elle est plus ou moins trapu et comporte une tête longue et fine, un crane étroit et court ainsi qu’une face longue. Elle possède une encolure moyenne, un garrot puissant et une croupe peu avalée.  Ane de Mauritanie Il a une taille petite (0,9 à 1,05m) ainsi qu’une robe allant du gris-claire au baifoncée. Avec une bande cruciale marquée, il possède des poils ras ainsi qu’une tête carrée munie d’un front large et de naseaux minces. Les membres sont nets, la croupe est courte et le dos est horizontal.  Ane du Sahel Cette race de robe grise parfois dépourvue de raie cruciale est plus élancée, plus étriquée et possède un système pileux plus grossier que l’âne de l’Aïr. Elle est plus musclée et plus osseuse.  Ane du Gourma L’âne du gourma est retrouvé dans la Boucle du Niger. Sa robe est grise avec une dominance du blanc. Il possède une taille d’environ 1,05 à 1,10 m. Son corps est solide et ses lignes sont harmonieuses.  Ane de Minianka Il est un peu léger avec une taille plus petite (0,90 à 1m). Il possède une tête longue, un chanfrein rectiligne et des oreilles longues. Sa robe est beige avec une 6


bande dorsale et une raie cruciale sombre. Il est clair sous le ventre et aux membres, légèrement zébré au canon.  Ane du Yatenga Il est fortement charpenté et possède une taille de 1, 05 à 1,15 m. Sa tête est lourde, disgracieuse avec un chanfrein rectiligne et porte de grandes oreilles. Cette race possède un squelette et une musculature plus développés que les autres. Sa robe est gris-ardoisée quelque fois nuancée de poils noirs. Elle possède une raie cruciale apparente. Sa crinière est forte et ses poils sont fins. I.3 - Cheptel asin en Afrique de l’Ouest Les pays de l’Afrique de l’Ouest surtout les pays sahéliens possèdent un important nombre d’asins. Le cheptel asin est estimé à 1 136 900 têtes au Burkina Faso, 1 731 450 têtes au Niger, 939 832 au Mali et 463 279 têtes au Sénégal (FAO, 2017). L’effectif des ânes reste néanmoins faible comparativement aux autres animaux surtout les ruminants. Dans la zone CEDEAO, les ânes représentent 2% (figure 2) du cheptel total soit 5 138 000 têtes (FAO, 2012). 2% 23%

31%

1%

42%

1%

Asin

Bovin

Camelin

Caprin

Equin

Ovin

Figure 2 : Répartition du cheptel des pays de la CEDEAO par espèces en 2009 (FAO, 2012)

7


I.4 - Mode d’élevage des ânes en Afrique de l’ouest Le mode d’élevage de l’âne reste traditionnel. Pendant la saison sèche les ânes sont généralement laissés en divagation. Ils ne sont récupérés pendant la saison sèche que pour des travaux ponctuels ou pendant la saison des pluies. Dans certains cas on observe de l’élevage transhumant en association avec les bovins (Kaboret, 1984). I.5 - Alimentation de l’âne en Afrique de l’Ouest Comme tout animal, les besoins de l’âne sont fonction de son poids, de son activité physique et de son état physiologique. Les besoins d’entretien de l’âne avoisinent les 1,5 à 2 kg de foin par jour pour 100 kg de poids vif. Cette ration est majorée de 20% pendant la gestation et de 30 à 40% pendant la lactation (Ponseele et al. 1992). En Afrique de l’Ouest l’âne se nourrit essentiellement de résidus de récolte tels que les tiges de céréales, la paille, les pâturages à proximité des habitations. Il est abreuvé soit par le propriétaire à la maison, soit aux points d’eau de proximité. Il peut recevoir occasionnellement des concentrés tels que les grains de sorgho ou de mil pendant la saison des récoltes ou lorsque l’on veut l’utiliser pour un travail donné (Kaboré, 2014). I.6- Importance socio-économique de l’âne en Afrique de l’Ouest I.6-1- Force de traction Grace à sa force de traction l’âne est utilisé dans plusieurs activités telles que :  la culture attelée (figure 3A) : l’agriculture en Afrique de l’Ouest étant très peu modernisée, la traction mécanique est rarement utilisée. La traction asine

et équine

est alors

utilisée

dans

l’agriculture

familiale

(Andriantsoavina, 2015).  le transport de biens et des personnes (figure 3B) : l’âne est aussi très sollicité dans la traction des charrettes pour le transport de biens et personnes. En milieu rural, les ânes sont utilisés dans le transport des récoltes, dans le transport d’eau à partir des forages et dans bien d’autres 8


activités. En milieu urbain l’âne est utilisé pour le transport des marchandises, l’évacuation des déchets de ménage (figure 3C).

B

A C Figure 3:Culture attelée (A) ; transport de personne et de bien (B), transport de déchets (C) I.6-2- Production de viande La viande d’âne est consommée dans certains pays d’Afrique de l’Ouest comme au Burkina Faso (Tapsoba, 2012). Dans ce pays plus de 776 tonnes de viande asine sont produites annuellement représentant 16000 têtes abattues (Savadogo, 2016). Mais dans des pays comme le Sénégal la viande d’âne est surtout destinée à la consommation des carnivores domestiques (chiens surtout) et des carnivores sauvages (lions surtout) dans les parcs zoologiques (Andriantosavina, 2015) I.6-3- Production de cuir et de fumier L’âne produit du fumier qui sert à fertiliser les champs des agro-pasteurs. Le cuir de l’âne est très prisé surtout par les Chinois qui ont montré récemment un intérêt très particulier. En effet dans certains pays comme le Burkina Faso, 19 tonnes de cuir d’âne ont été convoyés en Chine entre 2015 et 2016 (Sidwaya, 2016). Ce qui a élevé le nombre de têtes abattues à 32000.

9


I.6-4- Vente et les courses hippiques La vente d’âne peut être une source de financement pour l’achat des intrants agricoles, l’achat du matériel, le payement de la scolarité des enfants et tout autre besoin des ménages surtout dans les villages en Afrique de l’Ouest. Au Sénégal par exemple, un âne coûte environ 70 000 francs CFA soit environ 110 US$ (Andriantsoavina, 2015). L’âne est également utilisé dans les courses hippiques lors de certaines manifestations culturelles (Savadogo, 2016). Au Sénégal, les courses hippiques utilisant des ânes existent depuis l’époque coloniale à Saint-Louis. Des championnats sont organisés dans plusieurs régions du pays (Andriantsoavina, 2015). I.6-5- Autres rôles de l’âne en Afrique de l’Ouest Dans les sociétés ouest africaines l’âne joue également un rôle dans l’exhaure de l’eau (Sow, 2012). Il est par ailleurs vu comme un compagnon des femmes particulièrement, leur permettant de simplifier les travaux quotidiens. En outre l’âne peut être confié à un paysan ne disposant pas de moyen pour s’acheter un cheval ou un bovin pour les travaux champêtres (Andriantsoavina, 2015). I.7 - Contraintes liées à l’élevage de l’âne en Afrique de l’Ouest I.7-1- Contraintes nutritionnelles L’âne est pour la plupart du temps utilisé pour les travaux intenses par son propriétaire. Cependant son alimentation est très souvent pauvre et est constituée de résidus de récolte. L’animal est même délaissé à lui-même à la recherche de rare pâturage constitué de pailles ou d’herbes sèches. Par ailleurs il s’abreuve dans des endroits pas très bien adaptés s’exposant ainsi à des maladies comme celles liées aux parasites (Andriantsoavina, 2015).

10


I.7-2- Contraintes pathologiques I.7.2-1- Pathologies traumatiques : Les pathologies traumatiques de l’âne sont pour la plupart du temps dues à des maltraitances (coup de bâton par exemple) de la part de son propriétaire. Elles représentent 38% des pathologies asines (Tapsoba, 2012). Ces pathologies diminuent les performances de l’animal (Mouchel-Vichard, 2010)

et sont

diverses (Tapsoba, 2012). Elles sont entre autres : - les plaies sur le dos liées au harnachement (figure 4A). Le harnachement est souvent inadapté et mal conçu (utilisation d’un harnachement destiné aux chevaux chez les ânes) (Andriantsoavina, 2015) ; - les blessures de contention dues la plupart du temps aux cordes servant à entraver (figure 4B et figure 4C); - les entorses souvent remarquées lorsque l’animal travaille sur un terrain accidenté ; - les tendinites qui sont les conséquences des pressions sur les tendons. Cela aboutit à des plaies chroniques, des fractures, des foulures, des entorses pouvant se localiser dans diverses régions du corps (figure 4) (Savadogo, 2016). Les maltraitances de l’âne peuvent être également à l’origine des affections du pied comme les fourmilières, les fourbures, les abcès du pied, les seimes (fentes longitudinales), les bleimes (lésions de la sole), les pourritures de la fourchette, les clous de rue.

11


C

A B

Figure 4 : Blessures liées aux coups (A), blessures liées à la corde (B et C) (Sow 2012) I.7.2-2- Pathologies d’origine infectieuse Elles constituent 28% des pathologies chez les ânes au Burkina Faso (Tapsoba, 2012).  Les maladies virales sont entre autres la grippe équine due à des virus de la

famille

des

Orthomyxoviridae

de

types

H3N8

et

H7N7,

Rhinopneumonie virale équine due à des herpes virus équins de type 1 et de type 4, l’anémie infectieuse due à un virus de la famille des Retroviridae du genre lentivirus et transmis par les tabanidés, la rage due à un Rhabdovirus neurotrope et transmise par morsure d’un animal infecté, l’artérite virale équine due à un virus de la famille des Artériviridae, la peste équine due à un virus du genre Orbivirus, etc.  Les maladies bactériennes sont entre autres la fièvre charbonneuse due à Bacillus anthracis, le tétanos dû à Clostridium tetani, le botulisme dû à Clostridium botulinum, la gourme due à Streptococcus equi sub equi, la 12


morve due à Burkholderia mallei, les salmonelloses dues à Salmonella typhimirium et/ou Salmonella abortus equi, les clostridioses intestinales dues à Clostridium perfringens et Clostridium difficile, la leptospirose due à Leptospira interrogans, etc. I.7.2.3- Mycoses On rencontre surtout les teignes dues à Trichiphyton equinum, la lymphangite épizootique due à Histoplasma capsulatum var. farciminosum. I.7.2.4- Parasitoses I.7.2.4- 1- Parasitoses externes  Les acarioses : elles sont dues aux sarcoptidae et aux psoroptidae,  Les infestations par les tiques : elles sont surtout dues aux tiques du genre Dermacentor reticulatus, Dermacentor marginatus, Ixodes ricinus, Rhipicephalus bursa (Guillot, 2005) ;  Les phtirioses : les espèces de poux impliqués sont surtout Damalinia equi (ou Bovicola equi) qui est un pou broyeur et Haematopinus asini qui est un pou piqueur (Guillot, 2005). I.7.2.4- 2- Parasitoses internes On distingue entre autres :  l’habronémose : elle peut être cutanée ou oculaire et est due à la présence de lave d’Habronema dans les plaies ;  les myiases cavitaires : elles sont dues à la présence de larve de mouche dans les cavités de l’organisme. On distingue chez l’âne les myiases cavitaires respiratoires dues à Rhinoestrus purpureus ou Rhinoestrus usbekistanicus et les myiases cavitaires digestives dues au genre Gasterophilus (G. intestinalis ; G ; ternicinctus ; G. nasalis ; G. haemorroïdalis ; G. pecorum et G. inermis) (Kaboret et al., 1986) ;

13


 les helminthoses : ce sont des affections dues à la présence d’helminthe dans l’organisme. Les helminthes sont composés de vers plats ou plathelminthes et les vers ronds ou Némathelminthes. Chez l’espèce asine, on distingue aussi bien les némathelminthes comme Strongylus vulgaris (grand strongle) ; Trichostrongylus axei (Trichostrongylose) ; Strongyloïdes westeri (Strongyloïde) ; Cyathostomum (Petit strongle) ; Parascaris equorum (Ascari) ; Oxyuris

equi

(Oxyure)

;

Dictyocaulus

arnfieldi

(strongle

pulmonaire) que les plathelminthes comme Anoplocephala perfoliata (petit ténia) ; Anoplocephala magma (grand ténia) ; Echinoccocus granulosus (ténia échinocoque) (Andriantsoavina, 2015). I.7.2.4-3- Les parasitoses sanguines  Les babésioses : ce sont protozooses dues à la présence dans le sang et spécifiquement dans les globules rouges, des germes du genre Babesia. Chez l’âne, elles sont surtout dues à Babesia caballi. Babesia caballi est un germe transmis par des tiques telles que Dermacentor reticulatus, Dermacentor marginatus ou Ixodes ricinus, Rhipicephalus bursa.  Les trypanosomoses : ce sont des affections parasitaires dues à la présence dans le sang, dans la lymphe et dans divers organes des mammifères, de protozoaires flagellés se multipliant. On en distingue trois types :  la trypanosomose transmise par les glossines : elle est encore appelée Nagana. Chez les équidés, elle est due à la transmission de protozoaires du genre Trypanosoma (T. brucei brucei ; T.congolense ; T.vivax) par les glossines ;  la trypanosomose vénérienne : elle est encore appelée Dourine et est due à la transmission de Trypanosoma equiperdum par coït ; 14


 la trypanosomose à T. evansi : elle est encore appelée le Surra. Trypanosoma evansi est transmis par des vecteurs mécaniques comme les tabanidés et les stomoxes. Dans le chapitre suivant, une étude détaillée de cette trypanosomose sera effectuée.

15


CHAPITRE II : LA TRYPANOSOMOSE A Trypanosoma evansi CHEZ LES EQUIDES II.1- Définition Le Surra est une maladie parasitaire provoquée par la présence et la multiplication dans le sang, la lymphe et les organes des mammifères, d’un protozoaire flagellé, appartenant à la famille des Trypanosomatidae du nom de Trypanosoma evansi. Ce protozoaire est le premier trypanosome pathogène découvert par Griffith Evans à la fin du XIXème siècle chez les chevaux et les dromadaires en Inde, d’où son nom Trypanosoma evansi (Evans, 1880). La maladie était surtout observée chez les chevaux et chez les dromadaires en Inde et était localement appelée « Surra ». Une première description détaillée a été effectuée par John Henry Steel et Edouard-Gerard Balbiani respectivement en 1885 et 1888 (Antoine-Moussiaux et al., 2008). Elle se traduit cliniquement par l’anémie, la cachexie, l’immunodépression et l’atteinte du système nerveux central (Andriantsoavina, 2015). II.2- Importance Le Surra a été inscrit sur la liste des maladies à déclaration obligatoire par l’Organisation Mondiale de la Santé Animale (OIE, 2008). C’est une maladie entrainant des mortalités, de la cachexie, des avortements, des mortalités néonatales. La mortalité entrainée s’élève à plus de 13% chez les chevaux atteints (Adriantsoavina, 2015). Par ailleurs, le Surra entraine une baisse de la productivité se traduisant par la diminution de la capacité de travail de l’animal de 30%, une baisse de la croissance des animaux à l’engrais entrainant une dépréciation de la carcasse qui perd 40% de sa valeur marchande (Reid, 2002) et une baisse de la production laitière (Al Qarawi et al., 2004). En outre, il ne faut pas omettre la perte économique engendrée par les coûts de traitement. Toutes ces conséquences économiques entrainées par la maladie font qu’elle figure sur la liste des 20 maladies ayant le plus grand impact sur les populations pauvres 16


(Perry et al., 2002) et également sur la liste des maladies influençant le commerce international par OIE. II.3- Répartition géographique, Synonymie et espèce affectées Trypanosoma evansi est le trypanosome pathogène le plus largement reparti dans le monde (Kocher, 2013). En Afrique Sahélienne et du Nord, le Surra est une enzootie. La maladie sévit également dans la grande partie du Moyen orient, de l’Asie centrale et du Sud Est, en Indonésie et en Philippine, mais aussi dans la quasi-totalité de l’Amérique du Sud où elle est connue sous le nom de « Mal de Cadeiras ». L’Europe reste jusque-là épargnée bien que des incursions récentes aient été observées en France et en Espagne (VERGNE, 2009). Compte tenu de sa très large répartition dans le monde, la trypanosomose à T. evansi possède de multiple synonyme. On a entre autres Al Debab (au Maghreb), Guifar (Tchad), Tahaga (Mali), Doukane (Ethiopie), Murrina (Mexique), (Hoare 1972). Dans ces différentes zones, T. evansi touche beaucoup d’espèces animales. Les camélidés, les équidés ainsi que les carnivores sont les plus atteints. Les petits ruminants, les bovins, les éléphants d’Asie et les porcs sont sensibles mais dans une moindre mesure (Vergne, 2009). II.4- Classification Trypanosoma evansi est un protozoaire du Phylum des Sarcomastigophora et de la famille des Trypanosomatidea (figure 5). Il est comme T. brucei et T. equiperdum du sous genre Trypanozoon. Trypanosoma evansi serait le fruit de l’évolution de T. brucei qui se serait adapté à la transmission purement mécanique par une perte totale ou partielle de l’ADN kinétoplastique. Cette perte d’ADN bloque le parasite au stade trypomastigote rendant impossible son passage au stade procyclique, étape indispensable à sa multiplication dans la glossine (Lun et al., 1995). Ainsi, il existe une très forte similarité entre T. evansi, T. equiperdum et T. brucei. Ces trois parasites sont considérés comme des espèces distinctes du simple fait de leur mode transmission (Ventura et al., 2002). 17


Sous règne

Protozoa Sarcomasstigophora

Crithida

Leptomonas

Herpetosoma

Herpetomonas

Megatrypanum

Mastigophora

Sous-phylum

Zoomastigophora

Classe

Kinétoplastida

Ordre

Trypanosomatina

Sous-ordre

Trypanosomatidae

Famille

Blastocrithidia

Schyzotrypanum

T. (T.) equiperdum

Phylum

Trypanosoma

Tejeraia

Leishmania

Trypanozoon

T. (T.) brucei

Phytomonas Endotrypanum

Nanomonas

Pycnomonas

T. (T.) evansi

Genres

Sous-genres

Espèces

T. (T.) b. brucei

Figure 5 : Classification Des trypanosomes (Kocher, 2013)

T. (T.) b. gambiense T. (T.) b. rhodesiense

18

Sous-espèces


II.5- Morphologie du parasite Trypanosoma evansi est un parasite extracellulaire sanguin (figure 6). C’est un protozoaire proche de T. brucei habituellement rencontré sous forme longue (figure 7). Sa taille est comprise entre 15 et 34 µm avec une moyenne de 24 µm. Il possède 5 à 6 µm de largeur. Le parasite est considéré comme ayant un polymorphisme très limité car bien qu’il existe des formes moyennes voire courtes, celles-ci restent rares. T. evansi possède un flagelle ainsi qu’une membrane ondulante très développée. Son Kinétoplaste est en position subterminale d’une extrémité postérieure effilée rarement tronquée.

Figure 6: Trypanosoma evansi sur frottis coloré (Desquesnes, 2013)

19


Figure 7: Différentes formes morphologiques circulantes rencontrées chez T. brucei, T. evansi est rencontré quasi-exclusivement sous forme longue (FAO, 2006) II.6- Biologie du parasite II.6-1- Localisation et cycle de reproduction Trypanosoma evansi est localisé surtout dans le plasma sanguin, mais également dans le liquide céphalo-rachidien, dans la lymphe et dans les tissus des mammifères (Andriantsoavina, 2015). Trypanosoma evansi possède des formes prolifératives uniquement chez l’hôte contrairement à T. brucei qui possède des formes prolifératives chez la glossine. Chez l’hôte mammifère T. evansi se multiplie continuellement de manière clonale par division successive. Cette division commence par le noyau ensuite le Kinétoplaste et enfin le cytoplasme (figure 8) (Camoin, 2011). On peut obtenir environ 64 trypanosomes en 24 heures pour un trypanosome se divisant toutes les quatre à six heures (Chartier, 2000).

20


Trypanosoma evansi étant dépourvue de forme procyclique et métacyclique, son développement est impossible chez le vecteur (Borst et al., 1987). La transmission du parasite à son hôte se fait alors entre deux piqûres durant lesquelles il demeure dans les pièces buccales du vecteur mécanique quelques secondes à quelques minutes avant d’être directement transmis à l’hôte mammifère.

Figure 8: Division d'un trypanosome (FAO, 2006) II.6-2- Nutrition La nutrition des Trypanosomes s’effectue par pinocytose par invagination de a membrane surtout au niveau des poches flagellaires. Les vésicules issues de la pinocytose sont ensuite dirigées vers les lysosomes pour la digestion enzymatique. Les molécules endocytées sont essentiellement constituées de

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glucose, ce qui entraine une spoliation et une libération de composé toxique dans le sang de l’hôte (Hoare, 1972 ; Cuny et al., 2010). II.7- Vecteurs et transmission Mécanique du Surra La transmission du Surra se fait par des vecteurs hématophages exclusivement mécaniques dont les plus importants sont ceux appartenant à la famille des Tabanidae surtout le genre Tabanus.

Il faut également noter les genres

Haemotopota, Chrysops, Philoliche, Pangonia, Atylotus et Ancala qui sont des vecteurs potentiels de la maladie (Dirie et al., 1989). Leurs piqûres douloureuses entrainent une réaction de défense de l’hôte qui oblige l’insecte à interrompre le repas sanguin pour le poursuivre chez un autre hôte, augmentant ainsi le risque de transmission de la maladie. Les pièces buccales du parasite ne peuvent porter que 0,01 µl (Foil et al., 1987) ; rendant nécessaire une forte parasitémie, c'est-àdire supérieure à 106/ml chez les animaux infectés pour que la transmission ait lieu. Les insectes de la famille des Miscidés (Stomoxys et Haematobia) (Cuisance et al., 2003) et des Hippoboscidés peuvent intervenir dans une moindre mesure, dans la transmission de T. evansi (Oyieke, 1987). En Amérique Latine, les chauves-souris vampires jouent un rôle également dans la transmission de T. evansi (Vergne, 2009). D’autres voies de transmission ont rarement été citées comme le cas de la transmission par voie orale chez les chiens (Raina et al., 1985), la transmission congénitale chez les cochons d’Inde ( Kranevelt et al, 1954) et la transmission iatrogène même si ces voies de transmission restent très peu documentées (Vergne, 2009). II.8- Pathogénie du Surra La pathogénie passe d’abord par une multiplication des trypanosomes au point d’inoculation (Lukins et al., 1992) avant le passage dans la circulation sanguine et lymphatique. Ce passage dans le sang et la lymphe est responsable de la réponse immunitaire et de la fièvre (Connor et al., 1994). Les parasites possèdent une affinité vis-à-vis des cellules. Au stade avancé, les trypanosomes non 22


seulement franchissent la barrière hémato-méningée mais également se distribuent au niveau des articulations, du péritoine et des nœuds lymphatiques. La parasitémie varie tout au long de l’infection car le parasite a la possibilité de changer de couverture antigénique qui est la glycoprotéine (Jones, 1985). C’est le phénomène de « switch antigénique ». Le changement de la couverture antigénique permet au parasite d’échapper aux anticorps qui sont spécifiques aux anciens antigènes. Le parasite pendant cette période peut se multiplier, ce qui justifie l’augmentation de la parasitémie et de la fièvre. L’organisme de l’hôte s’adapte en fabriquant de nouveaux anticorps spécifiques aux nouveaux antigènes, d’où la chute de la parasitémie et de la fièvre. On observe alors une parasitémie et une fièvre intermittentes (Rodrigues et al., 2009). Par ailleurs, le parasite entraine une immunodépression qui se traduit par une diminution de la réponse immunitaire à médiation cellulaire et humorale. En effet, la maladie entraine une prolifération de 70% de lymphocytes B produisant des anticorps non spécifiques (Onah et al., 1998) et une inhibition de la prolifération des lymphocytes T. En outre, le manteau glycoprotéique permet au parasite de résister à la destruction du système de complément. On remarque également une modification de l’activité des monocytes et une production de lymphotoxines (Kocher et al., 2013). L’immunodépression causée par le parasite expliquerait les échecs vaccinaux (Holand et al., 2003), la persistance des signes cliniques, le développement des maladies intercurrentes (Vergne, 2009). Le Surra entraine également une anémie. Les raisons de cette anémie ne sont pas encore élucidées, mais on soupçonne une modification de la surface des hématies entrainant ainsi leur phagocytose. La modification de la surface érythrocytaire serait liée à une adhésion du parasite à leurs membranes (Kocher, 2013). On observe également une anomalie de la forme des hématies (microspherocytes, acanthocytes, dacryocytes, présence de vacuoles, poikilocytose, anisocytose, polychromasie) (Silva et al., 1995).

23


II.9- Etude clinique de la maladie II.9-1- Symptômes La trypanosomose à T. evansi aurait la même symptomatologie chez les ânes, les chevaux et les mulets pour ce qui concerne la forme chronique (Desquesnes et al., 2013). L’étude clinique que nous allons présenter a été faite chez les chevaux. La période d’incubation se situe entre 1 à 4 semaines voire 8 semaines. Une fièvre intermittente est ensuite observée en rapport avec la parasitémie. Cette fièvre est suivie d’une perte de l’appétit, d’une faiblesse, d’un amaigrissement. Egalement des éruptions cutanées, des pétéchies au niveau des paupières et de la membrane nictitante, des hémorragies au niveau de la chambre antérieure de l’œil sont aperçues. Ces symptômes oculaires sont à l’origine des larmoiements. Des symptômes génitaux comme des pétéchies de la vulve et souvent des avortements sont constatés. Outre ces symptômes, il y a l’anémie, l’œdème des parties déclives (membre, abdomen, fourreau), l’hypertrophie des nœuds lymphatiques et un pelage terne. En phase terminale, des symptômes nerveux qui se traduisent par une incoordination motrice, un balancement de la croupe, une somnolence, et une paralysie générale apparaissent, occasionnant le plus souvent la mort de l’animal. Il y a souvent des cas suraigus dans lesquels la mort peut intervenir sans apparition de symptômes ou souvent après des excitations et des signes de lutte qui durent quelques heures. Les formes chroniques entrainent une perte de poids, des œdèmes, une hyperpigmentation de l’urine, une émaciation suivie d’une jaunisse ( Desquesnes et al., 2013 ; Antoine-Moussiaux et al., 2008 ; Silva et al., 1995 ; Stephen et al., 1986). II.9-2- Lésions Il n’y a pas de lésions spécifiques au Surra. Une carcasse émaciée, une atrophie musculaire, des œdèmes sous cutanés, une anémie, des pétéchies au niveau des 24


organes internes, une hypertrophie de la rate et des nœuds lymphatiques sont des lésions observées. A l’autopsie, des lésions pulmonaires comme un emphysème, un œdème, une hémorragie, une congestion et une pneumonie sont rapportées. Des lésions comme des péricardites, un hydropéritoine, souvent des cardiomyopathies et des myocardites sont aussi observées au niveau du cœur des animaux autopsiés. Au niveau du système nerveux, il est constaté des œdèmes, des hémorragies, un gonflement des hémisphères cérébraux puis aplatissement des circonvolutions, une substance blanche prenant une coloration jaune avec un aspect gélatineux et friable. A l’histologie, les

hémisphères cérébraux présentent

une

infiltration

lymphocytaire et une hémorragie périvasculaire pour les cas présentant des signes nerveux. Le frottis sanguin montre également une population érythrocytaire présentant une variabilité anormale de forme et de taille (Kocher et al., 2013 ; Ukessay, 2013 ; Moussiaux et al., 2008). II.9-3- Evolution Dans la forme suraiguë, la mort intervient dans 24 heures sans symptômes apparents (Andriantsoavina, 2015). Dans la forme aiguë, la maladie peut évoluer vers la mort en 2 à 8 semaines dans 50% des cas (Silva, 1995) si aucun traitement n’est entrepris. La sévérité de la maladie dépend non seulement de la souche de T. evansi incriminée, mais aussi, des facteurs comme la saison, la résistance de l’hôte, le stress, l’âge (Hoare, 1972). Dans la forme chronique l’évolution est très lente et peut prendre plusieurs années (OIE 2013).

25


II.10- Diagnostic II.10-1- Diagnostic épidémio-clinique Ce diagnostic se fait en tenant compte de l’épidémiologie, les signes cliniques et les lésions de la maladie. Cela aboutit à une simple suspicion car il n’y a pas de signes cliniques ou de lésions qui soient spécifiques à la maladie.

II.10-2- Diagnostic de laboratoire II.10-2-1- Méthodes directes de diagnostic Les méthodes directes de diagnostic permettent d’observer les éléments parasitaires présents dans le sang grâce à la microscopie. Ces méthodes ne permettent pas de faire la différence entre T. evansi, T. equiperdum, et T. brucei dans le cas où ces parasites se trouvent tous dans le même prélèvement (Andriantsoavina, 2015). Les techniques les plus utilisés sont entre autres :  l’examen du sang à l’état frais : il s’agit de déposer une goutte de sang sur une lame puis faire un étalement de sorte à obtenir une couche monocellulaire. L’examen est fait au microscope photonique au grossissement x 200 pour détecter toute motilité des trypanosomes. Il faut examiner toute la préparation pour pouvoir conclure à un résultat.  l’examen après coloration : il s’agit dans ce cas de faire également un étalement de sang de sorte à obtenir une couche monocellulaire. L’étalement est ensuite coloré après séchage au May-Grunwald Giemsa. Il faut ensuite faire l’examen de toute la préparation au microscope optique à l’objectif 100 avec huile à immersion afin de conclure.  l’examen après concentration : il est encore appelé le « buffy-coat ». Il s’agit de faire une centrifugation du sang recueilli dans un tube capillaire hépariné. Le tube est centrifugé à 3000 tours par minute pendant 10 minutes. Il faut ensuite retirer le tube puis placer une lamelle au niveau de l’interface du caillot leucocyto-plaquettaire/plasma (buffy-coat). Cette 26


interface peut être rincée à l’eau ou couverte d’huile à immersion avant d’être observée à l’objectif 100 à 200.  le diagnostic moléculaire est effectué à l’aide de la PCR. Il existe d’autres méthodes de diagnostic telles que l’inoculation à l’animal et la DEAEcellulose (OIE, 2005). II.10-2-2-Méthodes indirectes de diagnostic Ces méthodes sont constituées de tests hématologiques, biochimiques, et sérologiques qui permettent de mettre en évidence les effets du parasite sur l’hôte à la différence des méthodes directes permettant d’observer le parasite lui-même. Les méthodes hématologiques consistent à une évaluation de l’anémie provoquée par la maladie. Cette anémie indique la présence de trypanosome même si les infections sub-cliniques bénignes sont accompagnées de parasitémie sans anémie (OIE, 2005). Les méthodes biochimiques consistent en la floculation, la formol-gélification, la précipitation au chlorure mercurique et le test de turbidité au thymol. Elles se basent sur l’augmentation de la séroglobuline suite l’infection causée par les trypanosomes bien que cette augmentation ne soit pas spécifique à T. evansi (OIE, 2005). Les épreuves sérologiques permettent de déceler les anticorps qui sont induits par les antigènes trypanosomiens. Elles se distinguent en : la fixation du complément (FC), l’hémagglutination indirecte, les tests de précipitation et plus récemment l’ELISA, le « card agglutination trypanosomosis test » ou l’agglutination sur carte (CATT) (OIE, 2005). II.11- Traitement La plupart des trypanosides utilisés sont peu efficaces ou inefficaces du fait qu’ils ne franchissent pas la barrière hémato-méningée. La capacité des trypanosomes à franchir cette barrière leur permettrait d’échapper au traitement et de se 27


retrouver dans le courant sanguin plus tard (Camoin, 2011). Il existe néanmoins 4 molécules qui sont très utilisées dans le traitement du Surra. L’efficacité et la toxicité de ces molécules varient en fonction des espèces chez lesquelles elles sont utilisées :  la quinapyramine : elle est l’une des premières molécules utilisées dans la lutte contre T. evansi. Son utilisation intensive a même entrainé une résistance de certaines souches de T. evansi. Cette résistance a conduit à son association avec le chlorure et le sulfate à des buts préventifs et curatifs. Les marques déposées les plus utilisées sont Antrycide pro-salt® et Trypacide® (Andriantsoavina, 2015).  le

chlorure

d’isométhamidium

est

une

amidine

aromatique-

phénantrhidine (Trypanidium®, Samorin® et Veridium®). Il est peu efficace face à T. evansi. Sa toxicité et l’existence des souches résistantes font qu’il n’est utilisé qu’en cas de non efficacité de de la quinapyramine. Il est mieux toléré par voie intramusculaire et intraveineuse. La voie sous cutanée est surtout utilisée en cas de prévention. Du fait de sa toxicité, le chlorure d’isométhamidium est proscrit chez le dromadaire (Andriantsoavina, 2015 ; Camoin, 2011).  l’acéturate de Diminazène est une diamine aromatique (Bérénil®, vériben®, Azidine®, Ganaseg®, Ganasegur® et Diamyl®). Son effet trypanocide est insuffisant pour le traitement du Surra. Il est souvent utilisé en intramusculaire à des doses variant entre 7 à 10 mg/kg chez les chevaux les bovins et les porcins. Il est responsable de toxicité chez les dromadaires et chez les chiens d’où son utilisation interdite chez ces espèces (Andriantsoavina, 2015 ; Camoin, 2011).  la mélarsomine (Cymelarsan®) est une molécule qui a été récemment développée spécialement pour la lutte contre T. evansi et est utilisée uniquement à but curatif. Cependant, elle est inactive contre T. vivax et T. brucei. C’est un composé arsenical capable de franchir la barrière hémato28


méningée contrairement aux autres trypanocides. La molécule est donc efficace et peut être utilisée même après l’apparition des signes nerveux de la

maladie.

Malheureusement,

son

action

n’est

pas

prolongée

(Andriantsoavina, 2015 ; Camoin 2011). II.12-Prophylaxie II.12-1- Prophylaxie médicale Le vaccin contre le Surra est toujours en essai. Etant donné la capacité du parasite à changer sa couverture glycoprotéique, il n’est pas judicieux d’utiliser celle-ci pour la fabrication d’un vaccin. C’est pour cela que les tests se consacrent beaucoup plus sur les protéines internes comme la protéine microtubulaire. Mais il se pose déjà un problème d’efficacité car les anticorps et les lymphocytes spécifiques qui seront produits pourront difficilement atteindre les antigènes internes (Camoin, 2011). La chimio-prévention est par contre utilisée dans beaucoup de cas. La molécule utilisée pour cette chimio-prévention est la quinapiramine. Celle-ci injectée en sous cutanée permettrait une protection allant de 2 à 3 mois grâce à un relargage progressif. (Camoin, 2011). II.12-2-Prophylaxie sanitaire Elle est la plus efficace et la plus recommandée et consiste surtout en la lutte contre les insectes vecteurs mécaniques. Les éleveurs utilisent souvent des moyens traditionnels comme la fumigation qui consiste à bruler du fumier pour pouvoir lutter contre les insectes grâce à la fumée produite (Camoin, 2011). Des méthodes comme le confinement des animaux dans l’étable, la désinsectisation des animaux et de l’environnement, l’élimination des animaux morts pour éviter leur consommation par les chiens, la mise en place de dispositif de piégeage des vecteurs, la destruction des gites de ponte des insectes sont très utilisés dans la lutte contre les vecteurs (Andriantsoavina, 2015 ; Camoin, 2011).

29


DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE

30


CHAPITRE I : MATERIEL ET METHODES I.1- Cadre d’étude Notre travail a été réalisé dans le cadre du projet PAES UEMOA « caractérisation génétique des races d’ânes de 4 pays d’Afrique de l’Ouest à l’aide de paramètres morphobiométriques et moléculaires ». Il a concerné quatre pays de l’Afrique de l’Ouest à savoir le Burkina Faso, le Mali, le Niger et le Sénégal. Des prélèvements de sang ont été effectués dans quatorze régions de ces pays. Ces prélèvements ont été ensuite envoyés au Laboratoire d’Endocrinologie, de Radio-immunologie et de Biologie Moléculaire (LERBIOM) de l’Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires (EISMV) de Dakar pour l’analyse de laboratoire. I.1-1- Burkina Faso Localisé entre la latitude 13° Nord et la longitude 2°Ouest, le Burkina Faso est un pays de l’Afrique Occidentale situé dans la Boucle du Niger. Avec une superficie de 274000 Km², il est limité au nord par le Mali, à l’est par le Niger et au sud par la Côte d’Ivoire, le Ghana, le Togo et le Bénin. C’est un pays qui possède un climat Tropical soudano-sahélien avec une saison pluvieuse et une saison sèche. Administrativement le pays est découpé en 13 régions, 45 provinces et 351 communes. Nos prélèvements ont été effectués dans 5 des 13 régions (figure 9). a) La région du Centre

qui abrite Ouagadougou est une région

majoritairement urbaine. Malgré cela l’âne est utilisé dans le transport des biens et de matériaux diverses. On y rencontre environ 52 419 ânes (Burkina, 2008). b) La région de l’Est ayant pour capitale Fada N’Gourma serait le berceau de l’âne du Gourma. On y rencontre un cheptel d’environ 102 895 têtes. Ces animaux sont utilisés dans les travaux agricoles, dans le transport urbain à l’intérieur de la ville (Burkina, 2008). 31


c) La région des Hauts-Bassins qui a pour chef-lieu Bobo-Dioulasso est une région pluvieuse qui reçoit 900 à 1000 mm d’eau par an. Cette région n’abrite que 8,81% de l’effectif asin du pays malgré qu’elle soit vaste (Savadogo, 2016). Dans cette région l’âne est aussi utilisé dans les travaux champêtres et dans le transport urbain. d) La région du Nord est la région dans laquelle est décrit l’âne du Yatenga. Elle reçoit peu de précipitations (500 à 600 mm d’eau par an) et compte plus de 101947 têtes d’ânes. Dans cette région l’âne est également utilisé pour les travaux champêtres et le transport de biens et de personnes (Kaboré, 2014). e) La région du Sahel est une région aride ne recevant qu’environ 500 mm d’eau par an. Cette région abrite environ 70781 têtes d’ânes. Notre étude a été menée dans 15 villages appartenant à ces 5 régions. Ces régions et ces villages seront représentés dans la carte ci-dessous.

Figure 9: Cartographie de la zone d’étude au Burkina Faso

32


I.1-2-Mali Le Mali est un pays de l’Afrique occidentale situé entre la latitude 17°Nord et la longitude 4° Ouest. Avec une superficie de 1241300 km², il est sans accès à la mer et fait frontière avec l’Algérie, la Côte d’Ivoire, la Guinée, le Burkina Faso, la Mauritanie, le Sénégal et le Niger. Le nord du pays est désertique et reçoit 100 à 150 mm d’eau par an, le centre est semi-désertique avec environ 550 mm d’eau par an. Par contre le sud a un climat subhumide avec souvent plus de 750 mm d’eau par an. Sur le plan administratif le pays est subdivisé en 8 régions. Notre étude a concerné trois (3) régions à savoir la région de Koulikoro, la région de Ségou et la région de Sikasso (figure 10). a) La région de Koulikoro : s’étend sur une superficie de 90 120 km² et est irriguée par plusieurs fleuves à savoir le Niger, le Baoulé, le Sankarani, le Baogé, le Bani et le Bafing. Le climat est sahélien au nord de cette région et soudanien au sud. Sur le plan administratif la région est subdivisée en 7 cercles regroupant 108 communes. b) La région de Ségou : elle a une superficie de 64 987 Km². La région est située dans la zone sahélienne à un climat semi-aride avec des précipitations d’environ 513 mm d’eau par an. La région est subdivisée administrativement en sept cercles. c) La région de Sikasso : cette région a une superficie de 71 790 km². C’est la région la plus arrosée du Mali avec des précipitations pouvant aller 700 à 1500 mm d’eau par an et une température moyenne de 27°C. Le climat est subdivisé en deux ensembles à savoir la zone soudanienne humide et la zone guinéenne. Administrativement elle est aussi subdivisée en 7 cercles.

33


Figure 10 : Cartographie de la zone d’étude au Mali I.1-3-Niger Le Niger est un pays de l’Afrique Occidentale situé entre la latitude 16°Nord et la longitude 8° Est. Il s'étend sur 1 267 000 km2 et est limité par l’Algérie, le Bénin, le Burkina Faso, la Lybie, le Mali, la Nigeria et le Tchad. C’est un pays qui a un climat chaud et sec divisé en trois variétés selon la zone : le climat saharien dans le grand nord, le climat sahélo-saharien de la région centrale méridionale et le climat sahélien semi-aride dans le petit sud. Sur le plan administratif le pays est divisé en 7 régions plus la commune urbaine de Niamey, en 63 départements et 265 communes. Nos prélèvements ont été réalisés à Niamey et dans la région de Tillabéry dans les départements de Téra et de Filingué (figure 11). 34


a) La commune urbaine de Niamey : Niamey est la capitale du Niger. Elle s’étend sur plus de 240 km² de superficie et a un climat sahélien avec une pluviométrie allant de 500 à 750 mm d’eau par an. Il y fait très chaud car les températures peuvent aller jusqu'à 43°C. On a dans cette zone deux saisons à savoir une saison pluvieuse de juin à fin septembre et une saison sèche de début octobre à mai. Dans cette ville, la source d’eau potable est principalement la rive gauche du fleuve Niger. b) La région de Tillabéry : elle est située au Sud-ouest du Niger. S’étendant sur plus de 97506 km², elle est subdivisée en 6 départements. Elle reçoit environ 540 mm d’eau par an et possède un climat de type sahélien. Dans cette région nous avons fait nos prélèvements principalement à Téra et à Filingué.

Figure 11 : Cartographie de la zone d’étude au Niger 35


I.1-4- Sénégal Le Sénégal est un pays de l’Afrique Occidentale située entre 18° et 24° de latitude nord et 11° et 17° de longitude ouest. Avec une superficie 196 192 km², il est limité au Nord par la Mauritanie, au Sud par la Guinée Bissau, et la République de Guinée Conakry, à l’Ouest par l’océan Atlantique à l’Est par le Mali. Il est aussi voisin de la Gambie qui forme une enclave le long du fleuve Gambie à l’intérieur même du pays. Le climat est de type tropical sahélien avec deux saisons à savoir la saison sèche qui est longue (de novembre à juin) et la saison pluvieuse qui est courte (de juillet à octobre). Sur le plan administratif, le pays est subdivisé 14 régions. Notre étude a été effectuée dans trois (3) régions à savoir la région de Kaolack, la région de Louga et la région de Saint-Louis (figure 12). a) La région de Kaolack : Kaolack se situe dans le bassin arachidier. Dans cette partie du Sénégal, le climat est de type soudano-sahélien avec une saison sèche de novembre à juin et une saison pluvieuse de juillet en octobre. La quantité d’eau reçue par an dans cette zone atteint souvent 220,2 mm au mois d’août. Cette région est l’une des plus chaudes du Sénégal avec des températures allant de 18° à 41,7°C. Les populations y pratiquent surtout l’agriculture et l’élevage. L’effectif asin est estimé à 22 727 têtes (Sénégal, 2010). b) La région de Louga : Louga appartient à la zone sylvo-pastorale du Ferlo. Le climat dans cette région est sahélien et la végétation est steppique. Les températures peuvent aller de 16,6 °C à 38,3 °C. La saison sèche dure de novembre à juin tandis que la saison pluvieuse dure de juillet à octobre avec des précipitations pouvant atteindre 119mm d’eau au mois d’août. La population dans cette zone pratique essentiellement l’élevage et l’agriculture. Le nombre de têtes d’ânes est estimé à 13 706 dans le département de Linguère uniquement (Sénégal, 2010).

36


c) La région de Saint-Louis : d’une superficie de 19 034 km² la région de Saint-Louis est localisée au nord du Sénégal. C’est une zone à vocation fortement agricole à raison de son potentiel hydrique et foncier. Grace au fleuve Sénégal et ses affluents, l’agriculture en saison sèche est possible. C’est une région qui dispose d’un fort potentiel touristique en raison de la présence de réserves très riches en écosystème naturel (Roamba, 2014).

Figure 12: Cartographie de la zone d’étude au Sénégal

37


I.2- MATERIEL I.2-1- Matériel de prélèvement : Le prélèvement de sang qui a permis l’obtention du sérum a nécessité des aiguilles, des porte-aiguilles, des tubes secs de 5 ml et une glacière pour la conservation de sang. Des marqueurs indélébiles ont été

utilisés pour

l’identification des tubes, une fiche de questionnaire a été remplie à chaque prélèvement. I.2-2- Matériel de laboratoire : Pour l’examen de laboratoire, nous avons utilisé :  pipette automatique eppendorf ® (10 -100 μl) (figure 15C) ;  pipette automatique de précision eppendorf ® (0,5 -10 μl) ;  embouts (figure 13C) ;  agitateur rotatif vortex (figure 13B) ;  des portoirs ;  un agitateur de plaque (figure 13A) ;  plaque de prédilution (figure 13 D).

38


A

B

D

C

Figure 13: Matériel de laboratoire  des kits pour le CATT/T.evansi fabriqué par Prince Leopold Institute of tropical Medicine (ITM). Ils contiennent chacun :  la solution tampon PBS (Phosphate Bufferred Saline (pH 7,2) ;  l’antigène lyophilisé contenant le VAT (Variable Antigen Type) RoTat1/2 ;  les témoins positif et négatif lyophilisés ;  les cartes plastifiées comprenant 10 plages d’examen chacune ;  une seringue de 2,5ml ;  des bâtonnets en plastique. 39


Figure 14 : Kit CATT/ T. evansi I.2-3- Matériel biologique Il est constitué du sérum (figure 15) obtenu à partir du sang prélevé chez les ânes.

Figure 15 : Sérums d’âne analysés

40


I.3- Méthodologie I.3-1- Méthode d’échantillonnage : L’échantillonnage aléatoire simple a été utilisé pour le choix des régions et des villages. La détermination de la séroprévalence a été effectuée en tenant compte de la prévalence de 28,62% précédemment obtenue au Sénégal par Andriantsovina (2015). En tenant compte de l’effectif asin des quatre pays étudiés, d’un intervalle de confiance de 95% et d’une marge d’erreur de 5%, le test avec Win Episcope® 2.0 montre qu’un échantillon de 314 ânes suffit pour que l’étude soit valable. Afin d’avoir plus de précision, nous avons alors choisi un échantillon de 840 ânes. I.3.2. Enquêtes auprès des éleveurs : Une fiche d’enquête a été conçue pour la récolte d’informations relatives au mode d’élevage et aux ânes eux-mêmes. Ainsi, l’utilisation de l’animal, son âge (âge dentaire), le poids vifs (par peser), le sexe, la couleur de la robe et le nombre d’animaux dans l’exploitation ont été notés. L’observation de l’animal a permis de relever la Note d’état Corporel selon la grille de notation établie par Valls et al. (2001). I.3-2- Prélèvement de sang Le prélèvement du sang a été fait de manière aseptique au niveau de la veine jugulaire. Après le prélèvement, chaque tube a été identifié avec les initiales du pays, de la région et du village. Les prélèvements ont été ensuite centrifugés à 15 000 tours/mn et le sérum a été récolté puis conservés à -20°C jusqu’aux analyses sérologiques au Laboratoire d’Endocrinologie, de Radio-immunologie et de Biologie Moléculaire (LERBIOM) de l’Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires de Dakar.

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I.3-3- Analyse sérologique I.3-3-1- Principe d’utilisation du CATT/T. evansi Le CATT test est une méthode de diagnostic indirecte de la trypanosomose à T. evansi. En effet, le test permet la mise en évidence dans le sang total, dans le plasma ou dans le sérum, la présence des anticorps libérés par l’organisme suite à l’infestation par le parasite. L’antigène variable le plus répandu chez T. evansi est le VAT RoTat 1.2. Cet Antigène réagit avec les anticorps contenus dans le sérum et une agglutination est observée. La réalisation du test comporte plusieurs étapes. D’abord la dilution du sérum puis la dilution des contrôles (négatif et positif) et de l’antigène, ensuite la préparation à la réaction d’agglutination et enfin à la lecture des résultats. I.3-3-2- Dilution du sérum La dilution est faite avec la solution Phosphate-Buffered Saline (PBS) ou tampon phosphate salin. Une dilution au quart a été faite comme il est recommandé dans la notice. Avec une pipette automatique, 10µl de chaque sérum ont été prélevés puis mis dans une plaque de prédilution. Ensuite, 30µl de PBS y ont été ajoutés. Pour éviter toute contamination, l’embout de la pipette a été changé avant chaque prélèvement de sérum. I.3-3-3- Reconstitution des contrôles et de l’antigène L’antigène ainsi que les contrôles sont sous forme lyophilisés dans le kit et ont été reconstitués avec le PBS avant l’utilisation. Pour la reconstitution de l’antigène, 2,5 ml de PBS ont été prélevés puis mis dans le tube contenant l’antigène. Celle des contrôles a été faite en mettant 0,5 ml de PBS dans le tube contenant chaque contrôle. Après la reconstitution, chaque tube a été fermé par un compte-goutte pour faciliter la préparation de la réaction d’agglutination. I.3-3-4- Préparation de la réaction d’agglutination La préparation de la réaction d’agglutination s’est faite sur les plaques fournies par le kit. Chaque plaque contient 10 puits dans lesquels sont préparées les 42


réactions. Une goutte de sérum de contrôle positif et une goutte du sérum de contrôle négatif ont été mises dans le puit 1 et le puit 2 respectivement. Ensuite, 25 µl du sérum dilué ont été mis dans chacun des puits restants. Ce sérum était préalablement dilué dans les plaques de prédilution. Par la suite, une goutte d’antigène a été ajoutée dans chaque puit. Le contenu de chaque puit (Sérum+ Antigène) a été mélangé à l’aide d’un bâton fournis par le kit. La plaque est alors mise sur l’agitateur de plaque pendant 5 mn à 70 rotations par minute (rpm). I.3-3-5- Lecture La lecture a été faite juste après l’agitation. Les résultats ont été déterminés par la présence ou non d’agglutination qui est visible à l’œil nu. Pour cela, il faut faire une comparaison avec les contrôles afin d’éviter les erreurs. Un résultat positif est caractérisé par la présence d’agglutination et un résultat négatif est caractérisé par l’absence d’agglutination (figure 16).

Figure 16 : Echantillons positifs (4 ; 8) et échantillons négatifs (3 ; 9)

43


I.3-3-6- Analyses statistiques Les données obtenues suite aux enquêtes de terrain et aux analyses de laboratoire ont été saisies sur Microsoft Excel 2013 puis analysées avec R commander version 2.13.0. La séroprévalence a été calculée en divisant le nombre d’animaux positifs au test par la taille de l’échantillon. La distribution de celle-ci a été évaluée selon des facteurs comme le pays, la région, le sexe, la couleur de la robe, le poids vif. Le test de chi² et le test exact de Fisher ont été utilisés pour déterminer la relation entre les variables. Les Odd ratios ont été calculés et les facteurs de risque identifiés grâce à la régression logistique binaire. Un niveau de confiance de 95% a été choisi et les différences étaient statistiquement significatives si la pvalue était inférieure à 5%. La note d’état corporel, le poids, l’âge, la couleur de la robe ont été codifiés pour rendre l’analyse beaucoup plus facile. C’est ainsi que pour l’âge, les animaux inférieurs à 5 ans sont qualifiés de « jeune », ceux qui ont un âge compris entre 5 et 12 ans sont qualifiés d’« adulte » et ceux qui ont un âge supérieur à 12 ans sont qualifiés de « vieux » (Boonem et al, 2010). Pour le poids, les animaux inférieurs à 100 kg sont qualifiés de « léger » et les animaux ayant au moins 100 kg sont qualifiés de « lourd » (Savadogo, 2016). Quant à la couleur de la robe, elle est classée en « foncée » et en « claire ». Les robes telle que grise, gris-claire, baieclaire, blanche, gris-zébrée sont qualifiées de « claire » alors que les robes comme baie, bai-foncée, gris-foncée, noire, marron sont qualifiées de « foncée ». Pour la note d’état corporel, la codification faite par Valls et al. (2001) a été adoptée. Cette codification va de 1 à 4 avec la note 1 pour « émacié », la note 2 pour « maigre », la note 3 pour les animaux « moyen » et la note 4 pour « bon » (annexe 1). L’application de cette méthodologie a permis d’obtenir les résultats présentés dans le chapitre suivant.

44


CHAPITRE II : Résultats, Discussion et Recommandations II.1. Résultats II.1.1. Caractérisation des populations d’ânes des pays étudiés La caractérisation des populations d’ânes étudiées a été résumée dans le tableau I. Les mâles échantillonnés ont été 3 fois plus nombreux que les femelles. Les ânes du Sénégal sont les plus jeunes tandis que les ânes du Niger possèdent la meilleure note d’état corporel. Tableau I : Caractérisation des populations d’ânes des pays étudiés Pays

Effectifs

Age moyen

NEC moyenne

Nombre mâles

Nombre femelles

300

6,74± 0,39

2,55±0,08

226

74

180

7,08±0,61

2,35±0,11

126

54

Niger

180

8,15±0,53

2,90±0,10

161

19

Sénégal

180

4,83±0,40

2,64±0,09

119

61

Total

840

6,67±0,05

2,6±0,05

632

208

Burkina Faso Mali

II.1.2-Détermination de la séroprévalence II.1.2.1-Séroprévalence globale et séroprévalence par pays Les prévalences dans les différents pays ainsi que la prévalence globale sont représentées dans le tableau II. Le Mali a la plus grande prévalence suivie du Burkina Faso puis du Niger et du Sénégal. La différence entre les prévalences des pays est statistiquement significative. Tableau II: Prévalences globale et dans les différents pays Pays

Prévalence

Burkina Faso

11,3 ± 3,6% (a)

Mali

27,2 ± 6,5% (b)

Niger

8,9 ± 4,2% (a)

Sénégal

6,7 ± 3,7% (a)

Total

p-value

0,000

13,21 ± 2,3% (a)

(a, b) les cellules portant la même lettre pour une colonne ne présentent pas de différence significative.

45


II.1.2.2- Prévalence selon la région Les prévalences des 14 régions des différents pays concernés par l’étude sont résumées dans le tableau III. La région de Sikasso au Mali a présenté la plus grande prévalence tandis que les régions de Niamey (Niger), Tera (Niger) et Kaolack (Sénégal) avaient les prévalences les plus faibles. Par ailleurs la différence de prévalence entre les régions était significative au Mali et au Niger. Tableau III: Prévalence de la trypanosomose à T. evansi par Région Région

Prévalence

Centre (Burkina Faso)

p-value

11,7 ± 8,1% a

Est (Burkina Faso)

5 ± 5,5% a

Hauts-Bassins (Burkina Faso)

20 ± 10,1% a

Nord (Burkina Faso)

13,3 ± 8,6% a

Sahel (Burkina Faso)

6,7 ± 6,3% a

Koulikoro (Mali)

30 ± 11,6% a

Ségou (Mali)

10 ± 7,6% b

Sikasso (Mali)

58,3 ± 12,5% a

Niamey (Niger)

1,7 ± 3,3% a

Tera (Niger)

1.7 ± 3,3% a

Filingué (Niger)

23,3 ± 10,7% b

Kaolack (Sénégal)

1,7% ± 3,3% a

Louga (Sénégal)

6.7 ± 6,3% a

Saint-Louis (Sénégal)

11,7 ± 8,1% a

0,077

0,000

0,000

0,099

(a, b) les cellules portant la même lettre pour une colonne ne présentent pas de différence significative .

46


II.1.2.3- Séroprévalence selon le sexe, le poids, la robe, la NEC, l’utilisation et l’âge La séroprévalence en fonction du sexe, du poids vif, de la couleur de la robe, de la note d’état corporel (NEC), de l’utilisation, et de l’âge a été résumée dans le tableau IV. Selon le sexe la séroprévalence des mâles est supérieure à celle des femelles. Toutefois, la différence entre celles-ci n’est pas significative. Elle n’a pas varié significativement en fonction du poids vif. Cependant, celle des individus lourds est supérieure à celle des individus légers. La séroprévalence en fonction de la couleur de la robe a montré une supériorité de celle des asins de robe claire. Par contre, La différence n’est

pas

statistiquement significative. Selon la note d’état corporel la prévalence des individus « émaciés » était la plus élevée. Elle est suivie de celle des individus « maigres », puis des individus « moyens » et enfin des individus « bons ». Toutefois, la différence de prévalence n’est pas significative. La prévalence sérologique des individus utilisés pour les travaux champêtres était la plus élevée. Celle des animaux n’étant pas utilisés pour des travaux était la plus faible. La différence entre les séroprévalences n’est pas significative La séroprévalence n’a pas varié significativement selon l’âge. Cependant, la prévalence chez les adultes est la plus élevée. Elle est suivie de celle des jeunes puis de celle des vieux.

47


Tableau IV: Séroprévalence de la trypanosomose à T. evansi selon le sexe, le poids vif, la couleur de la robe, la NEC, l’utilisation et l’âge Variables

Effectif

prévalence

p-value

Femelle

208

12,5 ± 4,5% (a)

0,726

Mâle

632

13,4 ± 2,7% (a)

Léger

288

11,5 ± 3,7% (a)

Lourds

552

14,1 ± 2,9% (a)

Claire

693

14,1 ± 2,6% (a)

Foncée

147

8,8 ± 4,6% (a)

Bons

82

9,8 ± 6,44% (a)

Emaciés

35

22,9 ± 13,92% (a)

Maigres

346

14,5 ± 3,71% (a)

Moyens

372

11,8 ± 3,28% (a)

Aucune

18

5,6 ± 10,62% (a)

Transport

126

11,2 ± 5,74% (a)

Transport et travaux champêtres

512

15,2 ± 3,11% (a)

7

28,6 ± 33,48% (a)

Adultes

518

14,5 ± 3,01% (a)

Vieux

60

10 ± 7,59% (a)

Jeunes

260

11,9 ± 3,94% (a)

SEXE

POIDS 0,278

ROBE 0,084

NEC

0,196

UTILISATION

Travaux champêtres

0,293

AGE

0,488

(a, b) les cellules portant la même lettre pour une colonne ne présentent pas de différence significative.

48


II.1.3- Identification des facteurs de risque L’influence des différentes variables ("Pays", "Régions", "Sexe", "Poids Vif", "Robe", "NEC", "Utilisation" et "Age") sur le statut sérologique des ânes a été résumée dans le tableau V. La séroprévalence varie d’une modalité à une autre des différentes variables. Ainsi pour la variable "Pays", la modalité "Mali" montre une différence significative tandis que pour la variable "Région" les modalités "Koulikoro" et "Sikasso" ont révélé une différence significative. Les rapports de côtes (Odd ratio) (Tableau VI) ont également révélé un effet significatif pour la modalité "Mali" de la variable "Pays" et pour les modalités "Koulikoro" et "Sikasso" pour la variable "Région". Ainsi un âne du Mali a 2,93 fois plus de risque d’être infecté par T. evansi qu’un âne du Burkina Faso. De même les ânes des Régions de Koulikoro et de Sikasso du Mali ont respectivement 3,24 et 5,41 plus de risque d’être infecté par T. evansi qu’un âne de la région du Centre au Burkina Faso.

49


Tableau V: Influence des différentes variables sur le statut sérologique des ânes Variables PAYS Burkina Faso Mali Niger Sénégal REGIONS Centre Est Hauts-Bassins Kaolack Koulikoro Louga Niamey Nord Sahel Saint-Louis Ségou Sikasso Filingué Téra SEXE Femelle Mâle POIDS VIF Léger Lourds ROBE Claire Foncée NEC Bon Emacié Maigre Moyen UTILISATION Aucune Transport Transport et travaux champêtres Travaux champêtres AGE Adultes Vieux Jeunes

Coefficients

Erreur type

Valeur de Z

p-value

1,07 -0,27 -0,58

0,25 0,32 0,35

4,34 -0,85 -1,66

0,00a 0,40 0,10

-0,92 0,64 -2,05 1,18 -0,61 -2,05 0,15 -0,61 -1,46*10-16 -0,17 1,69 -2,05 0,83

0,72 0,51 1,08 0,49 0,65 1,08 0,55 0,65 0,57 0,59 0,48 1,08 0,50

-1,28 1,24 -1,89 2,40 -0,94 -1,89 0,28 -0,94 0,00 -0,29 3,52 -1,89 1,65

0,20 0,21 0,06 0,02a 0,35 0,06 0,78 0,35 1,00 0,77 0,00 a 0,06 0,10

0,08

0,24

0,35

0,73

0,24

0,22

1,08

0,28

-0,53

0,31

-1,70

0,09

1,01 0,45 0,21

0,55 0,40 0,40

1,84 1,11 0,53

0,06 0,27 0,59

0,76 1,12

1,07 1,04

0,71 1,08

0,47 0,28

1,92

1,33

1,44

0,15

-0,40 -0,21

0,45 0,23

-0,90 -0,91

0,37 0,36

a= modalité ayant révélé une influence significative

50


Tableau VI : Effets quantifiés (OR) de l’influence des variables sur le statut sérologique des ânes Variables PAYS Burkina Faso Mali Niger Sénégal REGIONS Centre Est Hauts-Bassins Kaolack Koulikoro Louga Niamey Nord Sahel Saint-Louis Ségou Sikasso Filingué Téra SEXE Femelle Mâle POIDS VIF Léger Lourd ROBE Claire Foncée NEC Bon Emacié Maigre Moyen UTILISATION Aucune Transport Transport et Travaux champêtres Travaux Champêtres AGE Adultes Vieux Jeunes

OR

Intervalle de confiance (IC) de l’OR (95%)

2,93 0,76 0,56

1,81 0,40 0,27

4,78 a 1,40 1,08

0,40 1,89 0,13 3,24 0,54 0,13 1,16 0,54 1,00 0,84 5,41 0,13 2,30

0,08 0,70 0,01 1,28 0,13 0,01 0,39 0,13 0,32 0,25 2,20 0,01 0,88

1,51 5,45 0,75 9,02 a 1,90 0,75 3,54 1,90 3,11 2,69 14,80a 0,75 6,54

1,09

0,69

1,77

1,27

0,83

1,98

0,59

0,31

1,04

2,74 1,56 1,24

0,92 0,75 0,59

8,17 3,69 2,94

2,14 3,05

0,39 0,61

40,22 55,45

6,80

0,54

165,88

0,67 0,81

0,25 0,51

1,49 1,26

a : modalité révélée comme facteur de risque

OR : Odds-ratio

51

IC : Intervalle de Confiance


II.2. Discussion II.2.1- Caractérisation de la population asine étudiée Les ânes étudiés avaient un âge moyen de 6,7 ans et une NEC moyenne de 2,6. Le Sénégal avait la population la plus jeune tandis que le Niger avait la population ayant le meilleur embonpoint. Ce bon embonpoint de la population asine du Niger serait lié au fait que dans ce pays les ânes sont pour la plupart du temps utilisés par des femmes qui s’occupent mieux des bêtes comparativement aux hommes. Les NECs faibles des ânes du Mali et du Burkina seraient liées au fait que les ânes soient utilisés dans ces pays par des hommes pour effectuer des tâches difficiles (Sow, Communication personnelle). II.2.2- Prévalence de la Trypanosomose à T. évansi Après analyse des prélèvements au CATT/T. evansi, 111 sérums se sont révélés positifs soit une séroprévalence de 13,2%. Au Mali, une prévalence sérologique supérieure à cette moyenne a été obtenue. Cela serait lié au climat des régions échantillonnées dans ce pays qui favoriserait la pullulation des vecteurs de T. evansi. Globalement, les séroprévalences les plus élevées ont été obtenues dans les régions plus humides (Sikasso et Koulikoro au Mali, Hauts-Bassins au Burkina Faso); ce qui témoigne l’importance de l’humidité dans la pullulation des vecteurs. En Inde et en Thaïlande une augmentation de la prévalence pendant la saison pluvieuse a été constatée (Singh et al., 1993 ; Singh et Joshi, 1991 ; Lohr et al., 1985) Des séroprévalences inférieures à la moyenne ont été obtenues au Burkina Faso (11,3%), au Niger (8,9%) et au Sénégal (6,7%). Les régions échantillonnées dans ces pays ont la particularité d’être chaudes et sèches avec une courte saison hivernale. Ces conditions limiteraient la propagation des vecteurs. La prévalence sérologique globale que nous avons trouvée était inférieure à 28,63% reporté par Andriantsoavina (2015) au Sénégal. Cela serait lié à la période de prélèvement des échantillons de son étude qui se situait entre août et septembre. La période de prélèvement de nos échantillons chevauche avec la 52


saison pluvieuse dans certains pays comme le Burkina Faso (de septembre à octobre) mais se situe en pleine saison sèche (entre avril et mai) dans des pays comme le Niger et le Sénégal. De même Zayed et al. (2010) a remarqué une faible infection des asins en Egypte durant les périodes sèches et une forte infection durant la saison pluvieuse. En plus, du fait que la saison des pluies favorise le développement des taons vecteurs de T. evansi, elle serait un moment de stress à cause des travaux champêtres plus intenses. Ce qui entrainerait une baisse du système immunitaire des animaux. En effet, Atarhouch et al (2003) ont montré une importance du stress dans la vulnérabilité au Surra chez les chevaux au Maroc. La prévalence obtenue dans notre étude était également inférieure à celle aboutie par Hagos et al. (2009) chez les camélidés en Ethiopie. Cela serait lié à la sensibilité plus élevée des camélidés au Surra. Par ailleurs, les asins sont d’une manière générale plus résistante aux pathologies (Ndiaye, 2010). Cependant, notre séroprévalence était supérieure à celle de Ravindran et al. (2008) qui était de 6,8% chez les ânes en Inde. Cela serait lié à la petite taille de leur échantillon (44 ânes) comparativement à la taille du nôtre (840 ânes). II.2.3-Facteurs de risques liés à la transmission de T. evansi La séroprévalence obtenue variait significativement selon le Pays et la Région. Elle a été significativement élevée Au Mali. L’appartenance au Mali a été ainsi identifiée comme facteur de risque (OR= 2,93 ; IC à 95% : [1,8 ; 4,7]). Toutefois ce sont les Régions de Koulikoro (OR=3,24 ; IC 95% : [1,28 ; 9,02]) et de Sikasso (OR=5,41 ; IC à 95% : [2,20 ; 14,80]) qui ont été identifiées comme région à risque. En effet, la Région de Sikasso est la plus pluvieuse du Mali. Elle fait frontière avec la Côte d’Ivoire et possède un climat tropical soudanien recevant plus de 1 000 mm d’eau par an. Cela créerait des conditions favorables au développement des tabanidés vecteurs de Trypanosoma evansi. Le prélèvement de sang dans 53


cette région s’est déroulé entre avril et mai, période se chevauchant avec la saison des pluies dans cette zone. Dans cette Région on constate la présence

de

beaucoup de champs rizicoles ; ce qui augmenterait l’exposition des ânes aux vecteurs. Selon Baumann et al. (1992) et Jakiet et al. (1994), l’humidité favorise la pullulation des tabanidés. Quant à la région de Koulikoro, elle est moins pluvieuse que la région de Sikasso. La prévalence de T. evansi élevée dans cette région serait liée au fait que les villages dans lesquels les prélèvements ont été effectués sont non seulement proches de la région de Sikasso mais également traversés par le fleuve Niger. Ce fleuve crée un microclimat qui favoriserait la pullulation des tabanidés. En effet, les régions boisées, les vallées, points d’eau permanents, constituent conditions bioclimatiques propices à la survie des vecteurs (Dia et al., 1997 ; Ngaira et al., 2002 ; Delafosse et al., 2004). L’influence du sexe sur la séroprévalence n’a pas été significative. Cela serait lié au fait que les tabanidés se nourrissent du sang des asins indépendamment de leur sexe. Nos résultats sont différents de ceux de Njiru et al. (2005) qui révèlent que les dromadaires mâles du Kenya étaient significativement 2,6 fois plus exposés au Surra que les femelles. La séroprévalence était plus élevée si la note d’état corporel est mauvaise. Toutefois, l’influence de la NEC sur la séroprévalence n’est pas statistiquement significative. Cela serait lié au fait que quel que soit la NEC des animaux, ils peuvent entrer en contact avec les vecteurs soit au pâturage soit au niveau des points d’eau, et cela d’autant plus que le mode d’élevage des ânes dans les pays concernés par l’investigation est basé sur la divagation. Ces constatations sont en accord avec celles de Andriantsoavina (2015) qui avait conclu à une absence de relation entre le NEC et la séroprévalence des ânes de Kaolack et de Louga au Sénégal.

54


La séroprévalence de T. evansi n’a pas été influencée significativement par l’utilisation des ânes bien que de façon globale, les animaux utilisés pour les travaux ont une prévalence supérieure aux animaux n’étant pas utilisé pour les travaux. Cette absence d’influence serait liée à la faible variabilité de l’échantillon concernant l’utilisation. En effet, l’échantillon était essentiellement composé d’animaux utilisés pour le « transport » et d’animaux dédiés aux « travaux champêtres + transport » représentant respectivement 19% et 77,22% de animaux étudiés. L’âge des ânes n’a pas été non plus un facteur d’influence de la séroprévalence. Cela serait lié au fait que indépendamment de leur âge, les ânes sont susceptibles d’entrer en contact avec les vecteurs de T. evansi. En effet, même si les jeunes et les vieux ne sont pas beaucoup utilisés pour les travaux comme l’exhaure de l’eau et les travaux champêtres pouvant augmenter le risque de rencontre avec les vecteurs (Davison et al., 2000 ; Atarhouch et al., 2003 ; Njiru et al., 2004), ils peuvent s’exposer aux piqures des vecteurs aux lieux d’abreuvement (mares, fleuves, marigot) et de pâturage. La séroprévalence plus élevée des asins de robe claire est surtout liée au fait qu’ils sont les plus nombreux dans l’échantillon. Cette étude n’a pas permis de montrer une association entre la couleur de la robe et la piqure par les vecteurs. L’influence du poids vif sur la séroprévalence n’a pas été significative bien que les animaux lourds aient apparemment une prévalence plus élevée par rapport aux animaux légers. Cela pourrait être lié au nombre plus élevé des asins lourds (552 asins) dans l’échantillon par rapport aux asins légers (288 asins). Tenant compte des résultats discutés, il convient donc de dégager des propositions et suggestions permettant de lutter contre le Surra.

55


II.3- Recommandations Au regard de nos résultats, les recommandations suivantes sont formulées à l’endroit de tous les acteurs intervenant dans l’élevage de l’âne en Afrique de l’Ouest. Aux chercheurs : - d’étudier les signes cliniques de la maladie chez l’âne par inoculation afin de savoir s’il y a des symptômes spécifiques à l’âne ou pas. La plupart des études cliniques chez les équidés ont été faites chez les chevaux ; - d’identifier clairement les différents vecteurs qui sévissent dans chaque zone, l’écologie des vecteurs ainsi que les saisons favorables et défavorables ; - d’explorer le rôle potentiel d’autres vecteurs dans la transmission du Surra en Afrique de l’Ouest. Aux vétérinaires et agents de la santé animale : - de veiller à une bonne utilisation des trypanocides afin d’éviter les résistances ; - d’éviter les médicaments de contrefaçon ou faux médicament pour assurer une efficacité dans le traitement contre le Surra ; - de mettre en place un programme de prophylaxie bien adapté en fonction de la période de pullulation des tabanidés. Aux autorités compétentes des services de santé animale : - de sensibiliser les populations sur la nécessité d’assurer le bien-être des ânes; - de mettre en place un protocole de lutte contre cette maladie en fonction de zone et de la période. Aux éleveurs d’ânes, de : - éviter la maltraitance des ânes qui ne fait que les affaiblir ; - se soucier de l’état sanitaire de leurs animaux en effectuant des suivis réguliers.

56


Conclusion En Afrique de l’Ouest, l’agriculture et l’élevage constituent les principales activités des populations. Ces deux activités sont par ailleurs associées et sont mêmes difficiles à délimiter. Cette association se traduit par l’utilisation de la fumure et de la force animales dans l’agriculture mais également l’utilisation des résidus de récolte pour l’alimentation animale. Parmi les animaux exploités dans cette association, il y a les bovins, les équins mais surtout les asins qui sont particulièrement appréciés pour leur rusticité et aussi du fait de leur coût économiquement accessible. En Afrique de l’Ouest, l’importance socio-économique de l’âne est indéniable. Cependant, cet animal est souvent très négligé et maltraité par les propriétaires nonobstant les services rendus par cet animal. Par ailleurs, une revue de la littérature a permis de savoir qu’il y’a moins d’études concernant l’âne comparativement aux autres animaux. L’âne est élevé de façon extensive, laissé en divagation en saison sèche à la recherche d’aliments. Il ne bénéficie pas de soins vétérinaires adéquats ce qui l’expose à de nombreuses maladies particulièrement celles liées aux parasites sanguins. La trypanosomose à Trypanosoma evansi ou Surra est l’une de ces pathologies. Le Surra se manifeste la plupart du temps de manière chronique et souvent de façon asymptomatique compte tenu de la rusticité de l’âne, bien que ses impacts négatifs sur la performance des animaux atteints restent considérables. Cependant en Afrique de l’Ouest, peu d’études ont été menées sur cette maladie chez les asins. C’est dans ce contexte que cette étude a été réalisée avec comme objectif général d’améliorer les connaissances sur la trypanosomose à T. evansi en Afrique de l’Ouest. De manière spécifique il s’agissait de caractériser la population asine étudiée, de déterminer la prévalence et aussi d’identifier les facteurs de risque liés à la transmission de T. evansi dans la sous-région. 57


L’étude a porté sur 840 asins échantillonnés dans quatre (4) pays en Afrique de l’Ouest dont 300 sujets au Burkina Faso et 180 sujets pour chacun des trois autres pays à savoir le Mali, le Niger et le Sénégal. Chez ces animaux échantillonnés, du sérum a été prélevé puis analysé au Laboratoire d’Endocrinologie, de Radioimmunologie et de Biologie Moléculaire (LERBIOM) de l’Ecole Inter-Etats des Sciences et Médecine Vétérinaires de Dakar. Un kit « Card Agglutination Test of Trypanosomomiasis for Trypanosoma evansi » (CATT/T. evansi) a été utilisé pour l’analyse du sérum. Ce test a permis de détecter 111 asins positifs sur les 840. Le Mali avait la prévalence la plus élevée avec 27,2% suivi du Burkina Faso avec 11,3%, du Niger avec 8,9% et du Sénégal avec 6,7%. La prévalence obtenue a été analysée selon plusieurs paramètres dont le sexe, l’âge, la note d’état corporel, l’utilisation des animaux, la couleur de la robe, le pays, la région et le poids vif. Seules les prévalences par pays et par région ont été significativement différentes. Les ânes du Mali avaient d’environ 3 fois un risque plus élevé d’être infectés par T. evansi que les ânes du Burkina Faso. De même, les ânes des régions de Koulikoro et de Sikasso du Mali ont respectivement 3,24 et 5,41 plus de risque d’être infecté par T. evansi que les ânes de la région Centre au Burkina Faso. Il serait alors intéressant d’approfondir les études sur l’écologie des vecteurs et établir une liste des vecteurs présents dans chaque pays et dans chaque région. D’autres recommandations ont été également faites à l’endroit des différents acteurs intervenant dans l’élevage de l’âne. Il s’agit surtout de l’importance que les propriétaires d’asins doivent accorder à la santé et au bien-être de leurs animaux, d’où l’intérêt d’une sensibilisation. Il s’agit aussi de la nécessité de s’intéresser à l’âne dans les projets de recherche. En récapitulatif chaque partie prenante doit jouer pleinement son rôle.

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Références bibliographiques 1. Andriantsoavina S. C., 2015. Prévalences de la trypanosomose à Trypanosoma evansi (Surra) et des helminthoses gastro-intestinales chez les ânes dans les Régions de Kaolack et Louga au Sénégal. Thèse : Méd.vét. : Dakar, 41. 2. Al-qarawi A. A., Omar H.M., Abdel-Rahman H. A., El-mougy S.A. & El – belely M.S., 2004. Trypanosomiasis-induced infertility in dromedary (camelus dromedarius) bulls: changes in plasma steroids concentration and semen characteristics. Anim. Reprod. Sci., 84 : 73-82. 3. Atarhouch T., Rami M., Bendahman M.N. & Dakkak A., 2003. Camel trypanosomosis in Morocco 1: results of a first epidemiological survey. Vet. Parasitol., 111, 277-286. 4. Baumann M. P. O. & Zessin K.H., 1992. Productivity and health of camels (Camelus dromedarius) in Somalia: associations with trypanosomiasis and brucellosis. Trop. Anim. Health Prod., 24, 145-156. 5. Boonen J., Delvaux V. & Smitz M., 2010. L’ABC du bien-être de l’âne.A.S.B.L. L’Oasis des ânes. 28 p. 6. Borst P., Fase-Fowler F. & Gibson W.C., 1987. Kinetoplast DNA of Trypanosoma evansi. Mol. Biochem. Parasitol., 23 : 31–38. 7. BURKINA FASO. Ministère des Ressources Animales, 2008. Les statistiques du secteur de l’élevage au Burkina Faso. 124 p. 8. Camoin M., 2011. Etudes épidémiologiques sur le Surra (Trypanosoma evansi) chez les éléphants et les chevaux en Thaïlande. Thèse : Méd. vét. : Lyon, 59. 9. Chartier J., Itard J. P. C. & Morel P. M., 2000. Trypanosomoses animales africaines. In Précis de Parasitologie vétérinaire tropicale. Universités francophones, AUPELF-UREF, EM inter, Editions TEC & Doc, Londres-Paris-New York, 773 p. 10. CEDEAO, OCDE, CSAE, 2008. Élevage et marché régional au Sahel et en Afrique de l’Ouest Potentialités et défis, 163 p. 11. Connor R.J., 1994. African Animal Trypanosomiasis. In: Coetzer WAJ, Thomson GR, Tustin RC (eds.), Infectious Diseases of Livestock with a Special Reference to Southern Africa. Oxford University Press, South Africa, pp. 167-212. 59


12. Cuissance D., Itard J., Desquesnes M., Frézil J. L. & De La Rocques S., 2003. Tryposomoses : épidémiologie. In principales maladies infectieuses et parasitaires du bétail ; Europe et régions chaudes ; Lefèvre, P-C, Blanchou, Chermette, R. ; Ed tec & Doc et EMI ; Lavoisier 2 : 16271650. 13. Cuny G., 2010. Trypanosomoses: agends and epidemiology In Infectious and parasitic disesases of livestock. Tec&Doc : EMinter. Lefèvre, Blancou, Chermette, Uilenderg. 14. Davison H.C., Thrusfield M.V., Husein A., Muharsini S., Partoutomo S., Rae P. & Luckins A.G., 2000. The occurrence of Trypanosoma evansi in buffaloes in Indonesia, estimated using various diagnostic tests. Epidemiol. Infect., 124,163-172. 15. Delafosse A. & Doutoum A. A., 2004. Prevalence of Trypanosoma evansi infection and associated risk factors in camels in eastern Chad. Vet. Parasitol., 119, 155-164. 16. Desquesnes M., Holzmuller P., Lai D.H., Dargantes A., Lun Z. R. & Jittaplapong S., 2013. Trypanosoma evansi and Surra : A review and perspectives on Origin, History, Distribution, Taxonomy, Morphology, Hosts, and Pathogenic Effects. Hindawi Publishing Corporation BioMed Research International Volume 2013, Article ID 194176, 22 p. 17. Dia M. L., Diop C., Aminetou M., Jacquiet P. & Thiam A., 1997. Some factors affecting the prevalence of Trypanosoma evansi in camels in Mauritania. Vet. Parasitol., 72, 1 : 111-120. 18. Dirie M. F., Wallbanks K. R., Aden A. A., Bornstein S. & Ibrahim M. D., 1989. Camel trypanosomiasis and its vectors in Somalia. Vet parasitol, 32: 285-91. 19. Doutressoulle G., 1947. L'Elevage en Afrique Occidentale Francaise. Paris, Larose, 298 p. 20. Evans G., 1880. Report on ‘surra’ disease in the Dera Ismail Khan district. Punjab Government Military Department, 446 p. 21. FAO, 2006. Section 3 : Pratiques d’identification des animaux In FAO production et santé animales 2 Manuel : Bonnes pratiques pour l’industrie de la viande. FAO, pp : 1-14 22. FAO, 2012 : La transhumance transfrontalière en Afrique de l’Ouest Proposition de plan d’action. FAO, 143 p. 60


23. Foil L. D., Adams W. V., Mcmanus J. M. & Issel C. J., 1987. Bloodmeal residues on mouthparts of Tabanus fuscicostatus and the potential for mechanical transmission of pathogens, J.Med. Entomol., 24 (6) : 613–616 24. Guillot J., Beugnet F., Fayet G., Grange E. & Dang H., 2005. Abrégé de parasitologie clinique des équidés - Volume 1: Parasite et mycoses externe. Ed. Kalianxis, 287 p. 25. Hagos A., Yilkal A., Esayass T., Alemu T., Fikru R., Feseha G/AB., Goddeeris B. M. & Claes F., 2009. Parasitological and serological survey on trypanosomis (surra) in camels in dry and wet areas of Bale Zone, Oromyia Region, Ethiopia. Rev Méd. Vét. 160 (12) : 569-573. 26. Hoare C. A., 1972. The trypanosomes of mammals. A zoological monograph. Blackwell: Oxford, 750 p. 27. Holland W. G., Do D. T., Huong N. T., Dung N. T. Thanh N. G., Vercruysse J. & Goddeeris B. M., 2003. The effect of trypanosoma evansi infection on pig performance and vaccination against classical swine fever. Vet Parasitol, 111:115-23. 28. Jacquiet P., Dia M. L., Cheikh D. & Thiam A., 1994. Camel trypanosomiasis caused by Trypanosoma evansi (Steel 1885), Balbiani 1888, in Islamic Republic of Mauritania: results of surveys in the Trarza region. Rev. Elev. Med. Vet. Pays Trop., 47 : 59-62 29. Jones T. W. & Mckinnel C. D., 1985. Antigenic variation in Trypanosoma evansi: variable antigen type development in mice, sheep and goats,Ann Trop Med Parasitol, 36, no. 1, pp. 53–57 30. Kabore S., 2014. Caractérisation morphométrique des anes (Equus asinus) du Burkina Faso - Thèse : Med. Vét. : Dakar, 15 31. Kaboret Y.Y., Pangui L.J. & Vercruysse J., 1986. Note sur la gastérophilose des ânes au Burkina-Faso. Rev. Elev. Méd. vét. Pays trop., 39 (2) : 211 – 212. 32. Kaboret Y. Y., 1984. Contribution à l’étude du parasitisme gastrointestinale chez les asins en république de Haute Volta. Thèse : Med. Vét : Dakar ; 10 33. Kocher A., 2013. La trypanosomose à Trypanosoma evansi chez les chevaux en Thaïlande : enquête épidémiologique et standardisation d’un test ELISA indirect. Thèse : Méd. vét. : Ecole Nationale Vétérinaire de Toulouse -ENVT, 73 p. 61


34. Kraneveld F. and Mansjoer M., 1954. Intra uterine infection in Surra. Hemera Zoa, 61: 97-108 35. Lohr K. F., Pohlpark S., Srikitjakarn L., Thaboran P., Bettermann G. & Staak C., 1985. Trypanosoma evansi infection in buffaloes in Northeast Thailand .1. Field investigations. Trop. Anim. Health Prod., 17, 121-125 36. Luckins A. G., 1992. Methods for diagnosis of trypanosomosis in livestock. World Animal Review. 70/71, 15-20 37. Lun Z. R. & Desser S. S., 1995. Is the broad range of hosts and geographical distribution of Trypanosoma evansi attributable to the loss of maxicircle kinetoplast DNA? Parasitol. Today, 11, 131- 133 38. Moussiaux A. N. & Desmecht D., 2008. Epidémiologie de l’infection par Trypanosoma evansi. Ann. Méd. Vét., 152, 191-201 39. Ndiaye O., 2010. Epidémiologie de la peste équine au Sénégal : cas de l’épizootie de 2007. Thèse : Méd. Vét. : Dakar ; 28 40. Ngaira J. M., Bett B. & Karanja S. M., 2002. Animal-level risk factors for Trypanosoma evansi infection in camels in eastern and central parts of Kenya. Onderstepoort J. Vet. Res., 69 : 263-271 41. Njiru Z. K., Constantine C. C., Guya S., Crowther J., Kiragu J. M., Thompson R. C. A. & Davila A., 2005. The use of ITS1 rDNA PCR in detecting pathogenic African trypanosomes. Parasitol. Res., 95 : 186-192 42. Njiru Z. K., Constantine C. C., Ndung’u J. M., Robertson I., Okaye S., Thompson R. C. A. & Reid S.A., 2004. Detection of Trypanosoma evansi in camels using PCR and CATT/T. evansi tests in Kenya. Vet. Parasitol., 124, 187-199 43. OIE, 2005. Diagnostic du Surra (Trypanosoma evansi) In : Manuel terrestre de l’OIE, 2005, pp : 836 – 846 44. OIE, 2008. Surra (Trypanosoma evansi) In : Manuel terrestre de l’OIE 45. OIE, 2013. Surra (Trypanosoma evansi) In : Manuel terrestre de l’OIE 46. Onah D. N., Hopkins J. & Luckins A. G., 1998. Proliferative responses of peripheral blood leucocytes of sheep infected with Trypanosoma evansi, Scand. J Immunol, 48 ( 2) : 170–176

62


47. Oyieke F.A., 1987. Mechanical transmission of Trypanosoma evansi (steel) by hematophogous flies. In 8th Annual Medical Scientific conference, Nairobi , Kenya: 131-137 48. Perry B. D., Randolph T. F., Mcdermott J. J., Sones K. R. & Thornton P. K., 2002. Investing in animal health research to alleviate poverty. International Livestock Research Institute: Nairobi, 140 p. 49. Ponseele L. & Lux C., 1992. Avoir un âne chez soi. Collection cheval pratique, Maloine, 96 p. 50. Raina A. K., Rakesh-Kumar, Rajora V. S., Sridhar & Singh R. P., 1985. Oral transmission of trypanosoma evansi infection in dogs and mice. Vet parasitol, 28: 67-69 51. Ravindran R., Rao J. R., Mishra A. K., Pathak K. M. L., Babu N., Satheesh C. C. & Rahul S., 2008. Trypanosoma evansi in camels, donkeys and dogs in India: comparison of PCR and light microscopy for detection – short communication Veterinarski Arhiv, 78 (1) : 89-94 52. Raymond H. L., Taufflieb R., Cornet., Camicas J-L., Chateau R. & Dieng P. Y., 1980. Liste annotée des Tabanidae (Diptera) du Sénégal et de la Gambie. Bulletin de l’I.F.A.N., T. 42, sér. A, n°4 53. Reid S.A., 2002. Trypanosoma evansi control and containment in Australia Trends Parasitol, 18: 219-224 54. Roamba C., 2014. Caractérisation morphobiométrique et biochimique des asins (Equus asinus) du Sénégal - Thèse : Med. Vét. : Dakar ; 10. 55. Rodrigues A., Fighera R. A., Souza T. M. Schild L. & Barros C. S. L., 2009. Neuropathology of naturally occuring trypanosoma evansi infection of horses Vet. Pathol. 46 : 251-258 56. Savadogo M., 2016. séroprévalence et facteurs de risque de la peste équine Africaine chez les ânes au Burkina Faso. Mémoire : Master EGRS : Dakar ; 32. 57. Seidl A. F., Moraes A. S. & Silva R., 2001. Trypanosoma evansi control and horse mortality in the Brazilian Pantanal. Mem. Inst. Oswaldo Cruz, 96, 599-602. 58. SENEGAL. Ministère de l’Economie et des Finances, 2010. Situation économique et Sociale de la région de Louga en 2010, Dakar : ANSD 110p.

63


59. Sidwaya, 2016. Exportation de peau d’ânes : le génocide programmé de l’espèce asine. Quotidien burkinabè d’information, du 10 mars 2016. 60. Silva R., Herrera H. M., Domingosl B. D. S., Ximenes F. A. & Davila A.M.R., 1995. Pathogenesis of Trypanosoma evansi infection in dogs and horses: haematological and clinical aspects. Ciencia Rural, 25 : 233-238 61. Singh B. & Joshi S. J., 1991. Epidemiology, clinico-pathology and treatment of clinical Trypanosoma evansi infection in buffalo (Bubalus bubalis). Indian Vet. J., 68 : 975-979 62. Singh B., Kalra I. S., Gupta M. P. & Nauriyal D. C., 1993. Trypanosoma evansi infection in dogs – seasonal prevalence and chemotherapy. Vet. Parasitol., 50 : 137-141 63. Sow A., 2012. Détermination de quelques paramètres biochimiques des ânes du Burkina Faso et leur variation chez les sujets infectés de trypanosomose, Mémoire de Master. Université Cheikh Anta Diop (UCAD) de Dakar, 37 p. 64. Stephen L., 1986. Trypanosomiasis: A Veterinary Perspective, Pergamon Press, New York, NY, USA, 65. Tapsoba M., 2012. Aspect socio-économiques de l’âne, les pathologies dominantes et leur prise en charge au Burkina Faso.-Thèse : Med. Vét. , Dakar ; 16 66. Vall E., Ebangi A. L. & Abakar O., 2001. Mise au point d’une grille de notation de l’état corporel des ânes de trait au Nord Cameroun. Revue Elev. Méd. Vét. Pays Trop., 54 (3-4) :255-262 67. Vergne T., 2009. Epidémiologie de Trypanosoma evansi en Thaïlande : Etudes expérimentales de la transmission par les Sangsues et les tiques. Thèse :Méd. vét. : Ecole Nationale vétérinaire de Toulouse-ENVT, 83 p. 68. Zayed A.A. Habeeb S.M., Allam N.A.T., Ashry H.M.Z., Mohamed A.H.H., Ashour A.A. & Taha H.A., 2010. A critical comparative study of parasitological and serological differential diagnostic methods of Trypanosoma evansi infections in some farm animals in Egypt Americaneurasian J. Agric. & Environ. Sci. 8 (6) : 633-642

64


Webographie 69. CNRS, 2004. Origines de l’âne domestique [en ligne]. Accès internet : http://www2.cnrs.fr/presse/communique/495.htm (page consultée le 09/05/2017) 70. Mouchel-Vichard G., 2010. asinerie du bocage. Maladies et parasites de l’âne [en ligne]. Accès Internet : http://asineriedubocage.com/fr/veto_maladies.php (page consultée le 09/05/2017) 71. FAO., 2006. African animal trypanosomes [en ligne]. Accès internet : http://www.fao.org/docrep/006/x0413e/X0413E02.htm (page consultée le 09/05/2017) 72. FAO, 2017. FAOSTAT – Elevage [en ligne]. Accès internet : http://www.fao.org/faostat/fr/#data/QA (page consultée le 09/05/2017)

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Annexe : Grille de Notation de l’état corporel de l’âne de trait (Vall et al., 2001)

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SERMENT DES VETERINAIRES DIPLOMES DE DAKAR

« Fidèlement attaché aux directives de Claude BOURGELAT, fondateur de l’enseignement vétérinaire dans le monde, je promets et je jure devant mes maîtres et mes aînés :  d’avoir en tous moments et en tous lieux le souci de la dignité et de l’honneur de la profession vétérinaire ;  d’observer en toutes circonstances les principes de correction et de droiture fixés par le code de déontologie de mon pays ;  de prouver par ma conduite, ma conviction, que la fortune consiste moins dans le bien que l’on a, que dans celui que l’on peut faire ;  de ne point mettre à trop haut prix le savoir que je dois à la générosité de ma patrie et à la sollicitude de tous ceux qui m’ont permis de réaliser ma vocation. Que toute confiance me soit retirée s’il advient que je me parjure »

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SEROPREVALENCE ET FACTEURS DE RISQUE DE LA TRYPANOSOMOSE A Trypanosoma evansi EN AFRIQUE DE L’OUEST Une étude a été menée dans quatre pays d’Afrique de l’Ouest à savoir le Burkina Faso, le Mali, le Niger et le Sénégal. Cette étude avait pour but de déterminer la prévalence mais aussi d’identifier les facteurs de risque liés à la transmission du Surra. Un échantillonnage de 840 asins a donc été effectué. Il ressort de cette étude que 13,21% des animaux étaient positifs au CATT/T. evansi. Le Mali avait la plus grande prévalence (27,20%) suivis du Burkina Faso (11,30%) puis du Niger (8,9%) et du Sénégal (6,7%). Une analyse statistique a été effectuée pour déterminer l’influence des variables comme l’âge, le sexe, la localité, la note d’état corporel, l’utilisation sur la prévalence sérologique. Il en ressort que seule la localité avait une influence significative sur la séroprévalence. L’appartenance au Mali plus précisément à la région de Koulikoro et de Sikasso a été identifiée comme facteur de risque. Ainsi un âne du Mali possède 2,93 fois plus de risque d’être infecté par Trypanosoma evansi qu’un âne du Burkina Faso. De même les ânes des Régions de Koulikoro et de Sikasso du Mali ont respectivement 3,24 et 5,41 plus de risque d’être infecté par Trypanosoma evansi qu’un âne de la région Centre au Burkina Faso. Il est donc important d’identifier clairement les différents vecteurs qui sévissent dans chaque zone, l’écologie des vecteurs ainsi que les saisons favorables et défavorables. Mot Clés : Anes, Equus asinus, Trypanosoma evansi, prévalence, Il est donc important d’identifier clairement lesde différents CATT/T.evansi, Afrique l’Ouest vecteurs qui sévissent dans chaque zone, l’écologie des vecteurs ainsi que les saisons favorables et défavorables. Auteur : Idrissa SAVADOGO Adresse : Burkina Faso: Secteur 22, Ouagadougou / tél: (226) 74 60 10 30 Sénégal : BP 5077 Dakar Fann / tél : (221) 77 481 04 49 Email : idrissasava@gmail.com, idrissava@yahoo.fr

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Idrissa SAVADOGO  

SEROPREVALENCE ET FACTEURS DE RISQUE DE LA TRYPANOSOMOSE A Trypanosoma evansi CHEZ LES ÂNES EN AFRIQUE DE L’OUEST

Idrissa SAVADOGO  

SEROPREVALENCE ET FACTEURS DE RISQUE DE LA TRYPANOSOMOSE A Trypanosoma evansi CHEZ LES ÂNES EN AFRIQUE DE L’OUEST

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